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Wie erhöht eine Temperaturerhöhung das zusammengesetzte Aktionspotential in einer Nervenzelle?

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In den meisten Nervenzellen nimmt das Aktionspotential mit steigender Temperatur ab. Aber ein paar Veröffentlichungen, die ich mir angesehen habe, besagen, dass sich einige Nerven anders verhalten (https://pubmed.ncbi.nlm.nih.gov/20077389/) . Also habe ich mich gefragt, was die Biologie dahinter steckt.


Experiment: Einfluss der Temperatur auf die Nervenleitgeschwindigkeit

Können Sie die Ausbreitungsgeschwindigkeit des Aktionspotentials verlangsamen? Hier verwenden Sie die Temperatur, um genau das zu tun.

Was wirst du lernen?

Sie erfahren, wie die Leitungsgeschwindigkeit eines Nervs von der Temperatur abhängt, und Sie messen die Leitungsgeschwindigkeit direkt unter zwei verschiedenen Temperaturbedingungen

Voraussetzung Labs
  • Einführung in die Leitungsgeschwindigkeit - Wir empfehlen, zuerst dieses Experiment durchzuführen, da es Ihnen beibringt, wie Sie Regenwurmexperimente einrichten und Ihre 2-Kanal-SpikerBox mit Audacity verwenden.
  • Vergleich der Geschwindigkeit zweier Nerven - Dieses Experiment hilft zu erklären, wie man sowohl vom lateralen als auch vom medialen Riesennerv des Regenwurms aufzeichnet.
Ausrüstung

Zusammengesetzte Aktionspotentiale

Erhalten Sie Zugriff auf diesen Abschnitt, um alle Hilfestellungen zu erhalten, die Sie bei Ihren Aufsatz- und Bildungszielen benötigen.

Yentl Smith BIOL 3810-504 Zusammengesetzte Aktionspotentiale Durchführungsdatum: 15. Februar 2011 Abgabetermin: 01. März 2011 Einführung Neuronen sind die Zellen, die elektrische Signale empfangen und übertragen (University of North Texas, 2010). Die Fähigkeit des Neurons, diese Impulse zu leiten, beruht auf einer elektrochemischen Spannung über der Plasmamembran dieses Neurons. Ein Aktionspotential ist eine Alles-oder-Nichts-Reaktion auf einen Reiz entlang eines einzelnen Axons. Ein zusammengesetztes Aktionspotential ist eine abgestufte Reaktion, die aus der Stimulation von mehr als einem Axon resultiert.

Aktionspotentiale lassen sich in fünf verschiedene Phasen einteilen: Ruhepotential, Schwelle, Steigen, Fallen und Erholung. Das Innere einer Zelle ist negativ geladen und die Potentialdifferenz über die Plasmamembran liegt zwischen 50 und 90 mV. In einer ruhenden Zelle ist die Membran für Kalium durchlässiger als für Natrium. Wenn die synaptische Aktivität die Zelle weniger negativ macht, öffnen sich die Natriumkanäle. Überschreitet die Zellspannung einen bestimmten Wert, wird ein Aktionspotential erzeugt.

Aktionspotentiale, Veränderungen des Membranpotentials, die auftreten, wenn eine Nervenzellmembran stimuliert wird (Ritchison), passieren innerhalb von Millisekunden. Nachdem die Spannung das Schwellenpotential erreicht hat, öffnen sich weitere spannungsgesteuerte Natriumkanäle und die Spannung der Membran erreicht ihren positivsten Wert. Die spannungsgesteuerten Natriumkanäle schließen sich kurz nach dem Öffnen und damit öffnen sich die Kaliumkanäle. Jetzt strömt Kalium zurück in die Zelle und repolarisiert die Zelle wieder auf ihr Ruheniveau. Da nun viel mehr Kaliumtore geöffnet sind als in der Ruhephase der Zelle, hyperpolarisiert die Zelle.

Schließlich schließen sich die zusätzlichen Kaliumtore, die geöffnet waren, und die Natriumkanäle sind bereit, sich wieder zu öffnen. Es gibt kein schwaches oder partielles Aktionspotential, weil Aktionspotentiale alles oder keine sind (Randall, French, & Burggren, 2002). Entweder wird die Schwelle erreicht, die ein Aktionspotential auslöst, oder nicht (Ritchison). Direkt nach einem Aktionspotential reagiert die Membran auf keine Stimulation, da die Natriumtore nicht aktiviert sind, aber die Kaliumtore aktiv sind. Diese Periode wird als absolute Refraktärperiode bezeichnet (University of North Texas, 2010).

Etwas später kann ein weiteres Aktionspotential erzeugt werden, allerdings muss der Reiz größer als die Schwelle sein, da in dieser Zeit nicht alle Natriumtore aktiviert werden. Dies ist die relative Refraktärzeit. Zu Beginn dieser Periode ist ein Reiz, der weit über der Schwelle liegt, erforderlich, um ein Aktionspotential zu erzeugen, aber im Laufe der Zeit wird die Nervenzellmembran einen immer kleineren Reiz benötigen, um ein Aktionspotential auszulösen. Am Ende der relativen Refraktärzeit wird nur ein leicht über dem Schwellenwert liegendes Stimulus die Arbeit erledigen.

Einmal in der Nähe des Somas initiiert, wachsen Aktionspotentiale und verteilen sich entlang der Axone (Sasaki, Matsuki und Ikegaya). Die Bewegung von Aktionspotentialen entlang eines Axons wird durch positive Ladungen in der Zelle verursacht, die in einen nicht stimulierten Bereich austreten. Aktionspotentiale finden nur in den Knoten myelinisierter Zellen statt, da die Isolierung verhindert, dass die Aktionspotentialströme aus der Membran austreten. Materialien und Methoden Frosch Präparierbrett Pinzette Schere Glasstab mit feiner Spitze Ringerlösung Fadenaufnahme Nervenbad mit Deckel Power Lab Labor Tutor Computer Stimulationselektroden Aufnahmeelektroden

Der Frosch wurde seziert, um den Ischiasnerv freizulegen. Der Ischiasnerv wurde dann entfernt und in ein Bad mit Ringer-Lösung gelegt. Anschließend wird der Nerv in ein Nervenbad gelegt, das mit dem Power Lab verbunden ist, um Reize zu empfangen. Der Computer zeichnete die Daten auf. Dieses Experiment bestand aus drei Teilen: Schwellenspannung und maximale Amplitude des zusammengesetzten Aktionspotentials, Refraktärperiode und Leitungsgeschwindigkeit des Nervs. Ergebnisse Der erste Teil dieses Experiments bestand darin, einen Frosch zu sezieren und seinen Ischiasnerv zu entfernen. Das Tier wurde mit der ventralen Seite nach oben an einem Sezierbrett befestigt und in eine Sezierpfanne gelegt.

Mit einer Schere wurde die Haut des Frosches um seinen Bauch geschnitten und nach unten und von den Beinen abgezogen. Mit der Pinzette wurde der Urostyle gegriffen und freigeschnitten, wodurch das Nervengeflecht direkt darunter freigelegt wurde. Mit dem Glashaken wurde der Ischiasnerv lokalisiert und aus der Ischiasarterie gehoben und aus dem Rückenmark herausgeschnitten. Um das freie Ende wurde ein Faden gebunden und nach dem Durchtrennen des Beins vom Bauch wurde der Rest des Nervs aus dem Wadenmuskel durchtrennt. Der zweite Schritt zu diesem Experiment war der richtige Aufbau der Ausrüstung (dh Nervenbad und Kraftlabor). Die Stimulationselektroden werden zuerst mit dem Nervenbad verbunden.

Sie werden am Ende angeschlossen, wo die Spulen näher beieinander liegen und die BNC-Anschlüsse werden in die Power Lab-Ausgangsanschlüsse gesteckt. Es gibt zwei Sätze von Aufzeichnungselektroden, die ebenfalls an das Nervenbad angeschlossen werden müssen. Der erste Satz wird hier angeschlossen: Der zweite Satz Aufzeichnungselektroden wird hier angeschlossen: Die positiven und negativen BNC-Anschlüsse der Stimulationselektroden sollten mit den analogen Ausgängen des Power Lab verbunden werden. Der erste Satz Aufzeichnungselektroden sollte an Eingang 1 und der zweite Satz an Eingang 2 am Power Lab angeschlossen werden, wie gezeigt:

Endlich kann das Experiment beginnen. In Übung 1 wurden die Schwellenspannung und die maximale Amplitude des zusammengesetzten Aktionspotentials bestimmt. Stellen Sie die Stimulusspannung im Lab Tutor auf 10 mV ein. Klicken Sie auf Start, und nach einer Verzögerung von 1 ms stimuliert das Computerprogramm den Nerv und zeichnet für 5 ms auf. Erhöhen Sie die Spannung weiter um 10 mV, bis mindestens drei aufeinanderfolgende Reaktionen auftreten, deren Amplitude nicht ansteigt. Wenn Sie keine drei aufeinander folgenden Antworten erhalten, stoppen Sie, wenn 400 mV erreicht sind. Reiz (mV)| Zusammengesetztes Aktionspotential (mV)| 10| | 20| 2. 79| 30| 4. 17| 40| 5. 8| 50| 6. 92| 60| 8. 24| 70| 9. 63| 80| 10. 99| 90| 12. 30| 100| 13. 67| 110| 15. 09| 120| 14. 89| 130| 16. 42| 140| 17. 71| 150| 19. 15| 160| 20. 62| 170| 21. 94| 180| 23. 31| 190| 24. 15| 200| 26. 01| 210| 27. 17| 220| 28. 31| 230| 28. 87| 240| 30. 52| 250| 31. 70| 260| 32. 71| 270| 33. 47| 280| 34. 33| 290| 34. 84| 300| 36. 05| 310| 36. 81| 320| 37. 49| 330| 37. 94| 340| 38. 34| 350| 38. 64| 360| 39. 10| 370| 39. 30| 380| 39. 41| 390| 39. 56| 400| 39. 65| Nach 43 Versuchen mit zunehmender Amplitude wurde das maximale Compound-Aktionspotential nie erreicht.

Das zusammengesetzte Aktionspotential stieg weiter an, bis der Stimulus 500 mV betrug, wo das zusammengesetzte Aktionspotential mit 21 mV aufgezeichnet wurde. So sah das Diagramm nach Experiment 1 aus. Die X-Achse ist die Reizspannung (mV) und die Y-Achse die Reaktion (mV). Als die Reizspannung größer wurde, wurde auch die Reaktion des Nervs größer. In Übung 2 wird die Refraktärzeit des Nervs bestimmt. Die Stimulusspannung wurde auf die kleinste Spannung eingestellt, die für eine maximale CAP in der vorherigen Übung erforderlich war, die 20 mV betrug, und das Intervall wurde auf 4 ms eingestellt. Nach dem Klicken auf Start stimulierte der Lab Tutor den Nerv zweimal und er zeichnete für 10 ms auf. Nun musste das Intervall um 0,5 ms verringert werden, bis 2,0 ms erreicht waren. Danach wurde das Intervall um 0,1 ms verringert, bis 1,0 ms erreicht war. Stimulationsintervall| Amplitude 2. CAP| 4. 0| 2. 93| 3. 5| 2. 92| 3. 0| 2. 94| 2. 5| 2. 84| 2. 0| 2. 90| 1. 9| 2. 94| 1. 8| 2. 89| 1. 7| 2. 87| 1. 6| 2. 80| 1. 5| 2. 86| 1. 4| 2. 90| 1. 3| 2. 81| 1. 2| 2. 88| 1. 1| 2. 91| 1. 0| 2. 86| Als das Stimulusintervall abnahm, blieb die Amplitude des CAP innerhalb eines Bereichs von +/– 0, mV der anfänglichen 2,93 mV. In Übung 3 wurde die Leitungsgeschwindigkeit des Nervs bestimmt. Im Stimulatorpanel wurden 40 mV eingetragen. Nach dem Klicken auf Start nahm Lab Tutor 5 ms lang auf zwei verschiedenen Kanälen auf. Ein Lineal wurde verwendet, um den Abstand in Millimetern zwischen den negativen Anschlüssen der beiden Aufzeichnungselektroden zu messen. Der Wellenform-Cursor und der Marker wurden verwendet, um das Zeitintervall zu bestimmen, in dem sich die CAP zwischen den beiden Elektroden bewegt. Der Nerv, der für dieses spezielle Labor verwendet wurde, starb in diesem Teil des Experiments, weshalb es in dieser Grafik keinen zweiten Peak gibt.

Diskussion Das Ergebnis von Übung 1 war nicht das, was es hätte sein sollen. Es hätte einen Punkt geben müssen, an dem die Amplitude des zusammengesetzten Aktionspotentials aufhörte zu steigen. Der maximale Reiz wurde jedoch nie erreicht. Die ständige Zunahme der Amplitude bei höheren Reizspannungen ist darauf zurückzuführen, dass zusätzliche Axone innerhalb des Nervs ihre individuelle Schwelle erreichen (University of North Texas, 2010). In Übung 2 waren die Ergebnisse in Ordnung. In der Grafik können Sie deutlich sehen, wie die Intervalle zunehmen, da die Amplitude weitgehend gleich geblieben ist.

Die Verwendung von zwei Stimuli, die beide nahe dem Maximum sind, half dabei, beide Refraktärperioden zu bestimmen. Zu Beginn der Refraktärzeit war ein großer Reiz erforderlich, um ein Aktionspotential auszulösen. Allmählich wurde der benötigte Reiz schwächer und schwächer. In Übung 3 starb der für dieses Experiment verwendete Nerv während des Tests ab. Die Leitungsgeschwindigkeit sollte bestimmt werden. Dieser Ischiasnerv enthält mehrere verschiedene Arten von Nervenfasern, von denen jede ihre eigene Leitungsgeschwindigkeit hat. Der Unterschied variiert je nach verschiedenen Durchmessern sowie je nach Myelinisierungsgrad der Nervenfasern.

Der Unterschied zwischen den Fasern vom Typ A und B ist auf den Unterschied im Durchmesser zurückzuführen (Typ A 18-11 um Typ B 3 um), und der Unterschied in der Leitgeschwindigkeit zwischen den Fasern vom Typ B und C basiert auf unterschiedlichen Myelinisierungszuständen (University of North Texas , 2010). Bei dieser Übung sollten die Unterschiede in der Leitungsgeschwindigkeit zwischen den verschiedenen Arten von Nervenfasern offensichtlich sein. Fazit Aktionspotentiale und ihre Entstehung ist einer der wichtigsten Aspekte des Nervensystems. Es ist die Grundlage der neuronalen Kommunikation. Gedanken, Gefühle und Bewegung sind nur einige der wichtigen Dinge, die Handlungspotential erfordern.


MP35-Einrichtung und Anschlüsse für die Aufnahme von CAP:s

Es wird davon ausgegangen, dass MP3X und BSLSTMA an ihre Stromquellen (AC100) angeschlossen, aber ausgeschaltet sind. Außerdem wird davon ausgegangen, dass der MP3X mit dem Host-Computer verbunden ist und die BSL PRO-Software installiert und betriebsbereit ist. Einzelheiten entnehmen Sie bitte dem Biopac Student Lab PRO Handbuch.

Hardware-Setup

Verbindungen zum BIOPAC-Stimulator (BSLSTMx)

Verbindungen zur Nervenkammer

  • Siehe folgendes Anschlussdiagramm.
    • "R" bezeichnet das Aufnahmekabel (BSLCBL3A oder BSLCBL4B).
    • Das "Masse" Kabel ist das schwarze Kabel des Aufnahmekabels.
    • Die Erdungsleitungen des Aufzeichnungskabels und des Stimulatorkabels (Schwarz, Stim-) sollten am gleichen Punkt der Nervenkammer angeschlossen werden.
    • Die Platzierung der Elektroden kann je nach Nervenlänge oder Art der verwendeten Nervenkammer variieren. Die Leitungen brauchen nur
      um die in diesen Diagrammen gezeigte allgemeine Reihenfolge zu befolgen. Das heißt, die positive Antwortleitung (Rot - R+)
      muss weiter von den Stimulator-Elektroden entfernt positioniert werden als die Negativ-Reaktions-Elektrode (Weiß - R-), aber
      beide können auf derselben Seite der Nervenkammer positioniert werden.
    • Es ist sehr wichtig, eine solide elektrische Verbindung zwischen den BSL-Ableitungen und dem Nerv zu haben
      Kammer. Wenn an einem Kabel oder einer Buchse Korrosion vorhanden ist, muss es gereinigt werden. Es ist wichtig, eine enge
      zwischen Leitung und Buchse passen.
    • Positionieren Sie die Nervenkammer für den bestmöglichen Zugang, ohne die Nervenkammer anzustoßen oder
      an Kabeln oder Leitungen ziehen.
    • Es ist wichtig, eine gute Verbindung zwischen dem Nerv und den Stiften in der Kammer zu haben. Ein Weg, um
      Um eine gute Verbindung zu gewährleisten, schleifen Sie die Spitze der Nervenkammerstifte leicht mit einem Schleifpad ab.
      B. das BIOPAC ELPAD, und reinigen Sie sie anschließend mit Alkohol.

    Software-Setup

    • Starten Sie die BSL PRO-Software. Das Programm öffnet automatisch ein neues Fenster "Untitled1".
    • Verschieben Sie die Vorlagendatei (CAPtemp) aus dem Netzwerk auf Ihren Desktop und öffnen Sie sie. Öffnen Sie die Datei nicht auf Stushares
    • Die Vorlage wird mit einem Diagrammfenster und dem Stimulatorfenster geöffnet.
    • Wichtig! Das Stimulator-Fenster muss während der Erfassung geöffnet bleiben.
    • Stellen Sie sicher, dass BSL PRO mit dem MP3X-Gerät kommuniziert.
    • Bei ordnungsgemäßer Funktion sollte neben der Schaltfläche "Start" ein grünes Licht angezeigt werden

    Software-Setup

    • Wichtig! Das Stimulator-Fenster in der Software muss während der Aufnahme geöffnet bleiben!
      • Eine kurze Übersicht über die Verwendung des BIOPAC-Stimulators finden Sie im BSL-Hardwarehandbuch.
      • Verwenden Sie die Taste, um den "Bereich" auf 0 bis 10 Volt einzustellen (nach rechts).
      • Stellen Sie den Schalter "Reference" auf die Position "Actual" (oben).
      • Drehen Sie den "Level"-Knopf ganz gegen den Uhrzeigersinn, um den Stimulator auf 0 Volt einzustellen.
      • Jedes Mal, wenn die Aufnahme gestartet wird, sollte das Ausgangslicht an der Vorderseite des Stimulators blinken.

      Stimulator-Setup

      Wichtig! Das Stimulator-Fenster in der Software muss während der Aufnahme geöffnet bleiben!

      • Eine kurze Übersicht über die Verwendung des BIOPAC-Stimulators finden Sie im BSL-Hardwarehandbuch.
      • Verwenden Sie die Taste, um den "Bereich" auf 0 bis 10 Volt einzustellen (nach rechts).
      • Stellen Sie den Schalter "Reference" auf die Position "Actual" (oben).
      • Drehen Sie den "Level"-Knopf ganz gegen den Uhrzeigersinn, um den Stimulator auf 0 Volt einzustellen.
      • Wenn der Computer noch nicht eingeschaltet ist, schalten Sie ihn jetzt ein, gefolgt von der MP3X-Einheit und dann dem BIOPAC-Stimulator.
      • Überprüfen Sie die LED-Anzeige, um zu bestätigen, dass der Stimulator auf 0 Volt eingestellt ist.
      • Stellen Sie sicher, dass der Stimulator funktioniert, indem Sie auf die Schaltfläche "Start" klicken, um eine Erfassung zu starten.
      • Jedes Mal, wenn die Aufnahme gestartet wird, sollte das Ausgangslicht an der Vorderseite des Stimulators blinken.
        Hinweis: Wenn eine Erfassung wiederholt wird, erhalten Sie die Warnung "Vorhandene Daten überschreiben?"
        Klicken Sie einfach auf "OK"

      Kalibrierung

      Der MP3X muss mit dem Signal "Reference Out" des Stimulators kalibriert werden, um sicherzustellen, dass der Basislinienwert 0 . beträgt
      Volt.

      • Klicken Sie bei ausgeschaltetem Stimulator (bei BSLSTMx, Pulslicht an der Vorderseite des Stimulators leuchtet nicht oder blinkt) auf die
        Maus in den Bereich „Vertikale Skalierung“ von Kanal 1, um das Fenster „Vertikale Skalierung“ zu generieren. Klicken Sie auf "Skalieren…"
        um das Fenster "Skalierungsparameter ändern" zu generieren. Die Anfangseinstellungen sollten wie folgt sein:
        • Eingangswert 0 mV wird dem Skalenwert von 0 Volt zugeordnet
        • Eingangswert 1 mV wird dem Skalenwert von 1 Volt zugeordnet

        1. Einleitung

        Die elektrische Impedanztomographie (EIT) ermöglicht die Abbildung von Impedanzänderungen (dZ) im Nervengewebe, die durch das Öffnen von Ionenkanälen über Millisekunden (Oh et al 2011, Aristovich et al 2016, Fouchard et al 2016, Faulkner et al 2017, Aristovich et al 2018, Hannan et al 2018). Es hat das Potenzial, in der Neuroprothetik verwendet zu werden (Hope et al 2018) und den neuen Bereich Elektrozeutika (Famm 2013, Waltz 2016). Letzteres zielt darauf ab, Krankheiten durch elektrische Stimulation autonomer Nerven zu behandeln. Die EIT mit einer zylindrischen Nervenmanschette bietet ein neuartiges Mittel zur Abbildung des zusammengesetzten Aktionspotentials (CAPs) in Faszikeln innerhalb autonomer Nerven und bietet somit eine Methode zur Vermeidung von Off-Target-Effekten durch selektive Stimulation identifizierter Faszikel.

        In Elektrozeutika beim Menschen könnte ein Ziel darin bestehen, eine schnelle neuronale EIT mit einer Manschette um den zervikalen Vagusnerv durchzuführen und die Aktivität in Bauchorganen zu modulieren, die einen Meter entfernt sein können. Die schnelle neuronale EIT beruht auf der Abbildung von Impedanzänderungen über die Zeit und damit der Differenzen über Millisekunden während des CAP. Die Dispersion glättet diese Unterschiede und stellt damit eine Herausforderung für die Aufnahme von EIT-Bildern in Bezug auf die CAP in Elektrozeutika dar.

        1.1. Ausbreitung in Nerven

        Aufgrund der Variabilität der Fasergrößen in Nerven und der Proportionalität der Leitungsgeschwindigkeit zum Faserdurchmesser (Waxman 1980) variieren die Ausbreitungsgeschwindigkeiten der einzelnen Fasern. Infolgedessen nimmt die Amplitude des zusammengesetzten Aktionspotentials, das eine aggregierte Summe aller einzelnen Aktionspotentiale ist, entlang des Nervs nach seiner Initiierung ab. Dies wird allgemein als zeitliche Dispersion definiert (Freeman 1972, Dorfman 1984, Olney et al 1987, Taylor 1993, Schulte-Mattler et al 2001) (Abbildung 3).

        Der Dispersionseffekt ist bei nicht myelinisierten Nerven mit kleinem Durchmesser viel größer. Es wurde hauptsächlich in peripheren Nerven untersucht, die hauptsächlich aus großen myelinisierten Fasern bestehen, da sie Signale höherer Stärke erzeugen und niedrigere Reizschwellen besitzen (Hallin und Torebjörk 1973, Torebjörk und Hallin 1974). Zum Beispiel wurde das zusammengesetzte Aktionspotential um 36 % reduziert, wenn der menschliche Nervus ulnaris im Bereich oberhalb des Ellenbogens und des Handgelenks stimuliert und am fünften Finger aufgezeichnet wurde (Olney et al 1987). In Taylor (1993) und Schulte-Mattler et al (2001) wurden große menschliche periphere Nerven einschließlich Median-, Ulnar-, Peroneal- und Tibialnerven stimuliert und zusammengesetzte motorische Aktionspotentiale wurden einige Dutzend cm vom Stimulus entfernt aufgezeichnet.Diese Studien zeigten nur einen geringen Amplituden- und Flächenzerfall, der im Bereich von 5–45% pro Meter Nervenlänge lag. Im Gegensatz dazu im Riechnerv der Katze (Freeman 1972), der hauptsächlich aus kleinen unmyelinisierten Fasern besteht 0,1–0,5 μm Durchmesser, CAPs konnten nicht weiter als 2,5 mm von der Stimulationsstelle entfernt aufgezeichnet werden. In vagal C Fasern, gab es eine Abnahme von >50% bei 4 mm vom Aktivierungspunkt (Chang et al 2015).

        1.2. Schnelle neuronale EIT

        Ähnlich wie die traditionelle EIT ist die schnelle neuronale EIT in der Lage, ein Bild der Leitfähigkeitsänderung eines Gewebes zu rekonstruieren, indem elektrische Ströme injiziert und Oberflächenspannungen aufgezeichnet werden (Aristovich et al 2018). Schnelle neuronale EIT ist in der Lage, schnelle Veränderungen im somatosensorischen Kortex der Ratte abzubilden (Aristovich et al 2016) und wurde erfolgreich auf den Ischiasnerv der Ratte angewendet in vivo um Echtzeitbilder in seinen tibialen und peronealen Faszikeln zu erhalten (Aristovich et al 2018). Dazu wurden der N. tibialis posterior und N. peroneus communis elektrisch stimuliert und die Aktivität mit der flexiblen Multielektrodenmanschette, die wenige Zentimeter von der Stimulationsstelle entfernt am Hauptnerv des Ischiasnervs platziert wurde, aufgezeichnet. Die räumliche und zeitliche Auflösung der Bilder betrug 100 μm und 0,3 ms, die sich als besser erwiesen als diejenigen, die mit inverser Quellenanalyse erhalten wurden. Die in dieser Studie präsentierten Ergebnisse dienten als Proof of Concept und zeigten das hohe Potenzial der schnellen neuronalen EIT, um das Innere von Nerven auf faszikelförmiger Ebene abzubilden.

        Etwa die Hälfte der Fasern im Ischiasnerv der Ratte ist jedoch myelinisiert (Schmalbruch 1986, Fouchard et al 2016) mit größeren Durchmessern und Leitungsgeschwindigkeiten und nehmen daher den Großteil der Nervenquerschnittsfläche ein. Nur diese großen Fasern wurden in Aristovich abgebildet et al (2018), da sie niedrigere Aktivierungsschwellen und signifikant niedrigere Dispersionsgrade im Vergleich zu den nicht myelinisierten hatten (für eine detaillierte Erklärung siehe Abschnitt 1.3 unten).

        1.3. Auswirkungen der Dispersion für schnelle neuronale EIT

        Die Verwendung von EIT für die Bildgebung im Inneren autonomer Nerven ist schwieriger, da das Signal-Rausch-Verhältnis niedriger ist. Dies hat die Entwicklung numerischer Modelle der Ionenkanalöffnung und der daraus resultierenden Impedanzänderungen in peripheren Nerven motiviert, mit dem Ziel, optimale elektrische und geometrische Parameter für die EIT während der CAP vorzuschlagen. Diese wurden bisher für unmyelinisierte Riesenkalmaraxone mit Hodgkin-Huxley (HH)-Ionenkanälen (Hodgkin und Huxley 1952) und Säugetier- C-Nozizeptoren (Tigerholm et al 2014) mit bis zu acht identischen Fasern mit gleichzeitig initiierten Aktionspotentialen (AP) (Tarotin et al 2019). Echte autonome Nerven wie der zervikale Vagusnerv bestehen jedoch aus Tausenden ähnlicher kleiner Fasern. Mehr als zwei Drittel davon sind bei Säugetieren nicht myelinisiert (De Neef et al 1982, Asala und Bower 1986, Prechtl und Powley 1987, Soltanpour und Santer 1996) und Menschen (Shimizu et al 2011, Verlinden et al 2016) haben diese langsame Leitungsgeschwindigkeiten (CV) von etwa

        0,5–2 m s –1 (Coleridge und Coleridge 1984). Diese Fasern haben unterschiedliche Durchmesser und damit CV. Dies verursacht eine Streuung von Aktionspotentialen entlang des Nervs während der Ausbreitung. Folglich ist es schwierig, ein Signal mit ausreichender Amplitude aufzuzeichnen, wenn man sich von einem Stimulationspunkt entfernt, und dieser Effekt ist bei nicht myelinisierten Fasern proportional größer als bei schneller leitenden Fasern. Zum Beispiel konnten beim Ischiasnerv der Ratte signifikante Impedanzänderungen nur in schnellen Fasern mit geringer Dispersion mehr als 5 cm vom Beginn entfernt aufgezeichnet werden (Aristovich et al 2018). Impedanzmessungen im nicht myelinisierten Gehbeinnerv der Krabbe (Boone 1995) zeigten ebenfalls eine hohe Streuung mit der Möglichkeit der CAP-Aufzeichnung nur bis zu 1,6 cm vom Stimulus entfernt. Außerdem konnten im Ischiasnerv-Experiment der Ratte (Aristovich et al 2018), während die Aktivität von C Fasern waren nicht sichtbar.

        Trotz dieses Problems besteht für das EIT die Möglichkeit, unmyelinisierte Fasern über größere Entfernungen als das CAP abzubilden. Dies liegt daran, dass zu erwarten ist, dass sich extrazelluläre Aktionspotentiale einzelner Fasern früher verteilen als die entsprechenden Impedanzänderungen. Dies liegt daran, dass CAPs normalerweise zweiphasig oder dreiphasig sind (Harper und Lawson 1985, Gold et al 2006, Agudelo-Toro und Neef 2013, Ghitani et al 2017), sodass sie sich bei Trennung durch Dispersion aufheben. Bei Impedanzänderungen, die hauptsächlich monophasisch sind (Faulkner et al 2017, Aristovich et al 2018) sollte dZ daher grundsätzlich langsamer sinken als CAP.

        Wir haben die Möglichkeit untersucht, dZ weiter als CAPs aufzuzeichnen, indem wir 3D-FEM-Rechenmodelle entwickelt haben, die 50 Fasern mit HH umfassen (Hodgkin und Huxley 1952) oder C-Nozizeptor (Tigerholm et al 2014) Ionenkanäle mit normalverteilten Größen und Ausbreitungsgeschwindigkeiten. Diese Modelle waren bidirektional mit dem Außenraum gekoppelt, was die Injektion von elektrischem Strom über externe Elektroden und die gleichzeitige externe Aufzeichnung in verschiedenen Entfernungen entlang des Nervs ermöglichte. Vereinfachte statistische Modelle, die den genauen entsprechen, wurden entwickelt, um die Berechnungen zu beschleunigen und dZ-Simulationen komplexer Nerven mit >10 k Axonen zu ermöglichen. Computeroptimiert könnten die entwickelten genauen 3D-FEM-Modelle auf bis zu Tausenden von Fasern mit unterschiedlichen geometrischen und elektrischen Eigenschaften und unter Hinzufügung von Bindegewebe erweitert werden. Solche vollständigen 3D-Modelle wären ein wertvolles Werkzeug zur Simulation des Nervenverhaltens unter normalen oder abnormalen Bedingungen und unter verschiedenen äußeren Reizen.

        1.4. Zweck

        Der Zweck dieser Studie war es, das Impedanzänderungsverhalten in komplexen zusammengesetzten Nerven relativ zu CAP zu untersuchen. Ein besonderes Interesse bestand darin, die Hypothese zu testen, dass Impedanzänderungen weiter unten im Nerv von der Stelle seiner Stimulation als der CAP aufgezeichnet werden können.


        Diskussion

        Die Leitungsgeschwindigkeit von Axonen im Beinnerv unterschied sich zwischen den Arten in der Reihenfolge C. maenas > G. antarcticus > P. gibber > L. oceanica (Abb. 2E). Für die gemäßigten Arten betrug der Unterschied zwischen den Leitungsgeschwindigkeiten bei +2 °C und +23 °C (d. h. über ihren normalen Umgebungsbereich) das 3-fache inC. maenas, und 3,9-fach in L. oceanica. Bei beiden antarktischen Arten gab es nur einen 1,2-fachen Unterschied zwischen den Leitungsgeschwindigkeiten an den Extremen ihres Umgebungsbereichs (–1,8 °C .). vs +1,5°C siehe Tabelle 2).

        Die niedrigere neuronale Leitungsgeschwindigkeit von L. oceanica alsC. maenas fällt mit einem großen Unterschied in der Beingröße zusammen. Beinlängen sind eine Größenordnung größer in C. maenas als in L. oceanica(ca. 10 cm für ein 6 cm langes C. maenas, ca. 1 cm für eine 2,3 cm lange L. oceanica). Bei 10°C ist die Leitungsgeschwindigkeit von Axonen in L. oceanica 1,24 m s –1 betrug, also dauert es 7 ms, bis ein Aktionspotential 1 cm entlang des Beins wandert. Wäre die Leitungsgeschwindigkeit genau gleich in C. maenas, würde es ein Aktionspotential von 70 ms brauchen, um sein Bein hinunter zu wandern. Die schnellere Leitungsgeschwindigkeit in C. maenas(3,2 m s –1 bei 10 °C) bedeutet, dass die Strecke nur 31 ms benötigt.

        Neuronale Leitungsgeschwindigkeiten bei ähnlich großen Perakaridenkrebsen aus der Antarktis (P. gibber) und gemäßigt (L. oceanica)Umgebungen waren sehr ähnlich, wenn sie bei den entsprechenden artspezifischen Umgebungstemperaturen gemessen wurden. Bei der minimalen antarktischen Umgebungstemperatur von –1,8°C, Leitungsgeschwindigkeit in P. gibber war 0,71 ms –1 . Leitungsgeschwindigkeit in ihrem gemäßigten relativen L. oceanica war 24% langsamer als diese, bei 0,54 m s –1 , gemessen bei der höheren Umgebungsminimumtemperatur für diese Spezies von +2°C (Tabelle 2). Selbst bei 10 °C ungefähr die Mitte des Temperaturbereichs für L. oceanicaund weit über der maximalen Umgebungstemperatur für P. gibber, behielt die antarktische Spezies eine höhere Leitungsgeschwindigkeit bei als ihr gemäßigter Verwandter. Obwohl eine teilweise Kompensation (Prosser, 1958) sowohl bei antarktischen Fischen (Macdonald, 1981) als auch bei arktischen Fischen (Melani und Moran, 1998) beobachtet wurde, liefern unsere Daten Beweise für eine perfekte Kompensation der neuronalen Leitungsgeschwindigkeit bei gemäßigten und antarktischen Perkaridenkrebsen. Leitungsgeschwindigkeit in L. oceanica wurde nur schneller als das in P. gibber bei Temperaturen über 10°C (Tabelle 2). Dies bedeutet, dass im Vergleich zu ihren jeweiligen oberen Umgebungstemperaturgrenzen von +1,5°C und +23°C die Leitungsgeschwindigkeit bei den antarktischen Arten (0,85 ms –1 ) 60 % langsamer war als bei den gemäßigten (2,11 ms –1 .). ).

        Der Einfluss der Temperatur auf die Leitungsgeschwindigkeit von identifizierten Neuronen oder Nerven von Wirbellosen, aus dieser Studie [C. maenas (Cm.EIN, Cm. B), L. oceanica (L.o.), G. Antarktis (G.a.) und P. gibber (S.g.) offene Symbole) und veröffentlichte Daten (durchgezogene und graue Symbole). Legende: 1 Tintenfisch Loligo vulgaris, Motoneuron (MN)(Chapman, 1967) 2 Spinne Cupiennius salei, sensorisches Neuron (SN) (Höger und French, 1999) 3 Schabe Periplaneta americana, SN (Chapman und Pankhurst, 1967) 4 Heuschrecken Locusta migratoria MN (Xu und Robertson, 1994) 5 Heuschrecken Locusta migratoria Interneuron (IN)(Money et al., 2005) 6 Heuschrecken Schistocerca gregaria (MN)(Burrows, 1989) 7 G. Antarktis, ventrale Nervenstrang- und Beinnervenaufzeichnungen kombiniert (Macdonald, 1981), 8 C. maenas, SN(Fraser, 1990) und 9 Kolossendeis robusta, Beinnervenaufzeichnungen (Macdonald, 1981).

        Der Einfluss der Temperatur auf die Leitungsgeschwindigkeit von identifizierten Neuronen oder Nerven von Wirbellosen, aus dieser Studie [C. maenas (Cm.EIN, Cm. B), L. oceanica (L.o.), G. Antarktis (G.a.) und P. gibber (S.g.) offene Symbole) und veröffentlichte Daten (durchgezogene und graue Symbole). Legende: 1 Tintenfisch Loligo vulgaris, Motoneuron (MN)(Chapman, 1967) 2 Spinne Cupiennius salei, sensorisches Neuron (SN) (Höger und French, 1999) 3 Schabe Periplaneta americana, SN (Chapman und Pankhurst, 1967) 4 Heuschrecken Locusta migratoria MN (Xu und Robertson, 1994) 5 Heuschrecken Locusta migratoria Interneuron (IN)(Money et al., 2005) 6 Heuschrecken Schistocerca gregaria (MN)(Burrows, 1989) 7 G. Antarktis, ventrale Nervenstrang- und Beinnervenaufzeichnungen kombiniert (Macdonald, 1981), 8 C. maenas, SN(Fraser, 1990) und 9 Kolossendeis robusta, Beinnervenaufzeichnungen (Macdonald, 1981).

        Die neuronale Leitungsgeschwindigkeit war in unseren Aufzeichnungen von viel schneller C. maenas als in einer früheren Studie (Abb. 8) (Fraser, 1990), vielleicht weil frühere Daten von a C. maenas Sinnesnerv. Die neuronale Leitungsgeschwindigkeit von G. Antarktis in unserer Studie war etwas langsamer als in einer früheren Studie (Abb. 8) (Macdonald, 1981), obwohl die thermische Abhängigkeit der neuronalen Leitungsgeschwindigkeit von G. Antarktis war ähnlich [0,058 m s –1 deg. –1 , diese Studie 0,052 m s –1 Grad. –1 (Macdonald, 1981).

        Die thermische Abhängigkeit der neuronalen Leitungsgeschwindigkeit

        Die neuronale Leitungsgeschwindigkeit hatte eine höhere Temperaturabhängigkeit bei gemäßigten C. maenas als bei den antarktischen Arten G. Antarktis und P. gibber(Abb. 3A). Im Gegensatz dazu sind die anderen gemäßigten Arten L. oceanica, nicht, so dass die Eurythermie allein die unterschiedlichen thermischen Abhängigkeiten der verschiedenen Arten nicht erklären kann. L. oceanica hat eine ähnliche thermische Abhängigkeit wie die der antarktischen Arten, die in der vorliegenden und früheren Studien getestet wurden (Abb. 8), aber die thermische Abhängigkeit der Leitungsgeschwindigkeit ist in C. maenas ähnelt eher denen der bisher untersuchten hauptsächlich tropischen Insekten (Abb. 8). Es kann von Vorteil sein,C. maenas, und vielleicht tropische Insekten, eine höhere thermische Abhängigkeit der neuronalen Leitungsgeschwindigkeit aufweisen, so dass die Verhaltensraten stark modifiziert werden können, um Ressourcen zu nutzen, die mit der Temperatur fluktuieren.

        Die bisher untersuchten tropischen Arthropoden sind bei niedrigen Temperaturen relativ inaktiv (z. B. Uvarov, 1977). Unsere Studie erweitert daher die Vielfalt der Tiere, für die die Temperaturabhängigkeit der neuronalen Funktion untersucht wurde, erheblich. Darüber hinaus erweitern unsere Daten die niedrigsten Temperaturen, die in den meisten früheren Studien analysiert wurden, um mehr als 10 °C und umfassen erstmals Temperaturen deutlich unter 0 °C. Die lineare Temperaturabhängigkeit der Geschwindigkeit, die für eine Reihe von Arten berichtet wurde (Abb. 8) wird bei allen vier untersuchten Krebsarten bis -1,8°C fortgesetzt. Die hohe thermische Abhängigkeit der Leitungsgeschwindigkeit bei tropischen Arten (Abb. 8) trägt vermutlich zur hohen thermischen Abhängigkeit von Verhaltensfunktionen wie der Flügelschlagfrequenz bei fliegenden Heuschrecken bei (Xu und Robertson, 1994).

        Von früheren Studien nur die des Tintenfisches Loligo vulgaris(Chapman, 1967) zeigte eine nichtlineare Temperaturabhängigkeit der Leitungsgeschwindigkeit (Abb. 8). Hier nahm die Leitungsgeschwindigkeit bei Temperaturen unter 0 °C deutlich ab. Unsere Daten zeigen, dass diese Tieftemperatur-Nichtlinearität kein allgemeines Merkmal für alle Arten ist. Unsere Daten für C. maenaszeigen im Gegensatz dazu bei einigen Tieren eine positive Nichtlinearität bei hohen Temperaturen (>10ºC) und bei anderen ein schwaches Plateau (Fig. 2E). Es ist ungewöhnlich, dass ein physiologischer Prozess eine lineare Temperaturabhängigkeit aufweist, und doch mit sehr wenigen Ausnahmen (z. C. maenas, diese Studie), die neuronale Überleitung (Abb. 2) (Macdonald, 1981), so dass nicht klar ist, ob diese Linearität aus der Interaktion vieler nichtlinearer Beziehungen resultiert oder auf einen einzigen zugrunde liegenden Faktor zurückzuführen ist, der eine positive linearer Zusammenhang mit der Temperatur.

        Obere thermische Blockade der neuronalen Leitung

        Alle vier untersuchten Arten haben ähnliche Temperaturen des oberen Thermoblocks (Abb. 2). Obwohl gemäßigte Arten Temperaturen über 10 °C überleben, die eine hohe Sterblichkeit bei antarktischen Wirbellosen verursachen (Wells, 1979, Peck und Conway, 2000), gibt es keinen entsprechenden Unterschied in ihrer Obergrenze für die Ausbreitung des Aktionspotentials. Dies deutet darauf hin, dass das Versäumnis, Aktionspotentiale auszulösen, nicht die Sterblichkeit bei 10°C bei den antarktischen Arten bestimmt. Darüber hinaus deutet dies darauf hin, dass es zwischen gemäßigten und antarktischen Spezies kaum Unterschiede in der thermischen Stabilität der Membranionenkanäle gibt, die an der Ausbreitung des Aktionspotentials beteiligt sind.

        Zum G. Antarktis und C. robusta Macdonald (Macdonald, 1981) berichtete von der oberen thermischen Blockade in den Beinnerven bei 31 °C und bei 28 °C, d. h. etwa 10 °C höher als die in der vorliegenden Studie berichteten Werte. Dieser Unterschied kann aus unterschiedlichen Geschwindigkeiten der auferlegten Temperaturänderung oder aus einer unterschiedlichen thermischen Dosis zwischen den beiden Studien resultieren.

        Tropische Insekten und ein gemäßigter Tintenfisch haben höhere Temperaturen des oberen thermischen Blocks und propagieren Aktionspotentiale bei Temperaturen über 30°C (Abb. 8) (Chapman, 1967 Chapman und Pankhurst, 1967 Burrows, 1989 Xu und Robertson, 1994 Höger und French, 1999), was eindeutig eine wesentliche Anpassung an das Verhalten bei diesen hohen Temperaturen darstellt, denen die Meereskrebse auf natürliche Weise niemals ausgesetzt sind.

        Die niedrigste Temperatur, bei der Aktionspotentiale durchgeführt werden können, ist schlecht dokumentiert, da die meisten Studien Temperaturen unter 10 °C nicht getestet haben (z. B. Burrows, 1989 Höger und French, 1999) und in anderen Fällen die minimale Versuchstemperatur nicht angegeben wurde (z Fraser, 1990). Der Tintenfisch L. vulgaris hat einen unteren thermischen Block von –0,5 °C (Chapman, 1967). Unsere Daten zeigen, dass sowohl bei stenothermalen antarktischen Arten als auch bei eurythermalen gemäßigten Krebsarten die untere Grenze für die Aktionspotentialleitung nahe dem Gefrierpunkt von Meerwasser liegt, -1,8°C. Terrestrische Insektenarten, die sich bei noch niedrigeren Temperaturen weiter verhalten [z.B. die Himalaya-Mücke Diamesa Meigen sp., aktiv bei–16°C (Kohshima,1984)] müssen bei diesen extremen Temperaturen Aktionspotentiale ausüben, was jedoch nicht explizit nachgewiesen wurde.

        Für die antarktische Stenotherme G. Antarktis, zeigen wir, dass einige sensorische Rezeptoren bei Temperaturen über dem normalen Umgebungsbereich (d. Eine Folge davon muss sein, dass der dynamische Bereich der Ausgangszündung der Rezeptoren unter normalen Bedingungen nicht optimal ist. Vielleicht sind die Energiekosten für die Erzeugung höherer Aktivitätsfrequenzen bei niedrigen Temperaturen unerschwinglich. Alternativ kann es sein, dass die Ausgabeeffekte (z. B. postsynaptische Effekte in nachgeschalteten Neuronen) selbst bei niedrigen Feuerfrequenzen bei niedriger Temperatur gesättigt sind, was bedeutet, dass höhere Raten einfach Energie ohne Wirkung verschwenden würden.

        Anzahl und Durchmesser der Axone im Beinnerv

        Unser Maß für die Leitungsgeschwindigkeit basierte auf der Latenz der schnellsten Axone, die zum zusammengesetzten Aktionspotential beitragen (Abb. 1). Leitungsgeschwindigkeiten waren schneller für G. Antarktis als L. oceanica(Abb. 2E), was auf das Vorhandensein von Axonen mit größerem Durchmesser in ersterem hindeutet. Unsere Transmissionselektronenmikroskop-Daten zeigen jedoch, dass die Anzahl der Axone mit großem Durchmesser bei beiden Arten gleich ist und dass der mittlere Axondurchmesser kleiner ist in G. Antarktis als L. oceanica(Abb. 6).

        Die mittleren Durchmesser von Axonen von zwei Individuen von G. Antarktis (0,89 und 0,28 µm) waren größer als der von Macdonald (Macdonald, 1981) berichtete Durchschnitt von 0,1 µm. Ein Grund für diesen Unterschied ist nicht ersichtlich, aber Macdonald hat möglicherweise durchtrennte sensorische Nerven, die im Allgemeinen Axone mit kleinerem Durchmesser haben als motorische Nerven (z. B. Xu und Robertson, 1994), oder er kann besonders kleine oder junge Tiere verwendet haben. Axone mit einem Durchmesser von 0,1 µm und kleiner wurden in der vorliegenden Studie aufgelöst, aber sie repräsentierten nur einen kleinen Bruchteil der Axone innerhalb der Beinnerven.

        Die Leitungsgeschwindigkeit eines Axons ist proportional zu seiner Längenkonstante (Hodgkin, 1954), und beide können durch eine Erhöhung des Axondurchmessers oder des Membranwiderstands erhöht werden. Als Differenz der absoluten Leitungsgeschwindigkeit zwischen G. Antarktisund L. oceanica nicht durch den Axondurchmesser erklärt wird, deutet dies darauf hin, dass die Umhüllungsschichten um einige Axone mit großem Durchmesser in G. Antarktis erhöhen den Membranwiderstand und damit die Leitungsgeschwindigkeit. Einige calanoide Copepoden, die zu den Superfamilien Megacalanoidea und Clausocalanoidea gehören, haben Axone und Nervenbündel, die von Myelinscheiden umgeben sind (Davis et al., 1999).Die Myelinisierung erhöht die Leitungsgeschwindigkeit, indem sie den Membranwiderstand und damit die Längenkonstante des Axons erhöht (Eckert und Randall, 1983). Die Umhüllungen sind für die extrem schnellen Fluchtreaktionen der Ruderfußkrebse verantwortlich Undinula vulgaris und Neocalanus gracilis(Lenz et al., 2000 Weatherby et al., 2000), die Latenzen von etwa einem Viertel derjenigen aufweisen, die bei nahe verwandten Arten gefunden werden, die keine myelinähnlichen Umhüllungen haben. Diese schnelleren Reaktionszeiten erlauben offenbar U. vulgaris und N. gracilis um offenes Wasser zu besiedeln, während Arten ohne Myelin auf tiefes Wasser beschränkt sind. Trotz der offensichtlichen Vorteile sind myelinähnliche Umhüllungen bei Wirbellosen überraschend selten. Die Verpackungen in G. Antarktis erscheinen weniger dicht als die der Copepoden, aber wenn sie, wie wir vermuten, die Leitung verbessern, könnte dies einen Mechanismus für die Kälteanpassung bei diesem großen Tier darstellen.

        Es gab beträchtliche Unterschiede sowohl in der Anzahl als auch im Durchmesser der Axone, die bei Individuen derselben Art vorhanden waren. Der größte Unterschied bestand bei den kleinsten Axonen (denjenigen mit einem Durchmesser von weniger als 1 µm) mit einem vierfachen Unterschied zwischen zwei Individuen von G. Antarktis. Es gab keinen Unterschied in der Anzahl der Axone mit einem Durchmesser von mehr als 1 µm. Die kleine Stichprobengröße schließt eine definitive Erklärung für diese Beobachtung aus, aber eine Möglichkeit besteht darin, dass die Tiere unterschiedlich alt waren. Wenn ein Arthropode altert und wächst, nimmt die Zahl der sensorischen Sensillen zu (Jander und Jander, 1994 Sandeman und Sandeman, 1996 Brézot et al., 1997 Steullet et al., 2000). Diese Proliferation würde einen Unterschied in der Anzahl von Axonen mit hauptsächlich kleinem Durchmesser zwischen zwei Altersgruppen erzeugen. Solche Unterschiede hätten nicht zu einer intraspezifischen Variation der neuronalen Leitungsgeschwindigkeit geführt, da unser Geschwindigkeitsmaß auf den schnellsten Aktionspotentialen basiert, die die Aktivität der Axone mit dem größten Durchmesser darstellen.


        Übung 1: Stimulusstärke und Muskelreaktion

        Zielsetzung: Um die Wirkung der Reizstärke auf die Reaktion des innervierten zu bestimmen Entführer digiti minimi Muskel.

        Überblick: Sie werden das Motoneuron abductor digiti minimi mit zunehmender Stromstärke stimulieren (gemessen in Milliampere, auf LabScribe als AMP gelesen). Sie messen jedes Mal die EMG-Muskelantwort (in mV) und notieren den Wert in Ihrem Laborbericht. Sie fahren fort, bis Sie drei Messwerte hintereinander mit demselben Wert (+/- 0,2 mV) erhalten. Setzen Sie von diesen drei Messwerten eine Markierung neben dem niedrigsten Stromwert (Amplitude) in Ihrem Laborbericht, den Sie für Übung 2 verwenden werden.

        Elektrodenplatzierung prüfen und Datenaufzeichnung vorbereiten

        1. Bitten Sie den Probanden, seine rechte Hand mit der Handfläche nach unten auf die Bank zu legen oder entspannt an der Seite hängen zu lassen. Sagen Sie der Person, dass sie sich entspannen soll. Notiz:Der Proband sollte darauf achten, seinen Unterarm und seine Hand vollständig zu entspannen. Zu Beginn müssen Sie die Pulsamplitude weiter erhöhen, bis eine Antwort generiert wird. Reize, die keine Muskelkontraktion erzeugen, sind unterschwellig.
        2. Stellen Sie beim Starten dieses Experiments sicher, dass 0 die Zahl im AMP-Fenster ist. Ist dies nicht der Fall, ändern Sie den Wert bitte auf Null. Klicken Sie auf Aufnehmen Schaltfläche im LabScribe-Hauptfenster. LabScribe zeichnet einen einzelnen Sweep mit einer Anzeigezeit von . auf 50 Millisekunden. Da die Ausgangsamplitude auf Null gesetzt ist, sollte keine Reaktion vom Entführer Muskel (kein Muskelzucken im kleinen Finger).
        3. Erhöhen Sie die Leistung Amplitude bis 1 milliAmp in der Symbolleiste, indem Sie die Auf-/Ab-Pfeile verwenden oder 1 in das Feld einfügen, indem Sie die Zahl markieren und in 1 (AMP) ändern. Klicken Sie auf &ldquoANWENDEN&rdquo. Klicken Sie auf den Datensatz erneut drücken und einen weiteren Sweep aufzeichnen. Klicken Sie auf die Schaltfläche AutoScale für den Muskelkanal, um die Anzeige der Muskelreaktion zu verbessern (Methoden Abbildung 1).

        Weiter Erhöhen Sie die Ausgangsamplitude um 1 mAMP (1 &ldquoAMP&rdquo auf der LabScribe-Stimulatortaste), bis Sie ein Muskelzucken und eine EMG-M-Welle für die Person erhalten.Klicken Sie auf Übernehmen.

        Denken Sie daran, dass Sie nach jeder Amplitudenerhöhung klicken Sie auf &ldquoANWENDEN&rdquo Vor eine andere Aufnahme machen!

          • 1 AMP &ndash ANWENDEN &ndash Record
          • 2 AMP &ndash ANWENDEN &ndash Record
          • 3 AMP &ndash ANWENDEN &ndash Record
          • 4 AMP &ndash ANWENDEN &ndash Record&hellipetc.
          • Wenn Sie bei 10 AMP keine Aktionspotentialwelle auf dem EMG-Bildschirm sehen, Positionieren Sie die Elektrodenpads neu, beginnend mit D.
          • Halte die Schnappschüsse in einer Linie und bewege dich D & E etwas abseits der vorherigen Position.
          • Bitte deinen TA um Hilfe.

          Datensammlung für Experiment 1 starten

          • Nachdem wir nun wissen, dass die Elektrodenplatzierung optimal ist, öffnen Sie eine neue Datendatei. JEDER TEILNEHMER sollte seine eigene Datendatei für dieses Lab haben.
          • Gehen Sie zurück zu AMP 1, um mit der Datenerfassung zu beginnen.
          • Nachdem Sie jeden &ldquosweep&rdquo aufgezeichnet haben (jedes Mal, wenn Sie auf AUFZEICHNEN klicken), Führen Sie sofort die Datenanalyse im Hauptfenster durch (siehe unten). Zeichnen Sie nicht alle Sweeps auf und gehen Sie zurück, um die Analyse durchzuführen, da es länger dauern kann.
          • Erhöhen Sie die Ausgangsamplitude immer um 1 AMP Klicken Sie auf &ldquoANWENDEN&rdquo und dann die Antwort aufzeichnen bis der Muskelimpuls ein Maximum erreicht (die Amplitude der M-Wellen-Spitzen aus Ihrer Analyse steigt nicht mehr mit zusätzlichem angelegtem Stimulus): sobald du bekommst drei Messwerte hintereinander mit dem gleichen Wert (+/- 0,2 mV), notieren Sie sich den niedrigsten der drei AMP-Werte. Sie werden diesen Wert für Übung 2 verwenden. Es sind maximal 19 möglich, gehen Sie nicht über 19 AMP hinaus.
          • Wenn Sie fertig sind, wählen Sie unbedingt Speichern als im Menü Datei und benennen Sie die Datei. Wählen Sie auf dem Computer ein Ziel aus, in dem die Datei gespeichert werden soll (z. B. Ihr Ordner). Klicken Sie auf die Schaltfläche Speichern, um die Datei (als *.iwxdata-Datei) zu speichern.

          Übung 1 Datenanalyse

          Verschiedene Sweeps können jederzeit durch Klicken auf die Sweeps-Liste am unteren Rand des Hauptbildschirms ausgewählt werden (1:1, 2:1, usw.). Wenn Sie während der Aufnahme Daten auf dem Hauptbildschirm analysieren, ist der zu analysierende Sweep bereits ausgewählt. Die Sweeps-Taskleiste wird unten angezeigt.

          1. Nehmen Sie V2-V1 auf, die M-Wave-Amplitude
            • Um die Amplitude zu finden: Klicken und ziehen Sie einen Cursor zur Basis der EMG-Welle und den zweiten Cursor zum oberen Peak der EMG-Welle.Bei mehreren Wellen wählen Sie die erste EMG-Welle (nicht das Stimulus-Artefakt), die M-Welle wird im Bild unten angezeigt. Der Wert V2-V1 In der Tabelle oben rechts im Hauptfenster ist die Amplitude der Muskelreaktion zu sehen. Zeichnen Sie die Amplitude jeder Reaktion (in mV) mit der entsprechenden angelegten Stimulusstärke (in mA) auf. in der Tabelle in Ihrem Laborbericht. Messen Sie alle sichtbaren EMG-Wellen (Aktionspotentiale). Wenn in Ihrem Laborbericht kein EMG-M-Wave-Datensatz &ldquoSubthreshold&rdquo vorhanden ist.

          Wie erhöht eine Temperaturerhöhung das zusammengesetzte Aktionspotential in einer Nervenzelle? - Biologie

          [Angepasst von Oakley, B. und R. Schäfer. 1978. Experimentelle Neurobiologie. Univ. Michigan, Ann Arbor.]

          Einführung

          1850 schätzte Hermann von Helmholtz erstmals die Geschwindigkeit von Nervenimpulsen, die in einem Frosch-Nerven-Muskel-Präparat mit einem mechanischen Kymographen und Schreibhebeln übertragen wurden. Während der zweiten Hälfte des 19. Jahrhunderts wurden von Sherrington und anderen Konzepte entwickelt, die der modernen Theorie der Nervenleitung zugrunde liegen, aber die moderne elektrophysiologische Forschung wartete auf die Entwicklung des Kathodenstrahloszilloskops. Mit diesem Apparat maßen Erlanger und Gasser 1921 erstmals die Ionenströme zusammengesetzter Aktionspotentiale. Ihre Studien lieferten eine wichtige Grundlage für unser heutiges Verständnis der Nervenfunktion. Der Ischiasnerv des Frosches war die klassische Vorbereitung für die Untersuchung des Aktionspotentials, bis experimentelle Forscher intrazelluläre Aufzeichnungsmethoden für die Untersuchung von Tintenfisch-Riesenfasern entwickelten.

          In Tausenden von Axonen eines peripheren Nervs wie dem Ischias können durch elektrische Stimulation gleichzeitig Aktionspotentiale ausgelöst werden. Die kollektive Reaktion wird als zusammengesetztes Aktionspotential bezeichnet. So wahllos diese grobe Aufzeichnungstechnik erscheinen mag, einige grundlegende Aspekte der neuronalen Leitung – maximale Feuerrate, Schwelle, Leitungsgeschwindigkeit und die Rolle der Axongröße und Myelinisierung – können mit dem Gesamtnervenansatz demonstriert werden.

          Verfahren

          Vorläufige Einrichtung: Machen Sie sich unbedingt mit den Instrumenten und dem Aufnahmesystem vertraut, bevor Sie mit der Sektion beginnen. Die Instrumentierung mag beeindruckend erscheinen, aber im Allgemeinen ist es die schwächelnde Lebensfähigkeit eines biologischen Präparats, das das Experiment beendet. Daher sollten alle praktischen oder konzeptionellen Probleme bezüglich der Ausrüstung geklärt werden, bevor das Versuchstier angefasst wird.

          Chirurgische Prozedur: Ihnen wird ein Doppelkerniger Ochsenfrosch (Rana catesbiana) zur Verfügung gestellt. Heben Sie mit einer Pinzette eine Hautfalte am Mittelbauch auf und schneiden Sie die Haut um den Frosch herum, ohne mit der Schere in die Bauchhöhle zu schneiden. Ziehen Sie die Haut nach unten, drehen Sie sie beim Ziehen um und ziehen Sie sie von den Beinen ab. Legen Sie den Frosch mit der Rückenseite nach oben und trennen Sie vorsichtig die Oberschenkelmuskeln, um den weißen Ischiasnerv und die begleitenden Blutgefäße freizulegen (siehe Abb. 1). Verwechseln Sie die weiße Muskelfaszie nicht mit dem Nerv. Fragen Sie, wenn Sie sich nicht sicher sind.

          Trennen Sie die Muskeln und befreien Sie den Nerv mit stumpfen Glaswerkzeugen vom umgebenden Gewebe, wenn Sie den Nerv berühren müssen. Stellen Sie ein solches Werkzeug her, indem Sie einen Glasstab in einer Bunsenbrennerflamme erhitzen und eine Arbeitsspitze herausziehen, die ungefähr auf die Breite einer stumpfen Bleistiftmine geglättet ist. Tragen Sie während der Arbeit großzügig Amphibienperfusionsflüssigkeit (Frosch-Ringer-Lösung) auf. Kontaminieren Sie den Nerv nicht mit geschnittenem Gewebe oder Blut und berühren Sie den Nerv nicht mit Metallwerkzeugen oder mit den Fingern. Vermeiden Sie es, den Nerv zu dehnen, einzuklemmen oder auszutrocknen.

          Halten Sie den Urostyle hoch und schneiden Sie vorsichtig die Muskeln auf beiden Seiten des Knochens. Befreien Sie das kaudale Ende des Urostyle und heben Sie es an, um die darunter liegenden Strukturen freizulegen. Beachten Sie die beiden Regionen der weißen Fasern, die den Ischiasnervenplexus bilden. Jeder Ischiasnerv hat seinen Ursprung in drei Spinalnervenwurzeln. Schneiden Sie den Urostyle an seinem Scharnier ab. Binden Sie die Wurzeln vorsichtig mit dem Ende eines 10 cm langen Ringers-getränkten Baumwollfadens zusammen. Schneiden Sie die Nervenwurzeln so nah wie möglich am Rückenmark ab. Befreien Sie nun den Nerv von der Hüfte bis zum Knie und heben Sie ihn bei Bedarf mit dem Faden an. [VORSICHT: Nerv nicht dehnen!] Wenn der Nerv vollständig befreit ist, das distale Ende mit einer Schere durchschneiden. Tauchen Sie den Nerv in einen kleinen Becher mit Perfusionsflüssigkeit.

          Einbau des Nervs in das Aufnahmegerät: Verschließen Sie alle Löcher in der Nervenkammer mit Vaseline und füllen Sie die Kammer mit Perfusionsflüssigkeit bis zu einer Stelle von etwa 5 mm über den Elektrodendrähten. Legen Sie den Nerv der Länge nach in die Kammer, sodass er über den Drähten schwebt. Beachten Sie, welches Ende des Nervs welches ist (vorderes Ende ist dicker). Manipulieren Sie den Nerv mit Glaswerkzeugen, während Sie so viel Flüssigkeit abziehen, dass er auf den Elektrodendrähten zu liegen kommt. Der Nerv muss mit jedem der Drähte in physischem Kontakt sein und der Flüssigkeitsstand muss deutlich unter allen Drähten liegen, um einen Kurzschluss zu verhindern. Ein Ende des Nervs kann in der Flüssigkeit verbleiben, aber nicht beide. Legen Sie die Abdeckung über die Nervenkammer, um ein Austrocknen zu verhindern.

          Wenn das Austrocknen des Nervengewebes ein Problem zu sein scheint, fügen Sie eine Schicht aus mit Ringer gesättigtem Mineralöl auf die bereits in der Kammer befindliche Flüssigkeit hinzu. Bedecken Sie die Elektroden und den Nerv. Wenn Öl hinzugefügt wird, kann es den Nerv von den Elektroden abheben. Um dies zu verhindern, fügen Sie die Öl/Ringer-Mischung hinzu, indem Sie sie über und auf den Nerv tropfen lassen, bis der Nerv eingetaucht ist. Achten Sie darauf, dass zwischen dem Nerv und jeder Elektrode ein guter Kontakt besteht. Wenn der Kontakt zwischen dem Nerv und den Elektrodendrähten verloren geht, kann er durch Manipulation des Nervs mit einer Pipette und einem halb herausgedrückten Tropfen Ringer-Lösung wiederhergestellt werden.

          Analoges Aufnahmeverfahren: Ordnen Sie die Elektrodenkabel so an, dass Sie an den gegenüberliegenden Enden des Nervs stimulieren und aufzeichnen und das Zentrum erden (siehe Abb. 2). Schließen Sie für die Aufzeichnung ein Kabelpaar an zwei Elektroden in der Nähe des distalen (dünnen) Abschnitts des Nervs an und verbinden Sie das andere Ende dieses Kabelpaars mit dem Eingang des Vorverstärkers [oder direkt mit dem Oszilloskop, wenn keine Vorverstärker verwendet werden]. Diese Kabel sollten so kurz wie möglich sein, um die Aufnahme elektrischer Störungen zu minimieren.

          Schließen Sie einen dritten Draht (möglichst grün) an eine der anderen Elektroden etwa in der Mitte des Nervs an und führen Sie ihn zu einer Erdungsklemme am Vorverstärker. Verbinden Sie ein weiteres Kabelpaar vom Stimulatorausgang mit einem Elektrodenpaar am proximalen (dicken) Ende des Nervs. Stellen Sie sicher, dass die negative Elektrode den Aufzeichnungselektroden am nächsten ist. An der negativen Elektrode (Kathode) wird das Aktionspotential ausgelöst.

          Das Vorhandensein der Anode (positive Elektrode) zwischen der Kathode und den Aufzeichnungselektroden kann die AP-Übertragung blockieren, da die Anode den Nerv hyperpolarisiert.

          Verbinden Sie den Ausgang des Vorverstärkers mit geeigneten abgeschirmten Kabeln und Steckern mit dem Eingang des Oszilloskops. Verbinden Sie den Stimulator-Sync-Ausgang (Trigger-Ausgang) mit dem Trigger-Eingang des Oszilloskops. Diese Anordnung synchronisiert die Einleitung des Oszilloskop-Sweep mit dem Ausgangsimpuls des Stimulators. Siehe Abb. 3 für die Aufnahmeeinrichtung.

          Verwenden Sie die folgenden Grundeinstellungen an Ihrem Gerät:

          Stimulator Vorverstärker
          Frequenz 7/s Gewinne 100X
          Dauer 0,1 ms Tiefpassfilter = 10 Hz
          Spannung 0,1 V zum Starten Niedrig
          Modus zuerst aus Hochbandpassfilter = 3-5 kHz
          Eingabe auf USE
          Zeitbasis: Vertikaler Verstärker:
          Zeit/Teilung = 1 ms/Teilung Volt/Div = 20 mV/Div (überprüfen Sie, ob der VAR-Knopf ganz im Uhrzeigersinn auf CAL steht)
          Auslösemodus = Extern/Normal Position = Spur auf mittlerer Skala oder darunter
          Eingangswähler = DC-Modus

          Kalibrierung: Stellen Sie die Gesamtsystemverstärkung (Vorverstärker plus Oszilloskop) auf ca. 100 m V/div ein. Überprüfen Sie mit der Vorverstärker-Kalibrierungsfunktion. Stellen Sie den Eingangsregler des Grass-Vorverstärkers auf CAL 100 m V und drücken Sie mehrmals hintereinander die Taste G1 NEG. Ändern Sie die vertikale Verstärkerverstärkung des Oszilloskops so, dass eine Auslenkung von 1 cm erzeugt wird, wenn G1 auf NEG gezogen wird. Während der Experimente müssen Sie möglicherweise die Systemverstärkung ändern, um die zusammengesetzten APs, die der Nerv produziert, am besten anzuzeigen, und Sie sollten dabei mit diesem Ansatz neu kalibrieren.

          Denken Sie daran, dass dies empfohlene Einstellungen zum Starten des Experiments sind. Die Neueinstellung der Verstärkung des vertikalen Verstärkers und der Zeitbasis des Oszilloskops zur visuellen Anzeige des Nervenaktionspotentials ist ein fortlaufender Prozess. Machen Sie sich einfach genaue Notizen zu den verwendeten Einstellungen, wenn Sie Daten aufzeichnen.

          Digitale Aufnahme mit MacLab: Schalten Sie den MacLab und Macintosh ein. Öffnen Sie den Ordner für Ihre Laborgruppe, indem Sie auf das Symbol doppelklicken. Dieser Ordner sollte die gesamte Software enthalten, die Sie zum Ausführen und Analysieren des heutigen Labs benötigen. Führen Sie das Programm SCOPE aus, indem Sie auf das Symbol mit der Bezeichnung "Sciatic Nerve Lab" doppelklicken. Dadurch wird SCOPE gestartet und Sie erhalten ein aufnahmebereites computerisiertes Oszilloskop. Dieses digitale Oszilloskop unterscheidet sich in mehrfacher Hinsicht vom Kikusui, aber am wichtigsten ist für uns die Fähigkeit des MacLab, eine Wellenform zur Analyse aufzuzeichnen und zu speichern.

          Schließen Sie den Ausgang CH 1 des Kikusui-Oszilloskops (auf der Rückseite des Geräts) an den Eingang CH 1 des MacLab an. Öffnen Sie das MacLab mit eingeschaltetem und freilaufendem Kikusui (Trigger = Auto), aber der Stimulator-MODUS-Steuerung ausgeschaltet und der Nervenruhe Eingangsverstärker-Dialogfeld in SCOPE (einfach zeigen und mit dem Cursor klicken).

          Drücken Sie mit dem Grass-Vorverstärker-Eingangsregler auf CAL 100 m V mehrmals die G1 NEG-Taste am Vorverstärker. Dies sollte eine Auslenkung von 1 cm auf dem Oszilloskop erzeugen (da Sie die Gesamtverstärkung des Systems bereits bis zu diesem Punkt kalibriert haben) und eine Rechteckwelle von guter Größe erzeugen ("gute" ungefähr 1/3 des Skalenendwerts oder so). auf der Aufzeichnungsspur des SCOPE-Eingangsverstärkers. Setzen Sie die vertikale Verstärkerverstärkung des Oszilloskops oder die SCOPE-Eingangsverstärkerverstärkung zurück (klicken und ziehen Sie mit dem Cursor), um eine gut sichtbare Welle auf dem Computer zu erzeugen, wenn G1 NEG gedrückt wird. Dieser CAL-Wert des Grass-Vorverstärkers kann später verwendet werden, um die Computeraufzeichnungen zu kalibrieren. Wenn Sie also begonnen haben, zeichnen Sie eine oder zwei CAL-Wellen bekannter Größe auf, die zu Ihren aufgezeichneten Nervenaktionspotentialen passen. Wenn Sie zufrieden sind, schließen Sie die SCOPE-Eingangsverstärkerbox, indem Sie auf OK klicken.

          Verbinden Sie den Stimulator-Triggerausgang mit dem MacLab-Triggereingang, indem Sie das Kästchen „Pulsstrecker“ verwenden. Überprüfen Sie das Anzeigedialogfeld in SCOPE, um die Triggereinstellungen während der Aufnahme zu überprüfen. Dies sollte auf extern eingestellt werden. Beachten Sie auch die Aufnahmeeinstellungen - mehrere werden sehr schnell sehr beschäftigt, daher sollten Sie wahrscheinlich zuerst den Einzel-Sweep- oder Overlay-Modus verwenden, um aufzunehmen.

          Wenn Sie bereit sind, eine Welle von Ihrem Nervenpräparat aufzuzeichnen (später, noch nicht!), richten Sie das Oszilloskop so ein, dass es den AP abtastet und anzeigt. Wenn SCOPE manuell mit der Maus (USER) oder durch den Stimulator (TRIGGER) ausgelöst wird, erscheint eine Welle auf dem Bildschirm. Sie können die angezeigte Welle aufzeichnen oder Neue Daten wählen, um eine andere aufzunehmen. Üben Sie die Verwendung der SCOPE-Aufzeichnungsfunktion, ohne APs aufzuzeichnen, bis Sie sie im Griff haben. Notieren Sie nach der Aufnahme Ihre Stimulusspannung und andere Daten auf dem Kommentarnotizbuch, das jeder Seite des Oszilloskops beiliegt. Zeichnen Sie einen Kalibrierungsimpuls auf, um die Größe der APs zu messen. Weitere Informationen finden Sie in der SCOPE-Bedienungsanleitung.

          Versuchsdurchführung

          Nachdem Sie nun die Einrichtung und den Betrieb des Geräts gut verstanden haben, können Sie endlich mit den Experimenten beginnen. Lesen Sie jeden Abschnitt im Voraus durch und wissen Sie, was das Ziel dieses Experiments ist, bevor Sie beginnen.

          1. Schwellenwert: Aktivieren Sie zuerst den Stimulator, indem Sie den Ausgangsmodusschalter in die kontinuierliche (mehrere) Position stellen. Erhöhen Sie die Reizspannung allmählich von 0,1 V. Sie sehen das Reizartefakt als die erste Welle, die an der Außenseite des Nervs geleitet und von den Aufzeichnungselektroden aufgenommen wird. Es ist ersichtlich, dass das Artefakt mit der Stimulusdauer variiert.

          Erhöhen Sie die Reizspannung weiter, bis rechts neben dem Artefakt eine zweite Welle erscheint. Dies ist das zusammengesetzte Aktionspotential. Erhöhen Sie den Stimulus weiter, bis diese Welle eine maximale Amplitude erreicht. Reduzieren Sie die Spannung und notieren Sie die Spannung, bei der der AP zum ersten Mal erscheint. Dies ist die Schwellenspannung für die empfindlichsten Axone (oder die für den Reizstrom am besten zugänglichen).

          Erhöhen Sie die Reizintensität, bis eine maximale Reaktion zu sehen ist. An diesem Punkt leiten alle Nervenfasern aktiv APs und die gesehene Wellenform ist die Summe von allen. Dieses Wachstum des AP mit zunehmender Reizintensität verschleiert die Tatsache, dass das Aktionspotential jeder einzelnen Faser ein Alles-oder-nichts-Ereignis ist. Die zusammengesetzte AP hat diese charakteristischen Eigenschaften: Es ist nicht die erste beobachtete Ablenkung ihre Amplitude, obwohl anfänglich durch Erhöhung der Reizintensität erhöht, ist keine lineare Funktion der Reizstärke ihre Dauer ist keine direkte Funktion der Reizdauer sie hat nicht die Form des Reizartefakts.

          Notieren Sie den Schwellenwert und die Spannung, die erforderlich ist, um eine maximale Reaktion zu erreichen. Zeichnen Sie eine typische Wellenform mit Scope in MacLab auf. Notieren Sie alle Instrumenteneinstellungen und überprüfen Sie die Zeitbasis und die vertikale Kalibrierung für Ihre Aufnahme. Schalten Sie den Stimulator aus, damit der Nerv ruhen kann.

          2. Rekrutierung von Nervenfasern: Um die Reaktion Ihres Nervs auf unterschiedliche Reizintensitäten grafisch darzustellen, zeichnen Sie mehrere Wellen mit unterschiedlichen Reizspannungen zwischen Schwellen- und Maximalspannung auf.

          3. Wellenform – monophasisch und biphasisch: Die Form der auf dem Oszilloskopbildschirm beobachteten Wellenform hängt von einer Reihe von Faktoren ab. Der Abstand zwischen den Aufzeichnungselektroden, die Sweep-Rate, die Verstärkung, die Filtereinstellungen und der Zustand des Nervs beeinflussen alle die Form der beobachteten zusammengesetzten AP.

          Setzen Sie die Reizspannung auf 0,1 V zurück. Erhöhen Sie die Intensität, bis die Spannung etwa 10 % über der für eine maximale Reaktion erforderlichen liegt. Kehren Sie bei Bedarf die Polarität der Aufzeichnungselektroden um, sodass die anfängliche Ablenkung der angezeigten Wellenform nach oben zeigt. Die Verbindung AP aus einem unbeschädigten Nerv ist normalerweise zweiphasig. Wenn der AP an der ersten Aufzeichnungselektrode vorbeistreicht, treibt er diese Elektrode in Bezug auf die weiter entfernte Elektrode negativ. Wenn Sie die Elektroden zuvor wie oben beschrieben angeordnet haben, erfolgt die anfängliche Ablenkung nach oben. Wenn dann die Depolarisationswelle (AP) an der zweiten Aufzeichnungselektrode ankommt und sie negativ macht, wird die Oszilloskopspur nach unten abgelenkt. Zeichnen Sie die zweiphasige Welle im Oszilloskop auf, und zeichnen Sie die Verstärkung und die Zeitbasis als Referenz auf.

          Zerquetschen Sie den Nerv an der Stelle der zweiten (entfernteren) Aufzeichnungselektrode, indem Sie ihn mit einer feinen Pinzette zusammendrücken. Dies sollte den Nerv inaktivieren und eine monophasische Aufzeichnung erzeugen. Möglicherweise müssen Sie den Nerv mehrmals quetschen und überprüfen, um sicherzustellen, dass Sie eine vollständig monophasische Aufnahme haben. Ein winziger Tropfen isotonischer KCl (0,16 M), der auf den zerdrückten Bereich aufgetragen wird, hilft bei der Entwicklung eines monophasischen AP. Nehmen Sie die monophasische Welle auf und zeichnen Sie Verstärkung und Zeitbasis auf.

          4. Leitungsgeschwindigkeit: Die Messung der Zeit und des Abstands zwischen dem Auftreten des AP an verschiedenen Aufzeichnungselektroden kann eine Schätzung der Geschwindigkeit der Nerven-AP-Leitung liefern. Ordnen Sie die Elektroden so an, dass Sie am distalen (dünnen) Ende stimulieren und am proximalen (dicken) Ende aufzeichnen. Bestimmen Sie die Leitungsgeschwindigkeit, indem Sie die aktive (erste) Aufzeichnungselektrode bewegen und die Zeit und Entfernungen wie in Abb. 4 aufzeichnen. Messen Sie die Zeiten vom Beginn des Stimulusartefakts (oder des Beginns des Sweeps) bis zum Peak des AP. Sie können die Oszilloskopanzeige am genauesten ablesen, wenn Sie sie mit einer hohen Sweep-Geschwindigkeit verteilen. Messen Sie die zurückgelegte Strecke mit einem Mikrometer. Sie können dies tun, nachdem Sie fertig sind, wenn Sie sicher sind, die verwendeten Elektrodennummern aufzuzeichnen. Leitgeschwindigkeit in Metern/Sekunde ausdrücken.

          Wenn der Nerv sehr kurz ist, kann die Leitungsgeschwindigkeit abgeschätzt werden, indem das Zeitintervall zwischen dem Beginn des Reizes und dem Abstand zwischen der Reizkathode und der ersten Aufzeichnungselektrode gemessen wird. Dieses Maß ist weniger genau, da es eine unbekannte Zeit zum Auslösen des Impulses enthält. Die Genauigkeit dieser Methode wird durch die Verwendung einer supramaximalen Reizintensität und einer möglichst kurzen Reizdauer erhöht.

          5. Fasergruppen: Innerhalb der Gesamtpopulation von Fasern im Ischiasnerv des Frosches gibt es mehrere Gruppen von Axonen mit ähnlichem Durchmesser und daher ähnlicher Schwelle und Leitungsgeschwindigkeit. Schließen Sie die Elektroden für die monophasische Aufzeichnung an. Reduzieren Sie die Frequenz auf 5 Stimulationen/Sek. Versuchen Sie, so viele Peaks der Verbindung AP wie möglich zu identifizieren, indem Sie die Reizspannung langsam erhöhen und nach neuen Peaks suchen. Es sollte möglich sein, zwei der drei Hauptpeaks der Verbindung AP zu finden, die von Erlanger und Gasser (1968) demonstriert wurden: A, der größte, entspricht großen myelinisierten Fasern und C (die langsamste Welle) entspricht sehr feinen unmyelinisierten Fasern. Innerhalb der A-Welle können Sie möglicherweise mehrere Unterpeaks trennen, die A-Alph-, A-Beta- und A-Delta-Fasern (siehe Abb. 5).

          Die Leitungsgeschwindigkeit der C-Fasern beträgt nur 1/100 der des A-Alpha-Peaks und um den C-Peak zu sehen, müssen Sie daher mit einer ausreichend niedrigen Rate stimulieren, damit er vor der nächsten A-Welle erscheint. Die Sweep-Rate sollte ebenfalls gering sein (ca. 50 ms/div) und die Reizintensität hoch sein.

          Bestimmen Sie die relativen Amplituden, Schwellenwerte und Leitungsgeschwindigkeiten jeder Fasergruppe in Ihrem Präparat. Der Faserdurchmesser ist wahrscheinlich die wichtigste Determinante der Leitungsgeschwindigkeit, wobei große Fasern schneller leiten.

          6. Stärke-Dauer-Kurve [optional]: Die Fähigkeit des Reizes, eine Reaktion hervorzurufen, hängt sowohl von der Reizdauer als auch von seiner Intensität ab. Mit anderen Worten kann eine Reaktion unter Verwendung eines starken Stroms für eine kurze Zeit oder eines schwachen Stroms für eine lange Zeit erhalten werden. Das Verhältnis zwischen Stärke und Dauer kann für Ihre Ischiasnerv-Präparation empirisch ermittelt werden.

          Variieren Sie die Dauer und messen Sie die Schwellenspannung. Sie können den Schwellenwert als kleine, aber beobachtbare Reaktion definieren (z. B. eine Auslenkung von 1 cm). Verwenden Sie ein konstantes Kriterium für die Aufzeichnung des Schwellenreizes. Beginnen Sie mit der Einstellung der Stimulusdauer auf 100 ms und erhöhen Sie die Stimulusintensität allmählich, bis Sie eine Reaktion bemerken. Verringern Sie die Dauer auf 50 ms und erhöhen Sie die Spannung, bis eine identische Reaktion zu sehen ist. Setzen Sie diesen Vorgang für eine Reihe unterschiedlicher Reizdauern fort.

          Zeichnen Sie eine Stärkedauerkurve mit der Stimulusintensität (V) auf der Ordinate und der Dauer (ms) auf der Abszisse. Ihre Kurve sollte ungefähr wie in Abb. 6 aussehen. Die minimale Intensität, die eine Reaktion bei unendlicher Dauer auslöst, wird als Rheobase bezeichnet. Chronaxie (2X Rheobase) ist ein Maß für die Erregbarkeit des Nervengewebes. Je kleiner sein Wert, desto erregbarer der Nerv. Diese Konzepte haben etwas von der Bedeutung verloren, die sie einst für das Verständnis der Nervenfunktion hatten, aber die Chronaxie ist immer noch nützlich, um die Erregbarkeit von Nerven- und Muskelgewebe zu vergleichen. Kraft-Dauer-Kurven wurden auch experimentell verwendet, um den Verlauf der Nerven- und Muskelregeneration zu verfolgen.

          Analyse und Bericht – wird in einem anderen Handout ausgearbeitet

          Notieren und tabellieren Sie Werte für Schwellenwert, Spannung für maximale Reaktion, Leitungsgeschwindigkeit. Schätzen Sie die Leitungsgeschwindigkeit und den Faserdurchmesser für verschiedene Fasergruppen. Vergleichen Sie zusammengesetzte und einzellige APs und mono- und biphasische Wellen. Fügen Sie Ihre digitalen Aufzeichnungen von beobachteten APs mit identifizierten Zeit- und vertikalen Skalen hinzu.

          Zeichnen Sie die Reaktion (Spitzenhöhe oder mV) vs. Stimulusintensität in Teil 1. Stellen Sie die Stimulusintensität am Schwellenwert oder eine feste Antwort vs. Dauer dar und bestimmen Sie Chronaxie und Zeitkonstante, wenn Sie diese Daten im optionalen SD-Kurvenexperiment erhalten haben.

          Besprechen Sie in Ihrem Bericht die Hauptmerkmale von Nervenaktionspotentialen, einschließlich der ionischen Basis der AP-Welle und ihrer Ausbreitung. Erklären Sie, wie die Leitungsgeschwindigkeit bei verschiedenen Tieren variiert [siehe Prosser 1973 Schmidt-Nielsen 1978 Bullock, Orkand und Grinnell 1978, alle im Labor].

          Referenzen [Suchen Sie andere neuere Referenzen, indem Sie selbst suchen – Medline, Medscape, Infotrack (von der PhysioLink-Site)]

          Aidley, D. J. 1991. Die Physiologie erregbarer Zellen. 3. Aufl. Univ. Presse, Cambridge.

          Baker, P. F. 1966. Das Nervenaxon. Wissenschaft Bin. 214:74-82.

          Cragg, B. G. und P. K. Thomas. 1957. Die Beziehungen zwischen der Leitungsgeschwindigkeit und dem Durchmesser und der Internodienlänge peripherer Nervenfasern. J. Physiol. 136:606-614.

          Erlanger, J. und H.S. Gasser. 1930. Das Aktionspotential in Fasern mit langsamer Leitung in Spinalwurzeln und somatischen Nerven. Bin. J. Physiol. 92:43-82.

          Erlanger, J. und H.S. Gasser. 1968. Elektrische Zeichen nervöser Aktivität. 2. Aufl. Univ. Pennsylvania Press, Philadelphia.

          Erlanger, J., H.S. Gasser und G. H. Bischof. 1924. Die zusammengesetzte Natur des Aktionsstroms von Nerven, wie durch den Kathodenstrahloszillographen offenbart. Bin. J. Physiol. 70:624-666.

          Hill, A. V. 1936. Die Stärke-Dauer-Beziehung für die elektrische Erregung des medullierten Nervs. Proz. Roy. Soz. B. 119:440-453.

          Oakley, B. und R. Schäfer. 1978. Experimentelle Neurobiologie: ein Laborhandbuch. Univ. Michigan-Presse, Ann Arbor.


          ÜBERWEISUNG VON PATIENTEN FÜR NERVENLEITUNGSSTUDIEN

          NCS liefern Daten zur Funktion des peripheren Nervensystems (PNS), die verwendet werden können, um Folgendes bereitzustellen:

          Beschreibung des Krankheitszustandes (alte/neue dynamische/statische Pathophysiologie)

          Längsschnittüberwachung der Erkrankung mit mehreren Studien

          Beratung zu Prognose und Management basierend auf Testergebnissen und festgestellten Krankheiten.

          Untersuchungen der Nervenleitung können diagnostisch hilfreich sein bei Patienten, bei denen der Verdacht auf fast jede PNS-Störung besteht, einschließlich Erkrankungen der Nervenwurzeln, peripheren Nerven, des Muskels und der neuromuskulären Verbindung. Die Hirnnerven und die Rückenmarksfunktion können ebenfalls beurteilt werden. Spezifische klinische Indikationen werden an anderer Stelle diskutiert.

          Bei der Überweisung von Patienten ist es sinnvoll, an die spezifischen Fragen zu denken, die Sie mit dem PNE beantwortet haben möchten. In schwierigen Fällen ist es hilfreich, die Überweisung (die alle relevanten klinischen Informationen enthalten sollte) mit dem KN zu besprechen. Die PNE ist eine Erweiterung der klinischen Anamnese und Untersuchung, und die CNs erstellen eine Anamnese und führen die entsprechende neurologische Untersuchung durch, verlassen sich jedoch auf die Überweisungsinformationen, um sie zu leiten. Unter einfachen Bedingungen können sie einem anfänglichen Standardtestprotokoll folgen, aber der Prüfer ist bereit, diese Tests auf der Grundlage der anfänglichen Ergebnisse zu ändern oder zu ergänzen. Dies unterstreicht, dass bei NCS, die von technischem Personal durchgeführt werden, der CN in unmittelbarer Nähe beaufsichtigen und verfügbar sein sollte, um andere geeignete Tests durchzuführen. Es ist unnötig (und manchmal beleidigend), Tests in der Überweisung anzugeben, solange die gestellte klinische Frage klar ist. Bei einem Patienten mit Verdacht auf ein Karpaltunnelsyndrom rechts ist es beispielsweise unnötig, nach dem „NCS des rechten Medianusnervs“ zu fragen. (Der weise CN wird ohnehin beide Medianusnerven untersuchen, da dieser Zustand häufig bilateral ist.)

          Grundlegende Nerven- und Muskelphysiologie

          Der einweisende Arzt benötigt nur minimale Kenntnisse der grundlegenden und angewandten Physiologie, um die Testergebnisse zu verstehen, aber alle PNE-Berichte sollten in einer Sprache verfasst sein, die kein Fachwissen voraussetzt. Ein Mindestmaß an Wissen, um die Prinzipien der Techniken zu verstehen, ist in Kasten 2 mit Links zu weiteren Details aufgeführt.

          Kasten 2: Mindestens grundlegende physiologische Kenntnisse zum Verständnis von Nervenleitungsstudien

          Membranpotential: Genese Schwelleneffekte Wirkung von Membranschädigung Denervation

          Einzelaxon: Saltatorische und nicht-saltatorische Leitungsfaktoren, die die Leitungsgeschwindigkeit bestimmen: Durchmesser, Myelinisierung, Interknotenabstand

          Gesamte Nervenzusammensetzung: faszikuläre Strukturgröße und Leitungsgeschwindigkeitsverteilung afferente und efferente Modalitäten und ihr relativer Beitrag

          Neuromuskuläre Übertragung: Nerventerminalfunktion Transmitter Produktion, Speicherung und Freisetzung postsynaptische Membran Struktur und Funktion Rezeptordynamik Endplattenpotentiale propagierte Muskelaktionspotentiale

          Externe elektrische/magnetische Stimulation: lokale Depolarisation bidirektionale Ausbreitung einmal depolarisiert Effekte der Haut und des Unterhautgewebes Impedanz elektrische induktive Wirkung des angelegten Magnetfelds Stimulationsschwelle hängt ab von: Membraneigenschaften (Akkommodation), Nervenfaserlage und -größe in Bezug auf den Stimulator

          Muskelfunktion: Erregung Kontraktion Kopplung von Muskelfasertypen und Funktionsermüdung

          Ein hervorragendes interaktives Werkzeug zur physiologischen Schulung finden Sie im Neurolab von Richard Carpenter unter http://www.cudos.ac.uk/web/copyright.htm.

          Die Prinzipien der Nervenleitungsstudien

          NCS beinhalten das Anlegen eines depolarisierenden elektrischen Rechteckimpulses an die Haut über einem peripheren Nerv, der Folgendes erzeugt: (1) ein propagiertes Nervenaktionspotential (NAP), das an einem entfernten Punkt über demselben Nerv aufgezeichnet wird: und (2) ein zusammengesetztes Muskelaktionspotential (CMAP) entsteht durch die Aktivierung von Muskelfasern in einem vom Nerv versorgten Zielmuskel. Diese können in beiden Fällen mit Oberflächen- oder Nadelelektroden erfasst werden.

          Oberflächenelektroden sind so konzipiert, dass sie Informationen über den gesamten stimulierten Muskel liefern und Daten über die Zeit liefern, die die schnellsten Axone benötigen, um einen Impuls an den Muskel weiterzuleiten, und die Größe der Reaktion.

          Nadelelektroden für NCS liefern sehr genaue Informationen über die Leitungszeit, aber da sie nur einen kleinen Muskel- oder Nervenbereich aufzeichnen, liefern sie schlechte oder im Fall der letzteren komplexere Informationen, was die numerische Analyse erschwert. Nadelaufzeichnungen sind jedoch am besten geeignet, wenn ein schwerer Muskelschwund aufgetreten ist oder wenn die Tiefe eines untersuchten Muskels eine Oberflächenaufzeichnung unmöglich macht.

          Nerven können mit Oberflächenstimulatoren durch die Haut stimuliert werden, oder über eine Nadel, die in der Nähe eines Nervs oder einer Nervenwurzel platziert wird. Die Spinalwurzel- und Hirnrindenstimulation kann auch mit Hilfe der an anderer Stelle in dieser Ausgabe behandelten transkutanen Magnetstimulation (TMS) durchgeführt werden. Somit kann die gesamte Länge der motorischen Bahn vom Kortex zum Rückenmark, der Wurzel, der neuromuskulären Verbindung und dem kontraktilen Apparat beurteilt werden. Die Wahl der Stimulationspunkte hängt sowohl vom Wunsch nach „Bracketing“ über und unter dem Punkt einer vorgeschlagenen fokalen Läsion als auch von der anatomischen Verfügbarkeit der geeigneten Struktur ab.

          Das Ziel des NCS

          Unser oben genanntes Mindestwissen hat uns gezeigt, dass periphere Nerven viele Nervenfasern mit unterschiedlichen Durchmessern, Myelinisierungsgraden und afferenten oder efferenten Verbindungen enthalten. Das NCS untersucht die schnellsten 20 % dieser Fasern und das Ziel der Untersuchung ist es, fokale oder kontinuierliche Anomalien in der Länge des gemischten, motorischen oder sensorischen Nervs zu dokumentieren. Folgende Fragen werden im Verlauf des Tests besonders beachtet:

          Ist die schnellste Leitungsgeschwindigkeit normal?

          Ist der Geschwindigkeitsgradient normal. Normalerweise leiten Nerven näher an der Neuraxis und weiter kopfwärts schneller als weiter distale und kaudale Nerven.

          Ist die CMAP in Größe und Form normal?

          Verändert sich die CMAP in Größe, Form oder Dauer zwischen den Stimulationspunkten?

          – Nachweis der zeitlichen Streuung (siehe Begriffe, Kasten 2).

          – Nachweis einer Leitungsblockade (siehe Begriffe, Kasten 2).

          Normalwerte für NCS

          Altersangepasste „Normal“-Werte für NCS-Parameter wurden entweder aus Studien an Gruppen neurologisch normaler Probanden abgeleitet oder aus der Literatur entnommen. Bedauerlicherweise sind nach Ansicht der Autoren die am häufigsten verwendeten Statistiken Grenzwerte von 95 % oder seltener 99 % Konfidenzgrenzen einer normalen Gruppe, um eine Abnormalität eines einzelnen Parameters anzuzeigen.

          Dieser Ansatz kann irreführend sein, da eine grobe Trennung zwischen „normal“ und „anomal“ die Informationen verwässert, während beispielsweise ein Z-Score, der die Trennung zwischen einem einzelnen Wert und dem in SD ausgedrückten Gruppenmittelwert angibt, informativer sein kann. Alternativ kann (a) eine Reihe elektrophysiologischer Parameter entweder als „Index“ oder „Score“ zusammengenommen werden oder (b) der Neurophysiologe bewertet eine Reihe von Parametern zusammen, um zu beurteilen, ob eine klinisch relevante numerische Anomalie in der Berichtsinterpretation hervorgehoben werden oder nicht.

          Es gibt eine Reihe von physikalischen Parametern, die korrigiert oder berücksichtigt werden müssen. Das wichtigste ist die Temperatur. Die schnellste motorische Nervenleitgeschwindigkeit (FMNCV) wird um ca. 1 m/s pro °C Temperaturabfall reduziert. Herkömmlicherweise werden Studien so nahe an einer aufgezeichneten Oberflächentemperatur von 34 °C durchgeführt. Wird dies nicht durch ausreichende Erwärmung der Extremität erreicht, muss selten eine Temperaturkorrektur vorgenommen werden. Einige Überleitungsmaße erfordern eine Korrektur der Gliedmaßenlänge oder -größe. Schließlich ändern sich die Nervenleitungsdaten mit dem Alter. Die motorische Leitung verlangsamt sich nach 20 Jahren um 0,4–1,7 m/s pro Dekade und die sensorische um 2–4 m/s.


          ERGEBNISSE

          Da gezeigt wurde, dass die Infusion von Ouabain in die runde Fensternische 6 Tage nach der Applikation einen massiven Verlust von ANFs hervorruft (Schmiedt et al. 2002), entschieden wir uns, die Physiologie und Morphologie der Cochlea 6 Tage nach künstlicher Perilymphe (AP) zu untersuchen. mit steigenden Dosen von Ouabain.

          Ouabain verändert selektiv die CAP des Hörnervs.

          Da Ouabain den in den Fibrozyten der Stria vascularis exprimierten Na + -K + -ATPase-Transporter hemmt (Kanoh et al. 2001), haben wir den EP in der basalen Kurve der Cochlea gemessen, um den Funktionszustand der Stria vascularis zu untersuchen. Eine Überlebenszeit von 6 Tagen führte zu einem normalen EP in Kontroll-AP und in 100 μM behandelten Cochleae [EP = 75,7 ± 0,7 (n = 3) vs. 74,9 ± 0,6 mV (n = 3) bzw.]. In Übereinstimmung mit dem Fehlen der Expression des Na + -K + -ATPase-Transporters in OHCs (Kanoh et al. 2001) beeinflussten außerdem 10 bis 100 μM Ouabain die DPOAE-Amplituden nicht (Abb. 1 .).EIN).

          Abb. 1.Ouabain beeinflusst das zusammengesetzte Aktionspotential (CAP) des Hörnervs. EIN: Auswirkungen auf die otoakustischen Emissionen von Verzerrungsprodukten (DPOAEs) in der Cochlea 6 Tage nach der Ouabain-Vergiftung. Beachten Sie, dass Ouabain bei Konzentrationen von bis zu 100 μM die DPOAE-Amplituden nicht beeinflusst (n = 7 pro Dosis). Einsatz: Beispiel einer DPOAE-Aufzeichnung. B: Ouabain-Effekte auf CAP-Audiogramme. Die mittleren Audiogramme wurden 6 Tage nach der Infusion von Ouabain in die runde Fensternische erhalten (n = 7 pro Dosis). Beachten Sie, dass nur 80 und 100 μM Ouabain-induzierte Schwellenerhöhungen (mittlere Schwellenverschiebung: 22,9 ± 2,1 bzw. 40,8 ± 2,7 dB) P < 0,001). Einsatz: Beispiel einer CAP-Aufzeichnung. C–F: CAP-Amplituden-Intensitätsfunktionen als Reaktion auf 2-, 4-, 8- bzw. 16-kHz-Tonbursts.Horizontale und vertikale Pfeile zeigen die CAP-Schwellenwertverschiebung bzw. die Amplitudenreduktion in Prozent [für 100-dB-Schalldruckpegel (SPL) Tonburst] für steigende Ouabain-Dosen an. Alle Daten sind Mittelwerte ± SE.

          Anschließend untersuchten wir die synchrone Aktivierung der ANFs durch CAP-Messungen. Während 10 bis 66 µM Ouabain keine signifikante Veränderung der CAP-Schwellenwerte bewirkten, führten 80 und 100 µM zu einer deutlichen Schwellenverschiebung bis zu 40 dB über alle Frequenzen (dh mittlere Schwellenverschiebung: 22,9 ± 2,1 und 40,8 ± 2,7 dB für 80 und 100 μM bzw. Abb. 1B). Die CAP-Amplitude wurde als Funktion des Schalldruckpegels aufgetragen (Abb. 1, C–F). Die Infusion von AP allein oder mit 10 bis 33 μM Ouabain veränderte die CAP-Amplituden-Intensitäts-Beziehung nicht (Abb. 1, C–F). Im Gegensatz dazu reduzierte 66 μM Ouabain die CAP-Amplitude, ohne die Hörschwelle zu verändern (Abb. 1, C–F). Eine Erhöhung der Ouabain-Dosis auf 80 und 100 μM führte zu einer stärkeren Abnahme der CAP-Amplitude und einer Erhöhung des Schwellenwerts (Abb. 1, C–F). Die Veränderungen der CAP-Schwelle und der Amplitude waren nicht nur dosisabhängig, sondern auch frequenzabhängig. Außer bei 32 kHz führte Ouabain zu größeren Schwellenverschiebungen bei hohen Frequenzen (50 dB bei 16 kHz vs. 25 dB bei 2 kHz nach 100 μM Ouabain). Dies galt auch für die Amplitude mit einem Rückgang von 92,1 gegenüber 79,3 % für 16 bzw. 2 kHz (Abb. 1, C–F).

          Unterschiedliche Empfindlichkeit von ANFs gegenüber Ouabain.

          Am Ende der funktionellen Beurteilung haben wir die Cochleae für die morphologische Untersuchung aufbereitet. Obwohl das Corti-Organ nach einer 100-μM-Ouabain-Vergiftung normal erschien, stellten wir einen massiven Verlust an afferenten Neuriten und Synapsen fest (Abb. 2, A–F) im Vergleich zu AP-Kontroll-Cochleae (Abb. 2, G–L). Mittels konfokaler 3D-Bildgebung quantifizierten wir bandverankerte IHC-Synapsen (Abb. 3, EIN und B) unter Verwendung der Nebeneinanderstellung der präsynaptischen Bandorganelle neben der postsynaptischen Dichte (Abb. 3EIN). Ouabain induzierte eine stärkere Reduktion der Anzahl postsynaptischer Dichten als der Anzahl präsynaptischer Bänder (Abb. 3, EIN und B). Die Auftragung des Synapsenverlustes gegen die Ouabain-Dosis ergab eine sigmoidale Dosis-Wirkungs-Kurve (Abb. 3 .).C) mit einem ED50 von 75, 71, 64 und 56 μM für 2, 4, 8 bzw. 16 kHz. Unerwarteterweise induzierte 33 μM Ouabain, das die CAP nicht beeinflusste, ∼20% Synapsenverlust im 16-kHz-Bereich.

          Abb. 2.Ouabain zerstört selektiv afferente Hörneuronen. Photonik (EIN, B, g, h) und Transmissionselektronenmikroskopie (C–F, Ich–L) von Radialschnitten im 16-kHz-Bereich. In Ouabain (EIN)- und Perilymphe-infundierte Cochleae (g), das Corti-Organ (OC) und die Stria vascularis (SV) haben ein normales Aussehen. Im Spiralganglion (SG rot schattiert) der mit Ouabain behandelten Exemplare (n = 2), die Mehrheit der Neuronen fehlt (EIN und B), und nur sehr wenige Nervenfasern (rot) sind in der Spirallamina (SL EIN und C). Hinweis in B die restlichen Gliazellen (Pfeile) im SG. C: Vergrößerung der SL im Bereich der Habenula perforata (hp quadrat Einsatz in EIN). Zwei nicht myelinisierte Nervenfasern (Pfeile) sind sichtbar. In den Perilymphen-infundierten Cochleae (n = 2), alle Neuronensomata (rot) sind vorhanden (g und h) und die SL (ich und quadratisch Einsatz in g) enthält dicht gepackte myelinisierte Nervenfasern (nf). In Ouabain (D)- und Perilymphe-infundierte Cochleae (J), haben die inneren Haarzellen (IHCs) ein gesundes Aussehen mit typischer Form, normalem Zytoplasmagehalt, gut positioniertem Kern (n) und aufrechten Stereozilien (Pfeile). Nach der Ouabain-Infusion (D), enthält das innere Spiralbündel (isb) nur wenige Nervenfasern. E: efferente (e blau) und afferente Fasern (a rot) sind unterhalb des IHC vorhanden, jedoch waren keine afferenten Synapsen auf der Haarzelle erkennbar. F: eine axodendritische Synapse zwischen einem efferenten und einem afferenten. Beachten Sie die präsynaptischen Spicula (Pfeile) im efferenten und die postsynaptische Membrandichte im afferenten. J: Bei perilymphinfundierten Exemplaren sind zahlreiche Nervenfasern im inneren Spiralbündel unterhalb des Basalpols des IHC vorhanden. K: gut erkennbare afferente Dendriten (eine rote) Synapse den Basalpol eines IHC. Beachten Sie die präsynaptischen Bänder (Pfeilspitzen), die den afferenten Terminals zugewandt sind. Eine efferente Faser (e blau) kontaktiert ein afferentes Ende. L: typische afferente Synapse mit einem synaptischen Band (Pfeilspitze) im IHC und einer postsynaptischen Dichte (Pfeile) am afferenten Ende (a rot). Maßstabsleisten: A, G = 50 μm B–D, H–J = 10 μm E, F, K = 1 μm L = 0,5 µm.


          Abb. 3.Quantifizierung des durch Ouabain induzierten Synapsenverlustes. EIN: konfokale Mikroskopie von immunmarkiertem CtBP2 (grün) und GluA2 (rot) aus der 16-kHz-kodierenden Region. Bilder zeigen nur die immunmarkierte Reduktion von CtBP2 (oben), nur GluA2 (Mitte) und CtBP2 × GluA2 (Unterseite) mit steigender Ouabain-Dosis (0, 66 und 100 μM n zeigt IHC-Kerne an). Dreidimensionale (3D) Ansichten zeigen Vergrößerung und z-Projektion des oben gezeigten weißen Quadrats (5 × 5 × 5 μm 3 ). B: quantitative Analyse von CtBP2, GluA2 und nebeneinander gestelltem CtBP2 × GluA2 (n = 5 pro Dosis). Die Reduktion postsynaptischer GluA2-Cluster entspricht der Reduktion von synapsenverankerten Bändern in der mit Ouabain vergifteten Cochlea. Beachten Sie, dass in 100 μM Ouabain-infundierten Cochleae noch 50 % der Bänder vorhanden sind. C: tonotopische Abhängigkeit des Synapsenverlustes als Reaktion auf Ouabain. Synapsenzählungen wurden nach elektrophysiologischer Untersuchung durchgeführt (n = 5 pro Dosis). Die gestrichelte Linie repräsentiert den ED50 Wert berechnet aus Sigmoid-Anpassung (R 2 > 0,92). Alle Daten sind Mittelwerte ± SE. *P < 0,01, Mann-Whitney-Wilcoxon-Test.

          Um die Anzahl der Synapsen zu bestimmen, die zum Auslösen einer CAP erforderlich sind, haben wir die CAP-Schwelle und -Amplitude gegen den normalisierten Synapsenverlust aufgetragen (Abb. 4, EIN und B). Tatsächlich wurden starke nichtlineare Beziehungen zwischen CAP-Indizes (Schwellenwert und Amplitude) und dem Verlust von Synapsen gefunden. Der kritische Synapsenverlust, ab dem die CAP-Schwelle ansteigt, betrug 24,2, 38,3, 52,9 bzw. 65,8% bei 2, 4, 8 bzw. 16 kHz (Abb. 4 .).EIN). Der kritische Synapsenverlust, oberhalb dessen die durch 80-dB-SPL-Tonbursts hervorgerufene CAP-Amplitude abnahm, betrug 4,5, 5,7, 16,1 bzw. 22,6% bei 2, 4, 8 bzw. 16 kHz (Abb. 4 .).B). Durch Überlagerung der nichtlinearen Kurvenanpassungen (Abb. 4C) konnten wir drei Pools von ANFs unterscheiden: 1) ein Pool mit hoher Empfindlichkeit gegenüber Ouabain (≤33 μM), der nicht zur Amplitude und Schwelle des CAP beiträgt, 2) ein mittlerer (mittlerer) Ouabain-sensitiver Pool (33–66 μM), der nur die CAP-Amplitude kodierte, und 3) ein Pool mit geringer Empfindlichkeit gegenüber Ouabain (≥66 μM), der die CAP-Amplitude und -Schwelle diktierte.

          Abb. 4.Kartierung der Hörnervenfasern (ANFs). EIN und B: CAP-Schwellenwertverschiebung (EIN) und CAP-Amplitude (B) hervorgerufen durch einen 80-dB-SPL-Tonburst als Funktion des Synapsenverlustes bei 2, 4, 8 und 16 kHz (n = 5 pro Dosis). Die Daten wurden durch stückweise lineare Modelle angepasst (R 2 , Bestimmtheitsmaß). Schwarz und rot gefüllte Dreiecke zeigen einen Haltepunkt an x-Wert als Proxy der Ouabain-Empfindlichkeit. Vertikale und horizontale Fehlerbalken entsprechen Mittelwerten ± SE. C: die Überlagerung von Fitting-Modellen in EIN und B grenzt 3 Pools von ANFs auf der Grundlage ihrer Ouabain-Sensitivität (OS) ab: High-OS (≤33 μM), Medium-OS (33–66 μM) und Low-OS-Fasern (≥66 μM). Vertikale gestrichelte Linien zeigen die Abgrenzungen zwischen den verschiedenen Pools. Prozentangaben geben den Anteil der Fasern pro Pool auf Betriebssystembasis an.

          Eine größere Anfälligkeit der CAP-Schwelle und -Amplitude gegenüber Ouabain im Hochfrequenzbereich könnte durch den Ort der Arzneimittelapplikation (d. h. cochleäre Basalwende) erklärt werden, was zu einer höheren Ouabain-Konzentration in der Basalwende führt. In diesem Szenario würde Ouabain bevorzugt alle ANFs der Basalregion beeinflussen. Alternativ könnte Ouabain unabhängig von ihrer Position entlang der tonotopischen Achse bevorzugt verschiedene ANF-Fraktionen (aufgrund ihrer Arzneimittelempfindlichkeit) zerstören. Um zwischen diesen beiden Hypothesen zu unterscheiden, haben wir einzelne Einheiten des Hörnervs aufgenommen. In der AP-Cochlea der Kontrolle (Abb. 5, EIN und B), spiegelt die Verteilung der Ouabain-sensitiven (OS) ANFs stark die tonotopische Verteilung der ANFs entsprechend ihrer Spontanrate wider, d. h. Low-, Medium- und High-SR-Fasern (Abb. 5C). Tatsächlich zeigen die Diagramme der OS-basierten Verteilung gegen die SR-basierte Verteilung eine lineare Beziehung (Abb. 5D). In diesem Rahmen entspricht der Pool, der gegenüber Ouabain sehr empfindlich ist, den ANFs mit niedrigem SR, während die Pools mit mittlerer und niedriger Ouabain-Sensitivität den ANFs mit mittlerem bzw. hohem SR entsprechen. Wenn dies zutrifft, sollte eine Ouabain-Infusion in niedriger Konzentration (33 μM) den selektiven Verlust von ANFs mit niedrigem SR entlang der tonotopischen Achse hervorrufen, wobei die ANFs mit mittlerem und hohem SR weitgehend unbeeinflusst bleiben. Dementsprechend zeigten Single-Unit-Aufnahmen eine massive Reduktion von Low-SR-Fasern nach 33 μM Ouabain-Infusion (Abb. 5E). Bei der Berechnung des Anteils von Low-, Medium- und High-SR-Fasern pro Oktavband zentriert auf 2, 4, 8 und 16 kHz wurde der Anteil der Low-SR-Fasern gegenüber den übrigen Fasern reduziert, während der Anteil der High - und mittlere SR-Fasern war größer als bei den Kontrollen (Abb. 5, B und F). Um zu verifizieren, dass der größere Anteil an High- und Medium-SR-Fasern nicht auf eine phänotypische Veränderung der verbleibenden ANFs zurückzuführen ist, haben wir die Faserverteilung auf die synaptische Kontrollzahl aus der Immunfärbung normalisiert, dh unter Berücksichtigung des synaptischen Verlustes bei 33 μM . Dabei haben wir deutlich beobachtet, dass Ouabain selektiv Low-SR-Fasern zerstört, während der Anteil der Medium- und High-SR-Faserpools unverändert bleibt (Abb. 5 .).g). Da Fasern mit niedrigem SR in der Basalregion der Rennmaus-Cochlea häufiger vorkommen (Abb. 5, EIN und B) haben wir die kumulative CF-Verteilung der Faser von der Basis bis zur Spitze in Kontroll- und mit Ouabain behandelten Cochleae aufgetragen (Abb. 5 .).h). Es wurde kein signifikanter Unterschied zwischen der Kontrolle und der kumulativen Verteilung von Ouabain gefunden (Abb. 5h), mit Ausnahme eines Degenerationsgradienten von Basis zu Spitze. Im Gegensatz dazu war ein deutlicher Unterschied zu sehen, als wir die Verteilungen von Fasern mit niedrigem zu hohem SR verglichen (Abb. 5ich). Insgesamt zeigen diese Ergebnisse, dass ANF-Pools entlang der Cochlea-Achse unterschiedlich verteilt sind und dass Fasern mit niedrigem SR eine größere Anfälligkeit für Ouabain aufweisen als Fasern mit mittlerem und hohem SR.

          Abb. 5.Einzelfaser-Aufnahmen nach 33 μM Ouabain. EIN: Spontanrate (SR) der Faser als Funktion der charakteristischen Frequenz (CF) der Faser bei Kontrollrennmäusen (4 Ohren, 395 ANFs). Horizontale gestrichelte Linien grenzen Low-SR (<0,5 Spikes/s grün), Medium-SR (0,5–18 Spikes/s blau) und High-SR-Faserpools (>18 Spikes/s rot) ab. Vertikale gestrichelte Linien grenzen Oktavbänder ab, die bei 2, 4, 8 und 16 kHz zentriert sind. B: SR-basierte Faserverteilung pro Oktavband berechnet aus EIN. C: OS-basierte Faserverteilung pro Oktavband in Kontrolltieren, abgeleitet aus CAP-Aufzeichnungen (siehe Abb. 4C). D: Korrelation zwischen OS- und SR-basierten Verteilungen. Das Streudiagramm (12 Symbole) entspricht den gepaarten Daten in B und C bei 2, 4, 8 und 16 kHz (High-OS mit Low-SR, Medium-OS mit Medium-SR und Low-OS mit High-SR-Fasern). Eine sehr signifikante lineare Beziehung (ja = x) gefunden (Korrelationskoeffizient R = 0.92 P < 0,001, Korrelationskoeffiziententest). E: SR der Faser als Funktion der CF der Faser in 33 μM Ouabain-vergifteten Cochleae (5 Ohren, 424 ANFs). F: SR-basierte Faserverteilung pro Oktavband berechnet aus E. g: SR-basierte Verteilung der Fasern pro Oktavband, normalisiert mit unserer Synapsenzählung, wie in Abb. 3 gezeigtC. Offene Balken repräsentieren den Verlust von Synapsen. h und ich: kumulative Faserverteilungen in Abhängigkeit von CF (h: von der Basis bis zur Spitze) und SR (ich: von niedrigem und hohem SR) in Kontrolle (schwarze Spuren) und mit Ouabain vergiftete Cochleae (rote Spuren). Kumulative Verteilungen wurden mit logarithmischem Binning berechnet, 20 Bins pro Dekade. In h, kein Unterschied von Base zu Apex zwischen der Kontroll- und der Ouabain-Verteilung gefunden wurde (P > 0,5, Kolmogorov-Smirnov-Test bei 2 Stichproben), während in ichwurde festgestellt, dass ein signifikanter Unterschied auf die massive Deletion von Low-SR-Fasern zurückzuführen ist (P < 0,0001). In ich, betrug der Anteil an Low-SR-Fasern 14% in der Kontrolle (schwarz) und 2% in der mit Ouabain vergifteten Cochlea (rot).

          Beitrag von ANF-Pools zur GAP.

          Neben dem Nachweis einer größeren Ouabain-Sensitivität von Low-SR-Fasern werfen unsere Ergebnisse die Frage auf, warum Low-SR-Fasern nicht zum CAP beitragen. Dies ist besonders deutlich im 16-kHz-Bereich der Cochlea, wo 33 μM einen 20-prozentigen ANF-Verlust ohne Einfluss auf die CAP-Amplitude und -Schwelle induzierten (Abb. 4 .).C). Um den Beitrag von ANFs zu CAP zu untersuchen, haben wir gleichzeitig das Einzelaktionspotential und das CAP des Hörnervs am CF der Faser in Kontrollrennmäusen aufgezeichnet (Abb. 6, A–C). Von Tonburst-Einsetzen gemessen, war die erste Spike-Latenz (FSL) parallel zu N1-CAP-Latenz (Abb. 7EIN). Beachten Sie, dass N1-CAP-Latenz war immer kürzer als die FSL (Abb. 7EIN). Dies steht im Einklang mit der Studie von Wang (1979), in der die N1 Die Latenz des am runden Fenster aufgezeichneten unitären Aktionspotentials war kürzer als die am Peak gemessene Spike-Latenz (wie in der vorliegenden Studie).

          Abb. 6.Beitrag einzelner Fasern zur GAP. EIN und B: DECKEL (EIN) und Einzelfaser-Aktionspotentiale vom Hörnerv der Rennmaus (B) wurden gleichzeitig aufgezeichnet und für Fasern mit niedrigem SR (grün), mittlerem SR (blau) und hohem SR (rot) zusammen aufgetragen. Vertikale gestrichelte Linien zeigen die CAP N1 Latenz. Die Stimulation war ein Tonburst, der bei der charakteristischen Frequenz (CF) der Faser präsentiert wurde (1 ms Anstieg/Abfall, 10 ms Dauer, 11 Bursts/s, 500 Präsentationen, 80 dB SPL und wechselnde Polarität). B zeigt die Analyse der First Spike Latency (FSL). Punktraster-Plots (Unterseite) wurden wie folgt entworfen: Für jede Tonburst-Präsentation zeigen kleine Punkte Spitzenzeiten an, und die Zeit der ersten durch den Ton hervorgerufenen Spitze wird durch einen großen Punkt hervorgehoben. Die FSL-Histogramme (oben) aus Punktraster-Plots wurden mit einer Bin-Breite von 100 µs berechnet. Beachten Sie, dass das Brennen der Low-SR-Faser sowohl verzögert war (von N1) und weniger synchronisiert als bei Fasern mit mittlerem und hohem SR. C: Analyse der einheitlichen Reaktion. Oberteil, Peristimulus-Zeithistogramme (PSTHs), die aus den oben gezeigten Punktraster-Plots abgeleitet wurden (Bin-Breite: 20 μs). Einsatz: gedämpfte Sinuswelle, die die extrazelluläre Wellenform des Aktionspotentials von Prijs (1986) darstellt. Unterseite, Simulation des Einheitsaktionspotentials (UAP) durch Faltung von PSTH und extrazellulärer Wellenform, wie von Goldstein und Kiang (1958) vorgeschlagen. D und E: Quantifizierung der in . gezeigten Daten EIN und B (n = 106 ANF). In D, bei links ist N1-to-FSL-Intervall als Funktion des SR der Faser und at rechts ist die Quantifizierung pro SR-basiertem Pool. In E, bei links ist der FSL-Jitter als Funktion des SR der Faser und at rechts ist die Quantifizierung. F und g: Quantifizierung der in . gezeigten Daten EIN und C. In F, bei links ist das CAP-zu-UAP-Intervall (von N1 nach N1) als Funktion des SR der Faser und at rechts ist die Quantifizierung pro SR-basiertem Pool. In g, bei links ist die UAP-Amplitude (von N1 oben1) als Funktion des SR der Faser und at rechts ist die Quantifizierung. Analysen in D–G wurden aus den gleichen Daten durchgeführt (n = 106 ANF). Vertikale gestrichelte Linien grenzen Faserpools mit niedrigem, mittlerem und hohem SR ab. Schräge Linien sind passende Modelle: in D, ja (in ms) = 0,58 − 0,14 log(SR) in E, ja (in ms) = 0,82 − 0,19 log(SR) in F, ja (in ms) = 0,72 − 0,17 log(SR) und in g, ja (in nV) = 22,1 + 7,8 log(SR), mit SR in Spitzen/s. **P < 0,01 ***P < 0,001, 1-Weg-Analyse des Varianztests und Post-hoc-Mehrfachvergleichsverfahren.


          Abb. 7.FSL als Funktion von CF. EIN: FSL mit niedrigem SR (grün n = 30), mittel-SR (blau n = 22) und High-SR-Fasern (rot n = 54) bei normal hörenden Rennmäusen (CF der Faser >2 kHz). FSL wurde als Reaktion auf Tonbursts (80 dB SPL, 1 ms Anstieg/Abfall, 10 ms Dauer, 11 Bursts/s, 500 Präsentationen, wechselnde Polarität und Sondenfrequenz am CF der Faser) bewertet. Schwarze Symbole zeigen das N1 Latenzzeit der CAP, die gleichzeitig für jede einzelne Faser aufgezeichnet wurde (Mittelwert ± SE Binned-Werte pro Halboktavband). Beachten Sie die parallele Reduzierung der Latenzen von niedrigem zu hohem CF aufgrund der Wanderwellenverzögerung. B: N1-zu-FSL-Intervall als Funktion der CF der Faser. C: FSL-Jitter (d. h. Standardabweichung) als Funktion von CF der Faser. N.S., nicht signifikant (P > 0,1, 1-Weg-Varianzanalyse, berechnet auf binnierten Werten pro Oktavband).

          Entsprechend der Wanderwellenverzögerung sind sowohl N1-CAP-Latenz und FSL nahmen mit zunehmender Sondenfrequenz ab (Abb. 7EIN). Um die Wanderwellenverzögerung zu überwinden, haben wir die N1-zu-FSL-Intervall als Funktion der CF der Faser, und es wurde keine Korrelation gefunden (Abb. 7B). Der FSL-Jitter war auch unabhängig vom CF der Faser (Abb. 7C). Als Funktion des SR der Faser ausgedrückt, ist N1-to-FSL-Intervall und FSL-Jitter nahmen mit zunehmendem SR signifikant ab (Abb. 6, D und E). Als Reaktion auf 80-dB-SPL-Tonbursts, N1-zu-FSL-Intervall betrug 360 ± 30 bzw. 665 ± 49 µs für High- und Low-SR-Fasern, mit einem Jitter von 545 ± 38 vs. 967 ± 92 µs. Um die Beteiligung von Low-, Medium- und High-SR-Fasern am CAP weiter zu untersuchen, haben wir den Beitrag des unitären Aktionspotentials am runden Fenster mit dem Faltungsmodell von Goldstein und Kiang (1958) unter Verwendung des PSTH der Faser und Aktionspotential extrazelluläre Wellenform (Abb. 6C). Im Vergleich mit der Antwort für die High-SR-Fasern (Abb. 6, F und g), war die einheitliche Reaktion von Fasern mit niedrigem SR verzögert (465 ± 32 vs.848 ± 93 μs für High- bzw. Low-SR-Fasern) und die Amplitude war kleiner (35,4 ± 1,5 vs. 17,4 ± 1,6 nV für High- bzw. Low-SR-Fasern). Wie erwartet, unterstützt der hohe Synchronisationsgrad von High-SR-Fasern ihren Hauptbeitrag zu der am runden Fenster aufgezeichneten CAP. Im Gegensatz dazu macht es die verzögerte und die kleine Amplitude der einheitlichen Antwort am runden Fenster zusammen mit der breiten FSL-Verteilung von Fasern mit niedrigem SR unwahrscheinlich, dass diese Fasern synchron feuern, und daher tragen sie wenig zur CAP-Amplitude bei.

          Modellierung des ANF-Beitrags zur CAP-Reaktion.

          Um weiter zu untersuchen, ob die submillisekunden-zeitlichen Präzisionsunterschiede bei Latenz und Jitter von FSL in Low- und High-SR-Fasern ausreichen, um den schlechten Beitrag von Low-SR-Fasern zur CAP zu erklären, haben wir ein Cochlea-Rechenmodell verwendet. Um ein realistisches Modell zu erstellen, haben wir uns für die Simulation der Meerschweinchen-Cochlea entschieden, da ihre biophysikalischen Eigenschaften gut dokumentiert sind (Meddis 2006 Sumner et al. 2002, 2003). Wir haben daher eine große Anzahl von ANFs und die aus ihrer Aktivität resultierende CAP-Reaktion mit dem Computermodell von Meddis (2006) simuliert, in das wir integriert haben 1) die Frequenzkarte der Cochlea-Orte, 2) die Anzahl der ANFs pro IHC entlang der tonotopischen Achse und 3) den Anteil an Low-, Medium- und High-SR-Fasern pro IHC.

          In diesem Modell betrachteten wir 52 IHCs, die jede sechste Oktave entlang der Basilarmembran von 0,14 bis 50 kHz abgetastet wurden. Diese Verteilung deckte 97,7 % der Basilarmembranlänge von 1 % (Apex) bis 98,7 % (Basis) in Schritten von 1,9 % ab (Tsuji und Liberman 1997). Anhand unserer Synapsenzahl beim Meerschweinchen fanden wir einen quadratischen Zusammenhang zwischen der Anzahl der Synapsen (n) und die Position entlang der Basilarmembran (x, in Prozent vom Apex) so dass n = −0.00291x 2 + 0.339x + 8.28, wobei x = 33,6 + 38,2 log(F), mit F die Codierfrequenz (in kHz). Die IHCs waren somit durch 18 ANFs pro IHC im 2- bis 12-kHz-Bereich, 13 ANFs pro IHC im Basalbereich bzw. 9 ANFs pro IHC im apikalen Bereich der Cochlea verbunden. Durch Anpassen von τCa, simulierten wir die Fasern mit niedrigem, mittlerem und hohem SR (d. h. 0,2, 4 bzw. 30 Spikes/s). Um das Modell zu validieren, haben wir einzelne Einheiten des Meerschweinchen-Hörnervs aufgenommen. Simulierte Daten reproduzierten unsere experimentellen Single-Unit-Aufzeichnungen vom Hörnerv von Meerschweinchen (Abb. 8). Beachten Sie, dass unabhängig vom Stimulationspegel (80 dB SPL oder 30 dB über der Faserschwelle, Abb. 8C), nahm der FSL-Jitter mit zunehmendem SR der Faser ab.

          Abb. 8.FSL in experimentellen und simulierten Single-Unit-Daten. EIN und D: Punktraster-Plots für Einzel-in-vivo-Aufzeichnungen (EIN) und simulierte Faseraufzeichnungen (D) vom Hörnerv des Meerschweinchens. Die 3 abgebildeten Einzelgeräte in EIN wurden vom gleichen Tier aufgenommen und hatten einen CF nahe 8 kHz (Bereich: 7,5–8,5 kHz). CF und SR der 3 simulierten Fasern in D wurden an die in-vivo-Fasereigenschaften der in EIN. Bei jeder Wiederholung wird die Zeit des ersten Spikes durch einen großen Punkt hervorgehoben und die kleinen Punkte zeigen Spike-Zeiten von High-SR- (rot), Medium-SR- (blau) und Low-SR-Fasern (grün) an. Der Übersichtlichkeit halber sind nur die ersten 200 der 1.000 Wiederholungen dargestellt. B und E: FSL-Histogramme von High-SR- (rot), Medium-SR- (blau) und Low-SR-Fasern (grün) für experimentelle (B) und simulierte Daten (E). Einsatz in B ist eine zeitliche Vergrößerung der FSL-Histogramme. C: FSL-Jitter für Low-, Medium- und High-SR-Fasern als Reaktion auf Tonbursts bei 80 dB SPL (links) oder 30 dB über dem Schwellenwert der in vivo aufgezeichneten Faser (rechts). Die Faser CF reichte von 1 bis 32 kHz. Werte in Balken geben die Anzahl der Fasern pro SR-basierter Gruppe an. ***P < 0,0001, 1-Weg-Analyse des Varianztests. F: FSL-Jitter (d. h. Standardabweichung) als Funktion des SR für simulierte Fasern (9 niedriger SR, grün 20 mittlerer SR, blau 25 hoher SR, rot). CF und SR wurden willkürlich von 0,25 bis 40 kHz bzw. von 0,2 bis 80 Spikes/s verteilt. Vertikale gestrichelte Linien grenzen die 3 ANF-Pools ab.

          Auf der Grundlage dieses Ergebnisses simulierten wir eine Ansammlung von ANFs (d. h. ein Neurogramm), die von niedrigem zu hohem CF und dem analytischen CAP als Reaktion auf die Basilarmembrangeschwindigkeit, die durch einen erhöhten Schallpegel hervorgerufen wird, feuern (Abb. 9). Das Verhältnis der drei ANF-Pools wurde gemäß der Meerschweinchen-SR-basierten Klassifikation (dh ∼10, ∼15 bzw die tonotopische Achse (Tsuji und Liberman 1997). Insgesamt schlossen wir 807 ANFs mit 89 Low-, 127 Medium- und 591 High-SR-Fasern ein und nahmen an, dass jedes Freisetzungsereignis ein Aktionspotential auslöste (Rutherford et al. 2012 Siegel 1992), außer während der Refraktärzeit (Meddis 2006 .). ).

          Abb. 9.Simulation des Hörnervenfeuerns (Neurogramm). EIN: Berechnungsmodell von Meddis (2006). Schallinduziertes Feuern (Neurogramm, oben) und GAP (Unterseite) von 807 ANFs, verteilt entlang der tonotopischen Achse von 0,14 bis 50 kHz als Reaktion auf einen 8-kHz-Tonburst (1 ms Anstieg/Abfall, 10 ms Dauer, 100 Präsentationen pro Ebene, 0,5 ms Bin-Breite) mit steigendem Pegel von 20 bis 100 dB SPL. Der Farbskalenbalken zeigt die Feuerrate von 0 bis 1.000 Spikes/s an. Die vertikale gestrichelte Linie zeigt den Beginn der Stimulation an und die horizontale durchgezogene Linie zeigt die Sondenfrequenz. Beachten Sie die spontane Aktivität von ANFs außerhalb des Sondenfrequenzbereichs (blauer Fleck) und die postexzitatorische Hemmung nach Schallstimulation. B: Geschwindigkeit der Basilarmembran (BM) entlang der tonotopischen Achse. Die BM-Geschwindigkeit steigt mit dem Schallpegel. Beachten Sie die verringerte Frequenzselektivität mit zunehmender Intensität. C: schallaktivierte ANFs pro IHC entlang der tonotopischen Achse. Die graue gestrichelte Linie zeigt das synaptische Cochleogramm des Meerschweinchens. Das Kriterium für schallaktivierte ANF war 10 Spikes/s über SR.

          Anschließend untersuchten wir verschiedene Szenarien des Faserverlusts. Zunächst simulierten wir eine fortschreitende Ablation der ANFs von der basalen Windung zur apikalen Windung unabhängig von der SR (Abb. 10 .).EIN). Die analytische CAP, hervorgerufen durch 8-kHz-Tonbursts, zeigte eine abrupte Verringerung der Amplitude über 20 % des ANF-Verlustes (Abb. 10 .).B), eine drastische Schwellenverschiebung von bis zu 30 % Faserverlust einhergehend mit einem schnellen N1 Latenzerhöhung (d. h. wenn sich die Ausbreitung des neuronalen Verlustes dem Ort der Frequenzsonde nähert, Abb. 10C) und kein CAP über 50% Faserverlust. Zweitens untersuchten wir, ob Ouabain die ANFs ungeachtet ihres SR zufällig zerstörte (Abb. 10 .).D). Eine zufällige Erschöpfung der ANFs bis zu 70 % beeinflusste die Schwelle nicht signifikant (Shift < 10 dB), wohingegen jeder zusätzliche Verlust von ANFs eine plötzliche Schwellenerhöhung mit steiler Progression provozierte (Abb. 10 .).E). Inzwischen eine lineare Reduzierung der GAP ohne Änderung des N1 Latenz wurde mit zunehmendem willkürlichen Verlust von ANFs beobachtet (Abb. 10, E und F). Drittens untersuchten wir die fortschreitende Ablation von ANFs entsprechend ihrer SR und unabhängig von ihrer Cochlea-Lage (Abb. 10 .).g). Die Erschöpfung der Low-SR-Fasern (d. h. 10 % aller ANFs) hatte keinen Einfluss auf die simulierte CAP-Amplitude oder -Schwelle (Abb. 10 .).h). Ein zusätzlicher Verlust des mittleren SR-Faserpools (d. h. 25 % aller ANFs) hatte einen geringen Einfluss auf die CAP-Amplitude (∼10 % Reduktion) und ließ die Hörschwelle unberührt (Abb. 10 .).h). Die fortschreitende Erschöpfung der High-SR-Fasern führte jedoch zu einer drastischen Verringerung der CAP-Amplitude. Die Ablation von 70 % der ANFs (d. h. 45 % High-SR-Fasern) erhöhte die Schwellenverschiebung auf bis zu 10 dB, und ein weiterer Verlust war mit einem noch steileren Anstieg der Schwelle verbunden (Abb. 10 .).h). Im letzteren Szenario ist die N1-CAP-Latenz bleibt konstant (Abb. 10ich) wie in unseren experimentellen Daten von Rennmaus beobachtet (nicht gezeigt). Beachten Sie, dass das Muster der Änderungen der CAP-Schwelle, der Amplitude und der Latenz, das sich aus der progressiven Ablation von ANFs mit niedrigem zu hohem SR ergibt, mit dem CAP-Verhalten bei Rennmäusen übereinstimmt (Abb. 4C) und unterstützt den fehlenden Beitrag von Fasern mit niedrigem SR zur GAP.

          Abb. 10.Simulation verschiedener Szenarien der ANF-Degeneration. ANF-Branding (Neurogramm, oben) und CAP-Antwort (Unterseite) sind als Funktion des Faserverlusts in 3 Neurodegenerationsszenarien dargestellt: A–C, Degeneration von der Basis bis zur Spitze (hohe bis niedrige CF), unabhängig von SR D–F, zufällige Degeneration, unabhängig von SR und CF G–I, Degeneration von Low- zu High-SR-Fasern, unabhängig von CF. Neurogramme und CAPs wurden als Reaktion auf 8-kHz-Tonbursts simuliert (1 ms Anstieg/Abfall, 10 ms Dauer, 80 dB SPL, 100 Präsentationen). Die horizontale schwarze Linie in Neurogrammen zeigt die Sondenfrequenz. Faserverlust wird als Prozentsatz bei . angegeben oben jedes Neurogramms in EIN, D, und g. Der Farbskalenbalken zeigt die Feuerrate von 0 bis 1.000 Spikes/s an (Bin-Breite: 0,5 ms). B, C, E, F, h, und ich: Auswirkung des Faserverlustes in 1%-Schritten auf die CAP-Schwellenverschiebung (verließ dich-Achse und schwarze Farbe in B, E, und h), CAP-Amplitude (richtig du-Achse und rote Farbe in B, E, h) und CAP-Latenz (C, F, ich). In B und C, vertikale gestrichelte Linien geben die Sondenfrequenz an. In h, markieren vertikale gestrichelte Linien die Faserpools mit niedrigem SR (∼10% grün), mittlerem SR (∼15% blau) und hohem SR-Faserpool (∼75% rot) im Hörnerv des Meerschweinchens.


          Diskussion

          Kurzübersicht

          In dieser Studie untersuchten wir die Auswirkungen von 30 s gepulstem 960-kHz-US auf das Axon des Motoneurons DE-3, einer eindeutig identifizierten Zelle im medizinischen Blutegel. Experimente zeigten, dass die primäre Wirkung von US bei diesen Parametern die Unterdrückung des neuronalen Feuerns durch die Aktionspotential-Leitungsblockierung war. Ein Vorteil unserer Studie war, dass die Variabilität des Antworttyps (dh exzitatorisch vs. inhibitorisch) auf dasselbe identifizierte Neuron beschränkt war, was es uns ermöglicht, verwirrende Ergebnisse zu vermeiden, die aus einem inkonsistenten Zugriff auf dieselben oder ähnliche Neuronentypen während der Aufnahmesitzungen resultieren war in anderen wirbellosen und Säugetierstudien problematisch. Darüber hinaus konnten wir durch chemisches Entfernen synaptischer Inputs feststellen, ob reizinduzierte Ergebnisse eine Funktion direkter Aktionen auf das anvisierte Motoneuron waren (Abb. 4).

          Im Gegensatz zum Erreichen sowohl einer US-induzierten als auch einer US-vergleichbaren hitzeinduzierten neuronalen Hemmung war die neuronale Erregung schwierig zu erreichen und wurde als wahrscheinlicher abhängig von synaptischen Inputs angesehen, die indirekt beeinflusst wurden, im Einklang mit früheren Studien, die an intakten Gehirnpräparaten von Säugetierarten durchgeführt wurden ( Guo et al., 2018 Sato et al., 2018).

          Unterstützung für einen thermischen Mechanismus der US-Wirkung

          Unsere Daten unterstützen die Idee, dass US die motoneuronale Aktivität über einen überwiegend, wenn nicht vollständig, thermischen Mechanismus moduliert. Zu diesem Schluss sind wir auf zweierlei Weise gekommen. Erstens waren wir in Abwesenheit von Wärme nicht in der Lage, die neuronale Aktivität von DE-3 zuverlässig zu modulieren (Abb. 5). Zweitens führten wir zusätzliche Experimente mit einem 50-mW-Laser und einem Drahtgerät durch, das die US-assoziierte Nervenerwärmung nachahmte, und fanden heraus, dass sie die Auswirkungen von US zuverlässig nachahmen konnten (Abb. 6). Ergebnisse früherer Studien, die andere Arten von Neuronen untersuchten, kamen zu ähnlichen Schlussfolgerungen, dass die Wärmekomponente von US inhibitorische Reaktionen antreibt (Lele, 1963 Ueda et al., 1977 Darrow et al., 2019).

          Kurze Anwendungen von US (100 ms, 3,16 s), die keine signifikante Erwärmung erzeugten, konnten keine Aktivität hemmen oder evozieren. Darüber hinaus wurde die Rate der neuronalen Hemmung von 14/22 Nerven auf 5/20 Nerven erheblich reduziert, nachdem die US-assoziierte Hitze bei unseren längeren Anwendungen (30 s) von 3,5 °C auf 0,3 °C mit einem weniger isolierenden Schalensubstrat signifikant reduziert wurde . Diese fünf verbleibenden Aufzeichnungen könnten natürliche Schwankungen beim Brennen widerspiegeln, da ihre mittlere Brennrate in Hemmversuchen nicht mit Temperaturänderungen korrelierte (R 2 = 0,11), verglichen mit den US-Paradigmen für reine Wärme und höhere Wärme (R 2 = 0,82, 0,87 und 0,77, für höhere Hitze US, Laser bzw. Draht).

          Es ist bemerkenswert, dass wir die geringste neuronale Erregung in Versuchen beobachteten, die in Ca 2+ -freier Kochsalzlösung (1/9 Nerven) und mit dem Laser (1/13 Nerven) durchgeführt wurden. Ca 2+ -freie Kochsalzlösung hinderte sensorische Zellen oder andere Gewebe daran, DE-3 synaptisch anzuregen. Der Laser lieferte die räumlich am stärksten begrenzte Erwärmung, wodurch die Beiträge anderer Nervenbahnen, die dem Motoneuron möglicherweise erregende Inputs geliefert haben, im Vergleich zu weniger fokussierten Wärmestimuli (Laser vs. Draht) begrenzt wurden. Diese Daten legen nahe, dass die thermische Anregung größtenteils oder vollständig von der Erwärmung auf Kreislaufebene stammt, während eine gezielte axonale Erwärmung zu einer Hemmung führt (zusammengefasst in Abb. 9). Diese Schlussfolgerungen werden weiter gestützt durch unsere Unfähigkeit, eine neuronale Hemmung durch eine Baderwärmung von 2 °C zu erzeugen, wie bereits zuvor beim Blutegel berichtet (Romanenko et al., 2014). Schließlich stammen die Rate und das Ausmaß der beobachteten Hemmung bei den verschiedenen verwendeten Stimuli wahrscheinlich aus Unterschieden in den Erwärmungsraten ( 7 ). Die Anstiegsrate der Gewebeerwärmung ist eine herausragende Determinante der Neuromodulationsergebnisse bei anderen Formen der thermischen Neuromodulation, einschließlich Infrarot (Shapiro et al., 2012).

          Berücksichtigung nichtthermischer Komponenten von US auf DE-3-Aktivität

          Frühere Studien haben vorgeschlagen, dass nicht-thermische Mechanismen Veränderungen der US-induzierten neuronalen Erregung oder Hemmung zugrunde liegen, wie z et al., 2018) und Strahlungskraft. Mehrere Studien haben berichtet, dass US bei Frequenzen <400 kHz effizienter Aktivität hervorruft als US bei höheren Frequenzen (King et al., 2013 Kim et al., 2014). Diese Diskrepanz kann durch einen kavitationsbasierten Mechanismus verursacht werden, da niedrigere Frequenzen Kavitationskräfte effektiver erzeugen (Gaertner, 1954). Wir entschieden uns für die Verwendung höherer Frequenzen (960 kHz), um ein genaueres Targeting von DE-3 zu ermöglichen (Carovac et al., 2011). Diese Frequenz kann jedoch zu hoch sein, um Kavitationsaktionen zu erzeugen. In einem vergleichbaren Präparat (Invertebratennerv) konnten kavitationsevozierte Potentiale bei 0,67 kHz aber nicht 1,1 erreicht werden. MHz (Wright et al., 2017). Angesichts seines Potenzials, neuronale Membranen zu sprengen (Wright et al., 2017), bleibt jedoch unklar, ob dies ein wünschenswerter Anwendungsmodus ist.

          Ein weiterer Faktor, der zu unserer Unfähigkeit beigetragen hat, mechanisch Aktivität hervorzurufen, könnte der von uns verwendete Spitzendruck von 660 kPa gewesen sein. Dieser Druck war jedoch signifikant höher als die Werte, die in Studien an kortikalen Gehirnneuronen verwendet wurden, die US-Wirkungen auf mechanische Kräfte zurückführten (z. B. Tyler et al., 2008 Tufail et al., 2010). Darüber hinaus ist es unwahrscheinlich, dass wir einen effektiven Druckbereich überschritten haben, da Studien, die mechanisch zugeschriebene transkranielle Effekte von US berichten, einen Druckbereich abdecken, der unseren umfasst (0,03–1,11 MPa), und obwohl es mit zunehmender Amplitude einen Sättigungspunkt gibt, gibt es ist kein damit verbundener Rückgang der US-Antworten (King et al., 2013).

          Die transkranielle US-Stimulation beinhaltet typischerweise die Modulation neuronaler Somata, während wir in unserer Studie auf das Axon eines Neurons innerhalb eines peripheren Nervs abzielten. Es ist also noch zu überlegen, ob wir im Rahmen der peripheren Nervenaktivierung keinen ausreichend hohen Druck angewendet haben. Diese Unterscheidung ist wichtig, da angenommen wird, dass periphere Nerven höhere US-Aktivierungsschwellen haben als zentrale Nervengewebe (Wright et al., 2017). Einige neuere Studien an peripheren Nerven haben gezeigt, dass hohe Drücke, die weit über unseren liegen, erforderlich sind, um motorische Reaktionen hervorzurufen, zum Beispiel 2 MPa bei Wirbellosen (Wright et al., 2017) und bis zu 5,4 MPa (Downs et al., 2018), 11,8 MPa (Kim et al., 2020) und 30 MPa (Lee et al., 2020) bei Säugetieren. Somit kann es möglich sein, bei höheren US-Drücken mechanisch induzierte Effekte hervorzurufen. Drücke im Bereich von 10 MPa erzeugen jedoch Intensitäten, die die aktuellen Sicherheitsschwellen für diagnostische Zwecke bei weitem überschreiten (FDA, 2019) und sind wahrscheinlich zu destruktiv für den Einsatz in reversiblen neuromodulatorischen Therapien. Als Referenz hat sich gezeigt, dass die Temperaturerhöhungen in unserer Studie (<5 °C) in Säugetiersystemen für eine Gehirnexpositionsdauer von ≤ 60 Minuten sicher sind (Haveman et al., 2005). Darüber hinaus ist es ermutigend, dass 100 % der mit US behandelten Nerven weiterhin in der Lage waren, DE-3-Aktionspotentiale zu übertragen, wobei 78 % innerhalb von 20 s nach Beendigung des Stimulus auf die Grundlinien-Feuerraten zurückkehrten.

          Die Mechanismen, die der thermischen Hemmung unterhalb des Temperaturbereichs zugrunde liegen, von dem bekannt ist, dass er Proteindegeneration oder Nekrose verursacht (∼45°C beim Menschen oder ∼8°C über dem Normalwert Wang et al., 2014) sind nicht vollständig verstanden, können aber Veränderungen der Ionen beinhalten -Kanal-Gating-Kinetik und Leitwerte. Wir haben untersucht, wie US die neuronale Aktivität bei relativ niedrigen Temperaturen (<5 °C) thermisch hemmt. Als Proxy für US-assoziierte Wärme haben wir den Laser verwendet, da er mit unserer intrazellulären Aufzeichnungselektrode am besten kompatibel war und keine Elektrodenresonanz wie US erzeugt, was die Genauigkeit der intrazellulären Aufzeichnungsdaten verschleiern kann (Collins und Mesce, 2020). Während der Wärmeanwendung beobachteten wir eine Fortsetzung der im Soma aufgezeichneten Spikes mit einem Verlust von Spikes distal zum Stimulus ( 8 ), was darauf hindeutet, dass die Hemmung auf ein Versagen der Spike-Überleitung zurückzuführen war.

          Potentielle thermisch vermittelte Mechanismen, die der DE-3-Hemmung zugrunde liegen

          Ein vielversprechender Mechanismus zur Erklärung des von uns beobachteten wärmevermittelten Leitungsblocks ist der Verlust der Ionenhomöostase. Es wurde gezeigt, dass die thermische Unterdrückung der neuralen Aktivität von einem Anstieg des extrazellulären Kaliums in wirbellosen (Money et al., 2009) und Säugetiersystemen (Wu und Fisher, 2000) begleitet wird. Auf Kreisebene erhöht [K + ]Ö Es wird angenommen, dass die Ausbreitung einer Depression zugrunde liegt (Kraio und Nicholson, 1978, Somjen, 2001, Ayata und Lauritzen, 2015), ein konserviertes Phänomen, bei dem die neurale Aktivität unterbrochen wird, bis Konzentrationsgradienten wiederhergestellt sind (Spong et al., 2016). Wichtig ist, dass zwei frühere Studien im Rattenhirn herausgefunden haben, dass US eine Ausbreitungsdepression induzieren kann, was zu Effekten führt, die an eine pharmakologische Erhöhung des extrazellulären Kaliums (Koroleva et al., 1986) und eine Erhöhung der Temperatur (Ueda et al., 1977) erinnern. Einer Ausbreitung der depressionsassoziierten Hemmung kann auch eine Depolarisation des Ruhemembranpotentials (Pietrobon und Moskowitz, 2014) und eine Übererregung (Rodgers et al., 2007) vorausgehen.Dieser Mechanismus könnte daher den kurzen Anstieg der Feuerungsrate erklären, der einigen unserer Hemmversuche vorausging, insbesondere denen mit dem Draht (der „heißeste“ Stimulus in der vorliegenden Studie), was durch eine anfängliche Erhöhung der mittleren Feuerungsrate belegt wird (Abb. 6 .). ).

          Eine Quelle für erhöhte [K + ]Ö kann eine erhöhte Leitfähigkeit durch spannungsgesteuerte Kaliumkanäle (KV). In Aplysia, wärmevermittelter (Infrarot-) Leitungsblock wird durch Tetraethylammonium (TEA), ein KV Antagonist (Ganguly et al., 2019a,b). Eine zusätzliche primäre oder komplementäre Quelle von [K + ]Ö kann über zweiporige Kaliumkanäle erfolgen, die wärmeempfindlich sind (Schneider et al., 2014) und deren Leitfähigkeit bei Exposition gegenüber US (Kubanek et al., 2016) durch einen angeblich thermischen Mechanismus zunimmt (Prieto et al., 2020) . Wichtig ist, dass beide Klassen von Kaliumkanälen ubiquitär von Neuronen exprimiert werden, und ein Mechanismus, der auf diese Kanäle abzielt, würde die Notwendigkeit umgehen, US-basierte Neuromodulationstherapien auf Zellklassen zu beschränken, die Ionenkanäle exprimieren, die für eine mechanische US-Aktivierung anfällig sind, einschließlich Piezo (Prieto et al ., 2018), TRP (Yoo et al., 2020) und DEG/ENaC/ASIC (Kubanek et al., 2018) oder um nicht-endogene mechanosensitive Ionenkanäle in das gewünschte Zielgewebe einzuführen a la Sonogenetik (Ibsen et al., 2015). Darüber hinaus können thermische Anwendungen angesichts von Sicherheitsbeschränkungen, die mit hohen Drücken verbunden sind, die ansonsten erforderlich sein könnten, um nicht-sensorische Neuronen mechanisch zu modulieren, praktischer und vielseitiger sein als mechanische.

          Klinische Anwendungen

          Die Fähigkeit, neuronale Aktivität sicher und reversibel zu unterdrücken, könnte einen signifikanten klinischen Einfluss auf eine Vielzahl neurologischer Erkrankungen haben. Die Relevanz der Ergebnisse dieser Studie für Anwendungen im Bereich der menschlichen Gesundheit wird durch die inhärenten Unterschiede zwischen dem Nervensystem von Säugetieren und Wirbellosen etwas gemildert, von denen der vielleicht bedeutendste die fehlende Myelinisierung von Wirbellosenaxonen ist. Trotz dieses Hauptunterschieds wird die Aktionspotentialleitung im Blutegel, die in dieser Studie als thermisch gehemmt vorgeschlagen wurde, von denselben Klassen von Ionenkanälen gesteuert, die Aktionspotentiale in Säugetieren leiten, einschließlich einer ansteigenden Phase, die durch spannungsgesteuerte Natriumkanäle vermittelt wird , und eine durch K . vermittelte fallende PhaseVs (Kleinhaus, 1976 Kleinhaus und Prichard, 1976). Die Verteilung dieser Ionenkanäle über myelinisierte Säugetiernerven und wirbellose Fasern könnte zu unterschiedlichen Ergebnissen führen. Unsere Ergebnisse sind jedoch eindeutig relevant für die Modulation von C-Fasern, die an der Schmerzübertragung beteiligt sind (Costigan und Woolf, 2000), die wie wirbellose Nerven nicht myelinisiert sind. Basierend auf den Ergebnissen unserer Studie kann die thermische US eine wirksame Behandlung sein, nicht nur bei Schmerzen, sondern auch zur Behandlung übermäßiger peripherer Nervenaktivität, einschließlich peripherer Neuropathien (St. John Smith, 2018) und Spastik (Raghavan, 2018).


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