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22.4: Blutagarplatten (BAP) - Biologie

22.4: Blutagarplatten (BAP) - Biologie


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Einführung

Blutagar ist ein wichtiges klinisches Medium. (1)

Es gibt zwei Arten von Hämolyse. Alpha-Hämolyse (α) wird durch eine Schädigung (aber nicht durch Lyse) der Erythrozyten im Blut verursacht; das Medium ist durchscheinend mit einem grünlichen Farbton um die Kolonien (1). Beta-Hämolyse (β) ist die Lyse der Erythrozyten und das Medium sieht um die Kolonien vollständig transparent aus.

Nicht-hämolytische (oft Gamma-Hämolyse, γ genannt) Bakterien zeigen weder Lyse noch Klärung irgendeiner Art.

(Nicht verfügbar während der Unbekannten)

Materialien

  • Handschuhe
  • 1 Blutagarplatte (BAP)/Gruppe
  • Lactococcus lactis
  • Staphylococcus aureus (Eine Schräge pro Tisch ist am vorderen Tisch vorhanden)
  • Staphylococcus epidermidis

Verfahren

  1. Beschriften Sie die Platten und „teilen“ Sie sie in 3 Quadranten, wobei Sie jeden Quadranten mit dem Namen eines der 3 Organismen beschriften.
  2. Impfen Sie die 3 Organismen auf einem BAP und stechen Sie die Impfung mit der Schlaufe entlang der Strichlinie.

Alpha (α) Hämolyse (Lactococcus lactis)

Beta (β) Hämolyse (Staphylococcus aureus)

Gamma (γ) Hämolyse (Staphylococcus epidermidis)

Sicherheit

Staphylococcus aureus ist ein BSL2-Organismus. Bei der Handhabung Handschuhe tragen.

Ergebnisse

Notieren Sie Ihre Beobachtungen.

Bakterium

Hämolysemuster

Beschreibung

Abschluss

  • Erklären Sie in eigenen Worten den Mechanismus hinter Blood Agar (wie es funktioniert) und warum es Ihrer Meinung nach ein gutes Nährmedium für anspruchsvolle Bakterien ist.

Blut-Agar-Platten

Blutagar verbessern das Wachstum anspruchsvoller (wählerischer) Mikroben und bestimmen hämolytische Reaktionen. Diese Agars sollten nur auf College- und Universitätsebene verwendet werden.

Wenn Ihr Experiment Blutagar erfordert, ersetzen Sie den gleichen Agartyp ohne Blut. Diese Substitution trägt dazu bei, die Sicherheit in Ihrem Labor zu gewährleisten und verringert die Wahrscheinlichkeit eines anspruchsvollen Wachstums von Krankheitserregern.


Was kann auf einer Nähragarplatte wachsen?

Bakterien

Jede einzelne kreisförmige Kolonie sollte eine einzelne Bakterienzelle oder -gruppe darstellen, die sich wiederholt geteilt hat. An einem Ort aufbewahrt, haben sich die resultierenden Zellen zu einem sichtbaren Fleck angesammelt. Die meisten Bakterienkolonien haben eine weiße, cremefarbene oder gelbe Farbe und eine ziemlich kreisförmige Form.

Bacillus subtilis(3)
Proteus vulgaris(4)
Staphylococcus aures(5)
Streptococcus pyogenes(6)

Hefen

Hefe, eine Pilzart (Plural für Pilz), findet sich vielerorts in der Natur, in Forschungslaboren und sogar in Alltagsküchen zum Backen. Hefekolonien sehen im Allgemeinen ähnlich wie Bakterienkolonien aus. Einige Arten, wie z Kandidat, kann als weiße Flecken mit glänzender Oberfläche wachsen.

Candida albicans) ist eine Hefeart, die auf der Hautoberfläche wachsen kann(7)
Runde Hefekolonien(8)
Rosa Hefekolonien(9)

Formen

Schimmelpilze sind eigentlich Pilze und erscheinen oft weißlich-grau mit unscharfen Rändern. Sie nehmen normalerweise von der Mitte nach außen eine andere Farbe an. Nachfolgend sind zwei Beispiele für Formen aufgeführt:

Grüner Schimmel (Trichoderma harzianum)(10)
Schwarzer Schimmel (Aspergillus nidulaus)(11)

Andere Pilze

Moosgrüne Kolonien, eine weiße Wolke oder ein Sporenring können auf das Wachstum von . zurückgeführt werden Aspergillus, die bei Pilzinfektionen wie Fußpilz häufig vorkommt. Hier ist ein Beispiel für was Aspergillus sieht aus wie:


Mikrobiologie - 010 - Hämolyse

Einige Bakterien sind in der Lage, Blutzellen durch einen Prozess namens Hämolyse abzubauen. Um die hämolytische Aktivität eines Bakterienstamms zu testen, inokulieren Sie einfach eine Blutagarplatte mit einer Reinkultur des interessierenden Stamms. Blutagarplatten enthalten als Nährstoffquelle Säugerblut, aber dadurch können wir auch beobachten, wie ein Bakterium mit Blut interagiert. Beachten Sie, wie eine ungeimpfte Blutagarplatte rot und undurchsichtig ist. Beobachten Sie nach der Inkubation einer beimpften Blutagarplatte das Medium um die darauf wachsenden Bakterien. Achten Sie auf Veränderungen in der undurchsichtigen roten Farbe. Wenn der Bereich um die Bakterien transparent wird, zeigt dieser Stamm eine vollständige Hämolyse, auch als Beta-Hämolyse bekannt. Ein solcher Stamm würde als beta-hämolytisch bezeichnet. Beachten Sie, dass der Agar vollständig transparent ist und Objekte hinter der Platte zeigt. Wenn das Medium um die Bakterien eine dunkelgrüne Farbe annimmt, aber nicht transparent wird, zeigen die Bakterien eine unvollständige Hämolyse oder Alpha-Hämolyse. Diese Bakterien sind alpha-hämolytisch. Beachten Sie, wie sich das Medium verfärbt, aber Objekte hinter der Blutagarplatte sind nicht zu sehen. Bakterien, die auf dem Blutagar wachsen, aber das Aussehen des Mediums überhaupt nicht verändern, weisen eine Gamma-Hämolyse auf und werden als gamma-hämolytische Bakterien bezeichnet. Zu wissen, zu welcher Art von Hämolyse ein Bakterienstamm fähig ist, kann bei der Identifizierung verschiedener Bakterienarten hilfreich sein, insbesondere von Organismen, die aus menschlichem Gewebe isoliert wurden, wie Streptococcus- und Staphylococcus-Arten.

Einige Bakterien sind in der Lage, Blutzellen durch einen Prozess namens Hämolyse abzubauen. Zu wissen, zu welcher Art von Hämolyse ein Bakterienstamm fähig ist, kann bei der Identifizierung verschiedener Bakterienarten hilfreich sein, insbesondere von Organismen, die aus menschlichem Gewebe isoliert wurden, wie z Streptokokken und Staphylokokken Spezies.


8 Tipps zum Gießen perfekter Agarplatten jedes Mal

1. Verwenden Sie ein Rezept

Stellen Sie das Medium gemäß dem Rezept her, fügen Sie dann die gewünschte Menge Agar (normalerweise etwa 1% w/v) hinzu und rühren Sie um. Wenn Sie ohne Rühren autoklavieren, während die Agarose noch oben auf der Flüssigkeit schwimmt, erhalten Sie einen Agarosekuchen im Medium. Interessant, aber nutzlos.

Verwenden Sie beim Ansetzen des Agars nur 3/4 des Flaschenvolumens. Dadurch können Blasen aufsteigen, während der Agar in der Mikrowelle schmilzt (und Sie sparen überlaufenden Agar aus der Mikrowelle!).

2. Autoklav

Autoklavieren Sie Ihr Medium 25 Minuten lang. Nach dem Autoklavieren können Sie die Medium-Agar-Mischung natürlich in einer gehärteten Glasflasche aufbewahren und bei Bedarf in einer Mikrowelle oder einem Wasserbad schmelzen. Stellen Sie sicher, dass Sie gehärtete Glasflaschen verwenden, da sonst eine Katastrophe (siehe Nr. 2) eintreten kann.

3. Kühlen Sie es ab!

Kühlen Sie die Medium-Agar-Mischung auf 55°C ab. Um routinemäßig konsistente Ergebnisse zu erzielen, führen Sie die Kühlung für einige Stunden in einem 55°C warmen Wasserbad durch. Agar beginnt bei etwa 50°C zu erstarren. Mit dem Wasserbad können Sie die Mischung konstant bis knapp über die Erstarrungstemperatur abkühlen.

Bevor ich ein Wasserbad benutzte, kühlte ich es nur an der Luft ab, vergaß es aber unweigerlich und stellte fest, dass die Verfestigung bereits begonnen hatte – klumpige Teller sind nicht gut zum Verteilen!

4. Ergänzen Sie es

Sie können jetzt Antibiotika oder Ergänzungsmittel hinzufügen und sicher sein, dass der Agar eine geeignete Temperatur hat, da Sie ihn im Wasserbad abgekühlt haben.

5. Gießen Sie die Teller ein

Verwenden Sie etwa 30 ml der Agar-Medium-Mischung für jede Platte, wenn Sie eine Platte mit 100 mm Durchmesser verwenden. Je weniger Agar-Medium-Mischung in jeder Platte vorhanden ist, desto leichter trocknen sie aus. 30 ml sind eine gute Menge für die Langzeitlagerung, 10–20 ml sind in Ordnung, wenn Sie die Platten relativ bald verwenden.

Aus Konsistenzgründen empfehle ich die Verwendung einer serologischen Pipette. Saugen Sie 2-3 ml mehr auf, als Sie benötigen, um Blasen in die Platte zu minimieren.

6. Lass es ruhen

Wenn sich Blasen in den Tellern befinden, die Flamme kurz hinüberführen, um sie zum Platzen zu bringen. Klassischer Fehler: Der Versuch, die Platten zu verschieben, bevor sie eingestellt wurden, ist nur ein Problem. Lassen Sie sie einfach in Ruhe (und bewundern Sie vielleicht Ihre perfekten Agarplatten, während Sie warten)!

7. Werde trocken

Trocknen Sie die Platten in der Laminar-Flow-Haube mit leicht geöffnetem Deckel für 30 Minuten (oder in einem 37°C-Inkubator für 2–3 Stunden oder bei Raumtemperatur für 2–3 Tage). Das Trocknen der Platte ist sehr wichtig, um die Platten zu lagern und darauf Kolonien zu züchten.

Wenn Sie die Platten nicht trocknen, verdunstet die Feuchtigkeit und kondensiert während der Lagerung oder Inkubation auf dem Deckel und gibt Ihnen schrecklich nasse Platten. Im schlimmsten Fall kann die Feuchtigkeit die Beschichtung Ihrer Zellen beeinträchtigen. Verwenden Sie einen Timer, um Sie daran zu erinnern, dass die 30 Minuten abgelaufen sind, da es meiner Erfahrung nach sehr leicht ist, Ihre Teller zu vergessen und wiederzukommen, um festzustellen, dass sich Ihre Teller in Agar-Chips/Chips verwandelt haben. Lecker.

8. Verwenden oder speichern Sie es

Sobald Sie Ihre perfekten Agarplatten gegossen haben, können Sie sie sofort verwenden oder für die spätere Verwendung versiegeln. Sie können Parafilm verwenden oder sie zur einfachen Aufbewahrung in die Tasche stecken, in der die Platten geliefert wurden. Lagern Sie die Platten bei 4°C. Richtlinien empfehlen die Verwendung von Agarplatten innerhalb von etwa 2 bis 4 Wochen.

Abhängig von den hinzugefügten Zusatzstoffen kann die Haltbarkeit der vorbereiteten Teller kürzer sein – überprüfen Sie dies, bevor Sie beginnen, damit Sie nicht Ihre Zeit (und Ressourcen) verschwenden, um zu viele Teller herzustellen.

Eine schnelle Möglichkeit, Ihre Platten zu beschriften, besteht darin, einen Farbcode für jedes Antibiotikum und jeden Mediumtyp zu verwenden, den Sie verwenden (z. B. rot für Ampicillin, schwarz für Kanamycin, grün für LB, blau für M9). Stapeln Sie die Platten und ziehen Sie mit dem entsprechend farbigen Labormarker eine Linie entlang des gesamten Stapels. Achten Sie jedoch darauf, dass Sie den Farbcode griffbereit haben.

Jetzt sollten Sie jedes Mal perfekte Agarplatten haben. Wenn Sie weitere Ideen oder Ergänzungen zu diesem Protokoll haben, hinterlassen Sie bitte einen Kommentar.

Ursprünglich veröffentlicht am 5. Juli 2011. Überarbeitet und aktualisiert im Februar 2021.


Die Anzahl der verfügbaren Medien zum Züchten von Bakterien ist beträchtlich. Einige Medien gelten als allgemeine Allzweckmedien und unterstützen das Wachstum einer Vielzahl von Organismen. Ein Paradebeispiel für ein Allzweckmedium ist tryptische Sojabrühe (TSB). Bei der Identifizierung von Bakterien werden spezielle Medien verwendet, die mit Farbstoffen, pH-Indikatoren oder Antibiotika ergänzt werden. Ein Typ, angereicherte Medien, enthält Wachstumsfaktoren, Vitamine und andere essentielle Nährstoffe, um das Wachstum von anspruchsvolle Organismen, Organismen, die bestimmte Nährstoffe nicht herstellen können und deren Zugabe zum Medium erfordern. Wenn die vollständige chemische Zusammensetzung eines Mediums bekannt ist, heißt es a chemisch definiertes Medium. Zum Beispiel in EZ mittel, alle einzelnen chemischen Komponenten werden identifiziert und die genauen Mengen sind bekannt. In komplexe Medien, die Extrakte und Aufschlüsse von Hefen, Fleisch oder Pflanzen enthalten, ist die genaue chemische Zusammensetzung des Mediums nicht bekannt. Die Mengen der einzelnen Komponenten sind unbestimmt und variabel. Nährbrühe, tryptische Sojabrühe und Gehirn-Herz-Infusion, sind alles Beispiele für komplexe Medien.

Abbildung 1. Auf dieser MacConkey-Agarplatte sind die Laktose-Fermenter-E. coli-Kolonien hellrosa. Serratia marcescens, die keine Laktose fermentiert, bildet auf dem Bräunungsmedium einen cremefarbenen Streifen. (Kredit: Amerikanische Gesellschaft für Mikrobiologie)

Als Medien werden Medien bezeichnet, die das Wachstum unerwünschter Mikroorganismen hemmen und das Wachstum des interessierenden Organismus durch Nährstoffzufuhr und Konkurrenzverringerung unterstützen selektive Medien. Ein Beispiel für ein selektives Medium ist MacConkey-Agar. Es enthält Gallensalze und Kristallviolett, die das Wachstum vieler stören grampositive Bakterien und begünstigen das Wachstum von gramnegative Bakterien, besonders die Enterobakterien. Diese Spezies werden allgemein als Enterika bezeichnet, befinden sich im Darm und sind an die Anwesenheit von Gallensalzen angepasst. Die Bereicherung Kulturen das bevorzugte Wachstum eines gewünschten Mikroorganismus fördern, der einen Bruchteil der in einem Inokulum vorhandenen Organismen darstellt. Wenn wir zum Beispiel rohölabbauende Bakterien isolieren wollen, Kohlenwasserstoffoklastische Bakteriensequentielle Subkultivierung in einem Medium, das Kohlenstoff nur in Form von Rohöl liefert, reichert die Kulturen mit ölfressenden Bakterien an. Die Differenzmedien machen es leicht, Kolonien verschiedener Bakterien durch eine Änderung der Farbe der Kolonien oder der Farbe des Mediums zu unterscheiden. Farbveränderungen sind das Ergebnis von Endprodukten, die durch die Interaktion von bakteriellen Enzymen mit unterschiedlichen Substraten im Medium oder im Falle von hämolytischen Reaktionen durch die Lyse von roten Blutkörperchen im Medium entstehen. In Abbildung 1 ist die unterschiedliche Fermentation von Lactose auf MacConkey-Agar zu beobachten. Die Laktosefermenter produzieren Säure, die das Medium und die Kolonien starker Fermenter knallpink färbt. Das Medium wird mit dem pH-Indikator Neutralrot ergänzt, das sich bei niedrigem pH-Wert in Pink verfärbt. Selektive und differentielle Medien können kombiniert werden und spielen eine wichtige Rolle bei der Identifizierung von Bakterien durch biochemische Methoden.

Denk darüber nach

  • Unterscheiden Sie komplexe und chemisch definierte Medien.
  • Unterscheiden Sie Selektiv- und Anreicherungsmedien.

Das Jahresendpicknick

Das Ende des Schuljahres feiert die Abteilung Mikrobiologie im Mai mit ihrem traditionellen Picknick auf dem Grün. Die Reden ziehen sich über ein paar Stunden hin, aber schließlich können sich alle Fakultätsmitglieder und Studenten mit dem Essen auseinandersetzen: Hühnchensalat, Tomaten, Zwiebeln, Salat und Vanillepudding. Am Abend wird die ganze Abteilung mit Ausnahme von zwei vegetarischen Studenten, die den Hühnersalat nicht aßen, von Übelkeit, Erbrechen, Würgen und Bauchkrämpfen heimgesucht. Mehrere Personen klagen über Durchfall. Ein Patient zeigt Anzeichen eines Schocks (niedriger Blutdruck). Den Patienten werden Blut- und Stuhlproben entnommen, und es wird eine Analyse aller zum Essen servierten Lebensmittel durchgeführt.

Bakterien können verursachen Gastroenteritis (Entzündung des Magen-Darm-Trakts) entweder durch Besiedelung und Vermehrung im Wirt, was als Infektion angesehen wird, oder durch Sekretion von Toxinen, was als Intoxikation angesehen wird. Anzeichen und Symptome einer Infektion treten typischerweise verzögert auf, während sich eine Vergiftung innerhalb von Stunden manifestiert, wie es nach dem Picknick der Fall war.

Blutproben der Patienten zeigten keine Anzeichen einer bakteriellen Infektion, was weiter auf eine Vergiftung hindeutet. Da die Vergiftung auf ausgeschiedene Toxine zurückzuführen ist, werden Bakterien in Blut- oder Stuhlproben normalerweise nicht nachgewiesen. MacConkey-Agar und Sorbitol-MacConkey-Agar Teller und Xylose-Lysin-Desoxycholat (XLD) Die Platten wurden mit Stuhlproben beimpft und zeigten keine ungewöhnlich gefärbten Kolonien, und auf XLD wurden keine schwarzen Kolonien oder weiße Kolonien beobachtet. Alle Laktosefermenter auf MacConkey-Agar fermentieren auch Sorbit. Diese Ergebnisse schlossen häufige Erreger von lebensmittelbedingten Krankheiten aus: E coli, Salmonellen spp., und Shigella spp.

Abbildung 2. Gram-positive Kokken in Clustern. (Kredit: Zentren für die Kontrolle und Prävention von Krankheiten)

Die Analyse des Hühnersalats ergab eine abnormale Anzahl von grampositiven Kokken, die in Clustern angeordnet waren (Abbildung 2). Eine Kultur der grampositiven Kokken setzt beim Mischen mit Wasserstoffperoxid Blasen frei. Die Kultur hat sich gedreht Mannit-Salz-Agar gelb nach 24-stündiger Inkubation.

Alle Tests weisen darauf hin Staphylococcus aureus als der Organismus, der das Toxin absondert. Proben aus dem Salat zeigten das Vorhandensein von grampositiven Kokkenbakterien in Clustern. Die Kolonien waren positiv für Katalase. Die Bakterien wuchsen auf Mannit-Salz-Agar, der Mannit fermentierte, wie durch die Gelbfärbung des Mediums gezeigt. Der pH-Indikator in Mannitsalz-Agar ist Phenolrot, das sich gelb färbt, wenn das Medium durch die Fermentationsprodukte angesäuert wird.

Das von abgesonderte Toxin S. aureus ist bekannt dafür, schwere Gastroenteritis zu verursachen. Der Organismus wurde wahrscheinlich während der Zubereitung durch den Lebensmittelhändler in den Salat eingebracht und vermehrt, während der Salat während der Vorträge in der warmen Umgebungstemperatur gehalten wurde.

  • Was sind einige andere Faktoren, die zu dem schnellen Wachstum von beigetragen haben könnten? S. aureus im Hühnersalat?
  • Warum sollte S. aureus nicht durch das Vorhandensein von Salz im Hühnersalat gehemmt werden?

Schlüsselkonzepte und Zusammenfassung

  • Chemisch definierte Medien enthalten nur chemisch bekannte Bestandteile.
  • Selektive Medien begünstigen das Wachstum einiger Mikroorganismen, während sie andere hemmen.
  • Angereicherte Medien enthalten zusätzliche essentielle Nährstoffe, die ein bestimmter Organismus zum Wachsen benötigt
  • Differenzmedien helfen, Bakterien anhand der Farbe der Kolonien oder der Veränderung des Mediums zu unterscheiden.

Mehrfachauswahl

EMB-Agar ist ein Medium zur Identifizierung und Isolierung von pathogenen Bakterien. Es enthält verdaute Fleischproteine ​​als Quelle für organische Nährstoffe. Zwei Indikatorfarbstoffe, Eosin und Methylenblau, hemmen das Wachstum grampositiver Bakterien und unterscheiden zwischen laktosefermentierenden und nicht laktosefermentierenden Organismen. Lactose-Fermenter bilden metallisch grüne oder tiefviolette Kolonien, während die Nicht-Lactose-Fermenter völlig farblose Kolonien bilden. EMB-Agar ist ein Beispiel für welche der folgenden Methoden?

  1. nur ein selektives Medium
  2. nur ein Differentialmedium
  3. ein selektives Medium und ein chemisch definiertes Medium
  4. ein selektives Medium, ein differentielles Medium und ein komplexes Medium

Haemophilus influenzae muss auf Schokoladenagar gezüchtet werden, bei dem es sich um Blutagar handelt, der mit Hitze behandelt wird, um Wachstumsfaktoren im Medium freizusetzen. H. Influenzae wird als ________ beschrieben.

Fülle die Lücke aus

Blutagar enthält viele unspezifizierte Nährstoffe, unterstützt das Wachstum einer großen Anzahl von Bakterien und ermöglicht die Differenzierung von Bakterien nach Hämolyse (Blutabbau). Das Medium ist ________ und ________.

Rogosa-Agar enthält Hefeextrakt. Der pH-Wert wird auf 5,2 eingestellt und verhindert das Wachstum vieler Mikroorganismen, jedoch sehen alle Kolonien ähnlich aus. Das Medium ist ________ und ________.

Denk darüber nach

Was ist der Hauptunterschied zwischen einer Anreicherungskultur und einer selektiven Kultur?

Kritisches Denken

Hämophilus, Grippe wächst am besten bei 35–37 °C mit

5% CO2 (oder in einem Kerzenglas) und benötigt zum Wachstum Hämin (X-Faktor) und Nicotinamid-Adenin-Dinukleotid (NAD, auch als V-Faktor bekannt). [1] Beschreiben Sie mit dem in diesem Kapitel gelernten Vokabular H. Influenzae.


Um festzustellen, ob eine Hämolyse stattgefunden hat, sollten Sie zur Isolierung auf der Blutagarplatte ausstreichen. Das Medium wird über Nacht inkubiert und auf Anzeichen von Hämolyse untersucht.

Wenn die Farbe des Mediums durch ein dunkles oder verfärbtes Medium verändert wird, bedeutet dies, dass der Organismus eine Alpha-Hämolyse durchlaufen hat. Andererseits ist die Hämolyse beta-hämolytisch, wenn das Medium unter Wachstum geklärt wird. Wenn sich die Farbe des Mediums nicht geändert hat, bedeutet dies, dass das Medium eine Gamma-Hämolyse darstellt. (8, 9 und 10)


Identifizieren eines unbekannten Staphylokokkens, Strep oder Enterikums

Dieses Labor sollte Ihnen die Hintergrundinformationen und Techniken vermitteln, die Sie benötigen, um biochemische Tests erfolgreich durchzuführen, um unbekannte Bakterienproben zu identifizieren. Die Mikrolabor-Website, Ihr Lehrbuch, das Internet und verschiedene Bücher, die im Labor verfügbar sind, sind die Referenzmaterialien, die Sie benötigen, um die nächsten Wochen der Laborarbeit erfolgreich abzuschließen.

  • Jedes Paar erhält einen unbekannten Organismus zur Identifizierung. Sie führen für Ihren Organismus geeignete Tests durch, um die Gattungs- und Artenidentifikation zu bestimmen.
  • Jedes Paar muss möglicherweise Informationen über den von ihnen identifizierten spezifischen Organismus vorlegen, einschließlich: Testergebnisse, wenn dieser Organismus Teil der normalen Flora ist, wann und wo dieser Organismus ein Krankheitserreger wird, mögliche Krankheiten, die der Organismus verursacht.
  • Notieren Sie für jeden biochemischen Test, den Sie durchführen, Folgendes in Ihrem Laborbuch:
    • Wie sieht ein positives Testergebnis aus?
    • Was ist die biochemische Grundlage des Tests?

    Arbeitsablauf

    Staphylokokken

    Staphylococcus-Arten sind normale Flora, die über die Körperoberfläche verbreitet ist. Sie sind auch wichtige Krankheitserreger. Einige der am häufigsten durch Staphylococcus-Arten verursachten Krankheiten sind: Impetigo, toxisches Schocksyndrom, Bakteriämie, Endokarditis, Follikulitis, Furunkel (Beulen) und Osteomyelitis (Knochenabszesse). Viele Staphylococcus-Arten haben die Fähigkeit, Biofilme zu bilden, die dann Strukturen wie medizinische Katheter, Stents, Herzklappen, Prothesen, Shunts und Klappen besiedeln können.

    Die klinisch signifikanten Spezies werden im Allgemeinen in koagulasepositive Staphylokokken (S. aureus) und koagulasenegative (CoNS) Staphylokokken (S. epidermidis, S. haemolyticus und S. saprophyticus) unterteilt.

    Streptokokken

    Viele Mitglieder der Gattung Streptococcus sind eine normale Flora von Mund, Nase und Rachen. Die Gattung Streptococcus ist eine komplexe Gruppe, die eine Vielzahl von Krankheiten verursacht, wie z. B.: rheumatisches Fieber, Impetigo, Pharyngitis, Laryngitis, toxisches Schocksyndrom, Scharlach und Endokarditis.
    Streptokokken werden oft nach Hämolyse klassifiziert, die an ihrer Reaktion auf Blutagar erkennbar sind. Alpha-hämolytische Spezies produzieren Alpha-Hämolysin, das Hämoglobin (rot) zu Methämoglobin (grün) reduziert und eine bräunliche oder grünliche Zone um die Kolonie herum verursacht. Beta-hämolytische Spezies produzieren ein Hämolysin, das eine klare Zone um die Kolonie bildet, was auf eine vollständige Lyse der roten Blutkörperchen hinweist. Gamma-hämolytische Spezies sind nicht-hämolytisch und haben keine offensichtliche Wirkung auf rote Blutkörperchen.

    Enterikum

    Die gramnegativen Enterika sind sowohl als natürliche Flora im Darmtrakt als auch als Krankheitserreger im Magen-Darm-Trakt und an anderen Stellen wichtig. Vier Hauptfamilien mit zahlreichen Gattungen und Arten umfassen die Gram-negativen Enterobakterien: Enterobacteriacea, Pseuodmonadaceae, Vibrionaceae und Camplyobacteraceae. Sie arbeiten nur mit Organismen der ersten beiden Familien.

    Laborverfahren

    Im Folgenden haben wir das grundlegende Verfahren für die Durchführung vieler gängiger biochemischer Tests aufgeführt. Auf den folgenden Seiten finden Sie spezifischere Verfahren für spezifische biochemische Tests. Ausführlichere Informationen zu selektiven und differentiellen Medien erhalten Sie in den Difco-Handbüchern im Labor. Sie müssen den einzelnen Test nachschlagen, um eine detailliertere Beschreibung, einschließlich der biochemischen Grundlagen jedes Tests, zu erhalten.

    Biochemische Tests für Staphylococcus-Organismen

    Tabelle 1: Kurze Beschreibung biochemischer Tests für Staphylococcus-Organismen.

    Prüfen Kurzanleitung Wahrscheinliche Ergebnisse
    TSA Allgemeine Wartungsmedien für Staphylokokken Makromorphologie bestimmen
    Gramm-Färbung Zur Bestätigung der Kulturreinheit Staphylokokken und Streptokokken sind grampositiv Enterika sind gramnegativ
    McFarland
    Standard
    Verdünnen Sie Ihren Organismus in einem Röhrchen mit sterilem Wasser, um eine Trübung zu erhalten, die einem McFarland-Teststandard von 0,5 entspricht. Halten Sie Ihr verdünntes Röhrchen und den McFarland-Teststandard 0,5 gegen die schwarz umrandete McFarland-Referenzkarte, um die Trübung genau zu bewerten.
    Gerinnsel Fügen Sie eine Schleife voll oder 0,5 ml einer Reinkultur zu 0,5 ml Kaninchenplasma hinzu. Röhrchen zum Mischen vorsichtig drehen, nicht schütteln. 24 Stunden bei 37 °C inkubieren. Das Vorhandensein von Gerinnseln zeigt an S. aureus
    Empfindlichkeit von Novobiocin-Antibiotika-Scheiben Verdünnen Sie Kolonien aus einer Reinkultur in steriler Kochsalzlösung auf einen McFarland-Standard von 0,5. Wischen Sie die Hälfte der Oberfläche einer Blutagarplatte ab. Legen Sie eine Novobiocin-Scheibe leicht auf die Oberfläche. 24 Stunden bei 37 °C inkubieren. Eine Zone der Wachstumshemmung mit einem Durchmesser von ≤16 mm in einem Koagulase(-)-Staph weist auf S. saprophyticus. Siehe Tabelle 2 der wahrscheinlichen Ergebnisse unten.
    Hämolyse Streichen Sie die andere Hälfte der Blutagarplatte aus, um sie auf Hämolyse zu überprüfen. Stechen Sie am letzten Teil Ihres Ausstrichs in die Agaroberfläche. 24 Stunden in O . inkubieren2. Beta-Hämolyse ist ein Hinweis auf S. aureus. Siehe Tabelle 2 der wahrscheinlichen Ergebnisse unten.

    Tabelle 2: Wahrscheinliche Ergebnisse für Staphylococcus-Organismen

    Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis Staphylococcus haemolyticus Staphylococcus saprophyticus Staphylococcus xylosus
    Makromorphologie cremig/bräunlich mittel Cremig/tan Pinpoint Weiß Klein Cremig/braun gewellter Rand Gelb/Orange Mittel
    FTM Fakultativ Anaerobier Fakultativ Anaerobier Fakultativ Anaerobier Fakultativ Anaerobier Fakultativ Anaerobier
    Beweglichkeit Nicht beweglich Nicht beweglich Nicht beweglich Nicht beweglich Nicht beweglich
    Katalase Positiv Positiv Positiv Positiv Positiv
    Oxidase Negativ Negativ Negativ Negativ Negativ
    Gerinnsel Positiv Negativ Negativ Negativ Negativ
    Novobiocin Anfällig Anfällig Anfällig Beständig Beständig
    Hämolyse Alpha Prime oder Beta Hämolyse Alpha oder Alpha Prime Hämolyse Alpha Prime oder Beta Hämolyse Alpha-Hämolyse Alpha-Hämolyse

    Hämolyse - Blutagar

    Verwendungszweck

    Blutagar wird verwendet, um das Wachstum anspruchsvoller Organismen zu unterstützen und die Art der Hämolyse (Zerstörung der Wände der roten Blutkörperchen) eines Organismus zu bestimmen.

    Prinzip

    Blutagar ist ein reichhaltiges Medium, das mit frischem 5-10% Blut angereichert wurde. Die hämolytische Reaktion kann von der Blutgruppe abhängen. Schafblut wird häufig verwendet, aber einige Organismen benötigen Kaninchen- oder Rinderblut.

    Testprozedur

    1. Zur Isolierung eine Platte mit Blutagar ausstreichen.
      • Optional: Machen Sie Ihren letzten Strich mit einer Nadel und stechen Sie in den Agar. Dies führt normalerweise zu klaren, zuverlässigen Zonen der Beta-Hämolyse und ist besonders wichtig, um die Auswirkungen von Streptolysin O zu sehen, das sauerstofflabil ist. Siehe Seite 84 des Difco/BBL-Handbuchs.
    2. Inkubieren Sie die Platten bei 37 ° C für 24-48 Stunden. Streptokokken sollten im CO . inkubiert werden2 Inkubator.
      • Die Platte wird nach 48 Stunden eine bräunlich-rote Farbe haben.

    Ergebnisse

    Anhand des Aussehens des Agars können Sie vier Arten der Hämolyse unterscheiden.

    • Beta-Hämolyse wird durch eine klare farblose Zone angezeigt, die die Kolonien umgibt. Es hat eine vollständige Lyse der roten Blutkörperchen stattgefunden.
    • Alpha-Hämolyse wird durch eine kleine Zone grünlicher bis bräunlicher Verfärbung des Mediums angezeigt. Dies wird durch die Reduktion von Hämoglobin zu Methämoglobin und dessen anschließende Diffusion in das umgebende Medium verursacht.
    • Alpha-Prime-Hämolyse wird durch eine Zone vollständiger Hämolyse angezeigt, umgeben von einer Zone partieller Hämolyse, einem rosafarbenen Halo. Dieses Muster ist leichter zu erkennen, wenn Sie die Kolonie abkratzen.
    • Gamma-Hämolyse wird durch keine Änderung in den Medien angezeigt.

    Einschränkungen

    • Die Hämolysemuster können mit der Inkubationsatmosphäre und der Blutart in den Medien variieren.
    • Einige Staphylokokken-Organismen zeigen eine Hämolyse erst, nachdem sie nach der Inkubation gekühlt wurden.

    Gerinnungstest

    Verwendungszweck

    Unterscheidet Staphylococcus aureus von anderen Staphylococcus-Arten.

    Prinzip

    Der Koagulase-Test weist das Vorhandensein von freier und gebundener Staphylkoagulase nach. Dieses Enzym wird von menschlichen Stämmen von extrazellulär ausgeschieden Staph. aureus. Der Wirkmechanismus ist unbekannt.

    Testprozedur

    1. Tauen Sie ein Röhrchen mit 0,5 ml Kaninchenplasma auf.
    2. Inokulieren Sie eine Schleife voller Organismen in das Röhrchen. Wählen Sie eine gut isolierte Kolonie.
    3. Idealerweise sollten Sie das Röhrchen 4 Stunden bei 35 °C inkubieren und alle 30 Minuten auf Gerinnselbildung prüfen. Wir inkubieren sie über Nacht und stellen sie bis zur nächsten Laborperiode mit vergleichbaren Ergebnissen in den Kühlschrank.
    4. Auf Gerinnselbildung prüfen.
    5. Entsorgen Sie das Röhrchen im Biohazard-Behälter.

    Ergebnisse

    Die Bildung eines Gerinnsels am Boden des Röhrchens wird als positives Ergebnis gewertet. Das Gerinnsel bewegt sich nicht, wenn Sie das Röhrchen neigen. Ungeronnenes Plasma fließt in das Röhrchen.

    Einschränkungen

    • Methicillin-resistent Staph. aureus haben einen reduzierten Klumpenfaktor.
    • Schütteln oder schütteln Sie das Röhrchen nicht, da dies das Gerinnsel auflösen könnte.
    • Einige Staphylokokken-Stämme produzieren nach längerer Inkubation bei 35 °C Fibrolysin, das das Gerinnsel aufbrechen kann, was zu einem falsch negativen Ergebnis führt. Inkubieren Sie das Röhrchen über Nacht bei Raumtemperatur, wenn innerhalb von 4 Stunden kein Gerinnsel auftritt.
    • Einige andere selten vorkommende Staphylokokken-Spezies sind nach der Röhrchenmethode ebenfalls Koagulase-positiv.

    Biochemische Tests für Streptokokken-Organismen

    Tabelle 3: Kurze Beschreibung biochemischer Tests für Streptokokken-Organismen.

    Prüfen Bedienungsanleitung Wahrscheinliche Ergebnisse
    BH Allgemeine Pflegemedien für Streptokokken Makromorphologie bestimmen
    Gramm-Färbung Zur Bestätigung der Kulturreinheit Staphylokokken und Streptokokken sind grampositiv Enterika sind gramnegativ
    McFarland-Standard Verdünnen Sie Ihren Organismus in einem Röhrchen mit sterilem Wasser, um eine Trübung zu erhalten, die einem McFarland-Teststandard von 0,5 entspricht. Halten Sie Ihr verdünntes Röhrchen und den McFarland-Teststandard 0,5 gegen die schwarz umrandete McFarland-Referenzkarte, um die Trübung genau zu bewerten.
    Optochin
    Bacitracin
    SXT
    Verwenden Sie Ihren 0,5 McFarland-Standard, um die Hälfte der Oberfläche einer Blutagarplatte abzuwischen. Legen Sie eine von jeder Scheibe gleichmäßig auf die abgetupfte Agaroberfläche. Jede Hemmzone um die Bacitracin-Scheibe weist auf S. pyogenes. Siehe Tabelle 4 der wahrscheinlichen Ergebnisse unten.
    Hämolyse Streichen Sie die andere Hälfte der Platte aus, um eine Hämolyse zu überprüfen. Stechen Sie am letzten Teil Ihres Ausstrichs in die Agaroberfläche. Inkubieren für 24 Stunden in CO2. Beta-Hämolyse ist ein Hinweis auf S. pyogenes und S. agalactiae (manchmal). Siehe Tabelle 4 der wahrscheinlichen Ergebnisse unten.
    Salztoleranz Brühe leicht animpfen. Locker verschließen und für 24-48 Stunden in CO . inkubieren2. Gelbe Farbänderung indikativ für Enterococcus faecalis. Siehe Tabelle 4 der wahrscheinlichen Ergebnisse unten.
    Galle Esculin Streichen Sie die Oberfläche der Schräge. Lassen Sie die Kappe locker. 24-48 Stunden in CO . inkubieren2. Eine Schwärzung des Agars ist ein Hinweis auf S. bovis und S. faecalis. Siehe Tabelle 4 der wahrscheinlichen Ergebnisse unten.

    Tabelle 4: Wahrscheinliche Ergebnisse für Streptokokken-Organismen

    Streptococcus agalactiae Streptococcus bovis Streptococcus faecalis Streptococcus mutans Streptococcus pyogenes
    Makromorphologie Mittel Punktgenau Mittel Punktgenau Klein
    FTM Fakultativ Anaerobier Fakultativ Anaerobier Fakultativ Anaerobier Fakultativ Anaerobier Fakultativ Anaerobier
    Beweglichkeit Nicht beweglich Nicht beweglich Nicht beweglich Nicht beweglich Nicht beweglich
    Katalase Negativ Negativ Negativ Negativ Negativ
    Oxidase Negativ Negativ Negativ Negativ Negativ
    Optochin Beständig Beständig Variable Beständig Beständig
    Bacitracin Variable Beständig Beständig Beständig Anfällig
    SXT Beständig Variable Variable Variable Beständig
    Hämolyse Gamma-Hämolyse Alpha-Hämolyse Alpha-Hämolyse Gamma-Hämolyse Beta-Hämolyse
    Salztoleranz Variable Negativ Positiv Negativ Negativ
    Galle Esculin Negativ Variable Positiv Positiv Negativ

    Bacitracin/SXT-Empfindlichkeit

    Verwendungszweck

    Bacitracin-Differentialscheiben werden verwendet, um beta-hämolytische Streptokokken der Gruppe A von anderen beta-hämolytischen Streptokokken mutmaßlich zu identifizieren. Die Kombination der SXT-Empfindlichkeit erhöht die Genauigkeit der Ergebnisse.

    Prinzip

    Bacitracin ist ein Antibiotikum, das aus Bacillus subtilis isoliert wird. Es hemmt die Zellwandsynthese hauptsächlich durch Hemmung der Biosynthese von Peptidoglycan. SXT hemmt den Folatstoffwechsel, der die bakterielle DNA-Synthese stört. Beta-hämolytische Streptokokken der Gruppe A sind gegenüber Bacitracin empfindlicher als andere beta-hämolytische Streptokokken.

    Testprozedur

    Das Standardprotokoll wurde für unser Labor modifiziert.

    1. Wählen Sie mit einer Schleife 3-4 gut isolierte Kolonien aus, idealerweise aus einer 18-24-Stunden-Kultur. In eine kleine Menge steriles Wasser überführen.
      • Stellen Sie die Trübung auf den McFarland-Standard von 0,5 ein.
    2. Verwenden Sie das im Abschnitt zum Testen der antimikrobiellen Empfindlichkeit beschriebene Verfahren, um die gesamte Platte abzuwischen, um ein konfluentes Wachstum zu erhalten.
    3. Teilen Sie die Platte visuell in Drittel, platzieren Sie ein Bacitracin und SXT in ihrem Abschnitt der Platte. Drücken Sie die Scheiben mit einer sterilen Pinzette oder einem Tupfer leicht, aber fest auf die Agaroberfläche, um sie zu verkleben.
      • Speichern Sie den anderen Abschnitt für die Optochin-Disk.
    4. Die Platten umdrehen und 18-24 Stunden bei 35 °C in 5-10 % CO2 inkubieren.
    5. Bei negativen Ergebnissen weitere 24 Stunden inkubieren.

    Ergebnisse

    • Jede Hemmzone um die Scheibe herum wird als empfindlich (S) angesehen.
    • Keine Hemmzone mit Wachstum bis zur Scheibe gilt als Resistenz (Beleg).

    Diese Tabelle stammt von MacFaddin, Biochemical Tests for Identification of Medical Bacteria.

    Bacitracin SXT Mutmaßliche ID
    S R Gruppe A b-Streptokokken
    R R Gruppe B b-Streptokokken
    R S Nicht Gruppe A oder B b-Streptokokken
    S S Schließen Sie Gruppe A oder B mit serologischen Tests aus

    Einschränkungen

    • Es sollten nur beta-hämolytische Streptokokken getestet werden.
    • Dieser Test ist zwar genau, aber nicht sehr spezifisch. Zur genauen Identifizierung sind andere biochemische oder serologische Tests erforderlich.
    • Das Wachstum sollte konfluent sein. Ein zu schwaches Wachstum könnte dazu führen, dass einige Streptokokken, die nicht zur Gruppe A gehören, anfällig für Bacitracin erscheinen.

    Hämolyse - Blutagar

    Verwendungszweck

    Blutagar wird verwendet, um das Wachstum anspruchsvoller Organismen zu unterstützen und die Art der Hämolyse (Zerstörung der Wände der roten Blutkörperchen) eines Organismus zu bestimmen.

    Prinzip

    Blutagar ist ein reichhaltiges Medium, das mit frischem 5-10% Blut angereichert wurde. Die hämolytische Reaktion kann von der Blutgruppe abhängen. Schafblut wird häufig verwendet, aber einige Organismen benötigen Kaninchen- oder Rinderblut.

    Testprozedur

    1. Zur Isolierung eine Platte mit Blutagar ausstreichen.
      • Optional: Machen Sie Ihren letzten Strich mit einer Nadel und stechen Sie in den Agar. Dies ergibt normalerweise klare, zuverlässige Zonen der Beta-Hämolyse und ist besonders wichtig, um die Auswirkungen von Streptolysin O zu sehen, das sauerstofflabil ist. Siehe Seite 84 des Difco/BBL-Handbuchs.
    2. Inkubieren Sie die Platten bei 37 ° C für 24-48 Stunden. Streptokokken sollten im CO . inkubiert werden2 Inkubator.
      • Die Platte wird nach 48 Stunden eine bräunlich-rote Farbe haben.

    Ergebnisse

    Anhand des Aussehens des Agars können Sie vier Arten der Hämolyse unterscheiden.

    • Beta-Hämolyse wird durch eine klare farblose Zone angezeigt, die die Kolonien umgibt. Es hat eine vollständige Lyse der roten Blutkörperchen stattgefunden.
    • Alpha-Hämolyse wird durch eine kleine Zone grünlicher bis bräunlicher Verfärbung des Mediums angezeigt. Dies wird durch die Reduktion von Hämoglobin zu Methämoglobin und dessen anschließende Diffusion in das umgebende Medium verursacht.
    • Alpha-Prime-Hämolyse is indicated by a zone of complete hemolysis, surrounded by a zone of partial hemolysis, a pink halo. This pattern can be easier to see if you scrape off the colony.
    • Gamma hemolysis is indicated by no change in the media.

    Einschränkungen

    • The patterns of hemolysis can vary with the incubation atmosphere and the type of blood in the media.
    • Some Staph organisms will only show hemolysis after they have been refrigerated following incubation.

    Salt Tolerance Broth

    Intended Use

    Salt tolerance broth is intended to differentiate non-beta-hemolytic strains of streptococci.

    Principle of Use

    Brain Heart Infusion (BHI) broth is supplemented with 6.5% sodium chloride and bromcresol purple as a pH indicator. The indicator is included to make reading the test results easier. The broth also includes dextrose. The fermentation of dextrose (glucose) results in the production of acid. This changes the pH of the media causing the media to turn from purple to yellow.

    Test Procedure

    1. Select no more than 2-3 colonies (preferably from an overnight culture) to inoculate a tube of salt tolerance broth.
      • It is important to lightly inoculate the tube otherwise you may get a false positive.
    2. Loosen the cap and incubate aerobically for 24 hours at 37°C.
    3. Continue incubation up to 72 hours if you get a negative result at 24 hours.

    Ergebnisse

    A positive reaction is indicated by obvious turbidity in the media with or without a color change. A negative result is indicated by no growth after 72 hours. Enterokokken spp. typically changes the media color within 24 hours.

    Einschränkungen

    • Many staphylococci can grow in media containing 10% salt. Mannitol salt agar has 7.5% salt.
    • Salt tolerance media was intended to differentiate catalase negative gram-positive cocci. Be sure to perform a catalase test before you proceed with the salt tolerance broth test.
    • Other species of catalase negative gram-positive organisms can grow in this media.

    Biochemical Tests for Enteric Organisms

    Table 5: Brief Description of Biochemical Tests for Enteric Organisms.

    Prüfen Brief Instructions Probable Results
    TSA General Maintenance Media for Staphs Determine macromorphology
    Gram Stain To confirm culture purity Staphs are Gram positive
    McFarland Standard Dilute your organism in a tube of sterile water to obtain a turbidity equivalent to a 0.5 McFarland test standard. Hold your diluted tube and the 0.5 McFarland test standard against the black-lined McFarland reference card to accurately rate the turbidity.
    Mac Streak for isolation. Incubate 24-48 hrs at 37°C. See probable results table below.
    EMB Streak for isolation. Incubate 24-48 hrs at 37°C. See probable results table below.
    Citrate Streak surface only. Incubate loosely-capped 24-48hrs at 37°C. See probable results table below.
    TSI With a needle pick the center of a well isolated colony. Stab the center of the tube to within 3-5 mm of the bottom. Withdraw the needle and lightly streak the surface of the slant. Incubate for 24 hrs at 37°C. See probable results table below.
    Harnstoff Heavily inoculate a tube of urea broth. Shake tube to distribute organisms. Incubate for 24-48 hrs at 37°C.
    Escherichia coli Klebsiella pneumoniae Proteus vulgaris Pseudomonas aeruginosa Salmonella typhimurium Shigella flexneri
    Macromorphology Creamy/Tan Medium Mucoid/Tan Medium Translucent Diffusible Translucent Diffusible Creamy/Tan Medium Creamy/Tan Medium
    FTM Facultative Anaerobe Facultative Anaerobe Facultative Anaerobe Strict Aerobe Facultative Anaerobe Facultative Anaerobe
    Motility Motile Non Motile Motile Motile Motile Non Motile
    Katalase Positiv Positiv Positiv Positiv Positiv Positiv
    Oxidase Negativ Negativ Negativ Positiv Negativ Negativ
    Mac Pink/Purple w/ precipitate Purple/Yellow w/ precipitate Colorless Yellow Media Colorless Yellow Media Colorless Yellow Media Colorless Yellow Media
    EMB Black w/Green Metallic Sheen Purple maybe Green Metallic Sheen Colorless or Pink Colorless or Pink Colorless or Pink Colorless or Pink
    Citrate Negativ Variable Negativ Positiv Positiv Negativ
    TSI Yellow Slant
    Yellow Butt Gas
    Yellow Slant
    Yellow Butt Gas
    Yellow Slant
    Yellow Butt Gas, H2S
    Unchanged Slant & Butt Red Slant
    Yellow Butt Gas, H2S
    Unchanged Slant
    Yellow Butt
    Harnstoff Negativ Variable Positiv Negativ Negativ Negativ

    Simmons Citrate Agar Slant

    Simmons Citrate Agar Slant

    Prinzip

    Used for the differentiation and identification of Enterobacteriaceae on the basis of citrate utilization, citrate being the sole carbon source.

    Zweck

    Colonies capable of utilizing citrate as a carbon source produce a local increase in pH, changing the color of the medium from green to blue. Only citrate positive organisms will grow on this medium.

    Test Procedure

    1. Inoculate the organism directly onto the surface of a Citrate slant.
    2. Incubate aerobically at 35-37°C.
    3. Examine for growth and color change after 18-24 hours of incubation.

    Interpretations

    Good growth with the medium color turning blue indicative of Enterobacter aerogenes und Salmonella choleraesuis.

    Eosin Methylene Blue (EMB) Agar

    Eosin Methylene Blue (EMB) Agar

    Prinzip

    A differential plating medium for the detection & isolation of the gram-negative enteric bacteria.


    Schau das Video: Der tödlichste Killer der Welt Der Bakteriophage (Juni 2022).