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Definition eines Katals (Einheit der Enzymaktivität)

Definition eines Katals (Einheit der Enzymaktivität)


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Ich bin sehr verwirrt darüber, was ein "Katal" eigentlich ist. Aus Wikipedia,

„Katal wird nicht verwendet, um die Geschwindigkeit einer Reaktion auszudrücken; das wird in Konzentrationseinheiten pro Sekunde (oder Mol pro Liter pro Sekunde) ausgedrückt. Vielmehr wird es verwendet, um die katalytische Aktivität auszudrücken, die eine Eigenschaft des Katalysators ist katal ist invariant gegenüber dem Messverfahren, der Zahlenwert jedoch nicht und hängt von den experimentellen Bedingungen ab, daher wird zur Definition der Katalysatormenge die Umsatzgeschwindigkeit einer bestimmten chemischen Reaktion in Mol pro Sekunde umgesetzt Ein katal von Trypsin zum Beispiel ist die Menge an Trypsin, die unter bestimmten Bedingungen ein Mol Peptidbindungen pro Sekunde bricht.“

Wenn also ein Katal eine bestimmte MENGE an Trypsin ist, warum wird es dann in Mol pro Sekunde ausgedrückt. Dies ist nicht maßhaltig! Eine „Menge“ könnte in Mol oder Masse ausgedrückt werden, aber sicherlich nicht in Mol pro Sekunde, was einer Reaktionsgeschwindigkeit multipliziert mit dem Volumen entspricht… ? Die Einheiten und die Definition scheinen einfach alle falsch zu sein.

Wenn ich davon ausgehen würde, dass das Katal die Menge an Enzym ist, die ein Mol einer Reaktion pro Sekunde katalysiert, dann würde dies bedeuten, dass ein Enzym mit einer geringeren Anzahl von Katals Aktivität tatsächlich aktiver wäre, weil weniger davon benötigt wird, um ein Mol der Reaktion pro Sekunde katalysieren?


Ein Katal ist zwar eine bestimmte Enzymmenge (und nicht eine Reaktionsgeschwindigkeit), die jedoch an der katalytischen Aktivität des Enzyms gemessen wird und nicht an der Anzahl der Moleküle, ihrem Gewicht oder ihrer Größe.

Grob gesagt ist ein Katal die Enzymmenge, die 1 Mol in 1 Sekunde umwandeln kann. (So ​​wie ein Pascal der Druck ist, der ein Newton Kraft auf eine Fläche von einem Quadratmeter ausübt.) ​​Oder um die Dinge leicht umzuformulieren, so wie Sie ein Objekt einer bestimmten Länge nehmen und diese Länge als "X Meter" ausdrücken können " (die Anzahl der Meterstäbe, die Sie neben dieser Länge aufreihen können), können Sie eine bestimmte Enzymmenge nehmen und die katalytische Aktivität dieser Enzymmenge als "X katals" ausdrücken, was die Anzahl der Mole ist, die das Enzym aufnehmen kann in einer Sekunde umwandeln.

Dies ist keine intrinsische Eigenschaft des Enzyms selbst. (Es ist eine "umfangreiche" und keine "intensive" Eigenschaft.) Die Anzahl der Katale hängt davon ab, wie viel Enzym Sie haben - wenn Sie die doppelte Menge an Enzym haben, haben Sie die doppelte Anzahl an Katals. (Genau wie Sie die doppelte Anzahl an Gramm oder die doppelte Anzahl an Mol haben.)

Als solches kann man nicht von "einem Enzym mit einer geringeren Anzahl von Aktivitätskatalysatoren" sprechen. Ich kann die Verwirrung jedoch verstehen, da der Name "Aktivität" verwendet. Ein Papier, auf das der Wikipedia-Artikel verweist, spricht von der Tatsache, dass es einige Argumente dafür gab, die gemessene Menge als "katalytische Menge" und nicht als "katalytische Aktivität" zu bezeichnen.

Warum die Enzymmengen in Katals im Vergleich zu Mol oder Gramm gemessen werden, ähnelt dem Argument, warum es separate Einheiten für Masse (Gramm) und Anzahl (Mol) gibt. Es drückt ein Merkmal der "Größe" des Enzyms aus, das von den anderen Einheiten nicht eingefangen wird.


Obwohl dies eine alte Nachricht ist, da @R.M. war gut genug, um eine Antwort zu geben, ich denke, ich sollte meine eigene hinzufügen. Der Grund ist nicht, dass ich seine Antwort in irgendeiner Weise für falsch halte - sie ist technisch gesehen ganz richtig und ich werde seine technischen Argumente nicht wiederholen oder umformulieren - aber ich glaube nicht, dass sie das, was ich als Missverständnis in der Argumentation des Posters betrachte, anspricht - ein Missverständnis, das andere machen könnten, auch wenn das OP zu anderen Dingen fortgeschritten ist.

Das Problem ist eines der Semantik - Was verstehst du unter dem Wort 'betragen'?

Die OP ist klar. Sie schreibt:

„Eine ‚Menge‘ könnte in Mol oder Masse ausgedrückt werden, aber sicherlich nicht in Mol pro Sekunde…“

Also ihr Verständnis des Wortes betragen ist an die (extrinsische) Masse Eigenschaft eines Enzyms, die ihrer Meinung nach eng mit der Anzahl der Moleküle.

Es scheint mir, dass man mit diesem Argument umgehen sollte, indem man darauf hinweist, dass es ein Missverständnis ist - es gibt andere Eigenschaften von Molekülen als die Masse, die verwendet werden können und werden, um sie zu quantifizieren, und bei Enzymen ist die katalytische Aktivität eine solche Eigentum, und dasjenige, das in der Praxis verwendet werden muss.

In der Praxis muss die Quantifizierung von Molekülen (der Prozess, der eine Menge erzeugt) in Bezug auf ihre messbaren Eigenschaften durchgeführt werden, wenn wir nicht in der Lage sind, ihre Anzahl (sozusagen) zu zählen. Masse ist eigentlich indirekt - um von Nutzen zu sein, müssen wir die Reinheit der Verbindung und ihr Molekulargewicht kennen. Ebenso können wir Moleküle quantifizieren, indem wir z.B. ihre Lichtabsorption bei einer bestimmten Wellenlänge, aber dazu benötigen wir einen molaren Referenzwert, der unterschiedlich ist, z.B. zwischen NADH und der Aminosäure Tryptophan. Vor diesem Hintergrund kann man sich eine Quantifizierung unter Verwendung von Enzymaktivität vorstellen.


Was ist der Unterschied zwischen Enzymaktivität und spezifischer Aktivität?

Die Hauptunterschied zwischen Enzymaktivität und spezifischer Aktivität ist das Enzymaktivität ist die durch das Enzym pro Zeiteinheit umgewandelte Substratmenge, während die spezifische Aktivität die Enzymaktivität pro Milligramm Gesamtenzym ist. Darüber hinaus misst die Enzymaktivität die Menge an aktiven Enzymen, die unter einer gegebenen Bedingung vorhanden ist, während die spezifische Aktivität die Enzymreinheit in der Mischung misst.

Enzymaktivität und spezifische Aktivität sind zwei Enzymeinheiten, die die enzymatische Aktivität messen. Die Messung der enzymatischen Aktivität durch Enzymassays ist wichtig für das Studium der Enzymkinetik sowie der Enzymhemmung.

Abgedeckte Schlüsselbereiche

Schlüsselbegriffe

Enzymaktivität, Enzymreinheit, Enzymeinheiten, spezifische Aktivität, Substratkonzentration


Expression und Messung der Enzymaktivität

Die Anwesenheit oder Abwesenheit eines Enzyms wird typischerweise durch Beobachten der Geschwindigkeit der Reaktion(en), die es katalysiert, bestimmt. Quantitative Enzymassays dienen dazu, entweder die Gesamtmenge eines bestimmten Enzyms (oder einer Enzymklasse) in Moleinheiten oder, häufiger, die mit einem bestimmten Enzym verbundene katalytische Aktivität zu messen. Die beiden Assay-Typen unterscheiden sich darin, dass diejenigen in der letzteren Kategorie nur das aktive Enzym messen. Die in diesem Abschnitt enthaltenen Assays befassen sich hauptsächlich mit der Messung der katalytischen Aktivität oder des aktiven Enzyms. Die Assays basieren auf kinetischen Experimenten, da Aktivitäten aus gemessenen Reaktionsgeschwindigkeiten unter definierten Bedingungen berechnet werden. Die Grundvoraussetzung für diese Assays ist, dass die Enzymmenge in einem Reaktionsgemisch aus der Geschwindigkeit bestimmt werden kann, mit der die enzymkatalysierte Reaktion abläuft.

AKTIVITÄTSEINHEITEN

Das Ziel der meisten Enzymassays besteht darin, die Menge der in einer Probe vorhandenen Enzymaktivität (katalytische Aktivität) quantitativ zu messen. Somit werden Assay-Ergebnisse typischerweise in "Aktivitäts"-Einheiten angegeben. Eine Aktivitätseinheit kann auf verschiedene Weise definiert werden, aber alle diese Einheiten basieren letztendlich auf den Raten des Substratverbrauchs und/oder der Produktbildung. Die gebräuchlichsten Einheiten zum Ausdrücken der katalytischen Aktivität sind die Internationale Einheit (auch Einheit oder Enzymeinheit U genannt) und die Katal (Kat). Die International Union of Biochemistry (IUB) definierte ursprünglich eine Standardeinheit der Enzymaktivität (1 U) als die Enzymmenge, die die Bildung von 1 |mol Produkt (oder die Umwandlung von 1 |imol Substrat) pro Minute unter Standardbedingungen katalysiert. 1979 empfahl der Nomenklaturausschuss der IUB die Verwendung des Katals als grundlegende Einheit der Enzymaktivität. Der Katal ist definiert als die Enzymmenge, die die Bildung von 1 Mol Produkt (oder die Umwandlung von 1 Mol Substrat) pro Sekunde unter definierten Bedingungen katalysiert. Somit entspricht 1 Kat 6 x 107 U. Der Katal wurde empfohlen, da er mit Système International (SI-Einheiten) übereinstimmt.

Es ist auch üblich, dass Enzymaktivitäten in Einheiten angegeben werden, die auf Änderungen der Eigenschaften der Reaktionsmischung basieren, die selbst eine Funktion des Ausmaßes der enzymatischen Reaktion sind. Diese Einheiten sind oft schwer zu interpretieren in

Substratkonzentration [S]

Abbildung C1.1.1 Beziehung zwischen Substratkonzentration und Anfangsgeschwindigkeit bei festen Enzymkonzentrationen. Die Michaelis-Konstante KM ist gleich der Substratkonzentration, die einem halben Vmax entspricht.

Abbildung C1.1.1 Beziehung zwischen Substratkonzentration und Anfangsgeschwindigkeit bei festen Enzymkonzentrationen. Die Michaelis-Konstante KM ist gleich der Substratkonzentration, die einem halben Vmax entspricht.

Strategien für Enzymaktivitätsmessungen

Abbildung C1.1.2 Zeitlicher Verlauf der Produktbildung für eine typische enzymkatalysierte Reaktion. Es wird gezeigt, dass sich die Produktkonzentration asymptotisch ihrem Gleichgewichtswert nähert (horizontale gestrichelte Linie). Die diagonale gestrichelte Linie veranschaulicht den Teil der Kurve, der zur Berechnung der Anfangsgeschwindigkeit verwendet wird.

Expression und Messung der Enzymaktivität Ausdrücke der absoluten Anzahl von katalytischen Ereignissen, aber sie können verwendet werden, um die relativen Mengen der Enzymaktivität effektiv zu kommunizieren. Solche Assays sind besonders verbreitet, wenn komplexe Substrate und/oder heterogene Reaktionsmischungen verwendet werden. Änderungen der Löslichkeit, Trübung und Viskosität pro Zeiteinheit sind Beispiele für solche Einheiten.

Das Ergebnis der obigen Diskussion ist, dass eine Vielzahl von Enzymaktivitätseinheiten angetroffen werden können. Daher ist es wichtig, dass alle Einheiten, unabhängig von ihrer Basis, klar definiert sind.

ASSAY-BEDINGUNGEN

Enzymassays werden typischerweise unter relevanten Bedingungen durchgeführt, seien es physiologische Bedingungen, Lebensmittellagerungsbedingungen oder Bedingungen, die einer maximalen Aktivität entsprechen. Dies impliziert, dass Parameter der Reaktionsmischung, wie pH, Temperatur, Ionenstärke, Pufferzusammensetzung und andere Komponenten, die nicht an der Reaktion beteiligt sind, berücksichtigt werden müssen. Es ist vernünftig anzunehmen, dass Änderungen dieser Parameter die Enzymaktivität beeinflussen können. Analytiker führen Assays häufig unter scheinbar optimalen Bedingungen (maximale Aktivität) durch, wie beispielsweise einem optimalen pH-Wert, da diese Bedingungen dazu neigen, mit der maximalen Assay-Empfindlichkeit zusammenzufallen. Aus dieser Diskussion sollte ersichtlich sein, dass Assays, die unterschiedliche Reaktionsbedingungen verwenden, möglicherweise nur einen begrenzten Vergleichswert haben.

Die Substratkonzentration ist eine weitere Variable, die klar definiert werden muss. Die hyperbolische Beziehung zwischen Substratkonzentration ([S]) und Reaktionsgeschwindigkeit für einfache enzymbasierte Systeme ist gut bekannt (Abbildung C1.1.1). Bei sehr niedrigen Substratkonzentrationen ([S]<<Km) besteht eine lineare Abhängigkeit der Reaktionsgeschwindigkeit erster Ordnung von der Substratkonzentration. Bei sehr hohen Substratkonzentrationen ([S]>>^M) ist die Reaktionsgeschwindigkeit im Wesentlichen unabhängig von der Substratkonzentration. Reaktionsgeschwindigkeiten bei mittleren Substratkonzentrationen ([S]

^M) sind in Bezug auf die Substratkonzentration gemischt. Wenn ein Assay auf anfänglichen Geschwindigkeitsmessungen basiert, kann die definierte Substratkonzentration in einen dieser Bereiche fallen und dennoch eine quantitative Schätzung der Gesamtenzymaktivität liefern (siehe Gleichung C1.1.5). Der wesentliche Punkt ist, dass für alle Kalibrierungs- und Testproben-Assays eine einzige Substratkonzentration verwendet werden muss. In den meisten Fällen sind Assays so konzipiert, dass [S]>>^M, wo kleine Abweichungen in der Substratkonzentration eine minimale Auswirkung auf die Reaktionsgeschwindigkeit haben und wo genaue Messungen der Anfangsgeschwindigkeit typischerweise leichter zu erhalten sind.

Die Zusammensetzung von Assay-Reaktionsmischungen ist im Allgemeinen in dem Maße definiert, wie es praktikabel ist. In den meisten Fällen ist die Enzympräparation selbst die Hauptquelle für Unbekannte. Kinetisch relevante Verbindungen, die für die Enzymquelle endogen sind, wie Substrate, Inhibitoren und Aktivatoren, können sich während der Probenvorbereitung mit dem Enzym verteilen. Daher wird zu Vergleichszwecken empfohlen, die Enzympräparationsschemata zu standardisieren.

ERSTE GESCHWINDIGKEITSEXPERIMENTE

Es wird allgemein angenommen, dass die berichteten Enzymaktivitäten auf anfänglichen Geschwindigkeitsexperimenten basieren und dass die berichteten Aktivitäten proportional zur Menge des aktiven Enzyms in der Reaktionsmischung sind. Analysten sollten diese Annahmen in ihren Labors unabhängig überprüfen, indem sie die für ihre Situation spezifischen experimentellen Systeme verwenden. Die Kinetik der Anfangsgeschwindigkeit (oder Anfangsgeschwindigkeit) impliziert, dass man die Momentangeschwindigkeit bei der Substratkonzentration misst, die der Initiierung der Reaktion entspricht. Realistischerweise bedeutet Anfangsgeschwindigkeit oft die Geschwindigkeit, die so nah wie möglich am Beginn der Reaktion gemessen wird. Die Anfangsgeschwindigkeiten werden typischerweise bestimmt, indem Datenpunkte unmittelbar nach Beginn der Reaktion gesammelt werden, die Daten analysiert werden, um zu bestätigen, dass die Anfangsgeschwindigkeit tatsächlich beobachtet wurde (dies kann so einfach sein wie zu zeigen, dass frühe Datenpunkte eine lineare Geschwindigkeit der Produktbildung definieren), und dann Berechnen der entsprechenden Geschwindigkeit in geeigneten Einheiten. Wenn die Reaktion experimentell nicht möglich ist, eine anfängliche lineare Geschwindigkeit der Produktbildung zu erhalten, kann eine nichtlineare Regressionstechnik verwendet werden, um die Anfangsgeschwindigkeit aus der frühen Phase des Reaktionsverlaufs abzuschätzen.

Abbildung C1.1.2 zeigt einen typischen Zeitverlauf, der sich aus einer kontinuierlichen Untersuchung der Produktbildung in einer enzymkatalysierten Reaktion ergibt. Die hyperbolische Natur der Kurve zeigt, dass die Reaktionsgeschwindigkeit abnimmt, wenn sich die Reaktion dem Abschluss nähert. Die Reaktionsgeschwindigkeit ist zu einem bestimmten Zeitpunkt die Steigung der Tangente an die Kurve an dem Punkt, der dem interessierenden Zeitpunkt entspricht. Die Reaktionsgeschwindigkeiten nehmen mit fortschreitender Reaktion aus verschiedenen Gründen ab, einschließlich Substratverarmung, Reaktantenkonzentrationen, die sich den Gleichgewichtswerten nähern (dh die Rückreaktion wird relevant), Produkthemmung, Enzyminaktivierung und/oder eine Änderung der Reaktionsbedingungen (z. B. pH als Reaktion Erlös). In Bezug auf jeden dieser Gründe werden ihre Auswirkungen in der Anfangsphase der Reaktion minimal sein – d. h. unter Bedingungen, die den anfänglichen Geschwindigkeitsmessungen entsprechen. Daher ist die Interpretation der Anfangsgeschwindigkeitsdaten relativ einfach und wird daher häufig in enzymbezogenen Assays verwendet.

ENZYMKONZENTRATION UND REAKTIONSRATE

Enzymassays werden typischerweise unter der Annahme entworfen, dass die gemessenen Aktivitäten direkt proportional zur Menge des aktiven Enzyms in den Reaktionsmischungen sind. Die konzeptionelle Grundlage für die meisten Assays ist daher, dass zwischen der gemessenen Aktivität und dem katalytischen Potenzial (aktives Enzym) eine lineare Beziehung besteht. Es ist unwahrscheinlich, dass diese einfache Beziehung für alle experimentellen Permutationen gültig ist, und daher sollten Tests, die die Beziehung zwischen der gemessenen Aktivität und der Enzymmenge verifizieren, in alle Assays aufgenommen werden. Dies kann auf relativ einfache Weise erreicht werden, indem eine Reihe von Proben untersucht wird, die einen Bereich von Enzymkonzentrationen abdecken und basierend auf den Daten eine Kalibrierungskurve der gemessenen Aktivität gegenüber der (relativen) Enzymkonzentration erstellt wird, während sichergestellt wird, dass die Enzymkonzentrationen in tatsächliche Testproben fallen in diesen Bereich. Als Referenz liegen die Enzymkonzentrationen in traditionellen Assays typischerweise im nanomolaren bis mikromolaren Bereich.

Eine Ein-Substrat-Reaktion kann dargestellt werden als

wobei E das Enzym ist, S das Substrat ist ES der Enzym-Substrat-Komplex ist, P das Produkt ist und ki, k2 und k3 Geschwindigkeitskonstanten sind. Die Kinetik eines solchen nicht reagierenden Enzymsystems wird am häufigsten durch die Grundgleichung der Enzymkinetik, die Michaelis-Menten-Gleichung, beschrieben.

Sie drückt die Geschwindigkeit (v) einer Einsubstratreaktion (Gleichung C1.1.1) als Substratkonzentration zum Zeitpunkt Null ([S]) und die kinetischen Konstanten KM und Vmax aus. Vmax ist als die limitierende maximale Geschwindigkeit für die Reaktion definiert, die beobachtet wird, wenn das gesamte Enzym als ES vorliegt. KM, bekannt als Michaelis-Konstante, ist eine Pseudogleichgewichtskonstante, die der Substratkonzentration entspricht, bei der die Reaktionsgeschwindigkeit der Hälfte von Vmax entspricht (Abbildung C1.1.1). Strategien für

Enzymaktivitätsmessungen

Vmax und KM werden durch die folgenden Gleichungen definiert:

Der Geschwindigkeitsterm v in Gleichung C 1.1.2 bezieht sich auf gemessene Anfangsgeschwindigkeiten. Die Ableitung der Gleichung basiert auf der Annahme, dass die Enzymkonzentrationen viel geringer sind als die Substratkonzentrationen ([E]total<<[S]) und dass die Konzentration des Enzym-Substrat-Komplexes im Verlauf des Assays im Wesentlichen konstant bleibt (der stetige -Zustandsannahme). Der Sinn dieser Diskussion besteht darin, zu zeigen, dass von den gemessenen Anfangsgeschwindigkeiten erwartet wird, dass sie direkt proportional zur Menge an aktivem Enzym in den Reaktionsmischungen sind. Gleichung C1.1.5, die durch Ersetzen und Neuordnen der obigen Gleichungen erhalten wird, veranschaulicht diese Beziehung deutlicher.

Beachten Sie in dieser Gleichung, dass Terme in Klammern unter Anfangsgeschwindigkeitsbedingungen Konstanten sind.

Eine nichtlineare Beziehung zwischen Enzymkonzentration und gemessener Aktivität weist auf ein komplexeres Reaktionssystem hin. Komplikationen dieser Art können durch Veränderungen in der Zusammensetzung der Reaktionsmischung (z. B. pH-Wert aufgrund der Zugabe steigender Mengen an Enzymlösung), Assay-Beschränkungen (z. B. unzureichendes Substrat), begrenztes Kopplungsenzym (wo Assays basieren auf gekoppelten Enzymsystemen), der Anwesenheit von Inhibitoren und Enzym-Cofaktor- oder Enzym-Enzym-Dissoziationsphänomenen. Nichtlineare Beziehungen können auch ein inhärentes Ergebnis von Assays sein, die komplexe Substrate wie Stärkekörner, Zellulose und Proteinnetzwerke verwenden. In allen Fällen ist es ratsam, die Art der Beziehung zwischen gemessener Aktivität und Enzymmenge zu überprüfen (wie zuvor diskutiert). Wenn sich herausstellt, dass die Beziehung nichtlinear ist, ist es ratsam, den Assay sorgfältig zu überprüfen, um sicherzustellen, dass die nichtlineare Beziehung nicht einfach ein Artefakt der experimentellen Methode ist.

Eisenthal, R. und Danson, M.J. (Hrsg.) 1992. Enzyme Assays: A Practical Approach. IRL-Presse, Oxford.

Eine gute Informationsquelle zum Design und zur Durchführung von Enzymassays. Das erste Kapitel von K.F. Tipton bietet eine ausgezeichnete Diskussion der allgemeinen Prinzipien, die bei Enzymassays involviert sind. Nachfolgende Kapitel befassen sich mit spezifischen Assay-Ansätzen.

Segel, I. H. 1975. Enzymkinetik: Verhalten und Analyse von schnellen Gleichgewichts- und stationären Enzymsystemen. John Wiley & Söhne, New York.

Eine detaillierte, aber lesbare Diskussion über schnelle Gleichgewichts- und Steady-State-Kinetiken. Der erste Teil des Buches befasst sich mit der grundlegenden Enzymbiochemie, der Kinetik einfacher nicht reagierender Enzyme und einfachen Hemmsystemen.

Whitaker, J. R. 1994. Principles of Enzymology for the Food Sciences, 2. Aufl. Marcel Dekker, New York.

Ein klassischer Text, der seit fast 30 Jahren verwendet wird, um Studenten und Doktoranden der Lebensmittelwissenschaften die grundlegenden Prinzipien der Enzymologie zu lehren. Der letzte Teil des Textes betont die Biochemie von Enzymen mit besonderer Bedeutung für das Lebensmittel

Wong, D.W.S. 1995. Lebensmittelenzyme: Struktur und Mechanismus. Chapman und Hall, New York.

Dieses Buch gibt eine informative, aber relativ prägnante und gut referenzierte Zusammenfassung der Struktur und des katalytischen Mechanismus ausgewählter lebensmittelbezogener Enzyme. Alle erfassten Enzyme spielen eine wichtige Rolle in Nahrungssystemen und alle haben ihren katalytischen Mechanismus auf molekularer Ebene beschrieben.

Beigesteuert von Michael H. Penner Oregon State University Corvallis, Oregon k


Enzyme

Alle Enzyme sind globuläre Proteine ​​mit einer spezifischen Tertiärstruktur, die in allen lebenden Organismen Stoffwechselreaktionen katalysieren. Das bedeutet, dass sie chemische Reaktionen beschleunigen, aber nicht als Teil der Reaktion „aufgebraucht“ werden.

Enzyme sind relativ große Moleküle, die aus Hunderten von Aminosäuren bestehen, die für die Aufrechterhaltung der spezifischen Tertiärstruktur des Enzyms verantwortlich sind. Jedes Enzym hat eine spezifische Form des aktiven Zentrums, die durch die spezifische tertiäre Gesamtstruktur aufrechterhalten wird. Daher darf die Tertiärstruktur nicht verändert werden.

(b) geben an, dass die Enzymwirkung intrazellulär oder extrazellulär sein kann

Extrazelluläre Enzymwirkung tritt auf außen die Zelle, die das Protein produziert. Zum Beispiel sind einige Enzyme im Verdauungssystem extrazellulär, da sie von den Zellen, die sie herstellen, an die Nahrung in den Räumen des Verdauungssystems abgegeben werden.

Intrazelluläre Enzymwirkung tritt auf Innerhalb die Zelle, die das Enzym produziert. Einige Enzyme im Verdauungssystem finden sich beispielsweise im Zytoplasma von Zellen oder sind an Zellmembranen gebunden und die Reaktion findet innerhalb der Zelle statt.

(c) beschreiben mit Hilfe von Diagrammen den Wirkungsmechanismus von Enzymmolekülen in Bezug auf Spezifität, aktives Zentrum, Schloss-und-Schlüssel-Hypothese, Induzierte-Fit-Hypothese, Enzym-Substrat-Komplex, Enzym-Produkt-Komplex und Herabsetzung der Aktivierung Energie.

Die Aktivierungsenergie ist die Mindestenergie, die erforderlich ist, um eine Reaktion zu ermöglichen. Enzyme wirken, indem sie die Aktivierungsenergie von Reaktionen senken. Dies bedeutet, dass Reaktionen bei Temperaturen viel niedriger als der Siedepunkt schnell ablaufen können, da weniger Energie für die Reaktion benötigt wird.

(d) die Auswirkungen von pH, Temperatur, Enzymkonzentration und Substratkonzentration auf die Enzymaktivität beschreiben und erklären

(e) beschreiben, wie die Auswirkungen von pH, Temperatur, Enzymkonzentration und Substratkonzentration auf die Enzymaktivität experimentell untersucht werden können

(f) die Auswirkungen von kompetitiven und nicht-kompetitiven Inhibitoren auf die Geschwindigkeit enzymkontrollierter Reaktionen unter Bezugnahme auf sowohl reversible als auch nicht-reversible Inhibitoren erklären

Ein Enzyminhibitor ist jede Substanz oder jedes Molekül, das die Geschwindigkeit einer enzymkontrollierten Reaktion verlangsamt, indem es das Enzymmolekül in irgendeiner Weise beeinflusst.

Reversible Inhibitoren sind Inhibitoren, die für kurze Zeit an das aktive Zentrum binden und dann wieder verlassen. Die Entfernung des Inhibitors aus der Reaktionsmischung lässt die Enzymmoleküle unberührt.

Irreversible Inhibitoren sind Inhibitoren, die dauerhaft an das Enzymmolekül binden. Alle durch Inhibitormoleküle gebundenen Enzymmoleküle werden effektiv denaturiert.

(g) die Bedeutung von Cofaktoren und Coenzymen in enzymkontrollierten Reaktionen erklären

Ein Cofaktor ist jede Substanz, die vorhanden sein muss, um sicherzustellen, dass enzymkontrollierte Reaktionen mit der entsprechenden Geschwindigkeit ablaufen können. Einige Cofaktoren sind Teil der Enzyme (prosthetische Gruppen), andere beeinflussen das Enzym vorübergehend (Coenzyme und anorganische Ionen-Cofaktoren).

(h) geben an, dass Stoffwechselgifte Enzymhemmer sein können, und beschreiben Sie die Wirkung eines genannten Giftes

(i) geben an, dass einige Arzneimittel wirken, indem sie die Aktivität von Enzymen hemmen


Externe Links

  • Einheit "katal" für katalytische Aktivität (IUPAC Technical Report) Reine Appl. Chem.-Nr. vol. 73, Nr. 6, S.   927� (2001)
  • René Dybkær (1. März 2002). „Der gewundene Weg zur Annahme von Katal für den Ausdruck der katalytischen Aktivität durch die Generalkonferenz für Maß und Gewicht“. Klinische Chemie. 48 (3): 586�. doi: 10.1093/clinchem/48.3.586 . PMID   11861460. Archiviert vom Original am 6. Oktober 2008. Abgerufen am 8. Dezember 2005 .
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Informationen zu Gefahren und geeigneten Vorsichtsmaßnahmen bei der Handhabung finden Sie in den Sicherheitsdatenblättern (MSDS).

7.2 METHODE:
Titrimetrische Stoppreaktion

7.3.1
0,5% (w/v) Polygalakturonsäure (Sub)

7.3.1.1
Bereiten Sie durch Zugabe von 200 ml gereinigtem Wasser zu 1,00 g bis 1,05 g Polygalcturonsäure (Produkt-Nr. P3889) unter Rühren vor.

7.3.1.2
Unter Rühren aufkochen und genau fünf Minuten köcheln lassen. Sofort in ein 25 °C warmes Wasserbad mit Tauchrührer stellen. Rühren Sie, bis die Temperatur 25 °C beträgt, und lassen Sie die Lösung weitere zehn Minuten rühren.

7.3.1.3
Unter weiterem Rühren den pH-Wert der Lösung durch Zugabe von 0,05 ml Aliquots von Reagenz 7,3,6 (NaOH-2) in 1-Minuten-Intervallen einstellen, bis ein pH-Wert von 4,0 erreicht ist. Unter Rühren 0,05 ml-Aliquots von 2 N NaOH zugeben, bis ein pH-Wert von 4,00 bis 4,05 für mindestens 10 Minuten aufrechterhalten wird. Wenn Partikel vorhanden sind, filtern Sie durch eine Evergreen-Säule, maximal 90 μM Fritte.

7.3.1.4
pH erneut prüfen und mit Reagenz 7.3.3 (NaOH) bei 25 ºC unter Rühren auf 4.00 - 4.02 einstellen. Der pH-Wert sollte für mindestens 30 Minuten im Bereich von 4,00 - 4,02 bleiben.

7.3.1.5
Es kann erforderlich sein, den pH-Wert alle 15 Minuten erneut zu überprüfen, um sicherzustellen, dass der pH-Wert bei 25 °C im Bereich von 4,00 bis 4,02 liegt. Falls nicht, stellen Sie den pH-Wert mit 0,1 N NaOH ein.

7.3.2
100 mM Jod (ich2)
Verwenden Sie einen volumetrischen Jod-Standard, 0,1 N (Produkt-Nr. 318981).

7.3.3
1,0 N Natriumhydroxid (NaOH)-Lösung (Produkt-Nr. S2567).

7.3.4
1 M Natriumcarbonat (Na2CO3)
In gereinigtem Wasser mit 106 mg/ml unter Verwendung von Natriumcarbonat, Reagenzqualität (Produkt Nr. S2127) vorbereiten.

7.3.5
2,0 N Schwefelsäure (H2SO4)
Bereiten Sie in gereinigtem Wasser mit 0,06 ml/ml unter Verwendung von Schwefelsäure, ACS-Reagenz (Produkt-Nr. 258105) vor.

7.3.6
10 N Natriumhydroxid (NaOH-2)
Bereiten Sie 400 mg/ml in gereinigtem Wasser mit Natriumhydroxid, Reagenzqualität (Produkt-Nr. S5881) vor.

7.3.7
100 mM Natriumthiosulfat, standardisiert (Na2S2Ö3)
In 3 l gereinigtem Wasser mit 78,3 g Natriumthiosulfat, Pentahydrat (Produkt Nr. S8503) und 0,6 g Natriumcarbonat, Monohydrat (Produkt Nr. S4132) vorbereiten. Standardisieren gegen eine Standardlösung von Kaliumdichromat, hergestellt aus Kaliumdichromat, NIST.

7.3.8
Pektinase-Lösung (Enzym)
Stellen Sie unmittelbar vor der Verwendung eine Lösung mit ca. 100 Einheiten/ml in kaltem gereinigtem Wasser her. Das Auflösen kann mehr als eine Minute Verwirbeln erfordern und einige unlösliche Partikel können noch vorhanden sein.

7.3.9
1,0 %(w/v) Stärke (Stärke)
Bereiten Sie in gereinigtem Wasser mit 10 mg/ml zu, indem Sie genau fünf Minuten unter Rühren kochen. Auf Raumtemperatur abkühlen. Verwenden Sie Stärke, kartoffellöslich (Produkt Nr. S2004).

7.4.1
Pipettieren Sie (in Millilitern) die folgenden Reagenzien dreifach in geeignete Glasgefäße für Kontrolle und/oder Probe:


Überprüfung der Enzymaktivität in 26 einfachen Fragen

Katalysatoren sind Stoffe, die die Aktivierungsenergie einer chemischen Reaktion reduzieren, erleichtern oder energetisch nutzbar machen. Der Katalysator erhöht die Geschwindigkeit der chemischen Reaktion.

Weitere mundgerechte Fragen und Antworten unten

2. Welche Katalysatormenge wird bei der katalysierten Reaktion verbraucht?

Katalysatoren werden bei den Reaktionen, die sie katalysieren, nicht verbraucht.

3. Gibt es einen Unterschied zwischen dem Anfangs- und dem Endenergieniveau bei katalysierten und nicht-katalysierten Reaktionen?

Die Katalyse ändert den Energiezustand der Reagenzien und Produkte einer chemischen Reaktion nicht. Es wird nur die zum Ablauf der Reaktion notwendige Energie, also die Aktivierungsenergie, verändert.

4. Was sind Enzyme? Welche Bedeutung haben Enzyme für Lebewesen?

Enzyme sind Proteine, die Katalysatoren chemischer Reaktionen sind. Die Chemie zeigt uns, dass Katalysatoren nicht verbrauchbare Substanzen sind, die die für eine chemische Reaktion notwendige Aktivierungsenergie reduzieren.

Enzyme sind hochspezifisch für die Reaktionen, die sie katalysieren. Sie sind lebenswichtig, weil die meisten chemischen Reaktionen in Zellen und Geweben durch Enzyme katalysiert werden. Ohne Enzymwirkung würden diese Reaktionen nicht oder nicht mit der erforderlichen Geschwindigkeit für die biologischen Prozesse, an denen sie beteiligt sind, ablaufen.

Der Enzym-Substrat-Komplex

5. Was sind Substrate enzymatischer Reaktionen?

Substrate sind Reagenzmoleküle, auf die Enzyme einwirken.

Enzyme haben räumliche Bindungsstellen, um an ihr Substrat zu binden. Diese Stellen werden als Aktivierungszentren des Enzyms bezeichnet. An diese Zentren binden Substrate und bilden den Enzym-Substrat-Komplex.

6. Welches sind die wichtigsten theoretischen Modelle, die versuchen, die Bildung des Enzym-Substrat-Komplexes zu erklären?

Es gibt zwei Hauptmodelle, die die Bildung des Enzym-Substrat-Komplexes erklären: das Schloss-Schlüssel-Modell und das induzierte Anpassungsmodell.

Im Schlüssel-Schloss-Modell besitzt das Enzym eine Region mit einer spezifischen räumlichen Konformation für die Bindung des Substrats. Im Modell der induzierten Anpassung induziert die Bindung des Substrats eine Änderung der räumlichen Konfiguration des Enzyms, um das Substrat anzupassen.

7. Wie erklärt die Bildung des Enzym-Substrat-Komplexes die Verringerung der Aktivierungsenergie chemischer Reaktionen?

Das Enzym funktioniert möglicherweise wie ein Reagenzglas, in dem sich Reagenzien treffen, um Produkte zu bilden. Enzyme erleichtern dieses Zusammentreffen, wodurch Kollisionen zwischen Reagenzien leichter auftreten und dadurch die Aktivierungsenergie der chemischen Reaktion reduziert wird. Dies ist eine mögliche Hypothese.

8. Von welcher strukturellen Ebene des Enzyms (primär, sekundär, tertiär oder quartär) hängt die Enzym-Substrat-Wechselwirkung ab?

An den Aktivierungszentren bindet das Substrat an das Enzym. Dies sind spezifische dreidimensionale Stellen und hängen daher von den tertiären und quartären Strukturen des Proteins ab. Die primären und sekundären Strukturen konditionieren jedoch die anderen Strukturen und sind folglich gleich wichtig.

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Spezifität der enzymatischen Wirkung

9. Was ist das Aktivierungszentrum eines Enzyms? Ist es der Schlüssel oder das Schloss im Schloss- und Schlüsselmodell?

Das Aktivierungszentrum ist eine durch seine räumliche Konformation gebildete Region des Enzyms, an die das Substrat bindet. Beim Schloss- und Schlüsselmodell ist das Aktivierungszentrum das Schloss und das Substrat der Schlüssel.

10. Warum gilt die Enzymwirkung als hochspezifisch?

Die Enzymwirkung ist hochspezifisch, da nur die spezifischen Substrate eines Enzyms an das Aktivierungszentrum dieses Enzyms binden. Jedes Enzym katalysiert im Allgemeinen nur eine spezifische chemische Reaktion.

Faktoren, die die Enzymaktivität verändern

11. Was passiert mit der Funktionalität eines denaturierten Enzyms? Wie lässt sich dieses Ergebnis mit Hilfe des Schloss- und Schlüsselmodells erklären?

Laut Schloss und Schlüssel hängt die Enzymfunktionalität vollständig von der Integrität des Aktivierungszentrums ab, einer molekularen Region mit spezifischen räumlichen Eigenschaften. Nach der Denaturierung wird die räumliche Konformation des Proteins verändert, das Aktivierungszentrum zerstört und das Enzym verliert seine katalytische Aktivität.

12. Was sind die Hauptfaktoren, die die Geschwindigkeit enzymatischer Reaktionen verändern?

Die Hauptfaktoren, die die Geschwindigkeit enzymatischer Reaktionen verändern, sind Temperatur, pH-Wert und Substratkonzentration (Menge).

13. Wie beeinflusst die Substratkonzentration die Geschwindigkeit enzymatischer Reaktionen?

Anfänglich nimmt mit steigender Substratkonzentration die Reaktionsgeschwindigkeit zu. Dies geschieht, weil freie Aktivierungszentren des Enzyms an freie Substrate binden. Sind alle Aktivierungszentren der verfügbaren Enzyme an ihre Substrate gebunden, haben erneute Erhöhungen der Substratkonzentration keinen Einfluss auf die Reaktionsgeschwindigkeit.

14. Wie beeinflusst die Temperatur die Wirkung von Enzymen auf ihre Substrate?

Es gibt definierte Temperaturbereiche, in denen Enzyme arbeiten, und es gibt ein bestimmtes Temperaturniveau (optimale Temperatur), in dem Enzyme ihre maximale Effizienz aufweisen. Daher beeinflussen Temperaturschwankungen die Enzymaktivität und die Geschwindigkeit der Reaktionen, die sie katalysieren.

In addition, because they are proteins, enzymes can be denatured under extreme temperatures.

15. Concerning enzymatic reactions, how different are the curves of the graph of the variation in the speed of a reaction as function of substrate concentration and the graph of the variation in the speed of a reaction as function of temperature?

The curve of the variation in speed of the enzymatic reaction as a function of increasing substrate concentration increases in a curve formation until approaching the point where it stabilizes due to the saturation of the activationꃎnters of the enzymes.

The curve of the variation in the speed of the enzymatic reaction as a function of increasing temperature initially increases and then reaches a peak (the optimum temperature), after which it decreases to zero at the point in which the enzymes are rendered inactive by denaturation.

16. What is the relationship between  the cooling of organs and tissues for medical transplants and the effect of temperature on enzymatic reactions?

Molecular degradation during the decomposition of organs and tissues is catalyzed by enzymes. The cooling to adequate temperatures of some organs and tissues destined for transplantation reduces that enzyme activity and thus decreases the natural decomposition process. By the same rationale, the cooling reduces the metabolic work of cells and prevents the breakdown of their own structures to obtain energy. A subsequent increase in temperature reverts the denaturation of enzymes, allowing the organs and tissues also preserved by other specific techniques to be grafted into the receptors.

17. Does pH affect enzyme activity?

The concentration of hydrogen ions in a solution affects enzyme activity. Each enzyme has a maximum efficiency in an optimum pH.

Since pH is one of the factors in the denaturation of proteins, if an enzyme is subject to a pH level under which it is denatured, there will be no enzymatic activity.

18. Do enzymes act better under acidic or alkaline pHs?

Most enzymes act under pHs between 6 and 8, a range that corresponds to the general acidic level of cells and blood. There are enzymes, however, that act only under very acid or very alkaline pH. Therefore, enzyme activity depends on pH range.

In the stomach, for example, gastric juice has a very low pH, around 2. Nonetheless, the enzyme pepsin acts to intensively digest proteins. In the duodenum, pancreatic secretions increase the pH of the intestinal juice to allow other digestive enzymes, such as trypsin, to act.

19. Since pepsin is a gastric enzyme, does it have an acidic or alkaline optimum pH? What happens to pepsin when it enters the duodenum?

Pepsin acts within the stomach so its optimum pH is around 2, an acidic pH. When the enzyme enters the duodenum, it comes in contact with a higher pH and its enzyme activity comes to and end.

Cofaktoren

20. What are enzyme cofactors?

Some enzymes need other associated molecules to work. These molecules are called enzyme cofactors and they can be organic ions like mineral salts, or organic molecules, to give some examples.

Inactive enzymes which are not bound to their cofactors are called apoenzymes. Active enzymes bound to their cofactors are called holoenzymes.

21. What is the relationship between vitamins and enzyme cofactors?

Many vitamins are enzyme cofactors that cannot be synthesized by the body and, as a result, must be obtained from the diet.

Enzyme Inhibitors, Allosterism and Zymogens

22. In a enzymatic reaction, what is the effect of a substance with the same spatial conformation as the enzyme substrate? How is this type of substance recognized?

Substances that “simulate” substrates can bind to the activation center of enzymes, thus blocking the true substrates from binding to these enzymes and paralyzing the enzymatic reaction. These “fake substrates” are called enzyme inhibitors.

The binding of enzyme inhibitors to enzymes can be reversible or irreversible.

Many medical drugs, including some antibiotics, antivirals, antineoplastics, antihypertensives and even sildenafil (trade name Viagra), are enzyme inhibitors that block enzyme activity.

23. What is the mechanism of action of the antibiotic penicillin?

Penicillin, discovered by the Scottish doctor Alexander Fleming in 1928, is a drug that inhibits the enzymes necessary for the synthesis of peptidoglycans, a component of the bacterial cell wall. Through this, the inhibition the bacterial population stops growing because there is no new cell wall formation.

Fleming won the Nobel Prize in medicine for the discovery of penicillin.

24. What is the mechanism of action of the antiretroviral drugs called protease inhibitors which are used against HIV infection?

Protease inhibitors are some of the antiretroviral drugs used to treat HIV infection. Protease is an enzyme necessary for the construction of the  human immunodeficiency virus (HIV)ꂯter the synthesis of its proteins within the host cell. The protease inhibitor binds to the activation center of the enzyme blocking the formation of the enzyme-substrate complex and enzyme activity, thus stopping viral replication.

25. What are allosteric enzymes?

Allosteric enzymes are enzymes with more than one activation center and to which other substances, called allosteric regulators, bind.

Allosteric regulators can be allosteric inhibitors or allosteric activators. The interaction between an allosteric enzyme and an allosteric inhibitor prohibits the binding of the substrate to the enzyme. The interaction between an allosteric enzyme and an allosteric activator allows the binding of the substrate to the enzyme and sometimes increases the affinity of the enzyme for the substrate. This regulatory phenomenon of enzyme activity is called allosterism.

26. What are zymogens?

Zymogens, or proenzymes, are enzymes secreted in inactive form. Under certain conditions, a zymogen changes into the active form of the enzyme. In general, zymogen secretions happen because enzyme activity can harm secretory tissue.

For example, the pepsinogen secreted by the stomach becomes active under an acidic pH, turning into the enzyme pepsin. Other well-known zymogens are trypsinogen and chymotrypsinogen, enzymes that are secreted by the exocrine pancreas and which become trypsin and chymotrypsin respectively.


The term allosterism refers to the fact that the activity of certain enzymes can be affected by the binding of small molecules. Molecules causing allosteric effects come in two classifications. Ones that are substrates for the enzymes they affect are called homotropic effectors and those that are not substrates are called heterotropic effectors.

The homotropic effectors usually are activators of the enzymes they bind to and the results of their action can be seen in the conversion of the hyperbolic curve typical of a V0 vs. [S] plot for an enzyme (Figure 4.18), being converted to a sigmoidal plot (Figure 4.44). This is due to the conversion of the enzyme from the T-state to the R-state on binding the substrate/homotropic effector.

Figure 4.44 - Kinetic profile of an allosteric enzyme whose activity is controlled by a homotropic effector. Image by Aleia Kim

The V0 vs. [S] plot of allosteric enzyme reactions resembles the oxygen binding curve of hemoglobin (see Figure 2.83). Even though hemoglobin is not an enzyme and is thus not catalyzing a reaction, the similarity of the plots is not coincidental. In both cases, the binding of an external molecule is being measured &ndash directly, in the hemoglobin plot, and indirectly by the V0 vs. [S] plot, since substrate binding is a factor in enzyme reaction velocity.

Allosteric inhibition

Allosterically, regulation of these enzymes works by inducing different physical states (shapes, as it were) that affect their ability to bind to substrate. When an enzyme is inhibited by binding an effector, it is converted to the T-state (T=tight), it has a reduced affinity for substrate and it is through this means that the reaction is slowed.

Allosteric activation

On the other hand, when an enzyme is activated by effector binding, it converts to the R-state (R=relaxed) and binds substrate much more readily. When no effector is present, the enzyme may be in a mixture of T- and R-states.

Rückkopplungshemmung

An interesting kind of allosteric control is exhibited by HMG-CoA reductase, which catalyzes an important reaction in the pathway leading to the synthesis of cholesterol. Binding of cholesterol to the enzyme reduces the enzyme&rsquos activity significantly. Cholesterol is not a substrate for the enzyme, so it is therefore a heterotropic effector.

Notably, though, cholesterol is the end-product of the pathway that HMG-CoA reductase catalyzes a reaction in. When enzymes are inhibited by an end-product of the pathway in which they participate, they are said to exhibit feedback inhibition.

Feedback inhibition always operates by allosterism and further, provides important and efficient control of an entire pathway. By inhibiting an early enzyme in a pathway, the flow of materials (and ATP hydrolysis required for their processing) for the entire pathway is stopped or reduced, assuming there are not alternate supply methods.

Pathway control

In the cholesterol biosynthesis pathway, stopping this one enzyme has the effect of shutting off (or at least slowing down) the entire pathway. This is significant because after catalysis by HMG-CoA reductase, there are over 20 further reactions necessary to make cholesterol, many of them requiring ATP energy. Shutting down one reactions stops all of them. Another excellent example of allosteric control and feedback inhibition is the enzyme ATCase, discussed below.

Another interesting example of allosteric control and feedback inhibition is associated with the enzyme Aspartate Transcarbamoylase (ATCase). This enzyme, which catalyzes a step in the synthesis of pyrimidine nucleotides, has 12 subunits. These include six identical catalytic subunits and six identical regulatory subunits. The catalytic subunits bind to substrate and catalyze a reaction. The regulatory subunits bind to either ATP or CTP. If they bind to ATP, the enzyme subunits arrange themselves in the R-state.

Figure 4.45 - Schematic structure of ATCase. Regulatory Units = R, Catalytic Units = C. Image by Aleia Kim

The R-state of ATCase allows the substrate to have easier access to the six active sites and the reaction occurs more rapidly. For the same amount of substrate, an enzyme in the R-state will have a higher velocity than the same enzyme that is not in the R-state. By contrast, if the enzyme binds to CTP on one of its regulatory subunits, the subunits will arrange in the T-state and in this form, the substrate will not have easy access to the active sites, resulting in a slower velocity for the same concentration of substrate compared to the R-state. ATCase is interesting in that it can also flip into the R-state when one of the substrates (aspartate) binds to an active site within one of the catalytic subunits.

Aspartate has the effect of activating the catalytic action of the enzyme by favoring the R-state. Thus, aspartate, which is a substrate of the enzyme is a homotropic effector and ATP and CTP, which are not substrates of the enzyme are heterotropic effectors of ATCase.

Figure 4.46 - Plots of V0 vs. [S] for ATCase. Left - Allosteric effect of aspartate. Right - Allosteric effects of ATP (activator) and CTP (inhibitor). Image by Pehr Jacobson


Enzyme Kinetics – Michaelis–Menten kinetics

In 1913, Linor Michaelis (1875-1949) and Maud Menten (1879-1960) put forward the enzyme-substrate complex theory. According, the enzyme (E) combines with the substrate(S), to form an enzyme-substrate(ES) complex, which immediately breaks down to the Enzyme and the Product (P).

The above reactions are assumed to be reversible. Hier k1, k2, k3, k4 are specific rate constants. Michelis-Menton equation is the rate equation for the reaction catalyzed by an enzyme having a single substrate. In this derivation that the Brigg’s und Halden.

  • Molar Concentration of [E] =Concentration of free (or) free (or) uncombined enzyme
  • [ES]=Concentration of Enzyme-Substrate complex
  • [Et]=Total enzyme concentration (the sum of the free and combined forms)
  • [S]=Concentration of Substrate
  • [P]=Concentration of Product

The substrate concentration is assumed to be far greater than the concentration of Enzyme [E]. So that the amount of substrate-bound by the enzyme at any given time is negligible. Compared with the total concentration of [S].

Systematic studies of the effect of substrate concentration on ionic enzyme activity began performing in the late nineteenth century.

Already in 1882, the concept of an enzyme-substrate complex as an intermediary in the process of enzymatic catalysis was introduced. In 1913, Leonor Michaelis (pictured left) and Maud Menten (pictured right) developed this theory and proposed a rate equation that explains the kinetic behavior of the enzyme.

To explain the observed relation between the initial velocity (v0) and the initial substrate concentration ([S]0) Michaelis and Menten proposed that the enzymatically catalyzed reactions occur in two phases :

  • The first phase: In the first step , the enzyme-substrate complex is formed.
  • Second Phase: The enzyme-substrate complex results in the formation of the product, releasing the free enzyme.

In this scheme, k 1 , k 2 and k 3 are constants each individual kinetics of the process and also are called microscopic rate constants . Accordingly, we can say that:

One can distinguish between free enzyme (E) and attached to the enzyme substrate (S), so that the total concentration of enzyme , [E T ], (which is constant throughout the reaction) is:

As [E] = [ET] – [ES], it follows that:

This kinetic model adopts the steady-state hypothesis , according to which the concentration of the enzyme-substrate complex is small and constant throughout the reaction (Figure, right).

Therefore, the rate of formation of the enzyme-substrate complex (v 1 ) is equal to that of its dissociation (v 2 + v 3 ):

Further, as [ES] is constant, the rate of formation of the products is constant:

As v 1 = v 2 + v 3 , we can say that:

k 1 [S] [E T ] – k 1 [S] [ES] = k 2 [ES] + k 3 [ES]

Solving for [ES], is that: being km=(k2+k3) / k1, where the expression (k 2 + k 3 ) / k 1 has been replaced by K M , or Michaelis-Menten constant .

This link gives us an explanation of the reasons that make the K M an important kinetic parameter .

Thus, at steady state, the rate of formation of the product is:

For any enzyme, [E reaction T], k 3 and KM are constants. Let us consider two extreme cases:

  • A small substrate concentrations ([S] << KM ) = v (k3[ET] /KM) [S]. As the terms in parentheses are constant, they can be included in a new constant, kobs, so that the expression is reduced to v = k obs [S], so that the reaction is a first-order kinetic process.
  • A high substrate concentrations ([S] >> KM), v = k 3 [E T ] . The reaction rate is independent of the concentration of the substrate, and therefore, the reaction is a zero-order kinetic process. In addition, both k 3 and [E T ] are constant and allows us to define a new parameter, the maximum reaction rate (V max ): V max = k 3 [E T ], which is the rate that would be achieved when all available enzyme bound to the substrate is at.

If we introduce the parameter V max in the general rate equation (boxed formula above), we obtain the best known of the Michaelis-Menten expression :

There are enzymes that do not obey the Michaelis-Menten equation. It says it’s not Michaelian kinetics. This happens with Allosteric enzymes, whose graph v vs. [S] is not hyperbole, but a sigmoid (figure right). The Sigmoidal kinetics, small variations in [S] in a critical area (near KM ) results in large variations in the reaction rate.


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Hayley Milliman is a former teacher turned writer who blogs about education, history, and technology. When she was a teacher, Hayley's students regularly scored in the 99th percentile thanks to her passion for making topics digestible and accessible. In addition to her work for PrepScholar, Hayley is the author of Museum Hack's Guide to History's Fiercest Females.