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Kann man ein Hämozytometer an einem zusammengesetzten aufrechten Mikroskop verwenden?

Kann man ein Hämozytometer an einem zusammengesetzten aufrechten Mikroskop verwenden?



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Ich poste dies als Follow-up zu Worauf ist beim Kauf eines Lichtmikroskops zu achten?. Der Beantworter gibt an, dass Sie ein umgekehrtes Mikroskop verwenden müssten, um die Zellen im Hämozytometer (Zählkammer) zu zählen.

Ich habe teilweise ein Buch über Labordiagnostik-Tests gelesen und das steht dort nicht. Darüber hinaus erwähnten sie in Wort und Bild Dinge über Mikroskope, die ein zusammengesetztes aufrechtes Mikroskop aufweisen.


Ja, kann es. Sie sollten ein dünnes Hämozytometer verwenden und der Arbeitsabstand des Objektivs (20x) muss groß genug sein, um sowohl die Zellen unter dem Deckglas als auch das Gitter unter dem Hämozytometer zu fokussieren. Da Sie es von oben betrachten, wäre es wahrscheinlich hilfreich, eine gewisse Phase auf dem Oszilloskop zu haben, um den Kontrast zu erhöhen, damit Sie das Raster besser sehen können.

Hämozytometer werden am häufigsten mit inversen Mikroskopen verwendet, da inverse Mikroskope das bequemste Mikroskop für die Durchführung von Gewebekulturen sind und häufig zum Zählen von Zellen beim Passieren oder Einrichten eines Experiments usw. verwendet werden, da Sie Zellen in einer Kulturplatte anzeigen können. Aufrechte Mikroskope erfordern, dass Sie einen Objektträger erstellen.


Sie können ein Hämozytometer (Zählkammer) an jedem Mikroskop für Durchlicht, normales Oszilloskop, invertiertes oder was auch immer verwenden. Es macht keinen Unterschied.

Aber Sie sollten bedenken, wofür eine Zählkammer ausgelegt ist: zum Zählen von roten oder weißen Blutkörperchen, Retikulozyten, Hefezellen, was auch immer.

Sie sind nicht auf das bestmögliche Bild ausgerichtet. Ihre Abmessungen liegen weit außerhalb der Spezifikationen, für die Mikroskopoptiken berechnet werden.

Ich habe ein paar gemessen (normales Thoma von der bekannten Marke Assistent): Dicke beträgt 4 mm. Die dafür zu verwendenden standardisierten Deckgläser sind 0,4 mm dick.

Es besteht eine sehr kleine Chance, dass einige geringfügige Verzerrungen im Bild sichtbar sind ;-)…


Hellfeldmikroskopie

Hellfeldmikroskopie ist die elementarste Form der Mikroskopbeleuchtungstechniken und wird im Allgemeinen bei zusammengesetzten Mikroskopen verwendet.

Der Name "Hellfeld" leitet sich von der Tatsache ab, dass die Probe dunkel ist und vom umgebenden hellen Sichtfeld kontrastiert wird. Einfache Lichtmikroskope werden manchmal auch als Hellfeldmikroskope bezeichnet.

Wie es funktioniert

Bei der Hellfeldmikroskopie wird eine Probe auf den Objekttisch des Mikroskops gelegt und Glühlicht von der Lichtquelle des Mikroskops auf eine Linse unter der Probe gerichtet. Dieses Objektiv wird Kondensor genannt.

Bild rechts: Algen unter dem Mikroskop mit sichtbaren Zellen bei Hellfeldbeleuchtung.

Der Kondensor enthält normalerweise eine Aperturblende, um Licht auf die Probe zu steuern und zu fokussieren. Licht tritt durch die Probe hindurch und wird dann von einer Objektivlinse gesammelt, die sich in einem Revolver über dem Objekttisch befindet.

Das Objektiv vergrößert das Licht und leitet es zu einer Orakularlinse oder einem Okular und in die Augen des Benutzers. Ein Teil des Lichts wird durch Flecken, Pigmentierung oder dichte Bereiche der Probe absorbiert und dieser Kontrast ermöglicht es Ihnen, die Probe zu sehen.

Für gute Ergebnisse mit dieser mikroskopischen Technik sollte das Mikroskop über eine Lichtquelle verfügen, die eine intensive Beleuchtung liefern kann, die bei hohen Vergrößerungen und niedrigere Lichtstärken für niedrigere Vergrößerungen erforderlich ist.

Verwendungen und Weiterentwicklungen

In den meisten Disziplinen, die eine mikroskopische Untersuchung erfordern, wird in gewissem Maße die Hellfeldmikroskopie verwendet.

Da es sich um eine einfache Methode handelt, ist dies die erste Art der Mikroskopie, die Schüler in Schulen lernen.

Die Biowissenschaften, insbesondere die Mikrobiologie und Bakteriologie, haben sich seit jeher auf die Hellfeldtechnik verlassen.

Diese Technik kann verwendet werden, um fixierte Proben oder lebende Zellen anzuzeigen. Da viele organische Proben transparent oder opak sind, ist eine Färbung erforderlich, um den Kontrast zu erzeugen, der es ermöglicht, dass sie unter dem Mikroskop sichtbar sind.

Je nach Art der zu untersuchenden Probe und Zellstruktur werden unterschiedliche Färbungen und Färbetechniken verwendet.

  • Fuchsin wird verwendet, um glatte Muskelzellen zu färben
  • Methylenblau wird zur Färbung von Zellkernen bei Bakterien verwendet und führt aufgrund der Reaktion der Bakterien auf die Färbung zur Bezeichnung gramnegative oder grampositive Bakterien. Tatsächlich akzeptieren viele wissenschaftliche Zeitschriften keine mikrobiologische Forschung zur Veröffentlichung, die nicht durch Gram-Färbung und Hellfeldbeleuchtungsmethodik unterstützt wird. Die meisten routinemäßigen medizinischen mikroskopischen Untersuchungen von Blut und Gewebe werden mit dieser Beleuchtungstechnik durchgeführt.

Verschiedene komplementäre Techniken können verwendet werden, um die Hellfeldmikroskopie zu verbessern. Durch die Verwendung eines Polarisationsfilters kann diese Beleuchtungstechnik in der geologischen mikroskopischen Forschung eingesetzt werden und zeigt Details, die mit weißem Licht nicht sichtbar sind.

Richtig gefärbt, können Mikroorganismen mit einem Ölimmersionsobjektiv auf 1200x vergrößert werden, um die Auflösung bei dieser hohen Vergrößerung zu erhöhen.

Digitale Bildgebungsoptionen

Obwohl es sich um eine grundlegende Methode der Mikroskopie handelt, eignet sich das Hellfeld als Technik gut für die Paarung mit neuen Technologien.

Digitale Bildgebungssysteme können unter Verwendung dieser Technik hochauflösende Bilder von richtig gefärbten Mikroorganismen erstellen.

Dreidimensionales Bildgebungszubehör kann mit der Hellfeldmethode verwendet werden, und neuere Technologien ermöglichen eine Echtzeitanzeige in 3D.

Diese Verbesserung ist auch für die Videobildgebung geeignet und ermöglicht es dem Benutzer, bewegliche Organismen zu sehen, die mit ihrer Umgebung interagieren.

Die Hellfeld-Technik wurde mit einer Zell-Imaging-Software kombiniert, um Aufgaben, die zuvor an die Fluoreszenzmikroskopie delegiert wurden, besser ausführen zu können. Durch die Verwendung mehrerer fokaler Ebenen können die Zellgrenzen und Kerne in Zellpopulationen lokalisiert werden.

Der Vorteil der Hellfeldbeleuchtung für diese Aufgabe besteht darin, dass sie fluoreszierende Kanäle in Mikroskopen freisetzt und Verzerrungen eliminiert, die durch die Überlagerung der Farbemissionen der Flecken und der Anregung der fluoreszierenden Materialien verursacht werden.

Vorteile

Die Hellfeldmikroskopie ist sehr einfach zu verwenden, da weniger Anpassungen zum Betrachten von Proben erforderlich sind.

Einige Proben können ohne Färbung betrachtet werden und die bei der Hellfeldtechnik verwendete Optik verändert die Farbe der Probe nicht.

Es ist an neue Technologien anpassbar und optionale Ausrüstungsteile können mit Hellfeldbeleuchtung implementiert werden, um Vielseitigkeit bei den Aufgaben zu bieten, die es ausführen kann.

Nachteile

Bestimmte Nachteile sind jeder optischen Abbildungstechnik inhärent.

  • Durch die Verwendung einer Aperturblende für den Kontrast führt ein größerer Kontrast ab einem bestimmten Punkt zu Verzerrungen. Die Verwendung einer Irisblende hilft jedoch, dieses Problem zu kompensieren.
  • Die Hellfeldmikroskopie kann nicht verwendet werden, um lebende Bakterienproben zu beobachten, obwohl Bakterien bei der Verwendung fester Proben eine optimale Betrachtungsvergrößerung von 1000x haben.

Die Hellfeldmikroskopie hat einen sehr geringen Kontrast und die meisten Zellen müssen unbedingt gefärbt werden, um gesehen zu werden. Die Färbung kann in die Probe fremde Details einbringen, die nicht vorhanden sein sollten.

Außerdem muss der Benutzer mit den richtigen Färbetechniken vertraut sein.

Schließlich erfordert diese Methode eine starke Lichtquelle für Anwendungen mit hoher Vergrößerung, und eine intensive Beleuchtung kann Hitze erzeugen, die Proben beschädigt oder lebende Mikroorganismen abtötet.


Umrechnungsfaktor

Identifizieren Sie das Okularmikrometer. Eine typische Skala besteht aus 50 - 100 Teilungen. Möglicherweise müssen Sie den Fokus Ihres Okulars anpassen, um die Skala so scharf wie möglich zu machen. Passen Sie in diesem Fall auch das andere Okular an den Fokus an. Jede Augenskala muss mit einem Gerät kalibriert werden, das als Tischmikrometer bezeichnet wird. Ein Objekttischmikrometer ist einfach ein Objektträger mit einer in die Oberfläche geätzten Skala. Eine typische Mikrometerskala ist 2 mm lang und sollte zumindest teilweise mit einer Teilung von 0,01 mm (10 &mgr;m) geätzt werden.

Angenommen, eine Tischmikrometerskala hat Teilungen, die gleich 0,1 mm sind, was 100 Mikrometer (&Mikrom) entspricht. Angenommen, die Skala ist mit der Augenskala ausgerichtet, und bei 100x wird beobachtet, dass jede Mikrometerteilung die gleiche Entfernung wie 10 Augenteilungen abdeckt. Dann eine okulare Teilung (kleinste Schrittweite auf der Skala) = 10 µm bei 100er Potenz. Die Umrechnung auf andere Vergrößerungen erfolgt durch Berücksichtigung des Vergrößerungsunterschieds. Im Beispiel wäre die Kalibrierung 25 µm bei 40x, 2,5 µm bei 400x und 1 µm bei 1000x.

Einige Tischmikrometer sind nur an einem Ende feinteilig. Diese sind besonders nützlich, um den Durchmesser eines Mikroskopfeldes zu bestimmen. Eine der größeren Teilungen ist an einem Rand des Sichtfeldes positioniert, so dass der feine Teil der Skala die gegenüberliegende Seite überlappt. Der Felddurchmesser kann dann mit der maximal verfügbaren Genauigkeit bestimmt werden.


Mikroskop-Deckgläser

Woher wissen Sie, wann Sie ein Mikroskop-Deckglas verwenden müssen? Und wenn Sie eine verwenden müssen, welche Dicke ist angemessen? Dieser Beitrag beantwortet all diese Fragen und hilft Ihnen hoffentlich herauszufinden, welche Medien unter verschiedenen Mikroskopen die besten Bilder erzeugen.

Welche Art von Mikroskop verwenden Sie?

Die erste Frage, die Sie beantworten sollten, ist, welche Art von Mikroskop verwenden Sie? Einige Mikroskope benötigen überhaupt kein Deckglas. Nachfolgend finden Sie eine Liste verschiedener Mikroskope und deren Verwendung von Deckgläsern:

  • Stereomikroskope - Bei Verwendung eines Stereomikroskops brauchen Sie kein Deckglas zu verwenden. Die Probe sitzt direkt auf dem Mikroskoptisch und wird normalerweise überhaupt nicht auf einen Objektträger gelegt.
  • Inverse biologische Mikroskope - Petrischalen werden bei inversen Mikroskopen verwendet, um lebende Proben in Flüssigkeit aufzunehmen. Deckgläser werden bei einer Petrischale nicht verwendet, aber die Dicke der Petrischale kann wichtig sein. Wir werden weiter unten mehr darüber sprechen.
  • Inverse metallurgische Mikroskope - Bei Verwendung eines inversen metallurgischen Mikroskops ist die Probe flach und kann poliert werden. Die Probe wird direkt auf den Tisch gelegt und es wird kein Objektträger oder Deckglas verwendet.
  • Aufrechte biologische Mikroskope (Zusammensetzungsmikroskope) - Aufrechte biologische Mikroskope werden manchmal als zusammengesetzte Mikroskope bezeichnet. Bei Verwendung eines aufrechten biologischen Mikroskops werden sowohl ein Objektträger als auch ein Deckglas verwendet.
  • Aufrechte metallurgische Mikroskope - Aufrechte metallurgische Mikroskope benötigen keinen Objektträger oder Deckglas. Gelegentlich wird einer verwendet, wenn die Probe ein Pulver ist und abgeflacht oder eingeschlossen werden muss, aber typischerweise wird die Probe direkt auf den Objekttisch gelegt. Filterpatches werden auch direkt auf dem Tisch unter einem aufrechten metallurgischen Mikroskop platziert.
  • Polarisationsmikroskope - Polarisationsmikroskope können verwendet werden, um dünne Schnitte von Gesteinen, Mineralien oder sogar pulverförmigen Substanzen zu betrachten. Abhängig von der Probe wird manchmal ein Objektträger und ein Deckglas verwendet, um die Probe zu glätten und einzuschließen.

Beim Betrachten von Schnitten oder Abstrichen (typischerweise biologischer Natur) müssen diese auf einem Objektträger befestigt werden. Die Probe wird mit einem Medium (Stain) konserviert oder vorbereitet, indem ein Deckglas auf die Probe auf dem Objektträger gelegt wird. Dünne Schnitte von Pflanzenproben können mit einem Tropfen Wasser auf einen Objektträger gelegt werden, wobei ein Deckglas auf die Pflanze gelegt wird, um sie zu glätten.

Schauen Sie sich das links abgebildete Mikroskopobjektiv an. Dieses Objektiv ist ein 20x Plan-Achromat-Objektiv mit einer numerischen Apertur (NA) von 0,45. Das Unendlichkeitssymbol sagt uns, dass es sich um ein unendlich korrigiertes Objektiv handelt und nach diesem Symbol zeigt das Objektiv "0.17" an. Dies bezieht sich auf die Deckglasdicke.

Standard-Durchlichtobjektive sind für ein 0,17 mm Deckglas zwischen Probe und Linse ausgelegt. Standard-Deckgläser haben eine Dicke von 0,13-0,16 mm, unter Berücksichtigung der hinzugefügten Schicht eines Einbettungsmediums oder unter Berücksichtigung von Wasser in der Probe ergibt sich die Einhaltung der Regel von 0,17 mm.

Je höher die numerische Apertur eines Objektivs ist, desto höher ist die Empfindlichkeit für Abweichungen vom Wert auf dem Objektiv. Beispielsweise kann ein 4x/0,10-Objektiv mit oder ohne Deckglas verwendet werden und es wird kein Unterschied festgestellt. Wenn jedoch ein Objektiv mit einem Wert von 40x/0,95 verwendet wird, kann jede Abweichung von der Deckglasanforderung zu einem unscharfen und scharfen Bild führen. In dieser Situation führt die Verwendung der geeigneten Deckglasdicke sowie die Sicherstellung, dass die Proben präzise in einen dünnen Schnitt (1-5 Mikrometer dick) geschnitten wurden, zu den klarsten Bildern hoher Qualität.

Wenn außerdem zu viel Lösung zwischen Deckglas und Objektträger verwendet wird (z. B. Fleck oder Flüssigkeit), kann dies das Bild zerstören. Bei der Vorbereitung von Objektträgern kann es hilfreich sein, das Deckglas mit einer Nadelspitze in den Objektträger zu drücken (um Fingerabdrücke auf dem Objektträger beim Glätten zu vermeiden) sowie das Aufwischen zusätzlicher Flüssigkeit mit einem Papiertuch am Rand des Deckels Unterhose.

Einige Objektive werden mit einer „0“ gekennzeichnet. Dies zeigt an, dass das Objektiv überhaupt kein Deckglas benötigt. In einigen Bereichen werden diese Objektive verwendet, um Zeit zu sparen, indem sie die Diapräparation beschleunigen.

Bei Verwendung eines inversen biologischen Mikroskops halten Petrischalen, Flaschen oder Well-Platten die Mikroskopieproben. Diese Gefäße haben am Boden eine Dicke von 1 mm. Daher sind die bei diesen Gefäßen verwendeten Objektivlinsen mit einem 1,1 mm-Indikator gekennzeichnet. Die zusätzlichen 0,1 mm stammen aus dem Wasser oder Agarmedium in der Petrischale.

Aufgrund des verbesserten Arbeitsabstands bei inversen Mikroskopobjektiven werden diese nicht auf maximale Auflösung (NA) gefahren. Das inverse Mikroskop wurde für die verbesserte Handhabungsfreiheit mit Präparaten konstruiert und nicht für die Auswertung von Auflösungsgrenzen geschaffen. Wenn Sie ein 0,17-mm-Objektiv an einem inversen Mikroskop verwenden möchten, verwenden Sie eine Petrischale mit einem 0,17-mm-Glasboden, oder drehen Sie den Glasobjektträger auf den Kopf. Wenn Sie einen Objektträger mit Flüssigkeit verwenden, ist es natürlich nicht von Vorteil, ihn auf den Kopf zu stellen.

Wenn Sie das nächste Mal Proben für Ihr Mikroskop vorbereiten, werfen Sie einen Blick auf das Objektiv und stellen Sie sicher, dass Sie die richtige Deckglasdicke für das Objektiv verwenden.

Wenn Sie Fragen zu Mikroskop-Deckgläsern haben und mit Ihrem Objektiv das beste Bild erzielen, wenden Sie sich an Microscope World, wir helfen Ihnen gerne weiter.


Kann man ein Hämozytometer an einem zusammengesetzten aufrechten Mikroskop verwenden? - Biologie

Mikroskope stellen oft eine erhebliche Investition dar und sind hochentwickelte optische Instrumente, die regelmäßig gewartet und gereinigt werden müssen, um kontrastreiche Bilder zu gewährleisten, die der Qualität der optischen, elektronischen und mechanischen Komponenten entsprechen. Bei Vernachlässigung durch Staub, Flusen, Pollen und Schmutz, nicht rechtzeitiges Entfernen des Immersionsöls oder Missbrauch teurer Objektive kann die optische Leistung stark nachlassen, die mit der Zeit zunimmt.

Ein Mikroskop, das über einen längeren Zeitraum nicht verwendet wird, kann Staub und Ablagerungen aus der Luft ansammeln (ein Zustand, der nur verschlimmert wird, wenn das Instrument unbedeckt gelassen wird), was zu einer Verschlechterung der Bildqualität führen kann, obwohl das Instrument praktisch neu ist. Der sachgemäße Gebrauch und die regelmäßige Wartung der mechanischen Komponenten des Mikroskops sind ebenso wichtig, um eine Beeinträchtigung des Betriebs und eventuelle Schäden an der gesamten mechanischen Integrität des Instruments zu vermeiden. Die besten Instrumentenabdeckungen sind so konzipiert, dass sie für bestimmte Mikroskoptypen maximalen Schutz vor luftgetragenen Verunreinigungen bieten, da sie normalerweise mit ihren üblichen Aufsätzen konfiguriert sind (siehe Abbildung 1). Auch bei sorgfältiger Schutzabdeckung in Zeiten der Inaktivität können Mikroskope, die regelmäßig verwendet werden, Verunreinigungen ansammeln. Einige davon werden unvermeidlich aus der Umgebung, andere von den Mikroskopikern selbst eingebracht, insbesondere in Bereichen, in denen Hände, Wimpern und sogar Feuchtigkeit aus der Atmung mit der Zeit mit dem Instrument in Kontakt kommen.

Makel wie Staub, Fusseln und Flecken auf den optischen Komponenten sowie Kratzer, kleine Löcher und Schlieren in den Linsen, Filtern, Prismen, Spiegeln und der Frontplatte des Bildsensors beeinträchtigen die Gesamtleistung des Mikroskops. Das in Abbildung 2 dargestellte Objektivvorderelement weist eine Vielzahl von Partikelkontaminationen sowie starke Kratzer auf, die seine Leistung stark beeinträchtigen. Wenn die optischen Elemente an oder in der Nähe der konjugierten Feld-(Bild-)Ebenen verschmutzt, beschädigt oder defekt sind, treten wahrscheinlich Artefakte scharf fokussiert auf, die dem Probenbild überlagert sind. Ironischerweise stören diese Schönheitsfehler umso mehr und tragen zu optischem Rauschen bei, je höher die Qualität optischer Komponenten wie Kondensor- und Sammel- und Relaislinsen ist.

Nachdem eine Quelle von optischem Rauschen an einer gegebenen Komponente lokalisiert wurde (durch Drehen oder Verschieben der vermuteten Komponenten der Reihe nach), kann der Schmutz durch eine Vielzahl von Verfahren entfernt werden, die in den nachfolgenden Absätzen detailliert beschrieben werden. Die Verwendung von Immersionsöl ist für die Maximierung der optischen Leistung des Mikroskops unerlässlich, aber seine unsachgemäße Verwendung oder das Versäumnis, das Öl nach jedem Gebrauch sofort zu entfernen, stellt die schwerwiegendste Verunreinigung dar, die bei der Instrumentenwartung behandelt werden muss. Da Immersionsöl eine bekannte Substanz ist, die absichtlich auf das Mikroskop aufgetragen wird, um die optische Leistung zu verbessern, wird seine Reinigung getrennt von der Entfernung anderer Ablagerungen diskutiert, die sich versehentlich auf den mechanischen oder optischen Mikroskopkomponenten ansammeln.

Routinemäßige Entfernung von losen Partikeln

Wenn das Mikroskop über einen längeren Zeitraum im Leerlauf und unbedeckt war, hat sich wahrscheinlich eine beträchtliche Menge an Schmutz angesammelt. In einer typischen Laborumgebung kann man beobachten, wie sich eine überraschende Menge an Partikelmaterial auf einem Objektiv oder einer anderen Komponente ansammelt, die selbst für kurze Zeit, beispielsweise über Nacht, unbedeckt auf einer Werkbank gelassen wird. Da solche Verschmutzungen oft stark abrasiv sind, müssen sie vorsichtig mit einem kleinen Staubsauger oder durch Abtupfen mit einem feuchten Papiertuch vom Mikroskoprahmen und den mechanischen Teilen entfernt werden. Nicht haftender Schmutz kann von weniger empfindlichen Linsenoberflächen durch sanftes Abbürsten mit einer sauberen Kamelhaarbürste entfernt werden. Abbildung 3 zeigt zwei der grundlegenden Reinigungswerkzeuge, die üblicherweise in der Mikroskopie verwendet werden. Alternativ kann auch ein Luftgebläse oder Druckgasstaubsauger eingesetzt werden, wobei jedoch darauf zu achten ist, dass kein Öl oder ähnliches Spritzwasser aus der Druckgasdose austritt.

Mehrere Hersteller produzieren ölfreie Druckgasflaschen, die sich ideal zum Abstauben von Glasoberflächen eignen, wenn entsprechende Vorkehrungen getroffen werden (siehe Abbildung 4). Die üblichen kleinen tragbaren Druckgasdosen dürfen beim Sprühen auf keinen Fall gekippt oder geschüttelt werden, um ein Freisetzen von kaltem Flüssigtreibstoff zu vermeiden. Der fast reflexartigen Tendenz, Staub mit dem Mund wegzublasen, wenn er auf Linsen und anderen Bereichen des Mikroskops bemerkt wird, ist zwar schwer zu widerstehen, sollte aber vermieden werden. Versuchen Sie niemals, den Staub mit einem starken Atemzug von den Linsenoberflächen zu entfernen, da dies die Gefahr besteht, dass die Linsenoberfläche mit Speicheltröpfchen besprüht wird, die sich mit Schmutz zu einer abrasiven Aufschlämmung vermischen können.Für eine gründliche Entfernung von Verunreinigungen wird ein bewusstes und systematisches Reinigungsprotokoll empfohlen, und geeignete Techniken werden in den folgenden Abschnitten beschrieben. Obwohl oft vorgeschlagen wird, in regelmäßigen Abständen einen regelmäßigen Wartungsplan einzuhalten, wird die Notwendigkeit einer Reinigung durch die Verwendung des Instruments und durch die Wirksamkeit der Vorbeugungsmaßnahmen zur Vermeidung von Schmutzablagerungen bestimmt. Empfindliche Bauteile sollten nur bei Bedarf gereinigt werden, da die meisten Kratzer und andere Beschädigungen an optischen Oberflächen auf unsachgemäße Reinigungsversuche zurückzuführen sind.

Richtige Verwendung und Entfernung von Immersionsöl

Die Einhaltung der richtigen Verfahren bei der Verwendung von Immersionsöl erleichtert das Entfernen des Öls von Mikroskopkomponenten erheblich, bevor es Schäden verursacht. Es ist wichtig zu wissen, dass Immersionsöle weder gegenüber optischen noch mechanischen Mikroskopkomponenten inert sind und bei Kontakt mit dem Instrument Öl in Zahnräder und Gleitmechanismen sowie in Spalten zwischen Linsenelementen und ihren Befestigungsstrukturen eindringen kann, mit das Potenzial, irreversible Schäden zu verursachen. Auch bei sachgemäßer Anwendung muss Immersionsöl sofort nach Gebrauch entfernt werden, um eine Ansammlung an unerwünschten Stellen des Mikroskops sowie eine optische Beeinträchtigung durch angetrocknete Ölrückstände am Objektiv zu vermeiden. Öl, das länger als ein oder zwei Jahre gelagert wurde, hat optisch möglicherweise nicht die gleiche Leistung wie frisches Öl, und eine mögliche Erhöhung der Viskosität erschwert die Entfernung oft. Daher sollten Behälter mit Immersionsöl mit dem Empfangsdatum gekennzeichnet und bei Bedarf entsorgt werden.

Die volle Ausnutzung der numerischen Apertur des optischen Mikroskopsystems bei Verwendung von Immersionsobjektiven erfordert eine doppelte Ölungstechnik, bei der Immersionsöl sowohl auf die obere als auch auf die untere Oberfläche des Objektträgers aufgetragen wird. Das Einbringen von Immersionsöl in die Spalte zwischen Objektiv und Objektträger sowie zwischen Kondensor und Objektträger sorgt für ein homogenes optisches Medium vom Kondensor durch die Probe (in einem geeigneten Einbettungsmedium) und in das Objektiv. Obwohl die Viskosität von Immersionsöl jede sofortige Migration an unbeabsichtigte Stellen minimiert, führen die Auswirkungen der Schwerkraft und der Kapillarkräfte letztendlich dazu, dass das Öl in Teile des Untertischmechanismus und des Mikroskopstativs gelangt, wenn es nicht sofort entfernt wird und sich ansammelt. und vielleicht sogar ins Ziel. Diese Ansammlung ist möglicherweise nicht ohne weiteres sichtbar und kann unbemerkt bleiben, bis mechanische oder optische Probleme so schwerwiegend werden, dass eine Wartung durch eine Mikroskop-Reparaturwerkstatt erforderlich ist.

Die korrekte Verwendung von Immersionsöl erfordert das Aufbringen eines einzelnen Tropfens auf die obere Linsenoberfläche des Kondensors des Untertischs und einen weiteren einzelnen Tropfen auf die Oberseite des Objektträgers. Der Kondensor wird dann gerade so weit angehoben, dass der Öltropfen die untere Oberfläche des Objektträgers berührt, und die Objektivvorderlinse wird mit dem Öltropfen auf der Oberseite des Objektträgers in Kontakt gebracht. Es sollte betont werden, dass die Ölimmersionstechnik nur mit einem Kondensor mit einer Immersions-Oberlinse und mit Immersionsobjektiven verwendet werden darf. Jeder Versuch, die Leistung eines Trockenobjektivs durch Auftragen von Immersionsöl zu verbessern, führt wahrscheinlich zu seiner Zerstörung, da solche Objektive optisch für den Einsatz in Luft optimiert sind und nicht gegen das Eindringen von Flüssigkeiten in den Objektivtubus abgedichtet sind.

Nach der Untersuchung jeder Probe sollte das Immersionsöl vollständig entfernt werden, auch wenn zusätzliche Objektträger betrachtet werden sollen. Während es sinnvoll erscheint, beim Wechsel zur nächsten Probe einfach zusätzliche Öltropfen hinzuzufügen, führt diese Vorgehensweise dazu, dass sich überschüssiges Öl am Mikroskop ansammelt, das schließlich an schädliche Stellen im Objekttisch und sogar am Mikroskopstativ gelangt. Es kann nur ein einziger Tropfen Öl an jeder Proben-Optik-Schnittstelle aufgenommen werden, ohne eine Kontamination zu erzeugen, die ohne komplexe Demontage oder werkseitige Wartung des Instruments möglicherweise nicht entfernt werden kann.

Immersionsöl wird am sichersten nur mit Linsentuch und ohne Verwendung von Lösungsmitteln entfernt. Nach dem Entfernen des Objekttisches vom Objektiv und dem Absenken des Kondensors vom Objektträger kann der Objektträger vom Objekttisch entfernt und zur späteren Reinigung beiseite gelegt werden. Bei den meisten Mikroskopen ist das zu reinigende Objektiv am einfachsten durch Schwenken des Objektivrevolvers zu erreichen, um das Objektiv zur Vorderseite des Mikroskops zu positionieren. Es muss ein Linsenreinigungspapier verwendet werden, das speziell für die Verwendung auf hochwertigen Optiken bestimmt ist, und es sollte in einem abgedeckten Behälter aufbewahrt werden, um eine Kontamination mit Partikeln in der Luft zu vermeiden. Ein gefaltetes Stück Linsengewebe wird über die Objektivvorderlinse gezogen, um das Öl zu absorbieren, und mit einem neuen Bereich des Gewebes wiederholt. Dieses sanfte Abwischen der Linsenoberfläche sollte mit so vielen Tüchern wie erforderlich wiederholt werden, bis keine Ölstreifen auf dem Tissue zu sehen sind, und jedes Tissue sofort entsorgen, um eine versehentliche Wiederverwendung von kontaminierten Tüchern auf dem Objektiv zu vermeiden. Die gefalteten Tücher können beim Wischen mit zwei Händen unter leichter Spannung gehalten oder wie ein Papiertupfer über die Linse gezogen werden.

Es sollte niemals direkter Druck mit den Fingern durch das Papier auf die Glaslinsenoberfläche ausgeübt werden, um die Möglichkeit eines Verkratzens der Linse zu minimieren, wenn Partikel auf dem Papiertuch vorhanden sind. Es sollte betont werden, dass die Verwendung einer Reihe von frischem Linsengewebe für den Erfolg dieses Verfahrens unerlässlich ist, und die natürliche Tendenz zur Minimierung von "Verschwendung" ist definitiv eine fehlgeleitete Wirtschaftlichkeit, wenn man die relativen Kosten von Linsengewebe im Vergleich zu dem Potenzial, ein teures Objektiv zu beschädigen, bedenkt . Wenn zum Reinigen eines optischen Bauteils 20 Tücher benötigt werden, sollten diese Mengen bedenkenlos verwendet und entsorgt werden.

Wenn auf dem fertigen Seidenpapier keine Reste von Immersionsöl sichtbar sind, sollte ein anderes Tuch verwendet werden, um die Linse mit Feuchtigkeit aus dem Atem abzuwischen. Wie zuvor gewarnt, darf man nicht durch geschlossene Lippen auf die Linse pusten, sondern sollte bei geöffnetem Mund sanft darauf atmen, damit keine Speicheltröpfchen ausgestoßen werden. Wenn möglich, sollte die Mündung unterhalb des Objektivs positioniert werden, um die Möglichkeit, dass Tröpfchen auf der Linse landen, weiter zu reduzieren. Mit der aus dem Atem kondensierten Feuchtigkeit als Gleit- und Lösungsmittel wird ein frisches Stück Linsengewebe verwendet, um die Linsenoberfläche in kreisenden Bewegungen abzuwischen. Eine effektive Methode zur Vorbereitung von Linsenpapier für diese Reinigung besteht darin, alle vier Ecken eines Papiertuchs zusammenzufalten, wobei die unberührte Mitte des Papiertuchs nach außen gewölbt bleibt. Die Ecken können leicht zusammengedreht werden, um einen Stiel zur Handhabung des Gewebes zu bilden. Wird das Gewebe von diesem Stiel gehalten und mit dem aufgeblähten Gewebezentrum gewischt, ist die auf das Objektiv aufbringbare Kraft durch die Federkraft des Gewebes begrenzt. Auf diese Weise kann eine kreisförmige Wischbewegung mit sehr geringer direkter Kraft auf die Linsenoberfläche ausgeübt werden.

Das Anatmen und Abwischen der Objektivvorderlinse sollte mehrmals mit jeweils einem neuen Tuch wiederholt werden. Bei stark vergrößernden Objektiven mit sehr kleinen Frontlinsenelementen kann das Linsenpapier bei Bedarf zu einer schärferen Spitze verdreht werden, wobei darauf zu achten ist, dass der auf die Linse aufgebrachte Gewebeabschnitt nicht berührt wird. Die Federwirkung des Papiers kann dennoch ausgenutzt werden, um die beim Reinigen auf die Linsenoberfläche aufzubringende Kraft zu begrenzen. Das Entfernen von Immersionsöl ohne Entfernen des Objektivs aus dem Mikroskop setzt voraus, dass der Aufbau des Instruments den Zugang zu den Objektiven nicht einschränkt. Im letzteren Fall muss das Objektiv vorsichtig vom Objektivrevolver abgenommen und zur Reinigung auf eine geeignete geschützte Fläche auf dem Labortisch gelegt werden. In jedem Fall sollten regelmäßig verwendete Objektive (einzeln) für eine gründliche Reinigung in regelmäßigen Abständen entfernt werden. Dies ermöglicht eine sorgfältigere Untersuchung auf Anzeichen von angesammelter Kontamination, wie im folgenden Abschnitt beschrieben. Abbildung 5 zeigt die Reinigung und Inspektion eines aus dem Mikroskop entfernten Objektivs. Das kleine vordere Element des Objektivs kann mit einem zu einem Punkt geformten Tuch effektiv gereinigt werden (Abbildung 5 (a)) und die Wirksamkeit der Reinigung unter Vergrößerung mit einer Lupe oder einem umgekehrten Okular bewertet werden (Abbildung 5 (b)).

Idealerweise wird die Entfernung von Immersionsöl aus dem Objektiv nur durch das mechanische Aufbringen von Linsengewebe erfolgreich erreicht, und ein ähnliches Verfahren wird dann auf die obere Kondensorlinse angewendet. Es kann vorteilhaft sein, die obere Linse des Kondensors zu entfernen, um die Reinigung zu erleichtern, insbesondere wenn das Entfernen die Wahrscheinlichkeit minimiert, dass Öl in andere Teile des Kondensorkörpers dispergiert wird. Das beschriebene Verfahren zur Reinigung der Objektivvorderseite sollte mit der geölten Kondensorlinse wiederholt und der Kondensorkörper auf verstreutes Öl untersucht werden, das entfernt werden muss. Nach der Reinigung der Optik sollten beide Oberflächen des Objektträgers mit Immersionsöl mit Labortüchern (Markennamen wie Kimwipes oder Micro-Wipes ) gereinigt werden. Es ist nicht erforderlich, Linsengewebe zum Entfernen von Öl von größeren Bereichen wie Objektträgern oder von anderen Teilen der Mikroskopbasis oder des Stativs zu verwenden. Alle diese Bereiche des Instruments sollten routinemäßig auf Spuren von Immersionsöl überprüft werden, die gegebenenfalls mit Labortüchern oder einem weichen Baumwolltuch entfernt werden können.

Inverse (Gewebekultur-)Mikroskope stellen besondere Probleme beim Einsatz von Ölimmersionsobjektiven dar, da verschüttetes oder migrierendes Öl an der Verbindungsstelle zwischen Gehäuse und federnd gelagertem Frontlinsentubus sehr leicht in das Objektivinnere eindringen kann. Wenn sich Öl ansammeln kann, kann es unter der Schwerkraft möglicherweise sogar in den Objektivrevolver oder den Objektivrevolver fließen. Für die Verwendung mit inversen Mikroskopen sind speziell entwickelte Immersionsöle mit höherer Viskosität erhältlich, die verwendet werden sollten, um die Ölwanderung von der Objektivvorderseite zu verhindern.

Gefahren der Lösungsmittelreinigung

Zahlreiche Veröffentlichungen angesehener Autoritäten in der Mikroskopie, darunter mehrere Mikroskophersteller, empfehlen die Verwendung verschiedener Lösungsmittel als Hilfsmittel zum Entfernen von Immersionsöl von Objektiven und anderen Optiken sowie zur routinemäßigen Entfernung anderer Verunreinigungen. Dies kann zwar den Reinigungsprozess vereinfachen und beschleunigen, aber die Unterschiede in der Linsenkonstruktion und den Materialien, die in anderen Mikroskopkomponenten verwendet werden, sowie die Gesundheits- und Sicherheitsrisiken, die bei der Verwendung der meisten anwendbaren Lösungsmittel auftreten, machen es nicht ratsam, ihre allgemeine Verwendung zu empfehlen. Beim Auftragen von Lösungsmitteln auf Bauteile, die irreparabel geschädigt werden können, wenn Lösungsmittel in den Innenbereich migriert oder zu viel aufgetragen wird und zu lange mit der Oberfläche in Kontakt bleibt, bevor sie verdunsten, ist äußerste Vorsicht geboten. Viele jahrzehntelang erfolgreich eingesetzte Reinigungsverfahren sind heute aus verschiedenen Gründen nicht mehr akzeptabel, einschließlich zusätzlicher Kenntnisse über Gesundheits- und Sicherheitsrisiken im Zusammenhang mit Lösungsmitteln für organische unpolare Verbindungen, die in Immersionsölen verwendet werden. Die Frage der Verwendung von Lösungsmitteln ist kompliziert und wird durch widersprüchliche Empfehlungen in der wissenschaftlichen Literatur sowie durch Unterschiede in den technischen Veröffentlichungen der Hersteller verwirrt. Einige der für die Lösungsmittelreinigung relevanten Überlegungen werden in den folgenden Abschnitten ausführlicher erörtert.

Für nahezu alle Reinigungsaufgaben in der Mikroskopie, insbesondere zum Entfernen von Immersionsöl, werden in der Vergangenheit routinemäßig Lösungsmittel eingesetzt. Potentielle Probleme im Zusammenhang mit der Reinigung mit Lösungsmitteln sind so schwerwiegend, dass der beste Ansatz zur Reinigung des Mikroskops derzeit darin besteht, Lösungsmittel nur dann zu verwenden, wenn es absolut notwendig ist, im Wesentlichen als letztes Mittel und nicht als erster Schritt. Informationen in Bedienungsanleitungen von Mikroskopherstellern veranschaulichen die Schwierigkeit bei der Auswahl eines Reinigungslösungsmittels, wenn eines benötigt wird. Einige Hersteller warnen seit Jahren ausdrücklich vor der Verwendung von Alkohol als Lösungsmittel zur Linsenreinigung, während andere Ethanol und Mischungen von Ethanol mit anderen Lösungsmitteln empfehlen. Ein ideales Lösungsmittel wäre mit organischen unpolaren Verbindungen mischbar, nicht leicht entzündlich, ausreichend flüchtig, um schnell rückstandsfrei zu verdampfen, nicht hygroskopisch und nicht toxisch zu sein. Die meisten Lösungsmittel, die in der Vergangenheit routinemäßig verwendet wurden, erfüllen eines oder mehrere dieser Kriterien nicht. Bei einer Optik, die die Verwendung von Alkoholen erlaubt, ist eine Mischung aus Ether und Ethanol (50:50 Vol.) wirksam, ebenso wie die modifizierte Mischung aus Ether, Ethanol und Chloroform (48:48:4 Vol.), aber beide sind gefährlich entzündlich oder explosiv und erzeugen giftige Dämpfe.

Eine der größten Gefahren bei vielen Lösungsmitteln, die sich für die Reinigung von Mikroskopoptiken als wirksam erwiesen haben, besteht darin, dass sie die bei der Linsenmontage verwendeten Kitte (wie auch die Immersionsöle selbst, wenn sie auf der Optik verbleiben) auflösen können. In der Vergangenheit wurde Benzol als hochwirksames Lösungsmittel zur Linsenreinigung angesehen, erforderte jedoch immer große Vorsicht, um den Kontakt mit der Linse für nicht länger als ein oder zwei Sekunden zu begrenzen, da Balsam und einige andere Zemente, die für die Herstellung verwendet werden, in Benzol sehr gut löslich sind Linsenhalterung (und zur Befestigung von Deckgläsern auf Objektträgern). Die hohe Flüchtigkeit von Benzol ist dabei von Vorteil, das Material ist aber auch leicht entzündlich und giftig. Es ist mittlerweile bekannt, dass Benzol leicht über die Haut aufgenommen wird, was ebenso wie das Einatmen der Dämpfe zu Leberschäden führen kann. Aufgrund der zahlreichen Gefahren sollte niemals Benzol zur Reinigung verwendet werden. Xylol wird seit Jahren in großem Umfang verwendet und gilt als weniger aggressives Lösungsmittel als Benzol, aber aufgrund seiner geringeren Verdampfungsrate kann es wahrscheinlicher sein, dass Restflüssigkeit in die Linse eindringt und diese beschädigt, wenn das Xylol nicht sehr sparsam verwendet wird. Xylol ist jedoch leicht entzündlich, giftig und krebserregend und kann Hautkontaktempfindlichkeit verursachen. Obwohl Alkohol und Xylol weithin als Lösungsmittel zur Linsenreinigung empfohlen werden, werden sie auch als schädlich für die mechanischen und optischen Komponenten vieler Mikroskope bezeichnet. Die Oberfläche von Teilen des Mikroskopstativs und die Materialien, die in einer Reihe von Teilen selbst verwendet werden, können durch Einwirkung eines der beiden Materialien ernsthaft beschädigt werden.

Aufgrund der unterschiedlichen Lösungsmittelempfehlungen und der Wahrscheinlichkeit, dass einige der in den Instrumentenkomponenten verwendeten Materialien dem Benutzer nicht bekannt sind, ist es ratsam, die Verwendung von Lösungsmitteln auf ein absolutes Minimum zu beschränken. Optische Komponenten sollten nicht in Lösungsmittel getaucht werden und Reinigungstücher sollten nur mit einer Reinigungslösung befeuchtet, niemals gesättigt werden. An den Glas-Metall-Verbindungen eines Objektivvorderelements gibt es gewöhnlich winzige Lücken, die die Möglichkeit einer Lösungsmittelwanderung in das Innere der optischen Komponente ermöglichen, wenn zu viel Lösungsmittel aufgetragen wird. Abhängig von seiner Zusammensetzung ist der zum Verbinden von Linsenelementkombinationen in Objektiven verwendete optische Kitt gewöhnlich in einem oder mehreren der Lösungsmittel Alkohol, Xylol und Aceton löslich. Das Ergebnis der Lösungsmittelpenetration zwischen Linsenelementen ist in Abbildung 6 dargestellt, in der die teilweise Trennung der verkitteten Linsengruppen aufgetreten ist. Obwohl die meisten modernen optischen Zemente nicht leicht durch Xylol angegriffen werden, verwenden einige ältere Objektive Zemente, die in Xylol vollständig löslich sind.

Alternative Reinigungsmaterialien

Mehrere Alternativen zu gefährlichen Lösungsmitteln haben sich bei der Mikroskopreinigung als wirksam erwiesen, und eine Vielzahl von Reinigungsmitteln sowie Reinigungsmaterialien werden von verschiedenen Mikroskopikern und Herstellern empfohlen (siehe Abbildung 7 für Beispiele). Sicherere Alternativen zu Xylol sind weit verbreitet, zum Teil weil dieses Lösungsmittel in histopathologischen und zytologischen Labors häufig als Entparaffinierungs- und Klärmittel verwendet wird. Die proprietären Lösungsmittel Histolene und Histoclear werden als Ersatz für Xylol in Mikroskopielabors immer beliebter und haben sich auch bei der Instrumentenreinigung als wirksam erwiesen. Diese Lösungsmittel basieren auf der natürlich vorkommenden Verbindung d-Limonen, die den Hauptbestandteil von Zitrusschalenölen und anderen ätherischen Ölen darstellt und seit Jahren in der Lebensmittel- und Kosmetikindustrie in großem Umfang verwendet wird. Obwohl die Lösungsmittel auf Limonenbasis eine angemessene Belüftung und einen ausreichenden Hautschutz erfordern, gelten sie derzeit insgesamt als sicherer als Xylol. Reines destilliertes Wasser ist die sicherste Reinigungsflüssigkeit für alle Verunreinigungen, die wasserlöslich sind, wenn dies nicht ausreicht. Handelsübliche Reinigungsflüssigkeiten für Fotolinsen sind sehr effektiv und bei sparsamer Verwendung für Präzisionsoptiken unbedenklich. Diese Art von Reinigungsmittel besteht hauptsächlich aus Wasser, dem ein geringer Anteil an Tensid und Alkohol zugesetzt wird. Kommerzielle Fensterreinigungsprodukte (wie Windex und Sparkle) werden von einigen Mikroskopikern ohne gemeldete Schäden an optischen Komponenten verwendet, und Isopropylalkohol wird von anderen erfolgreich eingesetzt.

Bei der Auswahl der Materialien zum Auftragen von Wasser oder anderen Reinigungsflüssigkeiten auf optische Präzisionskomponenten ist große Sorgfalt erforderlich. Obwohl viele Produkte als geeignet für die Linsenreinigung vermarktet werden und andere Materialien den subjektiven Eindruck erwecken, dass sie nicht schädlich wären, ist die Eignung bestimmter Materialien für empfindliche Optiken nicht immer offensichtlich. Als Beispiel haben sich die unter dem Namen Kimwipes vertriebenen Labortücher als geeignet für die Linsenreinigung erwiesen, obwohl sie sich bei Berührung recht grob anfühlen. Im Gegensatz dazu werden typische Kosmetiktücher so verarbeitet, dass sie sich weich auf der Haut anfühlen, aber harte Partikel enthalten, die für optische Oberflächen definitiv schädlich sind. Linsentücher sind in Varianten erhältlich, die sich relativ steif und mit harter Oberfläche anfühlen, mit enger faseriger Textur und andere, die locker strukturiert und sehr flexibel sind. Für empfindliche Optiken ist generell die weichere Variante vorzuziehen, auch wenn diese Tücher nach der Reinigung dazu neigen, lose Fasern zu hinterlassen, die mit Luft abgeblasen werden müssen. Frisch gewaschenes reines Baumwoll- oder Leinengewebe wird von einigen Mikroskopikern für die Linsenreinigung empfohlen, aber bei jedem Material, das wiederverwendet wird, ist es wichtig, dass nach dem Waschen keine Waschmittelrückstände oder Partikel zurückbleiben. Dies ist nicht nur eine nicht triviale Anforderung, sondern es ist auch wichtig sicherzustellen, dass bei der Verwendung von hergestellten Tüchern wie Taschentüchern diese nicht gesäumt oder anderweitig mit Polyester oder anderen Schleiffäden vernäht werden.

Eine übliche Empfehlung für die Linsenreinigung war in der Vergangenheit, kleine Portionen Watte um die Spitze eines Orangenholzstäbchens (ein ölfreies Holz) zu wickeln, um es als Reinigungstupfer zu verwenden. Dies ist nicht mehr ratsam, da Watte, wie sie heute in Apotheken in Rollen angeboten wird, typischerweise einen gewissen Anteil an synthetischen Fasern enthält und für empfindliche Oberflächen nicht so geeignet ist wie 100-prozentige Watte.Unbehandelte Wattestäbchen gelten weiterhin als geeignet, obwohl diese werksseitig zu sehr festen Knospen aufgewickelt werden und vor dem Gebrauch mit einer sauberen Pinzette (nicht mit den Fingern, die Hautfette ablagert), so dass weniger Kraft auf die zu reinigende Oberfläche ausgeübt wird. Applikatoren, die durch Anbringen kleiner Stücke sauberen Fensterleders an Orangenholzstäbchen hergestellt werden, werden häufig von Optikern verwendet, und diese sind im Handel erhältlich oder können nach Wunsch in Sondergrößen hergestellt werden.

Grundreinigung mechanischer Komponenten

Das Hauptanliegen bei der Wartung der mechanischen Komponenten des Mikroskops sind Bereiche des Instruments, die unvermeidlich Hautölen aus den Händen und Feuchtigkeit aus der Atmung ausgesetzt sind, und der Tischbereich, der während der Bildgebungssitzungen einer Vielzahl von Verunreinigungen ausgesetzt ist. Zu den weiteren zu reinigenden Komponenten gehören neben der Bühne Bedienelemente wie Knöpfe, Hebel und bewegliche Steuerstangen, das Körperrohr und der Ständer. Da viele Bedienelemente des Mikroskops, wie z. B. Fokussierknöpfe, geriffelt oder in einem feinen Kreuzschraffurmuster gefräst sind, neigen Hautöle dazu, sich in diesen Bereichen zu sammeln und Staub anzuziehen, der sich fest an den Bedienelementen anlagern kann. Bei stark beanspruchten Mikroskopen kann eine häufige Reinigung erforderlich sein. Eine wirksame Reinigungsflüssigkeit kann hergestellt werden, indem einem handelsüblichen Glas- und Oberflächenreinigungsprodukt etwa 10 Vol.-% Alkohol zugesetzt werden. Ein mit dem Reiniger befeuchtetes Frotteehandtuch sollte verwendet werden, um Verunreinigungen von den Wulsten jeder Steuerung durch Wischen in Richtung der Wulste oder in mehreren Richtungen auf gefrästen Oberflächen zu entfernen. Vorverpackte, angefeuchtete Tücher für optische Komponenten bieten eine alternative Methode zum Auftragen einer kontrollierten Menge an Reinigungsflüssigkeit, die für die Reinigung vieler Mikroskopoberflächen wirksam sein kann (siehe Abbildung 8). Jede gereinigte Kontrollfläche sollte mit einem sauberen Tuch getrocknet werden.

Da ein Mikroskopiker mit den Augen neben den Okularen arbeitet, führt die unmittelbare Nähe der Gesichtsbereiche um die Augen und die Nase zu den kühleren Oberflächen des Körpertubus dazu, dass verdampfte Feuchtigkeit und Hautöle auf diesen Mikroskopoberflächen kondensieren, was zu einer erheblichen Menge führt der Kontamination. Darüber hinaus trifft der Atem sowohl auf das Körperrohr als auch auf den Objektivrevolver und trägt weiter zur Ansammlung von luftgetragenen Verunreinigungen auf den resultierenden feuchten Oberflächen bei. Die Verwendung eines Luftablenkschildes, allgemein als Atemschutz bezeichnet, am Mikroskop ist wirksam, um diese Kontaminationsquelle zu reduzieren, indem der Atem vom Objektivrevolver und dem Mikroskopstativ weggeleitet wird. Das Körperrohr und andere Teile des Instrumentenständers können mit einem weichen Baumwolltuch gereinigt werden, das leicht mit dem oben genannten Oberflächenreiniger angefeuchtet ist. Es ist besonders wichtig, den Bereich um den Okularabstands-Einstellmechanismus herum zu reinigen, der besonders anfällig für Verschmutzungen ist. Um das Eindringen von Feuchtigkeit in die Okulartuben zu vermeiden, sollten diese nicht mit dem angefeuchteten Tuch oben an der Auflagefläche des Okulars abgewischt werden. Nach der Reinigung des Körpertubus sollte dieser mit einem weiteren Stück Baumwolltuch getrocknet werden. Mit diesem trockenen Tuch können Sie den oberen Teil des Okulartubus und die äußeren Ränder der Okulare reinigen. Achten Sie darauf, die Glaslinsenoberflächen nicht zu berühren .

Der Mikroskoptisch wird ähnlich wie der Körpertubus zunächst mit einem angefeuchteten, dann mit einem trockenen Tuch gereinigt. Aufgrund der Vielzahl von Verunreinigungen, die sich durch Proben und durch ständige Handhabung und Manipulation auf dem Objekttisch ablagern können, sollte dieser nach jedem Gebrauch des Mikroskops gereinigt werden. Um den Rand der mittleren Öffnung in der Bühne herum muss vorsichtig gesäubert werden, und es sollte kein Kontakt mit der Unterseite der Bühne hergestellt werden, wo Schmierfett von den Lagerflächen freigelegt werden könnte. Mit dem auf dem Instrumententisch verwendete Spezialfett verunreinigte Tücher sollten entsorgt werden, um eine Übertragung auf andere Teile des Mikroskops zu vermeiden, da es praktisch unmöglich ist, sie zu entfernen.

Der Rest des Mikroskopstativs sollte vorsichtig mit einem angefeuchteten Baumwolltuch gefolgt von einem trockenen Tuch gereinigt werden, wobei darauf zu achten ist, dass optische Oberflächen oder Bereiche vermieden werden, in die Feuchtigkeit eindringen könnte, die interne Mechanismen oder elektronische Schaltkreise beschädigen könnte. Nach vollständiger Reinigung der mechanischen Komponenten wie beschrieben und sorgfältigem Aufwischen von verschütteten Flüssigkeiten in der Nähe des Gerätes kann ein kleiner Staubsauger (siehe Abbildung 3) mit flexiblem Schlauch und weichem Bürstenaufsatz zum Aufsaugen verwendet werden loses Material auf dem Ständer und der Tischfläche um ihn herum. Es ist äußerste Vorsicht geboten, um das Berühren optischer Oberflächen mit der Saugbürste zu vermeiden.

Grundreinigung optischer Komponenten

Ein systematisches Protokoll für die Inspektion und Reinigung der optischen Komponenten von Mikroskopen ist aus mehreren Gründen unerlässlich. Die Optik ist nicht nur die wichtigste Komponente bei der Bilderzeugung und -aufzeichnung, sie ist auch die teuerste sowie empfindlichste und anfälligste für Beschädigungen. Die Inspektion optischer Oberflächen mit Vergrößerung durch eine Lupe oder ein umgekehrtes Okular ist ein wichtiger erster Schritt bei der Reinigung. Die Beurteilung, ob eine Kontamination vorliegt und die Art des Materials zu bestimmen, ist wichtig, da unnötige Reinigungen kontraproduktiv sind und bestimmte Kontaminationsarten ohne sorgfältige Prüfung nicht offensichtlich sind. Insbesondere die Frontelemente von Objektiv und Kondensor sollten regelmäßig mit einer Lupe im Auflicht inspiziert werden, indem eine Lichtquelle vorsichtig schräg zur zu untersuchenden Oberfläche positioniert wird, damit eventuelle Rückstände sichtbar sind. Bei der Fehlersuche in einem verschwommenen oder kontrastarmen Mikroskopbild kann davon ausgegangen werden, dass die wahrscheinlichste Ursache ein verschmutztes vorderes Objektivelement, Ablagerungen auf Glasoberflächen in der Nähe des Bildsensors oder ein verschmutztes Deckglas ist. Objektive mit hoher Vergrößerung und sehr kurzen Arbeitsabständen sind besonders anfällig für Verschmutzungen und müssen häufig überprüft werden.

Selbst geringfügige Verschmutzungen oder Verschmierungen auf einem Objektiv haben unabhängig von der Beschaffenheit des Materials denselben Effekt, nämlich eine Verringerung der Bildschärfe. Dies gilt für partikelförmiges Material und für Verunreinigungen mit vollkommen transparentem Material wie Immersionsöl. Ölspuren, einschließlich fettiger Fingerabdrücke auf einem trockenen Objektivvorderelement, beeinträchtigen die Übertragung von Lichtstrahlen durch das Objektiv auf die gleiche Weise wie eine beschädigte Linse oder eine Linse mit einem optischen Herstellungsfehler. Die Inspektion des vorderen Objektivelements ist der beste Weg, um festzustellen, ob eine Kontamination vorliegt und wenn ja, welche Vorgehensweise zu deren Entfernung erforderlich ist.

Die nachfolgend beschriebenen Reinigungsverfahren gelten nur für freiliegende Oberflächen der verschiedenen optischen Komponenten des Mikroskops. Es sollte niemals versucht werden, die inneren optischen Oberflächen der meisten Mikroskopkomponenten zu reinigen, und in jedem der folgenden Abschnitte zu bestimmten Komponenten werden Vorsichtsmaßnahmen gegeben, um mögliche Schäden hervorzuheben, die durch Nichtbefolgen dieser Hinweise verursacht werden können. Das grundsätzliche Reinigungsprotokoll für optische Oberflächen, das generell für alle optischen Komponenten befolgt wird, sollte wie folgt schrittweise durchgeführt werden:

Inspektion der Linsenoberfläche - Die zu bewertende optische Komponente wird aus dem Mikroskop entnommen und auf ein Labortuch oder eine ähnliche Schutzfläche auf dem Instrumententisch gelegt. Bevor eine Reinigung versucht wird, sollte die optische Oberfläche mit Vergrößerung unter Auflicht inspiziert werden, um den Zustand des Bauteils zu bestimmen. Besondere Aufmerksamkeit sollte dem Vorhandensein von Partikeln gewidmet werden, von denen angenommen werden muss, dass sie abrasiv sind, und vor jeder anderen Reinigung entfernt werden. Außerdem sollte auf das Vorhandensein von Filmen, Flecken oder Flecken geachtet werden. Eine 2-3-fache Vergrößerung ist für die Untersuchung größerer Optiken wie Okulare und Kondensoren geeignet, während die kleineren Linsenelemente von Objektiven für eine ordnungsgemäße Inspektion eine etwa 5- bis 10-fache Vergrößerung erfordern. Es ist entscheidend, dass Partikel im ersten Schritt der Reinigung von einer Linsenoberfläche entfernt werden, da jedes Partikel abrasiv sein und Kratzer verursachen kann, wenn es selbst mit dem sanftesten Linsentuch über die Oberfläche bewegt wird.

Entfernung von nicht anhaftenden Partikeln - Wenn Staub, Fasern oder andere Partikel auf der Linsenoberfläche beobachtet werden, sollte versucht werden, diese so gering wie möglich zu entfernen, d. h. durch sanftes Blasen von Luft (nicht senkrecht dazu) die Linsenoberfläche. Die sicherste Methode zum Bestäuben mit Luft ist die Verwendung eines Gummiballs oder Ballons, wie er beispielsweise als Ohr- und Klistierspritze für Säuglinge verwendet wird (eine Ohrspritze ist in Abbildung 7 dargestellt). Die größere Einlaufspritze ist für größere Optiken wie Okulare, Kondensoren und Prismen geeignet, die kleinere Ohrspritze ist besser für kleine Objektivflächen geeignet. Der Grund dafür, nicht direkt auf Partikel und Oberfläche zu blasen, besteht darin, dass dies abrasive Partikel in empfindliche Linsenbeschichtungen drängen und möglicherweise ihre Entfernung erschweren kann, was letztendlich die Oberfläche beschädigt. Der kumulative Effekt wiederholter Abschürfungen dieser Art kann, wenn auch geringfügig, die Leistung der Optik verschlechtern. Es ist darauf zu achten, dass die Spitze der Spritze die Linsenoberfläche nicht berührt. Der beste Rat ist, die Verwendung von Druckluftdosen zur Linsenreinigung zu vermeiden. Bei diesen ist es schwierig, den Druck der auf die zu reinigende Oberfläche auftreffenden Luft zu kontrollieren, und es besteht immer die Gefahr, dass entweder extrem kalte Luft oder gefrierende Flüssigkeit auf eine Linsenoberfläche ausgestoßen wird und irreparable Schäden verursacht. Weder Linsenbeschichtungen noch optischer Kitt zwischen Linsenelementen können lokalisiertes Einfrieren ohne Schaden überstehen. Wenn aus irgendeinem Grund ein Staubwedel aus der Dose verwendet werden muss, sollte dieser in aufrechter Position stabilisiert werden, um ein Kippen zu vermeiden (wodurch kalte Flüssigkeit ausgestoßen wird) und mit einem flexiblen Plastikschlauch versehen werden, damit die Luft einströmen kann die gewünschte Richtung auf die optische Fläche. Es ist bei weitem vorzuziehen, den manuellen Staubwedel vom Typ Luftballon zu verwenden, um dieses Risiko vollständig zu eliminieren.

Überprüfung der Linsenoberfläche - Eine erneute Überprüfung der Linse mit einer Lupe zeigt, ob alle Partikel entfernt wurden, und wenn ja, sollten alle verunreinigenden Filme zur späteren Entfernung notiert werden. Wenn nach dem anfänglichen Bestäuben mit Luft Partikel zurückbleiben, sollte erneut versucht werden, diese nur mit Luft zu entfernen. Alle, die bei einer anderen Untersuchung noch vorhanden sind, werden höchstwahrscheinlich durch direkte Grenzflächenspannung zwischen Partikel und Oberfläche oder durch einen dazwischenliegenden Film anhaften und müssen entfernt werden, bevor eine weitere Reinigung von Filmverunreinigungen erfolgen kann.

Entfernung von anhaftenden Partikeln – Partikelmaterial, das der Entfernung durch Luftstaub allein widersteht, wird höchstwahrscheinlich von einem Oberflächenfilm durch einen winzigen Kontaktbereich gehalten und kann durch vorsichtiges Aufbringen einer leichten seitlichen Kraft auf die Seite des Partikels entfernt werden. Dieses Verfahren erfordert Übung und muss auf jeden Fall mit ausreichender Vergrößerung durchgeführt werden, um sicherzustellen, dass das Objektiv nicht beschädigt wird. Um ein Werkzeug zu entwickeln, um anhaftende Partikel aus ihren Positionen zu entfernen, kann ein dünner Bambusspieß oder ein hölzerner Zahnstocher mit einer Rasierklinge zu einer sehr feinen quadratischen Spitze abgeschnitten werden. Nach sehr sanftem Atmen (mit weit geöffnetem Mund) auf die Linse, um kondensierte Feuchtigkeit zu erzeugen, die das Partikel von seinem anhaftenden Film lösen soll, wird die Spitze des Holzwerkzeugs mit der Seite des Partikels in Kontakt gebracht. Es wird leicht seitlich angestoßen, wobei darauf zu achten ist, dass die Linsenoberfläche nicht mit dem Werkzeug berührt wird. Dieser Vorgang wird für alle anderen anhaftenden Partikel wiederholt, und die kleine Ohrspritze wird verwendet, um über die Linsenoberfläche zu blasen, um das freigesetzte Material zu entfernen.

Überprüfung der Linsenoberfläche - Die Linse wird erneut unter Vergrößerung untersucht, um festzustellen, ob alle Partikel entfernt wurden. Falls noch welche verbleiben, wird der Entfernungsvorgang wiederholt und die Linse erneut untersucht. Wenn alle Partikel entfernt wurden und keine zusätzlichen Verunreinigungen vorhanden sind, kann die Komponente wieder am Mikroskop installiert werden. Falls ein anderer Film, Schlieren, Fingerabdrücke, Tröpfchen oder andere Verunreinigungen auf der optischen Oberfläche vorhanden sind, werden die folgenden Schritte durchgeführt.

Entfernung wasserlöslicher Filme - Wasserlösliche Materialien können mit Linsengewebe und Feuchtigkeit, die durch langsames Atmen auf die Linse entsteht, von der Linsenoberfläche entfernt werden. Das Tuch sollte in der zuvor beschriebenen Weise verwendet werden, um die auf die Linse ausgeübte Kraft zu begrenzen, und niemals direkt mit Fingerdruck über die Oberfläche reiben. Neben der Technik des aufgeblähten Gewebes eignen sich mehrere andere Verfahren zur Begrenzung der vom Linsengewebe aufgebrachten Kraft. Eine für relativ kleine Linsenoberflächen wirksame Methode besteht darin, ein gefaltetes Linsengewebe zu einem engen Schlauch zu rollen und ihn dann in zwei Hälften zu zerreißen, wodurch zwei kürzere Schläuche gebildet werden, von denen jeder ein ausgefranstes Ende hat. Das ausgefranste Ende jedes Röhrchens wird verwendet, um die Linsenoberfläche zu reinigen. Der Reißvorgang sollte nicht nur alle Partikel auf dem Papier in diesem Bereich entfernen, sondern das abgerissene Ende minimiert auch die Kraft, die auf die Linse ausgeübt werden kann. Nach sanftem und langsamem Atmen der Linse mit weit geöffnetem Mund, um Feuchtigkeit zu spenden, wird die Linse mit einem ausgefransten Gewebeschlauch in kreisenden Bewegungen von der Linsenmitte ausgehend nach außen zum Rand hin gereinigt. Das Gewebe wird verworfen und der Vorgang mit weiteren abgerissenen Teilen wiederholt, bis die Linse sauber erscheint oder keine Verbesserung mehr zu bemerken ist. Die Linse wird möglicherweise nicht vollständig sauber, wenn Verunreinigungen vorhanden sind, die nicht wasserlöslich sind.

Inspektion der Linsenoberfläche - Die Linse wird erneut mit Vergrößerung inspiziert, und wenn sie vollständig sauber ist, kann die Komponente am Instrument wieder in Betrieb genommen werden. Sollten filmartige Ablagerungen oder Flecken auf der Linse zurückbleiben, handelt es sich höchstwahrscheinlich um ein nicht wasserlösliches Material, das mit dem folgenden zusätzlichen Reinigungsschritt entfernt werden muss.

Entfernung von nicht wasserlöslichen Filmen – Verunreinigungen auf einer optischen Oberfläche, die nicht ohne weiteres mit Wasser entfernt werden können (anders als Immersionsöl, wie oben beschrieben) erfordern eine zusätzliche Reinigungskomponente. Eines der sichersten Materialien, das bei solchen Ablagerungen wirksam ist, ist eines der handelsüblichen Linsenreinigungsflüssigkeiten für Präzisionsoptiken, die normalerweise aus destilliertem Wasser bestehen, dem geringe Anteile eines Tensids und Alkohol zugesetzt werden (siehe Beispiele in Abbildung 7) . Es sollte nur eine sehr begrenzte Menge an Flüssigkeit verwendet werden, und diese sollte niemals direkt auf die Linsenoberfläche aufgetragen werden. Ein wirksames Mittel zur Kontrolle der Flüssigkeitsmenge, die mit der Linse in Kontakt treten darf, ist die Verwendung eines Wattestäbchens, auf das ein sehr kleiner Tropfen Reinigungslösung aufgetragen wird. Die Spitze des Wattestäbchens sollte auf vorhandene Partikel untersucht werden, und wie zuvor beschrieben, kann die fest gewickelte Watte durch Ziehen an der Spitze mit einer sauberen Pinzette oder durch Herausziehen eines Teils der Watte mit einer Nadel leicht gelockert werden. Die Linse kann gereinigt werden, indem man den Tupfer in kreisenden Bewegungen von der Linsenmitte ausgehend leicht aufträgt und nach außen bewegt. Als Alternative zum Wattestäbchen kann ein weiches Linsentuch zu einer Spitze gedreht werden, wobei darauf zu achten ist, dass es am Ende nicht berührt wird, und wie beim Entfernen von Immersionsöl beschrieben verwendet werden. Bei der Verwendung eines Wattestäbchens auf diese Weise muss äußerste Sorgfalt darauf verwendet werden, die auf die Linsenoberfläche ausgeübte Kraft zu begrenzen, und diese Technik sollte niemals außer als abschließender Reinigungsschritt unmittelbar nach der vollständigen Entfernung von Partikelmaterialien verwendet werden.

Ein weiteres effektives Verfahren zur Verwendung einer Linsenreinigungsflüssigkeit, so dass sehr wenig Kraft auf eine kleine Linse wie ein Objektivvorderelement ausgeübt wird, ist in Abbildung 9 dargestellt Reinigungsflüssigkeit wird auf ein gefaltetes Tuch gegeben, und während das Tuch mit beiden Händen gestützt wird, wird der Tropfen mit der Linsenoberfläche in Kontakt gebracht. Das Gewebe wird dann horizontal über die Linsenoberfläche gezogen, was einen Flüssigkeitsstreifen auf dem Gewebe hinterlässt. Es sollte nicht versucht werden, das Gewebe mit der Linse in Kontakt zu bringen. Tatsächlich kann die Oberflächenspannung zwischen der Linse und dem Flüssigkeitstropfen dazu führen, dass das Gewebe beim Bewegen leicht von der Linse weggezogen wird, wenn dies nicht geschieht so viel Kraft, dass das Gewebe den Kontakt zur Linsenoberfläche verliert. Der Vorgang sollte mehrmals mit einem frischen Tropfen Flüssigkeit und jeweils einem neuen Taschentuch wiederholt werden. Nach der Reinigung mit dem angefeuchteten Tupfer oder Tuch sollte die Linsenoberfläche durch wiederholtes Aufbringen mehrerer abgerissener Linsentuchröhrchen getrocknet und nach Gebrauch entsorgt werden. Einen Hinweis auf den Reinigungserfolg erhält man durch langsames Atmen der Linse zum Befeuchten, ob der Feuchtigkeitsfilm gleichmäßig und ohne Unterbrechung ist. Im letzten Schritt wird die Feuchtigkeit durch kreisendes Wischen mit einem Linsentuchschlauch entfernt.

Abschließende Bewertung der Linsenoberfläche - Die Inspektion der Linsenoberfläche mit Vergrößerung ist der letzte Schritt, um festzustellen, ob die Komponente vollständig sauber ist, bevor sie wieder am Mikroskop angebracht wird.

Hinweise und Vorsichtsmaßnahmen zur Reinigung bestimmter Komponenten

Moderne, hochkorrigierte Objektive können über 15 einzelne Linsenelemente enthalten, von denen einige durch optischen Kitt zu zusammengesetzten Linsengruppen verbunden sind, die in genauen Abständen innerhalb des Objektivtubus montiert sind. Objektive sollten niemals zerlegt werden, um die Linseninnenflächen zu reinigen oder aus anderen Gründen. Die einzelnen Linsenelemente sind optisch präzise zentriert und mit einer Präzision montiert, die außerhalb der Werkseinstellungen des Herstellers nicht dupliziert werden kann, und jeder Versuch einer Demontage führt zweifellos zu einer Beschädigung des Objektivs. Selbst wenn der Zugang zu den Innenflächen möglich wäre, könnten sie aufgrund der Zerbrechlichkeit der Antireflexbeschichtung und anderer üblicherweise verwendeter Linsenbeschichtungen nicht ohne Beschädigung erfolgreich gereinigt werden. Die meisten Präzisionslinsenoberflächen verwenden eine oder mehrere Interferenzfilmbeschichtungen, die möglicherweise nur einige Atomschichten dick sind. Diese Beschichtungen werden durch gehärtete Schutzschichten auf den äußeren Linsenoberflächen geschützt, damit sie normale Reinigungsverfahren vertragen, aber die Beschichtungen auf den inneren Oberflächen sind viel weicher und sehr leicht zu beschädigen.

Die hintere Objektivlinse darf auf keinen Fall gereinigt werden, außer um dort abgelagerten Staub mit dem Ohrspritzenbläser abzublasen. Aufgrund der Konstruktion des Objektivs, die den Zugang zum hinteren Element erschwert, besteht die Gefahr, dass bei Versuchen, das hintere Element zu reinigen, Gewebefasern oder andere Verunreinigungen in das Innere der Anordnung gelangen. Das Innere kann auf Verschmutzung überprüft werden, indem man von vorne durch das Objektiv schaut, wobei eine Lichtquelle (z. B. eine nackte Lampe) in der Nähe des hinteren Elements positioniert ist. Sollte eine interne Verunreinigung vorhanden sein, kann diese leider nur von qualifizierten Service-Centern entfernt werden.

Eine vorherige Vorsichtsmaßnahme, die wiederholt werden sollte, ist die Bedeutung, keinen übermäßigen Druck auf die vordere Linsenoberfläche eines Objektivs auszuüben. Das Frontelement von Objektiven mit höherer Vergrößerung ist eine sehr kleine, teilweise halbkugelförmige Linse, die durch minimalen Kontakt mit der Linsenbaugruppe in Position gehalten wird. Der große Metallanteil, der das kleine Glaselement umgibt, verleiht diesen Objektiven ein robustes Aussehen, das täuscht, da das Frontelement durch übermäßigen Druck leicht aus der Ausrichtung bewegt werden kann, was zu einer Beschädigung des Objektivs führt. Auch wenn das Element nicht aus der Ausrichtung gezwungen wird, kann zu viel Druck während der Reinigung oder durch versehentlichen Kontakt zu winzigen Lücken an der Verbindungsstelle zwischen dem Objektiv und dem umgebenden Metalltubus führen, wodurch Öl oder Reinigungsflüssigkeiten durch Kapillarkraft angesaugt werden in das Objektivinnere und zerstört das Objektiv.

Die obere Linse der meisten Kondensoren ist abnehmbar, und die Reinigung umfasst die Anwendung des grundlegenden optischen Reinigungsverfahrens auf die obere und untere Oberfläche der oberen Linse sowie auf die obere Linsenoberfläche der mittleren Anordnung. Die Einzelteile des Verflüssigerkörpers dürfen auf keinen Fall demontiert werden. Sie werden mit ähnlicher Präzision wie Objektive zusammengebaut und können außerhalb der Herstellerwerke nicht neu ausgerichtet werden. Das gleiche gilt für Phasenkontrastelemente und differenzielle Interferenzkontrastprismen sowie für Polarisationsvorrichtungen, die Bestandteil einiger Kondensoren sind. Diese Elemente müssen bei Störungen im Werk neu ausgerichtet werden und dürfen niemals entfernt oder demontiert werden. Aufgrund seiner Lage sammelt der Unterstufenkondensator eine Vielzahl von Verunreinigungen und muss häufiger gereinigt werden als andere Komponenten. Aufgrund seiner relativen Unzugänglichkeit bei den meisten Mikroskopen muss der Kondensor normalerweise zur ordnungsgemäßen Reinigung entfernt werden und sollte mit der gleichen Sorgfalt wie bei den Objektiven behandelt werden.

Nach dem Entfernen des Kondensors aus dem Mikroskop kann das Aufsatzelement in der Regel durch Abschrauben entfernt werden. Befindet sich unter dem Verflüssiger ein Filterträger, sollte dieser vom Verflüssiger weggeschwenkt und eventuelle Filter zur späteren Reinigung entnommen werden. Die Oberfläche des oberen Elements kann sowohl mit Partikel- als auch Filmablagerungen verunreinigt sein und wird nach dem grundlegenden Protokoll gereinigt, bei dem zuerst Partikel und dann Filme oder Flecken entfernt werden. Die untere Oberfläche dieser Linse weist normalerweise nur Partikelablagerungen auf, sollte jedoch mit einer Lupe überprüft und entsprechend gereinigt werden. Der nächste Schritt ist die Inspektion und Reinigung der oberen Fläche des mittleren optischen Abschnitts des Kondensors, die beim Entfernen des oberen Elements freiliegt.

Als nächstes sollte der Kondensor umgedreht werden, damit die Unterseite der unteren Linsenbaugruppe inspiziert und bei Bedarf gereinigt werden kann. Die wichtigste Vorsichtsmaßnahme in diesem Stadium besteht darin, eine Beschädigung der Irisblende zu vermeiden, wenn eine unter der unteren optischen Kombination des Kondensors verwendet wird. Falls vorhanden, muss die Blende vollständig geöffnet werden, um den Zugang zur unteren Linsenoberfläche zu ermöglichen und die Lamellen der Blende zu schützen. Diese Klingen sind extrem zerbrechlich und sollten nicht gereinigt, berührt oder Flüssigkeiten ausgesetzt werden. Wenn das Öffnen der Blende die Lamellen nicht vollständig in den Rand der Baugruppe zurückzieht, versuchen Sie nicht, die untere Linse zu reinigen, indem Sie durch die Blendenöffnung greifen, da die Blende wahrscheinlich beschädigt werden kann. Die Reinigung eines zuvor entfernten Filters muss mit der gleichen Sorgfalt wie bei anderen optischen Komponenten durchgeführt werden. Interferenzfilter werden unter Verwendung sehr dünner, vakuumabgeschiedener Filme ähnlich wie Antireflexionslinsenbeschichtungen konstruiert, und Filter dieser Art werden gewöhnlich in der Kondensoranordnung und anderswo im optischen Pfad des Mikroskops verwendet. Besondere Vorsicht ist bei der Handhabung und Reinigung solcher Filter geboten, um eine Beschädigung der dünnen Beschichtungen zu vermeiden.

Die optischen Züge moderner Mikroskope enthalten eine Reihe von Präzisionsprismen und Frontspiegeln, von denen die meisten im Mikroskopsockel und -stativ untergebracht sind. Als allgemeine Regel gilt, dass keine dieser Komponenten gereinigt werden sollte, es sei denn, sie sind ohne Demontage eines Teils des Instruments zugänglich. Wenn interne Komponenten dieser Art verschmutzt sind, müssen sie durch den Werksservice ohne Beschädigung gereinigt werden. Die einzigen Ausnahmen sind drei externe Prismenflächen, die im Körpertubus zugänglich sind, und ein Spiegel, der (ohne Demontage) im Fuß einiger Mikroskope freigelegt wird. Frontspiegel verwenden eine ungeschützte reflektierende Beschichtung (normalerweise Silber) auf der Vorderseite einer Glasbasis und werden sehr leicht beschädigt. Die Entfernung von Staub und Fasern kann durch sanftes Abstauben mit Luft erfolgen, gefolgt von einer sehr schonenden Reinigung mit Linsenflüssigkeit, nur wenn es unbedingt erforderlich ist. Die Reinigung mit einem Tuch sollte so erfolgen, dass alle Anstrengungen unternommen werden, um die Reibung an der leicht abriebbaren reflektierenden Spiegeloberfläche zu begrenzen.

Binokulare Körpertuben enthalten Prismen für die Lichtwege des rechten und des linken Auges, die mit speziellen Kollimationsgeräten präzise ausgerichtet sind, und die Demontage zur Reinigung sollte nur durch Werksserviceeinrichtungen versucht werden. Da die Erstmontage unter Reinraumbedingungen erfolgt, um eine minimale Partikelkontamination zu gewährleisten, würden alle internen Reinigungsbemühungen wahrscheinlich nur zusätzlichen Schmutz einbringen. Die sichtbaren Außenflächen der Prismen, die beim Abnehmen der Okulare vom Körpertubus sichtbar sind, können durch Abblasen von Partikeln sorgfältig gereinigt werden. Staub sollte nach dem Umdrehen des Körperschlauchs mit einer großen Säuglingsspritze abgeblasen werden, damit Staub von den Prismenflächen und aus dem Körperschlauch herausfällt. Wenn eine weitere Reinigung zum Entfernen von Flecken oder Filmen erforderlich ist, kann es aufgrund der vertieften Anordnung der Prismen innerhalb des Körperrohrs erforderlich sein, für diesen Vorgang Feuchtigkeit zuzuführen, indem Sie auf die Wattestäbchenspitze anstatt auf das Prisma selbst atmen. Wird das Körperrohr auf den Kopf gestellt, gibt die untere Öffnung die dritte Prismenfläche oder eine sie abdeckende optische Planfläche frei, die auf Verschmutzungen untersucht und ggf. sorgfältig gereinigt werden sollte.

Okulare erfordern eine ziemlich häufige Reinigung ihrer äußeren optischen Oberflächen, werden jedoch im Allgemeinen nicht intern verunreinigt. Die obere Oberfläche der Augenlinse ist anfällig für viele Arten von Kontamination aufgrund ihrer Nähe zum Mikroskopiker und ihrer Wahrscheinlichkeit, Partikel in der Luft anzusammeln. Da die Okulare während des Gebrauchs des Gerätes aus verschiedenen Gründen häufig entfernt werden, kann die untere Feldlinsenoberfläche verschmutzen und sollte ebenfalls auf Ablagerungen untersucht werden. Beide Linsenoberflächen sollten nach Bedarf gemäß dem grundlegenden Protokoll für optische Komponenten gereinigt werden. Für den seltenen Fall, dass bei der Inspektion nach der äußeren Linsenreinigung Staub oder Fasern im Inneren eines Okulars zu sehen sind, ist es in einigen Fällen möglich, die Augenlinse in ihrer Fassung und die Feldlinse in ihr Fassung zu entfernen und zu reinigen das Tubusinnere und die Innenflächen der beiden Linsenkomponenten. Sie müssen sehr sorgfältig wieder in ihren genauen Originalkonfigurationen zusammengebaut werden, sonst funktioniert das Okular nicht richtig. Besondere Vorsicht ist bei den Linsenzellen mit Feingewinde geboten, um ein Verdrehen der Komponenten beim Wiederzusammenbau zu vermeiden. Beachten Sie jedoch, dass unter keinen Umständen ein Filar-Mikrometerokular, ein Messokular mit einem internen Fadenkreuz oder irgendeine Art von Okular mit digitaler Anzeige aus irgendeinem Grund geöffnet oder demontiert werden sollte. Andernfalls wird die Kalibrierung zerstört und eine Wiederherstellung im Werk erforderlich.

Mikroskope, die mit Digitalkameras ausgestattet sind, können eine Verschlechterung der aufgenommenen Bildqualität entwickeln oder Bildartefakte aufweisen, die durch die Ansammlung von Verunreinigungen entweder auf Filterelementen, die manchmal im Kameraadapter verwendet werden, oder auf dem optischen Glasfenster, das zum Abdichten der Kamera eingebaut ist, verursacht werden Gehäuse und schützen den CCD- oder CMOS-Bildsensor. Wenn in der Praxis dunkle Flecken oder ähnliche scharfe Artefakte in digitalen Bildern beobachtet werden, die sich nicht in der Probenebene befinden, ist die wahrscheinlichste Ursache eine Partikelverschmutzung auf dem Bildsensor oder einer zugehörigen Filteroberfläche. Einige Digitalkameras verfügen über abnehmbare Infrarotfilter im Kamerasystem, während bei anderen die erforderliche Filterung fester Bestandteil des Sensorfensters ist. Aufgrund der unterschiedlichen Konfigurationen, die bei wissenschaftlichen Digitalkameras vorkommen, sollten immer die Empfehlungen des Herstellers zur Reinigung befolgt werden. Einige Kameras, insbesondere solche, bei denen der Sensor gekühlt ist, sind hermetisch verschlossen und der Sensor ist nicht direkt zugänglich.

Im Allgemeinen sollten die optischen Glasoberflächen versiegelter Kameras inspiziert und gegebenenfalls gemäß den Standardreinigungsmethoden für Linsenoberflächen gereinigt werden. Entfernen Sie immer Partikelrückstände, bevor Sie die Glasoberfläche vorsichtig mit Feuchtigkeit aus dem Atem reinigen, gefolgt von einem mit befeuchteten Linsentuch Linsenreinigungsflüssigkeit für nicht wasserlösliche Verunreinigungen. Wenn das Fenster mit Linsengewebe schwer zugänglich ist (z. B. bei gerissenen Gewebeschläuchen), können Wattestäbchen verwendet werden, vorausgesetzt, dass der Druck auf die Fensteroberfläche begrenzt wird. Bei einigen Kameras liegt die Sensoroberfläche direkt im Kameragehäuse und zieht mit hoher Wahrscheinlichkeit Staub und andere Ablagerungen an. Bei der Reinigung des Sensors sind möglicherweise spezielle Techniken erforderlich, um Schäden durch statische Aufladung des Geräts zu vermeiden. Wenden Sie sich an das Servicepersonal des Herstellers, um Anweisungen zu den richtigen Verfahren zu erhalten.

Pilzwachstum auf optischen Oberflächen

Ein besonders ernstes Problem, das optische Komponenten von Mikroskopen plagen kann, ist die Entwicklung von Pilzschäden. Die Bildung und das Wachstum von Pilzkolonien können in einigen Klimazonen schnell erfolgen, und wenn sie sich auf Glasoberflächen etabliert haben, ist es unwahrscheinlich, dass sie entfernt werden können, bevor die Oberfläche beschädigt wurde. Leider tritt Pilzwachstum häufig im Inneren optischer Komponenten auf und kann ziemlich weit fortgeschritten sein, bevor es überhaupt bemerkt wird. Mindestens ein Mikroskophersteller gibt an, dass über 50 Prozent der Verschlechterung der optischen Leistung auf Trübungen durch bestimmte Pilzarten zurückzuführen sind. Obwohl es über 100.000 Pilzarten gibt, werden zwei Mitglieder der Gattung Aspergillus für die meisten Linsenverschlechterungen verantwortlich gemacht. Optimale Wachstumsbedingungen für diese Pilze sind relativ hohe Temperaturen und hohe Luftfeuchtigkeit, aber sie sind auch an niedrigere Feuchtigkeitsniveaus anpassungsfähiger als die meisten anderen Pilze. Abbildung 10 veranschaulicht sowohl die optimalen als auch die tolerierbaren Wachstumsbedingungen für diese Pilze, die auf Linsenoberflächen wachsen, im Vergleich zu den günstigsten Bedingungen für andere häufige Pilzarten. Leider stimmen die Bedingungen, die der Vermehrung der Linsen schädigenden Pilze am förderlichsten sind, sehr gut mit der für den Menschen am besten geeigneten Umgebung überein. Dies verkompliziert Versuche, das Wachstum der Pilze auf optischen Komponenten zu eliminieren oder zu hemmen, stark.

Pilze, die auf Linsenoberflächen wachsen, reduzieren die Linsenleistung aufgrund der durch die Trübung verursachten verringerten Transmission sowie durch die Lichtstreuung von den fadenförmigen Filamenten ( Hyphen ) der Pilzkolonien. Pilze, die auf Glasoberflächen wachsen, werden nicht durch Wurzeln befestigt und können abgewischt werden, aber leider bleiben Restkorrosionsspuren zurück und die ursprüngliche Linsenleistung kann nicht wiederhergestellt werden. Die Korrosion ist eine Form der Oberflächenätzung, die auftritt, wenn sich eine vom Pilz produzierte organische Säure mit Wasserdampf aus der Luft vermischt, der sich auf Pilzhyphen ansammelt. Linsen mit starkem Pilzbefall müssen in der Regel ausgetauscht werden, da die einzige wirksame Maßnahme zur Vermeidung von Pilzbefall an optischen Bauteilen darin besteht, deren Bewuchs von vornherein zu verhindern.

Günstige Bedingungen zum Begrenzen des Auftretens von Pilzwachstum auf Oberflächen wie Linsen umfassen eine Umgebung mit geringer Feuchtigkeit, ausreichend niedrige Temperaturen, gute Belüftung und gelegentliche Sonneneinstrahlung auf die Oberfläche. Klimatische Faktoren lassen sich nicht vollständig kontrollieren und der Einsatz von Klimaanlagen und Luftentfeuchtern in feuchtwarmen Klimaten ist vorteilhaft und notwendig, verhindert aber nicht das Wachstum der hoch widerstandsfähigen Pilzarten, die sich an unterschiedlichste Bedingungen anpassen können ( siehe Abbildung 10). Die Strategie, optische Komponenten unter trockenen Bedingungen zu lagern, wird manchmal vorgeschlagen, dies ist jedoch nicht ratsam, da extrem niedrige Feuchtigkeitsgehalte (0 Prozent Luftfeuchtigkeit) den Abbau von Zementen beschleunigen können, die zum Verbinden optischer Elemente verwendet werden. Das geografische Gebiet, in dem sich das Mikroskop befindet, bestimmt in hohem Maße die Schwere des Pilzwachstums als Faktor bei der Instrumentenpflege.

Abbildung 11 zeigt in Diagrammform die saisonale Variabilität der Pilzwachstumsbedingungen für eine Reihe von Städten weltweit. Aus dem Diagramm kann abgeleitet werden, dass das Pilzwachstum in Regionen mit konstant niedriger Luftfeuchtigkeit oder in Regionen mit relativ niedrigen Durchschnittstemperaturen in Zeiten hoher Luftfeuchtigkeit am wenigsten wahrscheinlich ist. In einigen Klimazonen ist es praktisch unmöglich, das Pilzwachstum zu hemmen, es sei denn, das Mikroskop kann in einer sterilen Umgebung aufgestellt werden. Die großen Mikroskophersteller stellen spezielle Versionen einiger Geräte für den Einsatz in tropischen oder anderen pilzgefährdeten Umgebungen her. Zu den Präventivmaßnahmen, die entwickelt wurden, gehören das Einschließen einer antimykotischen chemischen Substanz in Objektive, Okulare und die Mikroskopbasis sowie die Verbesserung der Wirksamkeit der Dichtungen an allen beweglichen Teilen, um das Eindringen von Staub und Pilzsporen aus der Umgebung zu minimieren. Die Chemikalie ist eine feste Substanz, die langsam sublimiert und einen antimykotischen Dampf erzeugt, der für die optischen und mechanischen Komponenten des Mikroskops unschädlich ist. Die antimykotische Aktivität kann über lange Zeiträume aufrechterhalten werden, indem die Chemikalie in ein Material mit nur geringer Luftdurchlässigkeit eingeschlossen wird, wodurch die Sublimationsrate streng kontrolliert wird.

Vorteile der vorbeugenden Wartung

Der ideale Mikroskopieraum wäre speziell für diesen Zweck konzipiert und beinhaltet alle verfügbaren Mechanismen, um die Kontamination durch Staub, chemische Dämpfe und andere luftgetragene Verunreinigungen zu begrenzen sowie das Instrument vor akustischen und mechanischen Vibrationen und Temperaturschwankungen zu isolieren. Dieser Idealzustand wird selten realisiert und die meisten Mikroskope befinden sich in Gebieten mit erheblichen Umweltmängeln. Eine gewisse Kontamination ist aufgrund des harten täglichen Gebrauchs unvermeidlich, aber zumindest sollte das Mikroskop bei Nichtgebrauch so gut wie möglich geschützt werden, indem das gesamte Instrument mit einer geeigneten Abdeckung abgedeckt wird. Instrumentenhersteller und Aftermarket-Lieferanten bieten eine Vielzahl speziell entwickelter Staubschutzkappen an (siehe Beispiele in Abbildung 1). Von mehreren Arten von Kunststoffabdeckungen sind solche aus weicheren, flexibleren Materialien wahrscheinlich weniger anfällig für das Anziehen von Staub. Fusselfreie Stoffbezüge sind ebenfalls erhältlich und bieten eine effektive Staubbarriere, die den Reinigungsbedarf minimieren kann.

Während die Kosten eines modernen Forschungsmikroskops von ungefähr einigen Zehntausend bis zu mehreren Hunderttausend Dollar reichen können, können die grundlegenden optischen und mechanischen Komponenten des Instruments bei richtiger Verwendung und Wartung problemlos mehrere Generationen von Mikroskopikern überleben. Nur wenn das Gerät richtig verwendet und regelmäßig gewartet wird, ist es in der Lage, die bestmöglichen Bilddaten zu erzeugen. Sorgfältige, falsche Bedienungs- und Wartungstechniken führen nicht nur zu unzuverlässigen und minderwertigen Bildern, sondern führen auch dazu, dass die Produktivität am Mikroskop leidet und die Nutzungsdauer des Instruments stark verkürzt wird.

Thomas J. Fellers und Michael W. Davidson - National High Magnetic Field Laboratory, 1800 East Paul Dirac Dr., The Florida State University, Tallahassee, Florida, 32310.


Warum invertieren zusammengesetzte Mikroskope die Bilder?

Der Grund, warum zusammengesetzte Mikroskope Bilder invertieren, liegt in der Brennweite der Objektivlinse. Das von der Linse fokussierte Bild kreuzt sich, bevor das Okular das, was der Betrachter sieht, weiter vergrößert, und die Objektivlinse invertiert das Bild aufgrund der Krümmung der Linse. Digitalmikroskope, die Bilder auf einen Bildschirm projizieren, beheben dieses Problem, aber zusammengesetzte Mikroskope in Laborqualität invertieren die Bilder, was bedeutet, dass sie für den Betrachter auf dem Kopf stehen.

Das invertierte Bild wird von einer positiven Linse erzeugt, was bedeutet, dass das Bild, das nach dem Lichtdurchgang durch die Linse entsteht, ein reelles Bild ist. Dieses reelle Bild wird bei der Brennweite invertiert. Ein Beispiel hierfür ist die Verwendung eines Buchstabens des Alphabets. Wenn der Buchstabe "e" mit der richtigen Seite nach oben im Dia zum Betrachter gelegt wird, wird er verkehrt herum in die Röhre projiziert. Verschieben der Folie nach rechts verschiebt das Bild nach links und umgekehrt.

Ein zusammengesetztes Mikroskop wird so genannt, weil es mehrere Linsen gibt, die Bilder vergrößern. Unter der Rutsche befindet sich eine Lichtquelle, dann die Bühne, auf der die Rutsche sitzt. Das Bild wird durch die Objektivlinse gebrochen und wandert den Körpertubus hinauf, wo die Okularlinse das Bild etwas mehr vergrößert. Die Objektivlinse ist der Ort, an dem der größte Teil der Vergrößerung stattfindet, und viele Mikroskope haben rotierende Linsen, die die Vergrößerungen erhöhen.


Verbundmikroskop – Typen, Teile, Diagramm, Funktionen und Verwendungen

Ein zusammengesetztes Mikroskop ist ein Laborinstrument, das verwendet wird, um das Bild eines kleinen Objekts zu vergrößern, normalerweise Objekte, die mit bloßem Auge nicht gesehen werden können.

Es wird mit zwei oder mehr Linsen geliefert, wodurch es im Vergleich zu anderen Mikroskopen mit geringer Leistung eine höhere Vergrößerung erreicht. Ein zusammengesetztes Mikroskop hat folgendes:

  • Es kommt mit zwei oder mehr konvexen Linsen.
  • Es wird jeweils ein Objektiv verwendet.
  • Es erzeugt 2-dimensionale Bilder.
  • Seine typische Vergrößerung liegt zwischen 40x und 1000x.
  • Es ist in verschiedenen Konfigurationen erhältlich: monokular, binokular und trinokular. (1, 2, 3 und 4)

Bild 1: Das Bild ist ein typisches zusammengesetztes Mikroskop, das üblicherweise am Arbeitsplatz zu finden ist.

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Wer hat das zusammengesetzte Mikroskop erfunden?

Die Erfindung des zusammengesetzten Mikroskops wird von Historikern um 1590 dem niederländischen Brillenmacher Zacharias Janssen zugeschrieben.

Prinzipien des zusammengesetzten Mikroskops

Wenn ein winziges Objekt außerhalb des Brennpunkts der Objektivlinse platziert wird, wird ein stark vergrößertes Objekt in einer deutlichen Entfernung vom Auge in der Nähe des Okulars gebildet. Ein zusammengesetztes Mikroskop hat zwei konvexe Linsen, ein Objektiv und ein Okular.

Die Objektivlinse wird zum Objekt hin platziert und das Okular ist die Linse zu unserem Auge. Sowohl Okular- als auch Objektivlinsen haben eine kurze Brennweite und sind an den freien Enden zweier Schieberohre angebracht. (4, 5 und 6)

Zusammengesetzte Mikroskopteile und Vergrößerung

Ein zusammengesetztes Mikroskop besteht aus verschiedenen Teilen und jeder Teil spielt eine wichtige Funktion. Dazu gehören die folgenden:

Bild 2: Okular/Okularlinse eines zusammengesetzten Mikroskops.

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  • Okular/Okularlinse – Es ist der Teil des Mikroskops, der von oben durchschaut wird. Es kommt mit einer Vergrößerung zwischen 5x und 30x.

Bild 3: Der Kopf verbindet das Okular mit der Objektivlinse.

Bildquelle:mikroskop.com

  • Kopf (monokular/binokular) – Es ist die strukturelle Stütze des Mikroskops. Er hält und verbindet das Okular mit der Objektivlinse.

Bild 4: Die Objektive eines zusammengesetzten Mikroskops.

Bildquelle:slideplayer.com

  • Objektivlinse - Ein zusammengesetztes Mikroskop hat drei bis fünf optische Linsenobjektive und jedes kommt mit verschiedenen Vergrößerungsstufen (4x, 10x, 40x und 100x). Um die Gesamtvergrößerung des Mikroskops zu berechnen, müssen Sie lediglich die Objektivvergrößerung mit der Okularvergrößerungsstufe multiplizieren.

Bild 5: Der Arm des zusammengesetzten Mikroskops.

Bildquelle:zfic.org

Bild 6: Der drehbare Nasensteg.

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  • Nasenstück – Er hält die Objektivlinse und befestigt sie am Kopf des Mikroskops. Sie können den Objektivrevolver drehen, um die Objektivlinse zu wechseln.

Bild 7: Die Basis ist der untere Teil des Mikroskops.

Bildquelle:Mikroskopinternational.com

  • Basis – Es trägt das Mikroskop und beherbergt die Beleuchtung des Mikroskops.

Bild 8: Es wird ein Schiebeglas benötigt und mit einem Bühnenclip an der Bühne befestigt.

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  • Schiebeglas – Es hält die Probe für eine einfache Betrachtung. Es besteht aus dünnem rechteckigem Glas.

Bild 9: So sieht ein Bühnenclip aus.

Bildquelle:mikroskop.com

Bild 10: Auf dem Tisch wird das Schiebeglas mit einer Probe platziert,

Bildquelle:mikroskop.com

Bild 11: Die Aperturblendensteuerung.

Bildquelle:stevegallik.org

  • Blende – Es ist eine Scheibe, die sich durch ihre kreisförmige Öffnung auszeichnet, wo die Beleuchtung von der Basis die Plattformbühne erreicht.

Bild 12: Der Kondensator befindet sich unter der Bühne.

Bildquelle:mikroskop.com

  • Abbe-Kondensator – Es ist eine Linse, die das Licht der Basisbeleuchtung bündelt und auf die Bühne lenkt.

Bild 13: Die Grob- und Feineinstellungsknöpfe.

Bildquelle:boruhealthmachine.org

  • Einstellregler/Knopf (grob/fein) – Es ermöglicht Ihnen, den Fokus des Mikroskops leicht einzustellen. Durch Verstellen des Knopfes können Sie die Detailgenauigkeit bei der Untersuchung durch das Okular leicht erhöhen oder verringern.
    • Grobfokus – Verwenden Sie diesen Knopf mit dem Objektiv mit der niedrigsten Vergrößerung, um das Motiv scharf zu stellen.
    • Feinfokus – Es ist der kleinere der beiden Fokusknöpfe. Dies ist der häufig verwendete Fokus beim Betrachten der Folien.

    Bild 14: Die Höhenverstellung der Bühne befindet sich unten links.

    Bildquelle:slideplayer.com

    • Höhenverstellung der Bühne – Es ermöglicht Ihnen, die Platzierung des Kreuztisches sowohl im horizontalen als auch im vertikalen Pfad leicht anzupassen. Das Einstellen des Knopfes ist wichtig, da es die Möglichkeit eines Kontakts zwischen der Objektivlinse und dem Objektträger mit der Probe verhindert.

    Bild 15: Die Beleuchtung befindet sich in der Mitte des Sockels.

    Bildquelle:Mikroskopinternational.com

    • Erleuchtung - Es ist das Licht, das verwendet wird, um den Objektträger zu beleuchten, der die Probe enthält. Das Licht kommt von der Basis des Mikroskops.

    Bild 16: Spiegelsätze oben auf der Basis.

    Bildquelle:enasco.com

    Bild 17: Die Feldblende.

    Bildquelle:olympus-lifescience.com

    • Untere Linse/Feldblende – Es ist ein Knopf, der verwendet wird, um die Lichtmenge einzustellen, die mit der Probe in Kontakt kommt. (5, 6, 7 und 8)

    Wie funktioniert/funktioniert ein zusammengesetztes Mikroskop?

    Das Licht beginnt an der Basis des Mikroskops, das von der Beleuchtungsquelle kommt. Es wandert nach oben durch den Kondensator und die Blende und passiert den Tisch. Beim Durchtritt des Lichts wird das Bild der Probe auf dem Objektträger von der Vergrößerung des darüber liegenden Objektivs aufgenommen. Die Vergrößerung variiert. Danach bewegt sich das Licht zum Kopf des Mikroskops, erreicht das Okular und wird von den Okularlinsen vergrößert.

    Grundsätzlich arbeiten alle Teile des Mikroskops zusammen, um die Probe zu vergrößern und eine klarere Sicht zu haben. Als Benutzer des Mikroskops ist es wichtig zu lernen, wie man das Mikroskop richtig bedient und einstellt.

    Abgesehen von der richtigen Verwendung eines Mikroskops ist es auch wichtig, das Mikroskop in perfektem Zustand zu halten, und eine Möglichkeit dazu besteht darin, es sauber zu halten. (2, 5, 8 und 9)

    Wieso den ist das zusammengesetzte Mikroskopbild invertiert?

    Ein zusammengesetztes Mikroskop nimmt ein umgekehrtes Bild der Probe auf, da jedes Mal, wenn das Licht durch das Objektiv gelangt, die Richtung des Bildes umgekehrt wird. Das Bild endet immer invertiert vom Original. Wenn Sie also das Sample nach links bewegen, bewegt es sich in die richtige Richtung.

    Bild 18: Ein Vergleichsbild zwischen einem einfachen und einem zusammengesetzten Mikroskop.

    Bildquelle:mikroskopheroes.com

    Was ist der Unterschied zwischen einem zusammengesetzten Mikroskop und einem einfachen Mikroskop?

    • Einfaches Mikroskop – Es handelt sich um eine konvexe Linse mit kleiner Brennweite, die hauptsächlich dazu verwendet wird, ein vergrößertes Bild kleiner Objekte zu sehen.
    • Verbundmikroskop – Es ist ein optisches Instrument, das aus zwei konvexen Linsen mit kurzer Brennweite besteht, die hauptsächlich zur Beobachtung eines stark vergrößerten Bildes winziger Objekte verwendet werden.
    • Einfaches Mikroskop – Es hat eine konvexe Linse. Es verwendet nur eine Linse, um Objekte zu vergrößern. Ein Beispiel für ein einfaches Mikroskop ist eine Lupe.
    • Verbundmikroskop – Es hat zwei konvexe Linsen. Es wird als zusammengesetztes Mikroskop bezeichnet, weil es das Licht zusammensetzt, wenn es durch die Linsen gelangt, um es zu vergrößern. Das Bild des betrachteten Objekts wird aufgrund der Linse in der Nähe des Objekts vergrößert. Ein Okular, eine zusätzliche Linse, ist der Ort, an dem die echte Vergrößerung stattfindet. Die Linse des Okulars vergrößert das bereits vergrößerte Bild und macht es größer und klarer. (2, 4 und 6)

    Brennweite

    Die Brennweite ist der Abstand zwischen dem Objektiv und seinem Fokus.

    • Einfaches Mikroskop – Ein einfaches Mikroskop hat eine kurze Brennweite.
    • Verbundmikroskop – Das Okular macht die Brennweite länger und präziser. Die Objektivlinse und das Okular machen das Objekt größer und definierter.

    Vergrößerung

    • Einfaches Mikroskop – Es hat eine maximale Vergrößerung von 10. Wie bei der Natur der Vergrößerung hat ein einfaches Mikroskop eine feste Vergrößerung. Es vergrößert das Bild bis zu einem bestimmten Grad, den das Objektiv zulässt.
    • Verbundmikroskop – Es hat die maximale Vergrößerungsleistung von 1000. Die Vergrößerung eines zusammengesetzten Mikroskops kann vervielfacht werden, da es über eine zusätzliche Linse verfügt. Sie können das Objektiv mit der höchsten Kapazität vergrößern, um das Bild klarer und definierter zu machen. (7, 9 und 10)

    Vorhandensein einer Kondensorlinse

    • Einfaches Mikroskop – Abwesend
    • Verbundmikroskop – Gegenwärtig
    • Einfaches Mikroskop – Natürlich
    • Verbundmikroskop – Illuminator
    • Einfaches Mikroskop – Konkav reflektierend
    • Verbundmikroskop – Es hat sowohl einen einfachen als auch einen konkaven Spiegel.

    Vergrößerungseinstellung

    • Einfaches Mikroskop – Für den einfachen/grundlegenden Gebrauch.
    • Verbundmikroskop – Ein zusammengesetztes Mikroskop wird häufig für professionelle Forschungszwecke verwendet.

    In der folgenden Tabelle finden Sie einen detaillierten Vergleich zwischen einem einfachen Mikroskop und einem zusammengesetzten Mikroskop.

    Vergleichspunkt Einfaches Mikroskop Verbundmikroskop
    Definition Eine konvexe Linse mit kleiner Brennweite und ihre hauptsächliche Verwendung besteht darin, das vergrößerte Bild kleiner Objekte zu sehen. Ein optisches Instrument besteht aus zwei konvexen Linsen mit kurzer Brennweite, die hauptsächlich zur Beobachtung eines stark vergrößerten Bildes winziger Objekte verwendet werden.
    Linsen Eine konvexe Linse mit nur einer Linse zur Vergrößerung des Objekts. Zwei konvexe Linsen
    Brennweite kurze Brennweite Länger und präziser
    Vergrößerung Feste Vergrößerung Variiert
    Vorhandensein einer Kondensorlinse Abwesend Gegenwärtig
    Lichtquelle Natürlich Illuminator
    Art des Spiegels Konkav reflektierend Sowohl schlicht als auch konkav
    Vergrößerungseinstellung Nein Jawohl
    Nutzung/Anwendung Einfache/grundlegende Verwendung Professioneller Forschungszweck

    Zusammengesetzte Mikroskoptypen

    Verbundmikroskope werden in vier Typen eingeteilt. Sie sind die folgenden:

    Bild 19: Ein zusammengesetztes Spielzeugmikroskop.

    Bildquelle:ebayimg.com

    • Spielzeugmikroskope – Dies sind zusammengesetzte Mikroskope, die in Spielzeuggeschäften verkauft werden. Sie können ein Spielzeugmikroskop leicht erkennen, da es mit vielen Zubehörteilen geliefert wird, die Folgendes umfassen, aber nicht darauf beschränkt sind:
      1. Folien
      2. Kunststoffpipetten
      3. Vorbereitete Proben
      4. Pinzette
      5. Lächerlich hohe Vergrößerung

    Ein Spielzeugmikroskop hat keine Objektive, die nach dem 160-mm-Standard gefertigt sind. Es hat eine geringe Auflösung und es ist äußerst schwierig, den Fokus zu erzielen, da seine Teile aus Kunststoff bestehen.

    Ein weiteres charakteristisches Merkmal des Spielzeug-Compound-Mikroskops ist sein geringes Sichtfeld und seine geringe Helligkeit.

    Bild 20: Ein zusammengesetztes Mikroskop, das normalerweise in Schulen verwendet wird.

    Bildquelle: medpro-microscope.com

    Unterrichts-/Studentenmikroskop

    • Diese Art von Verbundmikroskop ist klein, was es zu einem tragbaren Gerät macht. So können die Schüler es jederzeit und überall mitnehmen. Sein Okular hat eine 10-fache Vergrößerung und wird mit drei Objektiven geliefert: 4x, 10x und 40x.
    • Seine Lichtquelle kommt von Halogen oder LED. Einige verfügen sogar über einen Akku, wodurch Sie das Mikroskop auch ohne Stromversorgung nutzen können. Dies ist das beste Mikroskop für einen Amateurbenutzer.
    • Es ist einfach zu bedienen und entspricht den DIN-genormten Zielen. Sein Körper besteht normalerweise aus Metall. Einige zusammengesetzte Mikroskope für Bildungszwecke/Studenten verfügen über einen Kondensor mit einer Blende, mit der Sie die Auflösung, den Kontrast und die Schärfentiefe leicht steuern können.

    Bild 21: Ein zusammengesetztes Mikroskop, das typischerweise in der Laborumgebung verwendet wird.

    Bildquelle: ssl-images-amazon.com

    Routine-/Labormikroskop

    • Es ist größer als das Studentenmikroskop. Es ist auch schwerer. Es wird hauptsächlich für Laboreinstellungen verwendet. Es kommt mit einem breiten Körper und einer Basis.
    • Zu den einzelnen Teilen gehören Kondensor, Beleuchtung, Fokusverriegelung, mechanischer Tisch und ein drehbarer Objektivrevolver, der bis zu fünf Objektive aufnehmen kann. Es hat normalerweise einen binokularen Kopf, der die Langzeitbeobachtung erleichtert.

    Bild 22:Ein Beispiel für ein Forschungsverbundmikroskop.


    Was ist ein Lichtmikroskop? (Mit Bildern)

    Ein Lichtmikroskop, auch Lichtmikroskop genannt, ist ein Instrument zur Beobachtung kleiner Objekte mit sichtbarem Licht und Linsen. Es ist ein in der wissenschaftlichen Gemeinschaft weit verbreitetes und anerkanntes Mikroskop. Das Gerät kann verwendet werden, um lebende oder tote Proben anzuzeigen und diese Proben bis zum Tausendfachen (1.000-fachen) ihrer tatsächlichen Größe zu maximieren. Lichtmikroskope umfassen fast alle zusammengesetzten und Stereomikroskope.

    Diese Art von Mikroskop besteht aus einer Objektivlinse, einer Okularlinse, einem Objekttisch, einer Lichtquelle, einem Kondensor, einem Tubus, einem Arm zum Tragen des Tubus und einem Fokussiersystem. Die Probe wird auf den Tisch gestellt, eine Plattform, die normalerweise mit Metallarmen ausgestattet ist, um die Probe oder den Objektträger an Ort und Stelle zu halten. Die Glühbirne befindet sich unter dem Objekttisch, so dass das Licht durch das Präparat hindurch scheint. Der Tubus fokussiert nach unten auf den Objekttisch, so dass sich die Okularlinse oder das Okular am anderen Ende des Tubus und die Objektivlinse am Ende näher an der Probe befindet.

    Die Objektivlinse ist ein kleines, rundes Glasstück, das das Licht eines kleinen Bereichs der Probe bei kurzer Brennweite sammelt und in den Tubus lenkt. Das Bild wird dann durch die Okularlinse, die an das Auge gehalten wird, vergrößert. Da die Objektivlinse konvex ist, fokussiert sie und lenkt das Licht in ihre Mitte. Im Gegensatz dazu dient die konkave Form der Okularlinse dazu, das Licht beim Auftreffen auf das Auge zu verteilen und dadurch das Bild zu vergrößern. Der Kondensor ist eine oft in den Objekttisch implantierte oder direkt darunter angeordnete Linse, die die Lichtstrahlen der Lichtquelle auf den zu untersuchenden Fleck auf der darüber liegenden Probe bündelt.

    Ein einfaches Lichtmikroskop verwendet nur eine Vergrößerungslinse, aber heute verwenden die meisten Mikroskope zwei oder mehr Linsen, um das Bild zu vergrößern. Die meisten Mikroskope sind heute zusammengesetzte Mikroskope, die mehr als eine Lupe verwenden. Das Okular vergrößert normalerweise auf das 2-fache, 4-fache oder 10-fache der tatsächlichen Größe und die Okularlinse kann 4x, 5x, 10x, 20x, 40x, 50x und 100x vergrößern. Ein Mikroskop wird normalerweise mit drei Okularlinsen unterschiedlicher Vergrößerung auf einem drehbaren Objektivrevolver geliefert. Es kann auch eine vierte Linse verwendet werden, die für die Ölimmersionsbetrachtung von Proben verwendet wird, wobei ein Öltropfen auf den Objektträger aufgebracht wird, um das Licht weiter zu brechen, und die Ölimmersionslinse wird abgesenkt, bis sie das Öltröpfchen berührt.

    Die Beziehung von Glas zur Vergrößerung und das Konzept der Linsen wurden im ersten Jahrhundert von den Römern entdeckt, Linsen wurden schließlich Ende des 13. Jahrhunderts als Brillen verwendet. Dies könnte die Bühne für Zaccharias und Hans Jannsen bereitet haben, niederländische Brillenmacher, die im Jahr 1590 das erste zusammengesetzte Mikroskop erfunden haben sollen, indem sie mit mehreren Linsen in einem Tubus experimentierten. Die Gültigkeit des Anspruchs der Jannsens auf diese Erfindung ist jedoch stark umstritten. Viele Historiker schreiben dem toskanischen Wissenschaftler Galileo Galilei die Entwicklung des zusammengesetzten Mikroskops und technologisch ähnlicher Teleskope im frühen 17. Jahrhundert zu.

    Später verfeinerte ein holländischer Ladenlehrling namens Anton von Leeuwenhoek die Linsenherstellung, um eine steile Krümmung auf einem kleinen Objektiv zu erreichen, sodass er sich auf viel kleinere Exemplare als je zuvor konzentrieren konnte. Er wird oft als Vater der Mikroskopie bezeichnet, da er das Mikroskop als wichtiges Instrument in die Biologie einführte. Neben anderen Entdeckungen war Anton von Leeuwenhoek der erste, der Bakterien, Hefen und die Organismen in einem Wassertropfen betrachtete.


    Kann man ein Hämozytometer an einem zusammengesetzten aufrechten Mikroskop verwenden? - Biologie

    Stephen M. Wolniak
    Professor
    Abteilung für Zellbiologie & Molekulare Genetik
    Universität von Maryland
    College Park, Maryland, 20742
    [email protected]

    Lehrinteressen - Mikroskopie

    Die nachfolgend aufgeführten Informationen stelle ich für Studierende bereit, die in der Regel wenig über die Grundlagen der Bildentstehung im Lichtmikroskop wissen. Wenn Sie diese Informationen verwenden möchten, schreiben Sie mir bitte den Aufwand für die Erstellung des Dokuments zu.

    Grundlagen der Mikroskopie


    Hellfeldmikroskopie

    Das Mikroskop, das Ihnen für den allgemeinen Gebrauch in diesem Labor zur Verfügung steht, ist ein hochentwickeltes optisches Instrument, das Ihnen hochauflösende Bilder einer Vielzahl von Präparaten liefern kann. Die Bildqualität hängt weitgehend von Ihrer Fähigkeit ab, das Mikroskop richtig zu verwenden. Im Folgenden finden Sie einige grundlegende Informationen, die Sie wahrscheinlich schon einmal gehört haben, aber Informationen, die selten ausführlich dargestellt werden.

    Die Vergrößerung kleiner Dinge ist eine notwendige Facette der biologischen Forschung, aber die feinen Details in Zellen und in subzellulären Komponenten erfordern, dass jedes bildgebende System in der Lage ist, räumliche Informationen über kleine Entfernungen bereitzustellen. Auflösung ist definiert als die Fähigkeit, zwei sehr kleine und eng beieinander liegende Objekte als separate Einheiten zu unterscheiden. Die Auflösung ist am besten, wenn der Abstand zwischen den beiden kleinen Objekten gering ist. Die Auflösung wird durch bestimmte physikalische Parameter bestimmt, darunter die Wellenlänge des Lichts und das Lichtsammelvermögen der Objektiv- und Kondensorlinsen. Eine einfache mathematische Gleichung definiert den kleinsten Abstand (dMindest) trennt die beiden sehr kleinen Objekte:


    DMindest = 1,22 x Wellenlänge / N.A. Zielsetzung + N.A. Kondensator

    Dies ist das theoretische Auflösungsvermögen eines Lichtmikroskops. In der Praxis begrenzt die Probenqualität normalerweise dMindest etwas größer als seine theoretische untere Grenze.

    N.A. (Numerical Aperture) ist eine mathematische Berechnung der Lichtsammelfähigkeit eines Objektivs. Die N.A. jeder Objektivlinse ist in das Metallrohr eingeschrieben und reicht von 0,25-1,4. Je höher der N.A., desto besser die Lichtsammeleigenschaften des Objektivs und desto besser die Auflösung. Höhere N.A.-Werte bedeuten auch kürzere Arbeitsabstände (Sie müssen das Objektiv näher an das Objekt bringen). N.A.-Werte über 1,0 weisen auch darauf hin, dass das Objektiv mit einer Immersionsflüssigkeit wie Immersionsöl verwendet wird.

    Aus der obigen Gleichung sollten Sie wissen, dass der N.A. des Kondensors bei der Bestimmung der Auflösung genauso wichtig ist wie der N.A. des Objektivs. Aus diesem Grund führt das Schließen der Kondensorblende zu einem Auflösungsverlust. In der Praxis ist es bei voller Öffnung und guten Ölimmersionslinsen (N.A. 1,4 sowohl für den Kondensor als auch für das Objektiv) möglich, etwas besser als 0,2 µm aufzulösen. Aus der obigen Gleichung sollte auch klar sein, dass Licht mit kürzerer Wellenlänge (blaueres Licht) Ihnen eine bessere Auflösung bietet (kleinerer dMindest Werte). Es gibt jedoch praktische Überlegungen, wie kurz die Wellenlänge sein kann. In den frühen 1950er Jahren wurde ein UV-Mikroskop entwickelt, das jedoch Quarzobjektive und ein spezielles Abbildungsgerät erforderte. Die Quarzlinsen lieferten eine etwas bessere Auflösung (dMindest = 0,1 &mgr;m), aber die Bildqualität litt unter der Unfähigkeit der Hersteller, durch den Quarz verursachte Aberrationen zu korrigieren. Das menschliche Auge ist am besten für grünes Licht geeignet und unsere Fähigkeit, Details zu sehen, kann durch die Verwendung von Blau oder Violett etwas beeinträchtigt werden. Die meisten Mikroskophersteller korrigieren ihre einfachsten Linsen (Achromate) auf grünes Licht.


    - Vergrößerung und Bildgebung -

    Die meisten derzeit verwendeten Mikroskope sind als zusammengesetzte Mikroskope bekannt, bei denen ein vergrößertes Bild eines Objekts durch die Objektivlinse erzeugt wird und dieses Bild durch ein zweites Linsensystem (das Okular oder Okular) zum Betrachten vergrößert wird. Somit hängt die endgültige Vergrößerung des Mikroskops von der Vergrößerung des Objektivs mal der Vergrößerung des Okulars ab. Objektive Vergrößerungsleistungen reichen von 4X bis 100X. Eine niedrigere Vergrößerung ist bei einem zusammengesetzten Mikroskopstativ aufgrund der räumlichen Beschränkungen bei der Bildkorrektur und Beleuchtung unpraktisch. Eine höhere Vergrößerung ist aufgrund von Einschränkungen bei der Lichtsammelfähigkeit und kurzen Arbeitsabständen, die für sehr starke Objektive erforderlich sind, unpraktisch. Okulare Vergrößerungsbereiche sind normalerweise 8X-12X, obwohl 10X Okulare am häufigsten sind. Als Ergebnis bietet Ihnen ein Standardmikroskop einen endgültigen Vergrößerungsbereich von

    Jedes Objektiv besteht aus sechs oder mehr Glasstücken, die zusammen ein klares Bild eines Objekts erzeugen. Die sechs oder mehr Linsen in der Objektivlinse werden benötigt, um Korrekturen bereitzustellen, die eine Bildklarheit erzeugen. Die Wechselwirkung von Licht mit dem Glas in einer Linse erzeugt Aberrationen, die zu einem Verlust der Bildqualität führen, da Lichtwellen in verschiedenen Teilen einer Linse unterschiedlich gebogen oder gebrochen werden und unterschiedliche Lichtfarben unterschiedlich stark gebrochen werden durch das Glas. Räumliche Aberrationen (z.B., sphärische Aberration) können durch die Verwendung von Linsen mit unterschiedlicher Krümmung auf ihren Oberflächen und chromatischen (d.h., Farbe) Aberrationen können durch die Kombination mehrerer Glasarten minimiert werden. Diese Korrekturen erhöhen die Kosten der Linse in dem Maße, dass eine apochromatische Objektivlinse mit Vollfarbkorrektur und extrem hoher N.A. mehrere tausend Dollar kosten kann. Dieses Objektiv ist etwa so groß wie Ihr Daumen.

    Die Objektive der meisten Mikroskope sind Achromate und am besten für die Abbildung mit grünem Licht geeignet. Grünfilter verengen die Bandbreite des Lichts und machen Achromat-Objektive für die meisten Routineanwendungen einigermaßen effektiv. Die Achromat-Objektive sind nicht für kritische hochauflösende Abbildungen mit weißem Licht geeignet, da rotes und blaues Licht nicht in derselben Ebene fokussieren wie grünes Licht. Chromatische Aberrationen verschlechtern die Auflösung in Farbbildern, die mit achromatischen Objektiven erhalten wurden. Farbmikrofotografie mit dem Ziel höchster Auflösung und Bildschärfe sollte mit vollständig korrigierten apochromatischen Objektiven durchgeführt werden. Fluorit-Linsen bieten mittlere Korrekturstufen, besser als Achromate, aber nicht so gut wie Apochromate. Fluoritlinsen sind aufgrund ihrer hohen Transmission für Licht kürzerer Wellenlängen gut für die Fluoreszenzmikroskopie geeignet. Höhere Korrekturstufen machen Objektivlinsen teurer, die Preisspanne für apochromatische Objektive reicht von etwa 3.000 USD bis über 10.000 USD.

    Die Okulare der meisten Mikroskope sind so konzipiert, dass sie optimal mit den Objektiven des gleichen Herstellers arbeiten. Jeder Hersteller nimmt einen Teil der Farb- und Raumkorrekturen im Objektiv vor und den Rest der Korrekturen im Okular. Das Mischen von Marken führt normalerweise zu einem verschlechterten Image. Darüber hinaus ist das vergrößerte und korrigierte Bild, das Sie durch das Okular sehen, beim Blick in ein Mikroskop tatsächlich ein virtuelles Bild (im Gegensatz zu einem realen Bild). Das Okular, das bei Betrachtung mit dem Auge ein korrigiertes virtuelles Bild liefert, ist nicht für die Erzeugung von Foto- oder Videobildern durch das Mikroskop geeignet. Für die Fotografie oder Videomikroskopie ist es erforderlich, ein Projektionsobjektiv zu verwenden, das ein korrigiertes Realbild erzeugt. Viele der neueren Mikroskope bieten vollständige Bildkorrekturen in der Objektivlinse, wodurch viele Bedenken hinsichtlich der passenden Glaskomponenten desselben Herstellers vermieden werden. Trotzdem sollten Sie keine Teile eines Herstellers mit denen eines anderen mischen, da dies zu einer unbeabsichtigten Bildverschlechterung führen kann.

    Ein wesentlicher Faktor für ein gutes Bild mit dem Lichtmikroskop ist die Erzielung ausreichender Lichtverhältnisse in der Objekt- bzw. Objektebene. Es ist nicht nur notwendig, um das Objekt herum helles Licht zu erhalten, sondern für eine optimale Abbildung sollte das Licht im gesamten Sichtfeld gleichmäßig sein. Die beste Methode zur Beleuchtung der Probe besteht in der Verwendung eines weiteren Linsensystems, eines sogenannten Kondensors. Das vordere Element des Kondensors ist normalerweise eine große, abgeflachte Linse, die direkt unter der Probe sitzt. Die Platzierung auf einem beweglichen Gestell bietet Ihnen die Möglichkeit, den am Objekt vorbeikommenden Lichtstrahl zu fokussieren, die Intensität zu maximieren und die Gleichmäßigkeit der Beleuchtung zu steuern. Zwei Blenden im Beleuchtungssystem ermöglichen die Regulierung des Durchmessers des Beleuchtungsstrahls durch Schließen oder Öffnen von Irisblenden. Eine dieser Blenden, die im Hellfeldkondensator untergebracht ist und als Kondensorblende bekannt ist, ermöglicht eine Erhöhung des Kontrasts, jedoch auf Kosten einer Verschlechterung der Auflösung. Die zweite dieser Blenden, bekannt als Feldaperturblende, beeinträchtigt die Auflösung nicht so stark und wird regelmäßig für eine optimale Ausleuchtung eingestellt.

    Eine optimale Ausleuchtung einer Probe mit allen derzeit hergestellten Mikroskopen wird durch die Verwendung einer Variante der Kohler-Beleuchtung erreicht, bei der (für Technikbegeisterte) der Glühfaden der Lichtquelle in der hinteren Brennebene des Objektivs fokussiert ist. Im Betrieb ist es einfach, eine optimale Beleuchtung für Hellfeld (oder Phasenkontrast) zu erhalten, indem zuerst eine beliebige Probe auf den Objekttisch gelegt und auf das Objekt fokussiert wird. Drehen Sie als nächstes den Ring für die Feldaperturblende (die kleinste Blende des Mikroskops) so, dass seine Kanten den Rand des Sehfeldes verdecken. Als nächstes erhöhen oder senken der Kondensator bis die Ränder der Feldaperturblende klar fokussiert sind. Fokussieren Sie das Objektiv nicht erneut auf das Objekt, während Sie den Kondensor justieren. Es kann erforderlich sein, die Aperturblende mit den Kondensor-Zentrierschrauben zu zentrieren. Bei richtiger Beleuchtung des Mikroskops sollten sich sowohl das Objekt als auch die Ränder der Feldaperturblende in der gleichen Fokusebene befinden und die Feldirisblende sollte im Gesichtsfeld zentriert sein.


    Phasenkontrastmikroskopie

    Das menschliche Auge kann Veränderungen der Lichtamplitude (Intensität) wahrnehmen. Ungefärbte biologische Proben, wie lebende Zellen, sind für unsere Augen im Wesentlichen transparent, aber sie interagieren mit Licht auf ziemlich gleichmäßige Weise, indem sie den Durchgang eines Lichtstrahls um ungefähr 1/4 einer Wellenlänge verzögern (verlangsamen) ( />) . Durch die Verlangsamung eines Lichtstrahls relativ zu einem anderen Lichtstrahl, der durch das umgebende Medium hindurchgegangen ist, ändert die biologische Probe die Phase der Strahlen. Intensität (Amplitude) ist additiv und Lichtstrahlen, die 1/2 /> phasenverschoben sind, werden als Dunkelheit wahrgenommen. Zernicke erkannte, dass er Amplitudenänderungen in lebenden Zellen erzeugen könnte, wenn er das durch biologische Proben hindurchtretende Licht verzögern könnte, ohne das durch das umgebende Medium hindurchtretende Licht zu beeinflussen. Das Phasenkontrastmikroskop wurde in den 1930er Jahren von Zernicke erfunden, um Kontraste in biologischen Proben zu erzeugen, indem diese unsichtbaren Phasenunterschiede in sichtbare Amplitudenunterschiede umgewandelt werden.

    Zernicke verwendete einen optischen Trick, um die mit der Probe wechselwirkenden Lichtstrahlen von denen zu trennen, die nicht auf die Probe treffen. Um die Lichtstrahlen voneinander zu trennen, legte er einen transparenten Ring (sogenannter Annulus) in eine undurchsichtige Scheibe und schob diese Scheibe innerhalb des Kondensors in den Strahlengang des Mikroskops. Er platzierte einen komplementären Ring in der Objektivlinse. Fast das gesamte Licht, das durch die Probe geht, aber die Probe verfehlt, gelangt dann durch diesen Ring durch die Objektivlinse. Das meiste Licht, das durch die Probe geht, wird gestreut und ein Teil davon tritt so in die Objektivlinse ein, dass es nicht durch den Objektivring, sondern diese Ebene an einer anderen Stelle passiert. Er entwarf die Glasplatte, die den Ring hielt, so dass alles Licht, das dem Ring fehlte, eine zusätzliche Verzögerung von 1/4 /> relativ zu den Lichtstrahlen erfuhr, die nicht mit der Probe interagiert hatten, und platzierte die Lichtstrahlen, die mit der Probe interagiert hatten phasenverschoben mit Strahlen, die nicht mit der Probe um 1/2 /> wechselgewirkt hatten. Er fand heraus, dass eine Verringerung der Intensität des Lichts, das nicht durch die Probe gedrungen war, einen grauen Hintergrund erzeugen und den Kontrast noch mehr erhöhen würde, wobei einige Teile der Probe dunkler und andere Teile der Probe heller als der Hintergrund sind.

    Der Betrieb eines Mikroskops im Phasenkontrastmodus erfordert zunächst die richtige Hellfeldbeleuchtung mit einer zentrierten Feldblende, deren Kanten in der Objektebene scharfgestellt sind. Drehen Sie dann den Kondensorrevolverzylinder, bis die Nummer auf dem Kondensorrevolver mit der auf der Objektivlinse eingravierten Nummer übereinstimmt. Unter dieser Bedingung ist der Kondensorring an den im Objektiv vorhandenen Phasenring angepasst. Entfernen Sie anschließend eines der Okulare und setzen Sie das Bertrand-Fokussierteleskop in das Okularloch ein. Mit diesem Objektiv können Sie die hintere Brennebene des Objektivs sehen, die Ebene, in der sich der Ring befindet. Sie sehen einen hellen Lichtkreis (den Kondensorring) und einen dunklen Ring (im Objektiv vorhanden). Der dunkle Ring ist stationär, der helle Ring jedoch nicht. Möglicherweise müssen Sie den Ring mit dem Ring ausrichten, damit die beiden übereinander liegen. Auf der Rückseite Ihres Kondensors finden Sie zwei Justierschrauben, die diese Ausrichtung ermöglichen. Wenn Ring und Anulus ausgerichtet sind, setzen Sie das Okular wieder in das Mikroskop ein. Der Unterschied zwischen Phasenkontrast und Hellfeld für die Beobachtung lebender Zellen ist signifikant.

    Fluoreszenzmikroskopie

    In bestimmten Klassen von Atomen und Molekülen absorbieren Elektronen Licht, werden energetisiert und verlieren diese Energie dann schnell in Form von Wärme und Lichtemission. Wenn das Elektron seinen Spin behält, spricht man von einem Singulett-Zustand, und die Art von Licht, die emittiert wird, wenn das Elektron in den Grundzustand zurückkehrt, wird als Fluoreszenz bezeichnet. Wenn das Elektron bei Anregung seinen Spin ändert, tritt es in den Triplettzustand ein, und die Art von Licht, die bei der Rückkehr des Elektrons in den Grundzustand emittiert wird, wird als Phosphoreszenz bezeichnet. Phosphoreszenz ist viel langlebiger als Fluoreszenz. Sowohl Fluoreszenz- als auch Phosphoreszenzemissionen haben für spezifische angeregte Elektronen bestimmte Wellenlängen. Beide Emissionsarten hängen von bestimmten Wellenlängen des Anregungslichts ab, und bei beiden Emissionsarten ist die Anregungsenergie größer als die Emissionsenergie. Anders beschrieben ist /> von Anregungslicht kürzer als /> von Emissionslicht. In der Biologie können wir Fluoreszenz in Lokalisierungsreaktionen nutzen, um bestimmte Moleküle in komplexen Gemischen oder in Zellen zu identifizieren. Fluoreszenz hat den Vorteil, dass sie ein sehr hohes Signal-Rausch-Verhältnis bietet, das es uns ermöglicht, räumliche Verteilungen seltener Moleküle zu unterscheiden. Um Fluoreszenz zu nutzen, müssen wir die Probe (eine Zelle, ein Gewebe oder ein Gel) mit einem geeigneten Molekül (einem Fluorochrom) markieren, dessen Verteilung nach der Belichtung sichtbar wird. Das Fluoreszenzmikroskop eignet sich ideal zum Nachweis bestimmter Fluorochrome in Zellen und Geweben.

    Das heute weit verbreitete Fluoreszenzmikroskop folgt dem grundlegenden "Auflicht"-Design von Ploem, der eine neuartige Anordnung von Filtern mit einem chromatischen Strahlteiler einsetzte (oft fälschlicherweise sowohl von Biologen als auch von Mikroskopverkäufern als dichroitischer Filter bezeichnet). Beim Auflicht-Fluoreszenzmikroskop wird das Objekt durch die Objektivlinse mit Fluoreszenzanregungslicht beleuchtet. Das Objekt emittiert längere-l-Fluoreszenz als Reaktion auf die kürzere- Anregungslicht. Das Objektiv dient dann sowohl der Beleuchtung als auch der Abbildung. Der chromatische Strahlteiler lässt Licht je nach Farbe durch oder reflektiert es. Für diese Anwendung kürzer Licht wird reflektiert und länger Licht wird durch den Splitter übertragen. Ploem platzierte den chromatischen Teiler im Strahlengang zwischen Objektivlinse und Okular in einem Winkel von 45°, damit er kürzer reflektieren würde Licht nach unten zum Objektiv. Je länger- Fluoreszenzemissionslicht würde durch den chromatischen Strahlteiler zum Okular übertragen.

    Die Mikroskope, die Sie in diesem und anderen Kursen verwendet haben, funktionieren alle auf die gleiche allgemeine Weise. Lichtstrahlen passieren ein Kondensorlinsensystem und beleuchten ein Objekt an vielen Punkten gleichzeitig. Bei der Auflicht-Fluoreszenzmikroskopie fungiert die Objektivlinse auch als Kondensor für den Anregungslichtstrahl. Bei seiner Wechselwirkung mit dem Objekt wird ein Teil dieses Lichts absorbiert, ein Teil dieses Lichts gestreut, ein Teil dieses Lichts reflektiert und ein Teil dieses Lichts wird verlangsamt oder verzögert (im Vergleich zu einem Lichtstrahl, der nicht durch die Objekt). Ein Teil des Lichts, das mit dem Objekt interagiert hat, passiert dann das abbildende Linsensystem des Mikroskops und liefert uns visuelle oder bildliche Bildinformationen über das Objekt. Der Prozess der Bilderzeugung arbeitet wie der Beleuchtungsprozess parallel, wobei viele Lichtstrahlen gleichzeitig zum Bild beitragen. Die Auflösung wird durch die Nähe überlappender Helligkeits- oder Dunkelheitspunkte begrenzt. Praktisch gesehen liegt die Auflösungsgrenze bei 0,18-0,2 µm mit den besten verfügbaren Objektiven und einem guten Präparat.

    Um Zellen mit dem Fluoreszenzmikroskop zu beobachten, ist es wichtig, die spektralen Eigenschaften des verwendeten Fluorochroms zu kennen. Um das Fluorochrom richtig anzuregen und anschließend seine Fluoreszenzemission zu beobachten, müssen entsprechende Filterpakete im Mikroskop vorhanden sein. Das Fluorochrom fluoresziert möglicherweise überhaupt nicht, wenn die Zellen mit dem im Strahlengang vorhandenen ungeeigneten Filterpaket beleuchtet werden. Schließlich ist es für jede Art von Fluoreszenzlokalisierungen wichtig, die entsprechenden Kontrollen zu haben, um sicherzustellen, dass die Zellen keine übermäßige Autofluoreszenz aufweisen (dh sie leuchten nicht ohne das Fluorochrom) und dass das Fluorochrom ist für das beobachtete Lokalisierungsmuster verantwortlich. Im Labor verfügen wir über mehrere Mikroskope, die für die Auflicht-Fluoreszenzmikroskopie ausgestattet sind.

    Konfokale optische Rastermikroskopie

    Beim Auflicht-Fluoreszenzmikroskop passiert ein Lichtstrahl einen chromatischen Strahlteiler und dann die Objektivlinse, um eine Probe zu beleuchten. Dieser Lichtstrahl wird verwendet, um Elektronen in im Objekt vorhandenen Fluorochrom-Molekülen anzuregen. Wenn einige dieser angeregten Elektronen in ihren Grundzustand zurückkehren, ist die Lichtemission durch das Okular des Mikroskops oder mit einer Kamera oder einem Videodrucker nachweisbar. Das Bild wird kontinuierlich über das gesamte Sichtfeld erzeugt. Ein Hauptproblem bei den auf diese Weise erzeugten Fluoreszenzbildern besteht darin, dass eine unscharfe Fluoreszenz als "Flare" im Objekt erscheint und das Signal erheblich reduziert. Darüber hinaus sind die menschlichen Augen keine ausreichend empfindlichen Fotodetektoren für die geringste Fluoreszenz, und die meisten videobasierten Bildgebungssysteme sind nur geringfügig besser als Ihre Augen. Unter Bedingungen, bei denen ein ausreichendes Signal vorhanden ist, um Fluorochrom-Verteilungsmuster leicht beobachten zu können, kann das Anregungslicht eine ausreichende Intensität haben, um eine Photooxidation zu bewirken (d.h., verbrennen) Ihr Exemplar. Schon nach wenigen Sekunden Belichtung mit der Anregungslampe können viele Informationen verloren gehen. Das konfokale optische Rastermikroskop, ein teures Instrumentarium, das das Objekt Punkt für Punkt mit einem kleinen Lichtstrahl beleuchtet (d.h.seriell) beseitigt die meisten Photooxidationsprobleme und ermöglicht die Beobachtung von Objekten über längere Zeiträume bei sehr hoher Auflösung mit geringem Signalverlust. Die Anordnung einer kleinen Apertur im Strahlengang erzeugt eine geringe Schärfentiefe und eliminiert effektiv Informationen außerhalb des Fokus bei der Bilderzeugung.

    Das konfokale optische Rastermikroskop wurde entwickelt, um ein Objekt seriell Punkt für Punkt zu beleuchten, wobei ein kleiner Lichtstrahl (von einem LASER) schnell in einem X-Y-Rastermuster über das Objekt gescannt wird. Das Rastermuster kann auf verschiedene Weise erzeugt werden, aber bei einem der populäreren Instrumente entsteht es als Folge der gleichzeitigen Rotation und Vibration eines polygonalen Spiegels. Die Vibration wird durch die Aktivität eines Servogalvanometers verursacht, während die Rotation durch die Aktivität eines kleinen Elektromotors verursacht wird. So scannt ein heller Lichtfleck ein Objekt von oben nach unten, Zeile für Zeile. Das Bild wird auch Punkt für Punkt erzeugt. Die Bilderzeugung wird an jedem Punkt im X-Y-Raster durch eine Photomultiplier-Röhre in Intensitäten übersetzt. Die Intensitätsinformationen werden digitalisiert und in einem Computer gespeichert. Ein komplexes Bildverarbeitungs-Softwarepaket ermöglicht die Visualisierung und Manipulation der Bilder. Die Auflösung ist für den LASER durch die Spotgröße begrenzt und nähert sich 0,12-0,15 µm für eine ideale Probe und mit den besten verfügbaren Objektivlinsen.

    Die Hersteller konfokaler optischer Rastermikroskope setzen an einer ganz besonderen Stelle im Strahlengang, nahe der Stelle des Photomultipliertubus, eine Lochblende ein. Dieses Pinhole befindet sich in einer Ebene, in der das Licht vom fokussierten Teil des Bildes auf einen Punkt konvergiert. Licht von Objektebenen oberhalb oder unterhalb der des fokussierten Bildes konvergiert nicht an dem Punkt im optischen Weg, der von der Lochblende eingenommen wird. Aufgrund dieses Designs werden unscharfe Bildinformationen soweit abgedunkelt, dass sie nicht erkennbar sind. Die Folge ist, dass alle unscharfen Informationen aus dem Bild entfernt werden und das konfokale Bild im Grunde ein „optischer Abschnitt“ eines möglicherweise relativ dicken Objekts ist. Die "Dicke" des optischen Abschnitts kann sich der Auflösungsgrenze nähern, aber in der Praxis ist die Auflösung in Z-Richtung etwas größer, ungefähr 0,4-0,8 &mgr;m. Der Wert optischer Schnitte lässt sich am besten mit der Fluoreszenzmikroskopie realisieren, bei der unscharfe Informationen das Bild verändern, verzerren oder sogar verschlechtern. Da die konfokalen Bilder in einem Computer gespeichert werden, ist es möglich, sie zu stapeln und dreidimensionale Rekonstruktionen zu erstellen. Die Bildverarbeitungsprogramme ermöglichen es uns auch, diese Bilder zu drehen und dreidimensionale Aspekte der Zellstruktur zu beobachten. Es mag Ihnen klar sein, dass der Computer, der für diese Bildmanipulationen verantwortlich ist, schnell und leistungsstark sein muss. Das größte Problem ist die Bildspeicherung, bei der einzelne Bilder routinemäßig >1.000.000 Byte Speicherplatz belegen können. In relativ kurzen Nutzungszeiten ist es einfach, eine ausreichende Anzahl von Bildern anzusammeln, um die größte Festplatte zu füllen.

    Zwei der drei auf dem Campus befindlichen konfokalen Rasterlichtmikroskope wurden von Carl Zeiss in Deutschland hergestellt. Das neueste Instrument (Modell 510) verfügt über drei Laser und vier Photomultiplier und ist so konzipiert, dass wir in schneller Folge mit zwei oder drei Lichtfarben beleuchten und bis zu drei überlagerte Signale (im Wesentlichen) gleichzeitig erkennen können. Die Signale werden mit Hilfe eines akustisch-optisch abstimmbaren Filters (AOTF) farblich voneinander getrennt. Das optische Mikroskop ist ein umgekehrtes Stativ. Der wichtigste Funktionsunterschied zwischen diesem Mikroskop und dem aufrechten Mikroskop in den meisten Labors besteht darin, dass bei diesem Instrument der Objektträger verkehrt herum in den Tischhalter eingelegt wird. Wie die meisten modernen Forschungsmikroskope ist dieses Mikroskop für Phasenkontrast-, Differentialinterferenzkontrast- und Fluoreszenzmikroskopie ausgestattet und kann mit diesen bildgebenden Verfahren zur konventionellen Bildgebung eingesetzt werden. Es ist jedoch mit einer Reihe von sehr hochkorrigierten (lesen Sie teuren) Objektiven ausgestattet, die am Revolver direkt unter dem Tisch angebracht sind. Diese Linsen werden für die hochauflösende konfokale Mikroskopie benötigt. Der konfokale Teil dieses Mikroskops befindet sich in einer Box, die über eine Zugangsöffnung am umgedrehten Stativ befestigt wird. Wie bei der Auflichtfluoreszenz tritt das Laserlicht durch die Objektivlinse, um die Probe zu beleuchten. Ein Luftfedertisch soll im Gebäude vorhandene Vibrationen eliminieren.

    Dekonvolutionsmikroskopie und Bildrekonstruktion

    Ein alternativer Ansatz zum Eliminieren von Streulicht aus fluoreszierenden Bildstapeln besteht darin, eine intensive iterative Bildanalyse und -verarbeitung von Objekten durchzuführen, die in mehreren benachbarten Brennebenen beleuchtet und fotografiert wurden. Die Bilder werden mit einer Hochleistungs-CCD-Kamera mit sehr hoher Vergrößerung unter Verwendung von Standard-Auflicht-Fluoreszenzmikroskopie aufgenommen. Die Anregungsquelle ist eine Quecksilberbogenlampe, und die Bandbreite für Anregung und Emission wird durch Filter gesteuert, die in rotierenden Filterrädern angeordnet sind. Die Lampe wird stabilisiert und der Strahl wird für eine gleichmäßige Beleuchtung der Probe randomisiert. Im Gegensatz zu konfokalen Scanning-Geräten wird bei diesem Mikroskop das gesamte Sehfeld gleichzeitig ausgeleuchtet.Mit diesem Mikroskop ist es möglich, eine schnelle sequentielle Bildgebung (4 Farben) von mehreren Fluorochromen durchzuführen. Bei sehr hoher Vergrößerung wirkt die Fluoreszenz von jedem Punkt in einer Zelle als Punktquelle. Indem die Bildstreufunktionen oberhalb und unterhalb der Fokusebene bekannt sind, ist es möglich, Ursprungspunkte für Fluoreszenz zu bestimmen und Lichtstrahlen von dieser Punktquelle oberhalb und unterhalb der Fokusebene zu spreizen. Ein iterativer Algorithmus, der im Wesentlichen eine Linearkombination ist, wird von einem Computer an den benachbarten Pixeln innerhalb einer einzelnen Bildebene und in aufeinanderfolgenden Bildebenen durch die Dicke des Objekts durchgeführt. Spreizende Lichtstrahlen werden vom rekonstruierten Bildstapel subtrahiert, und dieses Licht wird zur Quelle zurückgeführt, wodurch das Rauschen reduziert bzw. das Signal erhöht wird. Wir haben vor kurzem ein hochentwickeltes DeltaVision-Mikroskop von Applied Precision, Inc. erworben, das diese Bilder aufnehmen und dann die computerintensiven Operationen durchführen soll. Diese Art von Mikroskop ist besonders gut geeignet, um dreidimensionale Fluoreszenzbilder von kleinen, lebenden Zellen zu erzeugen.

    Polarisationslichtmikroskopie

    Wenn Licht ein Objekt durchdringt, interagiert es mit einigen oder allen Atomen und Molekülen, die in diesem Objekt vorhanden sind. In diesen Interaktionen, manchmal Licht einer besonderen (d.h., Farbe) wird von den Atomen oder Molekülen absorbiert, während manchmal Licht gestreut wird. Die Wechselwirkung von Licht mit einem durchscheinenden Objekt führt oft zu einer leichten Verringerung der Geschwindigkeit des Lichtstrahls. Das Ausmaß dieser Geschwindigkeitsreduzierung kann als Brechungsindex des Objekts gemessen werden. Bei bestimmten Arten von Objekten, insbesondere solchen mit hoher Ordnung in bestimmten Achsen des Objekts, wie beispielsweise kristalline oder parakristalline Anordnungen, ist die Wechselwirkung mit Lichtstrahlen je nach Orientierung des Objekts relativ zum auftreffenden Lichtstrahl sehr unterschiedlich. Dadurch sind die Brechungsindizes in verschiedenen Achsen des Objekts messbar unterschiedlich. Ein solches Objekt mit mehreren Brechungsindizes nennt man doppelbrechend. Doppelbrechung (mehrere Brechungsindizes) resultiert aus der Ausrichtung von Atomen oder Molekülen in bestimmten Ebenen eines Objekts diese Atome oder Moleküle wechselwirken stark mit Lichtstrahlen, die aus einer bestimmten Richtung auf sie auftreffen, und in weit geringerem Maße mit Lichtstrahlen, die auf sie aus eine andere Richtung. Es gibt zwei Arten von Doppelbrechung, intrinsische Doppelbrechung, die sich aus atomarer oder molekularer Ordnung in einer kristallinen oder parakristallinen Anordnung ergibt (d.h., Calcitkristalle, Membranen) und Doppelbrechung bilden, die aus supramolekularen Assoziationen in parakristallinen Anordnungen resultiert (d.h., Mikrotubuli in einer Spindel).


    - Polarisiertes Licht und Doppelbrechungsverzögerung -

    Jeder in eine bestimmte Richtung strahlende Lichtstrahl schwingt in alle Richtungen um die Fahrachse. Lichtstrahlen, deren Schwingung auf eine einzelne Ebene oder auf einige Ebenen beschränkt ist, werden als . bezeichnet polarisiertes Licht. Doppelbrechung ist direkt als Intensitätsunterschiede in verschiedenen Achsen von kristallinen oder parakristallinen Objekten beobachtbar, wenn sie mit polarisiertem Licht betrachtet werden. Da Doppelbrechung aus unterschiedlichen Wechselwirkungen zwischen dem Lichtstrahl und Atomen oder Molekülen im Objekt in unterschiedlichen Richtungen resultiert, wird das Objekt in der Praxis für den polarisierten Lichtstrahl um die Schwingungsebene gedreht, um die Intensitätsunterschiede im Objekt zu maximieren (normalerweise befindet sich die dominante Objektachse in einem Winkel von 45° relativ zur Polarisationsebene). Das Ausmaß des Brechungsindexunterschieds in verschiedenen Achsen des Objekts ist eine messbare Größe, die als bekannt ist Doppelbrechungsverzögerung (BR). BR wird (als Abstand) gemessen, indem ein Objekt mit bekannter Doppelbrechungsverzögerung in den Lichtstrahl platziert wird und durch Drehen des kalibrierten Objekts um die optische Achse die Helligkeit in der Probe gelöscht wird. Mit dieser Kompensationstechnik wurde gezeigt, dass BR in direktem Zusammenhang mit der Anzahl der ausgerichteten Mikrotubuli in mitotischen Spindeln in lebenden Zellen steht. Dieses Prinzip und Verfahren kann bei der Untersuchung der Mikrotubuli-Dynamik von Bedeutung sein, wo mitotische Spindeln von sich entwickelnden Seeigeln auf völlig nichtinvasive Weise sichtbar gemacht werden können.


    USB-Computermikroskope, auch Computermikroskope oder computerverbundene Mikroskope genannt, werden an einen USB-Anschluss eines Computers oder Fernsehers angeschlossen. Anstatt mit einem Okular zu schauen, betrachtet der Betrachter das Präparat wie eine Webcam mit Objektiv über den Computermonitor oder den Fernsehbildschirm. Die meisten dieser Mikroskope sind Handheld-Mikroskope und können Bilder als Dateien oder Videos speichern. Die meisten haben jedoch nur eine geringe Vergrößerung, und eine ausreichende Beleuchtung kann ein Problem sein.

    Taschenmikroskope sind handgehalten, langlebig und nützlich für die Feldarbeit. Die Größen variieren, und einige haben die Größe eines Tintenstifts. Die meisten verwenden natürliches Licht oder sind batteriebetrieben, mit 25- bis 100-facher Vergrößerung. Tragbare Mikroskope können auch digital sein.


    Schau das Video: Counting Cells with a Hemocytometer (August 2022).