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Probe für SDB PAGE vorbereiten

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Ich habe mehr als 10 Zelllysatproben (je 70 µL), deren Konzentration von 1,9 mg/mL bis 4,8 mg/mL variiert. Ich habe 5X und 2X SDS Sample Buffer. Ich möchte SDS PAGE-Proben so vorbereiten, dass die Endkonzentration aller Proteinproben gleich ist. Ich habe Mühe damit umzugehen.

Was ich weiß, ist, dass wir bei der Verwendung von 5X-Puffer für 4 Teile des Samples 1 Teil Puffer verwenden, um es schließlich 1X zu machen. In ähnlicher Weise verwenden wir für 2X-Puffer gleiche Mengen an Puffer und Sample, um 1X zu erzeugen. Außerdem würde ich gerne wissen, ob es ein Problem sein wird, wenn ich es mehr als 1X mache? Warum brauchen wir 1X?


Normalerweise möchten Sie die behalten betragen Das gleiche, nicht die Konzentration. Wenn Sie jedoch eine gleich bleibende Konzentration wünschen, können Sie geeignete Mengen PBS oder Ihren Lysepuffer hinzufügen.

Für z.B. Wenn Sie zwei Proben mit Konzentrationen von 1 mg/ml und 4 mg/ml haben und 20 μg Gesamtprotein laden möchten, können Sie 20 μl der ersten Probe nehmen und 5 μl 5x Ladepuffer hinzufügen. Für die zweite Probe würden Sie 5 µl der Probe, 5 µl 5x Ladepuffer und 15 µl PBS nehmen.

Warum 1x?

Denn Forscher vor uns fanden diese Zusammensetzung optimal (oder hielten sich einfach in der Praxis daran).

Wäre es ein Problem, wenn die Endkonzentration des Ladepuffers mehr als 1x beträgt?

Anscheinend nicht, nach meiner Erfahrung wenn es bis zu 1,5x geht. Nie höhere Konzentrationen überprüft.


Ihre Puffer werden konzentriert geliefert, sodass kleinere Mengen verpackt, versendet und gelagert werden können. Sie sind vorgesehen zur Verwendung in einer 1X-Konzentration, sofern nicht anders angegeben. Wenn Sie beispielsweise einen 5X-Puffer erhalten, sollten Sie ein geeignetes Verdünnungsmittel verwenden, um eine 1X-Konzentration im benötigten Volumen zu erhalten. Dies können 5 ml (1 Teil) 5X Puffer in 20 ml (4 Teile) Verdünnungsmittel sein, um 25 ml 1X Puffer zu erhalten.

Sie müssten die Wirkung der Verwendung eines konzentrierteren Puffers in Ihrem Prozess untersuchen, aber dies kann Ihre Ergebnisse beeinträchtigen und würde Sie sicherlich mehr Geld kosten.

Eine gute Frage, die Sie sich stellen sollten, wäre: Wenn ich einen konzentrierteren Puffer für meine SDS-PAGE verwende und die Ergebnisse schwanken, wie kann ich dann feststellen, ob die Variabilität von der Pufferkonzentration herrührt oder nicht?

Stattdessen können Sie versuchen, Ihre Proteinproben zuerst auf die gleichen Konzentrationen zu bringen und dann nach Bedarf in Ihren Puffern zu verdünnen.


14.3: Ausführen von SDS-PAGE-Gelen

  • Beigetragen von Clare M. O&rsquoConnor
  • Außerordentlicher Professor Emeritus (Biologie) am Boston College

Elektrophoresegerät aufstellen

  1. Holen Sie eines der SDS-PAGE-Gele aus dem Kühlschrank.
  2. Entfernen Sie den Kamm vorsichtig vom Abstandsgel.
  3. Entfernen Sie den Gussrahmen aus dem Gelkassetten-Sandwich und legen Sie das Sandwich mit der kurzen Platte nach innen gegen die Dichtung auf einer Seite der Elektrodenbaugruppe. Legen Sie eine zweite Gelkassette oder einen Pufferdamm gegen die Dichtung auf der anderen Seite der Elektrodenbaugruppe.
  4. Klemmen Sie die grünen Klemmen an den Seiten der Elektrodenbaugruppe (unten).
  5. Senken Sie die Kammer in den Elektrophoresetank.
  6. Füllen Sie den Raum zwischen den beiden Gelen mit Tris-Glycin-Laufpuffer. Dies bildet die obere Kammer für die Elektrophorese.
  7. Geben Sie Tris-Glycin-Laufpuffer in die äußere (untere) Kammer, bis der Füllstand hoch genug ist, um den Platindraht in der Elektrodenbaugruppe zu bedecken.

Laden und Ausführen von Proben auf dem SDS-PAGE-Gel

    Holen Sie Ihre Zellextrakte aus dem Gefrierschrank. Denken Sie daran, dass die Proben bereits mit einem Tracking-Farbstoff und Glycerin gemischt wurden. Lassen Sie die Extrakte auftauen und kräftig vortexen für

HINWEIS: Achten Sie darauf, die Reihenfolge der auf das Gel geladenen Proben aufzuzeichnen.


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ELEKTROPHORESE

Gelelektrophorese

Gelelektrophorese ist eine Zonenelektrophorese in einer chemisch inerten Gelmatrix, wie Polyacrylamid oder Agarose. Die Probe wird in einem kleinen Volumen als schmale Zone aufgetragen, z. B. in Gelschlitzen. Beim Anlegen des elektrischen Feldes wandert jede Probenkomponente entsprechend ihrer eigenen Mobilität in einem Gelmedium mit konstantem pH-Wert und konstanter Ionenstärke. Die Aufteilung in „reine Zonen“ wird erreicht, indem die unterschiedliche Migrationsrate maximiert wird, während die Zonenausbreitung (Dispersion) aufgrund von Wärmekonvektion und -diffusion minimiert wird.

Derzeit gibt es drei verschiedene geometrische Formen, in denen Gelelektrophorese durchgeführt werden kann: horizontale Platten, vertikale Platten oder vertikale Zylinder (Stäbe) aus Gel, oft auch als Röhrengele bezeichnet. Plattengele in dünneren Schichten werden dickeren Platten- oder Röhrchengelen vorgezogen, da sie eine schnellere Trennung, schärfere Zonen und eine schnellere und effizientere Kühlung und anschließende Färbung bieten. Bei der PAG-Elektrophorese gibt es eine klare Präferenz für das horizontale System, das ultradünne Gelschichten verwendet, die auf Trägerfolien polymerisiert werden. Die Vorteile horizontaler gegenüber vertikalen Systemen sind einfachere Handhabung, Verwendung vorgefertigter Gele, effizientere Kühlung, reduzierte Materialkosten, Verfügbarkeit vollautomatischer Systeme und Flexibilität gegenüber anderen Formen der Elektrophorese wie der isoelektrischen Fokussierung.

PAG-Elektrophorese

Die PAG-Elektrophorese (PAGE) ist die am weitesten verbreitete Methode zur Analyse komplexer Proteingemische. PAGE von Proteinen kann grob wie folgt klassifiziert werden:

Homogene Systeme mit nur einem einzigen Trenngel und Verwendung von kontinuierlichen Puffermedien.

Mehrphasige (diskontinuierliche) Systeme, bei denen das Stapelgel, ein nicht restriktives großporiges Gel, auf das Trenngel, ein kleinporiges Gel, geschichtet wird. Jede Gelschicht wird mit unterschiedlichen Puffern hergestellt, deren pH-Wert und/oder Ionenmobilität und/oder Ionenstärke (Leitfähigkeit) variieren können.

Im Stapelgel eines mehrphasigen Systems werden Probenkomponenten im Isotachophorese-Modus ohne Molekularsiebeffekt getrennt. Nach Passieren der Grenze zwischen Stapel- und Trenngel werden die Probenbestandteile dann in üblicher Weise nach Größe und Ladung getrennt. Das sehr hohe Auflösungsvermögen dieser Methode, die oft als Disc-PAGE bezeichnet wird, ist auf die Bildung sehr scharfer Zonen zurückzuführen, die durch die Gel- und Pufferdiskontinuitäten erzeugt werden. Durch die Herstellung dünner Startzonen eignet sich disc PAGE sehr gut für den Einsatz mit verdünnten Probenlösungen.

Die Gradienten-PAGE bietet eine Auflösung, die der eines Gels mit einer einzigen Konzentration überlegen ist. Polyacrylamid kann in Platten oder Rohre gegossen werden, in denen die Konzentration von Acrylamid über die Länge des Gels kontinuierlich (z. B. linear oder konkav) ansteigt, wodurch eine zunehmende Siebwirkung aufgrund abnehmender Porengröße erzeugt wird.

Die PAGE von Lebensmittelproteinen ist in Gegenwart des anionischen Detergens SDS am effizientesten. SDS wickelt sich um das Polypeptidrückgrat, bricht nichtkovalente Proteinaggregate (Dimere, Tetramere usw.) auf und hebt Unterschiede in der intrinsischen Ladung der Proteine ​​auf. Auf diese Weise wandelt SDS die Proteine ​​in Stäbchen negativer Ladung mit gleicher Ladungsdichte um, d. h. es verleiht den Polypeptidketten proportional zu ihrer Länge eine negative Ladung und verleiht allen Proteinen unabhängig von ihrer Identität dieselbe freie Lösungsmobilität. Die Abtrennung von SDS-denaturierten Proteinen erfolgt hauptsächlich durch Siebeffekte, wobei Proteine ​​mit niedrigerem Molekulargewicht schneller durch das Gel wandern. Die Migrationsrate eines Proteins kann mit der Migrationsrate von Standardproteinen mit definiertem Molekulargewicht verglichen werden, und es können ziemlich genaue Schätzungen des Proteinmolekulargewichts erhalten werden. In Kombination mit Porengrößengradienten und diskontinuierlichen Puffersystemen kann SDS-PAGE eine noch leistungsfähigere und effizientere Methode zur Proteintrennung sein.

Da SDS-PAGE Moleküle nach Größe trennt, ist es eine sehr beliebte Technik bei der Erstellung zweidimensionaler Proteinkarten, insbesondere in Verbindung mit einer Methode, die hauptsächlich nach Ladungsunterschieden in der zweiten Dimension trennt.


Abstrakt

Natriumdodecylsulfat (SDS) ist eines der beliebtesten Laborreagenzien für die Extraktion biologischer Proben. Das Vorhandensein dieses Reagenzes in Proben stellt jedoch eine Herausforderung für LC-MS-basierte Proteomikanalysen dar, da es Umkehrphasen-LC-Trennungen und Elektrospray-Ionisierung stören kann. Diese Studie berichtet über eine einfache SDS-unterstützte Proteomik-Probenvorbereitungsmethode, die durch einen neuen SDS-Entfernungsschritt auf Peptidebene erleichtert wird. In einer ersten Demonstration wurde SDS effektiv (>99,9%) aus Peptidproben durch Ionensubstitutions-vermittelte DS-Fällung mit Kaliumchlorid (KCl) entfernt und eine ausgezeichnete Peptidrückgewinnung (>95%) wurde für <20 μg Peptide beobachtet. Weitere Experimente zeigten die Kompatibilität dieses Protokolls mit LC-MS/MS-Analysen. Die resultierende Proteomabdeckung, die sowohl für Säugetiergewebe als auch für Bakterienproben erhalten wurde, war vergleichbar oder besser als die, die für die gleichen Probentypen erhalten wurde, die mit Standardproteomik-Präparationsmethoden hergestellt und mit LC-MS/MS analysiert wurden. Diese Ergebnisse legen nahe, dass das SDS-unterstützte Protokoll eine praktische, einfache und breit anwendbare Proteomik-Probenverarbeitungsmethode ist, die besonders nützlich sein kann, wenn mit Proben umgegangen wird, die mit anderen Methoden schwer solubilisiert werden können.


SDS PAGE, auch bekannt als Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid-Gelelektrophorese, ist eine Technik, die zur Trennung der Proteine ​​basierend auf ihrem Molekulargewicht verwendet wird. Es ist eine weit verbreitete Technik in der Forensik, Genetik, Biotechnologie und Molekularbiologie, um die Proteinmoleküle basierend auf ihrer elektrophoretischen Mobilität zu trennen.

Prinzip der SDB-PAGE

Das Prinzip der SDS-PAGE besagt, dass ein geladenes Molekül mit entgegengesetztem Vorzeichen zur Elektrode wandert, wenn es in ein elektrisches Feld gesetzt wird. Die Trennung erfolgt als Mobilität der geladenen Spezies. Die winzigen Moleküle neigen aufgrund ihres geringeren Widerstands zum Zeitpunkt der Elektrophorese dazu, sich schneller zu bewegen. Die Migrationsgeschwindigkeit beeinflusst die Struktur und die Ladung des Proteins.

Natriumdodecylsulfat und Polyacrylamid helfen, den Einfluss von Struktur und Ladung der Proteine ​​zu beseitigen, und die Proteine ​​werden basierend auf der Länge der Polypeptidkette getrennt.

Funktion von SDS in SDS-PAGE

SDS kann als Detergens definiert werden, das im SDS-PAGE-Probenpuffer vorhanden ist. Die Funktion von SDS besteht darin, die Disulfidbindungen von Proteinen aufzubrechen, wodurch die Tertiärstruktur von Proteinen zusammen mit einigen Reduktionsmitteln zerstört wird.

Benötigte Materialien

Netzteile: Es wird verwendet, um den Wechselstrom in Gleichstrom umzuwandeln.

Gele: Diese werden entweder im Labor selbst hergestellt oder vom Markt gekauft.

Elektrophoresekammern: Es sollten die gut passenden Kammern der SDS-PAGE-Gele verwendet werden.

Proteinproben: Das Protein wird mit SDS-PAGE-Probenpuffer gelöst und 10 Minuten gekocht. Ein Reduktionsmittel wie Dithiothreitol oder 2-Mercaptoethanol wird ebenfalls hinzugefügt, um die Disulfidbindungen zu minimieren und jegliche tertiäre Proteinfaltung zu verhindern.

Laufpuffer: Die auf das Gel gefüllten Proteinproben werden in SDS-PAGE Laufpuffer laufen gelassen.

Färbe- und Entfärbepuffer: Zum Färben wird Coomassie-Färbelösung verwendet. Eine Entfärbungslösung wird verwendet, um ein Gel zu entfärben. Proteinbanden können dann mit bloßem Auge beobachtet werden.

Proteinleiter: Eine Referenzproteinleiter wird verwendet, um das interessierende Protein basierend auf der Molekülgröße zu lokalisieren.

Protokoll der SDS-PAGE

Zubereitung des Gels

Alle Reagenzien, außer TEMED, werden zur Herstellung des Gels kombiniert.

Wenn das Gel zum Auftragen bereit ist, TEMED hinzufügen.

Das zur Trennung verwendete Gel wird in die Gießkammer gegossen.

Sie müssen vor der Polymerisation Butanol zugeben, um die vorhandenen unerwünschten Luftblasen zu entfernen.

Zwischen die Glasplatte wird der Kamm eingesetzt.

Die „Gelkassette“ ist das polymerisierte Gel.

Kochen Sie etwas Wasser in einem Becher.

Fügen Sie 2-Mercaptoethanol zum Probenpuffer hinzu.

Geben Sie die Pufferlösung in Mikrozentrifugenröhrchen und fügen Sie Proteinproben hinzu.

Nehmen Sie MW-Marker in separaten Röhrchen.

Bringen Sie die Proben weniger als 5 Minuten zum Kochen, um die Proteine ​​vollständig zu denaturieren.

Elektrophorese

Die Gelkassette wird vom Gießständer abgenommen und separat in die Elektrodenbaugruppe eingesetzt.

Der Klemmständer ist an der Elektrodenbaugruppe befestigt.

1X Elektrophoresepuffer wird in die Öffnung des Gießrahmens gegeben, um die Wells des Gels zu füllen.

Geben Sie 30 ml der denaturierten Probe in die Vertiefung.

Der Tank ist mit einem Deckel abgedeckt und das Gerät an eine Stromversorgung angeschlossen.


Bedeutung der Probenvorbereitung und Auswahl des richtigen Gels für die SDS-PAGE

Es wird allgemein angenommen, dass vorgegossene oder von Hand gegossene Proteingele chemisch inert sind und während der Elektrophorese keine Proteinmodifikationen verursachen. Mehrere Veröffentlichungen haben jedoch über chemische Modifikationen von Aminosäureseitenketten während der Trennung von Proteinen durch Elektrophorese berichtet, einschließlich Deamidierung, Spaltung von Aspartat-Prolin-Bindungen, Methionin- und Tryptophan-Oxidation und Michael-Addition von Sulfhydryl- oder Aminogruppen an die Doppelbindung von Acrylamid, die wird nicht in die Gelmatrix einpolymerisiert. Diese Modifikationen können die elektrophoretische Mobilität von Proteinen verändern, was zu verschwommenen oder multiplen Banden führt und für nachgelagerte Forschungsanwendungen schädlich sind. Zum Beispiel führt die Massenspektrometrie der modifizierten Proteinprobe dazu, dass die vorhergesagten Peptide aufgrund der Vielfalt unerwünschter Modifikationen bei mehreren Massen erscheinen. Die Auswahl der richtigen Gelchemie für eine bestimmte Forschungsanwendung kann dazu beitragen, Proteinmodifikationen zu minimieren. Beispielsweise werden Bis-Tris-Gele mit neutralem pH-Wert für Proben mit geringer Menge an Zielproteinen empfohlen oder wenn nachgeschaltete Anwendungen eine hohe Proteinintegrität erfordern (Massenspektrometrie, posttranslationale Modifikation oder Proteinsequenzierung). In ähnlicher Weise können Proteine ​​mit hohem Molekulargewicht (bis zu 500 kDa) mit Tris-Acetat-Gelen optimal aufgelöst werden, während Proteine ​​mit niedrigem Molekulargewicht (bis zu 2,5 kDa) mit Tricin-Gelen optimal aufgelöst werden können. Dieses Webinar beleuchtet die verschiedenen Proteinmodifikationen, die während der Elektrophorese auftreten, die Bedeutung des pH-Werts für die Probenintegrität, die Auswahl der richtigen Gelchemie für bestimmte Forschungsanwendungen und die Einführung der richtigen neuen Gelchemie in Ihren Forschungsworkflow. Lernziele Wie Sie die richtige vorgefertigte Gelchemie für Ihre spezifische Forschungsanwendung auswählen. Warum die Bis-Tris-Gelchemie ideal für posttranslationale Modifikationsanwendungen ist. Warum die Tris-Glycin-Gelchemie nicht für alle Forschungsanwendungen ideal ist.


Was ist im Proteinladepuffer?

Was wäre ein molekularbiologisches Reagenz ohne seinen Puffer? Nicht viel Gutes, stelle ich mir vor.

Der Proteinladepuffer enthält einige hilfreiche Komponenten, mit denen Sie Ihre Proteine ​​während der Elektrophorese einfach laden und verfolgen können. Noch wichtiger ist, dass der Puffer auch Mittel enthält, die Proteine ​​denaturieren und sicherstellen, dass die Proteine ​​im Gel nach Größe getrennt werden. Alle Komponenten werden mit Gelpuffer vermischt, um eine konzentrierte Stammlösung herzustellen, die mit Ihren Proteinproben verdünnt wird.

Die sichtbarste Komponente des Ladepuffers ist ein Farbstoff, der mit bloßem Auge gesehen werden kann. Der Farbstoff hilft Ihnen sicherzustellen, dass Sie Ihre Proben in die richtigen Wells geben, und ermöglicht es Ihnen, den Fortschritt der Elektrophorese zu verfolgen. Der am häufigsten verwendete Farbstoff ist Bromphenolblau (BPB Endkonzentration 0,01-0,02%). BPB hat während der Elektrophorese eine leicht negative Ladung und wandert in die gleiche Richtung wie Ihre Proteine. Es bewegt sich mit der Ionenfront, markiert also kein bestimmtes Protein an sich, dient aber als Marker der Elektrophorese.

Im Gegensatz dazu enthält Visio einen Farbstoff, der an jedes Protein in der Probe bindet, sodass Sie tatsächlich beobachten können, wie einzelne Proteine ​​durch das Gel wandern.

Glycerin

Haben Sie sich jemals gefragt, warum Ihre Proben nicht in den Puffer schwimmen, wenn Sie sie in die Wells laden? Danke Mr. Glycerol dafür – Ein unbesungener Held im Proteinladepuffer! Diese inerte Substanz hat wenig mit der Chemie der Elektrophorese zu tun und viel damit, Ihnen das Leben zu erleichtern. Glycerin (10% w/v) ist dichter als der Laufpuffer, sodass Ihre Proben auf den Boden der Wells „sinken“ können, anstatt in den Puffer zu diffundieren.

Natriumdodecylsulfat (manchmal auch als Natriumlaurylsulfat bezeichnet) fügt das SDS in die SDS-PAGE ein. SDS löst hydrophobe Regionen von Proteinen auf und bricht nicht-kovalente Ionenbindungen. Dadurch verlieren Proteine ​​ihre globulären Strukturen und werden linearisiert. SDS umhüllt auch die Proteine ​​und verleiht ihnen eine gleichmäßig negative Ladung, die ihrem Molekulargewicht proportional ist. Dies negiert jegliche Auswirkungen, die die Ladung der Proteine ​​auf die Migrationsrate haben könnte. SDS wird in ausreichender Menge bereitgestellt, um die meisten Proteine ​​zu sättigen – 2%.

Reduktionsmittel

Um sicherzustellen, dass Ihre Proteine ​​vollständig in ihre linearen Formen zerlegt werden, enthält der Proteinladepuffer auch eines dieser stinkenden Reduktionsmittel – normalerweise Beta-Mercaptoethanol (5%) oder Dithiothreitol (DTT 0,3 M). Reduktionsmittel brechen Disulfidbindungen und unterbrechen intra- und intermolekulare Bindungen.


Gelelektrophorese

7.1.8 Probenvorbereitung vor der SDS-PAGE

SDS-PAGE ist sowohl bei der Gel- als auch bei der Probenvorbereitung aufwendiger als die Agarose-Elektrophorese. Proteine ​​müssen vor der SDS-PAGE mit üblichen Reduktionsmitteln wie Dithiothreitol (DTT), Beta-Mercaptoethanol (BME), Dithioerythritol (DTE) und Tris-2-carboxyethylphosphin (TCEP) reduziert werden (Disulfidbindungen müssen aufgebrochen werden). Iodacetamid wird zugegeben, um freie Thiolgruppen zu blockieren.

Eine hohe Salzkonzentration ist bei jeder Art von elektrophoretischer Probe unerwünscht, da sie den Strom während des Trennvorgangs erhöht. Als Ergebnis werden Abstriche und heterogene Banden sowie Proteinpräzipitationen beobachtet. Für hochauflösende und qualitativ hochwertige Ergebnisse sollte die richtige Probenkonzentration angewendet werden. Darüber hinaus kann die Anwesenheit von reichlich vorhandenen Proteinen Probenbestandteile stören, die in geringeren Konzentrationen gefunden werden können. Die Menge jeder Komponente darf 10 µg nicht überschreiten. Die Ergänzung mit Glycerin zusammen mit dem Farbstoff Bromphenolblau macht die Probenapplikation bequemer. Glycerin fungiert als Gewicht für die aufgetragene Probe, der Farbstoff ermöglicht sowohl die Visualisierung als auch die pH-Überwachung. Zusammenfassend basiert die Probenvorbereitung für SDS-PAGE hauptsächlich auf der Proteinsolubilisierung und Denaturierung.


Danksagung

Die Instrumente und Reagenzien für CE-SDS und Simple Western wurden von ProteinSimple, einer Marke von Bio-Techne, bereitgestellt. Wir danken Udo Burger, Susanne Doerks und Chris Heger für ihre großartige Unterstützung. Wir danken dem Institut für Pharmazeutische Biologie der Technischen Universität Braunschweig für die Bereitstellung des Imagers und der Arbeitsgruppe von Prof. Dr. Ott vom Institut für Medizinische und Pharmazeutische Chemie der Technischen Universität Braunschweig für die Leihgabe des SDS-PAGE-Systems von Bio-Rad. Außerdem danken wir dem Land Niedersachsen für die Bereitstellung des Stipendiums für Rebecca Wiesner. Für die technische Unterstützung und Ratschläge danken wir Holger Zagst und Matthias Stein. Wir danken Nordilyn Lorenz für die Probenvorbereitung und Durchführung vieler Experimente zu SDS-PAGE, CE-SDS und Simple Western.

Open-Access-Finanzierung ermöglicht und organisiert von Projekt DEAL.

Hermann Wätzig erwähnt gerne, dass er seit langem in engem und sehr freundschaftlichem Kontakt zu ProteinSimple steht. Die Autoren haben keinen weiteren Interessenkonflikt erklärt.

Dateiname Beschreibung
elps7314-sup-0001-SuppMat.docx2.2 MB Begleitende Informationsdatei: Vergleich der Referenz-MWs nach Herstellerangabe mit den MWs von UniProt Einfluss verschiedener Probenpuffer auf die MW-Bestimmung durch 10% SDS-PAGE Einfluss der Denaturierungstemperatur auf die MW-Bestimmung auf CE-SDS (n = 3) Einfluss der Denaturierungstemperatur auf die MW-Bestimmung von CE-SDS und Simple Western (n = 3) Einfluss der Reduktionsmittel auf die MW-Bestimmung von CE-SDS und Simple Western (n = 3) Elektropherogramme der CE-SDS-Trennung von Matuzumab reduziert mit verschiedenen Reduktionsmitteln und nicht reduziertem Matuzumab Vergleich von MW-Markern von fünf verschiedenen Herstellern um 10% SDS-PAGE, Elektropherogramme der fünf MW-Marker auf CE-SDS, Lineare Regression Plots basierend auf MW gegen die relative Migrationsdistanz (Rf) bzw. die reziproke relative Migrationszeit (RMT) von MW-Markern am Beispiel des Precision Plus Protein Standard von Bio-Rad, MW Marker Maurice CE-SDS von ProteinSimple, ProteomeLab™ MW Sizing Standard von Sciex, Unstained Protein Standard von New England Biolabs und die Benchmark™ Unstained Protein Ladder von Novex by life technologies.

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