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Warum verwenden die Desoxyribonukleotide T und Ribonukleotide verwenden U?

Warum verwenden die Desoxyribonukleotide T und Ribonukleotide verwenden U?


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Wir alle wissen, dass Desoxyribonukleotide DNA bilden, während Ribonukleotide RNA bilden, DNA doppelsträngig ist, während RNA einzelsträngig ist und RNA von DNA transkribieren kann. Wir wissen auch, dass die DNA A, G, C, T verwendet, während die RNA A, G, C, U verwendet und dass die DNA die genetischen Informationen speichert, nicht die RNA.

Meine Frage ist: Wie funktioniert das? verlorenes Sauerstoffatom an der Desoxyribonukleotid 2'-Stelle des Zuckers (verwandelt ihn in ein Ribonukleotid) einen so großen Unterschied in der Funktion ausmachen? Es ist nur ein Sauerstoffatom. Warum verwenden sie nicht alle U oder alle T?


Warum Desoxyribose für DNA und Ribose für RNA? Diese Antwort kann die Frage lösen, warum DNA-Doppelstrang, RNA-Einzelstrang ist, aber sie erklärt nicht, warum RNA U anstelle von T verwendet.


Bei der Umstellung von Thymin (T) auf Uracil (U) hat das eigentlich nichts mit dem Zuckerrückgrat der Nukleotide zu tun. Dieser Artikel auf Science Daily erklärt, dass U kostengünstiger herzustellen ist als T, da es leicht durch einen chemischen Abbau von Cytosin (C) gewonnen werden kann. Da RNA eine kurze Lebensdauer hat und die Zelle viel RNA benötigt, verwendet sie U. DNA hingegen durchläuft viele Kontrollen und Reparaturen. Wenn es U verwenden würde, wüsste es nicht, ob das U wirklich ein U war oder ob es ein C war, das beschädigt wurde. Da es wichtig ist, die Anzahl der Mutationen auf ein Minimum zu beschränken, verwendet die DNA das teurere T, um die Treue zu gewährleisten.

Ich möchte auch auf den Kommentar von @AMR hinweisen. Es ist nicht nur ein Sauerstoffatom. Ein Sauerstoffatom ist der Unterschied zwischen der Luft, die wir atmen, und Ozon, das Sie töten kann. Es ist der Unterschied zwischen Wasser und leicht entzündlichem Wasserstoffgas.


Vergleichen Sie die Phosphate Zucker und Basen von DNA und RNA

DNA und RNA sind Nukleinsäuren, die im Wesentlichen aus einer stickstoffhaltigen Base bestehen, die über Phosphatgruppen verknüpfte Pentosezucker enthält. Die Bausteine ​​von Nukleinsäuren werden Nukleotide genannt. Nukleinsäuren dienen als genetisches Material der Zelle, indem sie Informationen speichern, die für die Entwicklung, Funktion und Vermehrung von Organismen erforderlich sind. Die meisten Organismen verwenden DNA als genetisches Material, während nur wenige von ihnen, wie Retroviren, RNA als genetisches Material verwenden. DNA ist im Vergleich zu RNA aufgrund der Unterschiede in Phosphatzuckern und Basen, die jeder von ihnen teilt, stabil. An den Pentosezucker können eine, zwei oder drei Phosphatgruppen gebunden werden, wodurch Mono-, Di- bzw. Triphosphate entstehen. Der von der DNA verwendete Pentosezucker ist Desoxyribose und der von der RNA verwendete Pentosezucker ist Ribose. In der DNA vorkommende stickstoffhaltige Basen sind Adenin, Guanin, Cytosin und Thymin. In der RNA wird Thymin durch Uracil ersetzt.

1. Was sind Phosphate?
2. Was sind Zucker?
3. Was sind Basen?
4. Vergleich von Phosphatzuckern und Basen von DNA und RNA
– Ähnlichkeiten
-Unterschiede


Struktur

Ein DNA-Strang ist ein Polymer aus Nukleosidmonophosphaten, das durch Phosphodiesterbindungen zusammengehalten wird. Zwei solcher gepaarter Stränge bilden das DNA-Molekül, das dann zu einer Helix verdrillt wird. In der gebräuchlichsten B-Form hat die DNA-Helix eine Wiederholung von 10,5 Basenpaaren pro Umdrehung, wobei Zucker und Phosphat das kovalente Phosphodiester- &ldquorückgrat&rdquo des Moleküls bilden und die Adenin-, Guanin-, Cytosin- und Thyminbasen in der Mitte orientiert sind, wo sie die jetzt bekannte Basenpaare, die wie die Sprossen einer Leiter aussehen.

Bausteine

Der Begriff Nukleotid bezeichnet die Bausteine ​​sowohl der DNA (Desoxyribonukleosidtriphosphate, dNTPs) als auch der RNA (Ribonukleosidtriphosphate, NTPs). Um diese wichtige Gruppe von Molekülen zu diskutieren, müssen einige Begriffe definiert werden.

Nukleotide enthalten drei primäre Strukturkomponenten. Dies sind eine stickstoffhaltige Base, ein Pentosezucker und mindestens ein Phosphat. Moleküle, die nur einen Zucker und eine stickstoffhaltige Base (kein Phosphat) enthalten, werden Nukleoside genannt. Zu den stickstoffhaltigen Basen in Nukleinsäuren gehören Adenin und Guanin (genannt Purine) und Cytosin, Uracil oder Thymin (genannt Pyrimidine). In Nukleotiden finden sich zwei Zucker – Desoxyribose und Ribose (Abbildung 2.128). Konventionell werden die Kohlenstoffe dieser Zucker mit 1 bis 5 bezeichnet. (Dies dient dazu, die Kohlenstoffe der Zucker von denen der Basen zu unterscheiden, deren Kohlenstoffe einfach als 1, 2, 3 usw. bezeichnet sind.) Desoxyribose unterscheidet sich von Ribose an der 2&rsquo-Position, wobei Ribose eine OH-Gruppe hat, wobei Desoxyribose hat H.

Abbildung 2.128 – Nukleotide, Nukleoside und Basen

Nukleotide, die Desoxyribose enthalten, werden Desoxyribonukleotide genannt und sind die Formen, die in der DNA vorkommen. Nukleotide, die Ribose enthalten, werden Ribonukleotide genannt und kommen in RNA vor. Sowohl DNA als auch RNA enthalten Nukleotide mit Adenin, Guanin und Cytosin, aber mit sehr kleinen Ausnahmen enthält RNA Uracil-Nukleotide, während DNA Thymin-Nukleotide enthält. Wird eine Base an einen Zucker gebunden, erhält das Produkt, ein Nukleosid, einen neuen Namen.

  • uracilhaltig = Uridin (an Ribose gebunden) / Desoxyuridin (an Desoxyribose gebunden)
  • thyminhaltig = Ribothymidin (an Ribose gebunden) / Thymidin (an Desoxyribose gebunden)
  • Cytosin-haltig = Cytidin (an Ribose gebunden - Abbildung 2.129) / Desoxycytidin (an Desoxyribose gebunden)
  • guaninhaltig = Guanosin (an Ribose gebunden) / Desoxyguanosin (an Desoxyribose gebunden)
  • adeninhaltig = Adenosin (an Ribose gebunden) / Desoxyadenosin (an Desoxyribose gebunden)

Von diesen sind Desoxyuridin und Ribothymidin am seltensten. Die Addition eines oder mehrerer Phosphate an ein Nukleosid macht es zu einem Nukleotid. Nukleotide werden aus diesem Grund oft als Nukleosidphosphate bezeichnet. Die Anzahl der Phosphate im Nukleotid wird durch die entsprechenden Präfixe (mono, di oder tri) angezeigt.

Abbildung 2.129 Cytidin

So bezieht sich beispielsweise Cytidin auf ein Nukleosid (kein Phosphat), aber Cytidinmonophosphat bezieht sich auf ein Nukleotid (mit einem Phosphat). Die Zugabe von zweitem und drittem Phosphat zu einem Nukleosidmonophosphat erfordert aufgrund der Abstoßung von negativ geladenen Phosphaten Energie, und diese chemische Energie ist die Grundlage der hochenergetischen Triphosphatnukleotide (wie ATP), die Brennstoffzellen verwenden.

Hinweis: Ribonukleotide als Energiequellen

Obwohl ATP die häufigste und bekannteste zelluläre Energiequelle ist, spielt jedes der vier Ribonukleotide eine wichtige Rolle bei der Bereitstellung von Energie. GTP beispielsweise ist die Energiequelle für die Proteinsynthese (Translation) sowie für eine Handvoll Stoffwechselreaktionen. Eine Bindung zwischen UDP und Glukose macht UDP-Glucose, den Baustein zur Herstellung von Glykogen. CDP ist in ähnlicher Weise mit mehreren verschiedenen molekularen Bausteinen verknüpft, die für die Glycerophospholipid-Synthese wichtig sind (wie CDP-Diacylglycerol).

Der Großteil des in Zellen hergestellten ATP stammt nicht aus einem direkt gekoppelten biochemischen Stoffwechsel, sondern eher durch die kombinierten Prozesse des Elektronentransports und der oxidativen Phosphorylierung in Mitochondrien und/oder der Photophosphorylierung, die in den Chloroplasten photosynthetischer Organismen auftritt. Die Triphosphatenergie in ATP wird durch die Wirkung von Enzymen, den sogenannten Kinasen, auf die anderen Nukleoside/Nukleotide übertragen. Nukleosiddiphosphokinase (NDPK) katalysiert beispielsweise die folgende Reaktion

wobei &lsquoN&rsquo von &ldquoNDP&rdquo und &ldquoNTP einer beliebigen Base entspricht. Andere Kinasen können unter Verwendung von Energie aus ATP einzelne Phosphate auf Nukleoside oder auf Nukleosidmonophosphate aufbringen.

Desoxyribonukleotide

Einzelne Desoxyribonukleotide werden aus entsprechenden Ribonukleosiddiphosphaten durch Katalyse durch das als Ribonukleotidreduktase (RNR) bekannte Enzym abgeleitet. Die Desoxyribonukleosiddiphosphate werden dann durch Addition einer Phosphatgruppe in die entsprechenden Triphosphate (dNTPs) umgewandelt. Die Synthese von Thymin enthaltenden Nukleotiden unterscheidet sich von der Synthese aller anderen Nukleotide und wird später diskutiert.

Aufbau von DNA-Strängen

Jeder DNA-Strang wird aus dNTPs durch die Bildung einer Phosphodiesterbindung, katalysiert durch DNA-Polymerase, zwischen dem 3&rgr;OH eines Nukleotids und dem 5&rgr;-Phosphat des nächsten aufgebaut. Das Ergebnis dieses gerichteten Wachstums des Strangs ist, dass das eine Ende des Strangs eine freie Phosphatgruppe von 5 und das andere eine freie Hydroxylgruppe von 3 aufweist (Abbildung 2.130). Diese werden als 5&rsquo und 3&rsquo-Ende des Strangs bezeichnet.

Abbildung 2.130 - 5&rsquo-3&rsquo Polarität eines DNA-Strangs

Abbildung 2.131 zeigt zwei DNA-Stränge (links und rechts). Der Strang links von 5 bis 3 lautet T-C-G-A, während der Strang rechts von 5 bis 3 T-C-G-A lautet. Die Stränge in einer doppelsträngigen DNA sind antiparallel angeordnet, wobei das 5'-Ende des einen Strangs dem 3'-Ende des anderen Strangs gegenüberliegt.


Purin- und Pyrimidinstoffwechsel

Einer der wichtigen spezialisierten Stoffwechselwege einer Reihe von Aminosäuren ist die Synthese von Purin- und Pyrimidin-Nukleotiden. Diese Nukleotide sind aus einer Reihe von Gründen wichtig. Die meisten von ihnen, nicht nur ATP, sind die Energiequellen, die die meisten unserer Reaktionen antreiben. ATP ist die am häufigsten verwendete Quelle, aber GTP wird bei der Proteinsynthese sowie bei einigen anderen Reaktionen verwendet. UTP ist die Energiequelle zur Aktivierung von Glukose und Galaktose. CTP ist eine Energiequelle im Fettstoffwechsel. AMP ist Teil der Struktur einiger Coenzyme wie NAD und Coenzym A. Und natürlich sind die Nukleotide Teil von Nukleinsäuren. Weder die Basen noch die Nukleotide sind notwendige Nahrungsbestandteile. (Eine andere Perspektive dazu.) Wir können sie sowohl de novo synthetisieren als auch die, die wir bereits haben, retten und wiederverwenden.

Nomenklatur

Stickstoffbasen

Es gibt zwei Arten von stickstoffhaltigen Basen - Purine und Pyrimidine. Purine bestehen aus einem sechsgliedrigen und einem fünfgliedrigen stickstoffhaltigen Ring, die miteinander verschmolzen sind. Pyridmidine haben nur einen sechsgliedrigen stickstoffhaltigen Ring. Es gibt 4 Purine und 4 Pyrimidine, die uns interessieren.

Purine

  • Adenin = 6-Aminopurin
  • Guanin = 2-Amino-6-oxypurin
  • Hypoxanthin = 6-Oxypurin
  • Xanthin = 2,6-Dioxypurin

Adenin und Guanin kommen sowohl in DNA als auch in RNA vor. Hypoxanthin und Xanthin werden bei der Synthese nicht in die Nukleinsäuren eingebaut, sondern sind wichtige Zwischenprodukte bei der Synthese und dem Abbau der Purinnukleotide.

Pyrimidine

  • Uracil = 2,4-Dioxypyrimidin
  • Thymin = 2,4-Dioxy-5-methylpyrimidin
  • Cytosin = 2-Oxy-4-aminopyrimidin
  • Orotsäure = 2,4-Dioxy-6-carboxypyrimidin

Cytosin kommt sowohl in DNA als auch in RNA vor. Uracil kommt nur in RNA vor. Thymin kommt normalerweise in der DNA vor. Manchmal enthält tRNA etwas Thymin sowie Uracil.

Nukleoside

Wenn ein Zucker, entweder Ribose oder 2-Desoxyribose, zu einer Stickstoffbase hinzugefügt wird, wird die resultierende Verbindung als Nukleosid bezeichnet. Kohlenstoff 1 des Zuckers ist an Stickstoff 9 einer Purinbase oder an Stickstoff 1 einer Pyrimidinbase gebunden. Die Namen der Purinnukleoside enden auf -osin und die Namen der Pyrimidinnukleoside enden auf -idin. Die Konvention besteht darin, die Ringatome der Base normal zu nummerieren und l' usw. zu verwenden, um die Ringatome des Zuckers zu unterscheiden. Sofern nicht anders angegeben, wird angenommen, dass es sich bei dem Zucker um Ribose handelt. Um anzuzeigen, dass es sich bei dem Zucker um 2'-Desoxyribose handelt, wird ein d- vor den Namen gestellt.

  • Adenosin
  • Guanosin
  • Inosin – die Basis von Inosin ist Hypoxanthin
  • Uridin
  • Thymidin
  • Cytidin

Nukleotide

Die Zugabe eines oder mehrerer Phosphate zum Zuckeranteil eines Nukleosids führt zu einem Nukleotid. Im Allgemeinen befindet sich das Phosphat in Esterbindung an Kohlenstoff 5' des Zuckers. Wenn mehr als ein Phosphat vorhanden ist, befinden sie sich im Allgemeinen in Säureanhydrid-Bindungen miteinander. In diesem Fall ist keine Positionsbezeichnung im Namen erforderlich. Befindet sich das Phosphat jedoch an einer anderen Position, muss die Position angegeben werden. 3'-5'-cAMP zeigt beispielsweise an, dass ein Phosphat in Esterbindung sowohl an die 3'- als auch an die 5'-Hydroxylgruppe eines Adenosinmoleküls vorliegt und eine cyclische Struktur bildet. 2'-GMP würde anzeigen, dass ein Phosphat in Esterbindung an die 2'-Hydroxylgruppe eines Guanosins vorliegt. Einige repräsentative Namen sind:

  • AMP = Adenosinmonophosphat = Adenylsäure
  • CDP = Cytidindiphosphat
  • dGTP = Desoxyguanosintriphosphat
  • dTTP = Desoxy-Thymidin-Triphosphat (häufiger als TTP bezeichnet)
  • cAMP = 3'-5' zyklisches Adenosinmonophosphat

Polynukleotide

Nukleotide sind durch 3'-5'-Phosphodiesterbindungen miteinander verbunden, um Polynukleotide zu bilden. Die Polymerisation von Ribonukleotiden erzeugt eine RNA, während die Polymerisation von Desoxyribonukleotiden zu DNA führt.

Hydrolyse von Polynukleotiden

Die meisten, aber nicht alle Nukleinsäuren in der Zelle sind mit Proteinen assoziiert. Nahrungsnukleoprotein wird durch Pankreasenzyme und Gewebenukleoprotein durch lysosomale Enzyme abgebaut. Nach der Dissoziation von Protein und Nukleinsäure wird das Protein wie jedes andere Protein metabolisiert.

Die Nukleinsäuren werden durch Nukleasen zufällig hydrolysiert, um eine Mischung von Polynukleotiden zu ergeben. Diese werden durch Phosphodiesterasen (Exonukleasen) weiter zu einem Gemisch der Mononukleotide gespalten. Die Spezifität der Pankreas-Nukleotidasen ergibt die 3'-Nukleotide und die der lysosomalen Nukleotidasen die biologisch wichtigen 5'-Nukleotide.

Die Nukleotide werden durch Nukleotidasen hydrolysiert, um die Nukleoside und P i zu ergeben. Dies ist wahrscheinlich das Endprodukt im Darm, wobei die Nukleoside die primäre resorbierte Form sind. Zumindest in einigen Geweben durchlaufen die Nukleoside eine Phosphorolyse mit Nukleosid-Phosphorylasen, um die Base und Ribose 1-P (oder Desoxyribose 1-P) zu ergeben. Da R 1-P und R 5-P im Gleichgewicht stehen, kann das Zuckerphosphat entweder wieder in Nukleotide eingebaut oder über den Hexose-Monophosphat-Weg metabolisiert werden. Die freigesetzten Purin- und Pyrimidinbasen werden entweder abgebaut oder zum Wiedereinbau in Nukleotide gewonnen. Es gibt einen signifikanten Umsatz aller Arten von RNA sowie des Nukleotidpools. Die DNA wandelt sich nicht um, aber Teile des Moleküls werden als Teil eines Reparaturprozesses herausgeschnitten.

Purin und Pyrimidine aus dem Gewebeumsatz, die nicht gerettet werden, werden abgebaut und ausgeschieden. Es wird wenig Purin aus der Nahrung verwendet und das aufgenommene wird ebenfalls weitgehend abgebaut. Der Katabolismus von Purinen und Pyrimidinen erfolgt in einer weniger nützlichen Weise als der Abbau von Aminosäuren, da wir keine signifikante Energiemenge aus dem Katabolismus von Purinen und Pyrimidinen gewinnen. Der Pyrimidin-Katabolismus produziert jedoch Beta-Alanin, und das Endprodukt des Purin-Katabolismus, bei dem es sich beim Menschen um Harnsäure handelt, kann als Fänger reaktiver Sauerstoffspezies dienen.

Purinkatabolismus

Nukleotide zu Basen

Guaninnukleotide werden zu dem Nukleosid Guanosin hydrolysiert, das einer Phosphorolyse zu Guanin und Ribose 1-P unterliegt. Die intrazellulären Nukleotidasen des Menschen sind jedoch gegenüber AMP nicht sehr aktiv. Vielmehr wird AMP durch das Enzym Adenylat (AMP)-Deaminase zu IMP desaminiert. Im Katobilsmus von Purinnukleotiden wird IMP durch Hydrolyse mit Nukleotidase zu Inosin und dann Phosphorolyse zu Hypoxanthin weiter abgebaut.

Adenosin kommt zwar vor, entsteht aber normalerweise aus S-Adenosylmethionin im Verlauf von Transmethylierungsreaktionen. Adenosin wird durch eine Adenosin-Desaminase zu Inosin desaminiert. Ein Mangel an Adenosin-Desaminase oder an Purin-Nukleosid-Phosphorylase führt durch nicht klar verstandene Mechanismen zu zwei verschiedenen Immunschwäche-Erkrankungen. Bei einem Adenosindeaminase-Mangel ist sowohl die T- als auch die B-Zell-Immunität betroffen. Der Phosphorylasemangel betrifft die T-Zellen, aber die B-Zellen sind normal. Im September 1990 wurde ein 4-jähriges Mädchen wegen eines Adenosin-Deaminase-Mangels behandelt, indem ihre Zellen gentechnisch verändert wurden, um das Gen einzubauen. Die Behandlung scheint bisher erfolgreich zu sein.

Ob methylierte Purine abgebaut werden oder nicht, hängt von der Lage der Methylgruppe ab. Wenn sich das Methyl auf einem -NH 2 befindet, wird es zusammen mit dem -NH 2 entfernt und der Kern wird in üblicher Weise metabolisiert. Befindet sich das Methyl an einem Ringstickstoff, wird die Verbindung unverändert mit dem Urin ausgeschieden.

Basen zu Harnsäure

Sowohl Adenin- als auch Guaninnukleotide konvergieren am gemeinsamen Zwischenprodukt Xanthin. Hypoxanthin, das das ursprüngliche Adenin darstellt, wird durch das Enzym Xanthinoxidase zu Xanthin oxidiert. Guanin wird desaminiert, wobei die Aminogruppe als Ammoniak freigesetzt wird, zu Xanthin. Wenn dieser Prozess in anderen Geweben als der Leber stattfindet, wird der größte Teil des Ammoniaks als Glutamin zur Leber transportiert, um schließlich als Harnstoff ausgeschieden zu werden.

Xanthin wird wie Hypoxanthin durch Sauerstoff und Xanthinoxidase unter Bildung von Wasserstoffperoxid oxidiert. Beim Menschen wird das Urat ausgeschieden und das Wasserstoffperoxid durch Katalase abgebaut. Xanthinoxidase ist nur in Leber und Darm in signifikanter Konzentration vorhanden. Der Weg zu den Nukleosiden, möglicherweise zu den freien Basen, ist in vielen Geweben vorhanden.

Gicht und Hyperurikämie

Sowohl undissoziierte Harnsäure als auch das Mononatriumsalz (Primärform im Blut) sind nur schwer löslich. Die begrenzte Löslichkeit im Urin stellt normalerweise kein Problem dar, es sei denn, der Urin ist sehr sauer oder hat einen hohen [Ca 2+ ]. [Uratsalze kopräzipitieren mit Calciumsalzen und können Nieren- oder Blasensteine ​​bilden.] Eine sehr hohe Uratkonzentration im Blut führt zu einer ziemlich häufigen Gruppe von Krankheiten, die als Gicht bezeichnet wird. Die Inzidenz von Gicht beträgt hierzulande etwa 3/1000.

Gicht ist eine Gruppe von pathologischen Zuständen, die mit deutlich erhöhten Uratwerten im Blut (3-7 mg/dl normal) verbunden sind. Hyperurikämie ist nicht immer symptomatisch, aber bei bestimmten Personen löst etwas die Ablagerung von Natriumuratkristallen in Gelenken und Geweben aus. Neben den extremen Schmerzen bei akuten Attacken führen wiederholte Attacken zu Gewebezerstörung und schweren arthritischen Fehlbildungen. Der Begriff Gicht sollte auf Hyperurikämie mit dem Vorhandensein dieser topischen Ablagerungen beschränkt werden.

Harnsäure im Blut kann sich entweder durch eine Überproduktion und/oder eine Unterausscheidung von Harnsäure anreichern. Bei Gicht, die durch eine Überproduktion von Harnsäure verursacht wird, liegen die Defekte in den Kontrollmechanismen, die die Produktion von - nicht der Harnsäure selbst -, sondern der Nukleotidvorläufer steuern. Die einzige wichtige Kontrolle der Uratproduktion, die wir bisher kennen, ist die Verfügbarkeit von Substraten (Nukleotide, Nukleoside oder freie Basen).

Ein Ansatz zur Behandlung von Gicht ist das Medikament Allopurinol, ein Isomer von Hypoxanthin.

Allopurinol ist ein Substrat für Xanthinoxidase, aber das Produkt bindet so fest, dass das Enzym jetzt sein normales Substrat nicht mehr oxidieren kann. Die Harnsäureproduktion wird vermindert und die Xanthin- und Hypoxanthinspiegel im Blut steigen an. Diese sind besser löslich als Urat und lagern sich weniger wahrscheinlich als Kristalle in den Gelenken ab. Ein anderer Ansatz besteht darin, die Sekretion von Urat im Urin zu stimulieren.

Zusammenfassung

Zusammenfassend werden alle Purine, außer ringmethylierte, desaminiert (wobei die Aminogruppe zum allgemeinen Ammoniakpool beiträgt) und die Ringe zur Ausscheidung zu Harnsäure oxidiert. Da der Purinring intakt ausgeschieden wird, erwächst dem Menschen kein Energiegewinn aus diesen Kohlenstoffen.

Pyrimidin-Katabolismus

Ringspaltung

Damit die Ringe gespalten werden können, müssen sie zunächst um NADPH reduziert werden. Die Atome 2 und 3 beider Ringe werden als Ammoniak und Kohlendioxid freigesetzt. Der Rest des Rings bleibt als Beta-Aminosäure übrig. Beta-Aminoisobutyrat aus Thymin oder 5-Methylcytosin wird größtenteils ausgeschieden. Beta-Alanin aus Cytosin oder Uracil kann entweder ausgeschieden oder in die Gehirn- und Muskeldipeptide Carnosin (His-Beta-Ala) oder Anserin (Methyl-His-Beta-Ala) eingebaut werden.

Allgemeine Kommentare

Nicht abgebaute Purin- und Pyrimidinbasen werden recycelt - d.h. wieder in Nukleotide eingebaut. Dieses Recycling reicht jedoch nicht aus, um den gesamten Körperbedarf zu decken, und daher ist eine gewisse De-novo-Synthese unerlässlich. Es gibt deutliche Gewebeunterschiede in der Fähigkeit, eine De-novo-Synthese durchzuführen. Die De-novo-Synthese von Purinen ist in der Leber am aktivsten. Nicht-hepatische Gewebe weisen im Allgemeinen eine begrenzte oder sogar keine De-novo-Synthese auf. Die Pyrimidinsynthese findet in einer Vielzahl von Geweben statt. Insbesondere bei Purinen verlassen sich nicht-hepatische Gewebe stark auf vorgeformte Basen – solche, die aus ihrem eigenen intrazellulären Umsatz gewonnen werden, ergänzt durch Basen, die in der Leber synthetisiert und über das Blut an das Gewebe abgegeben werden.

Die "Wiedergewinnung" von Purinen ist in den meisten Zellen sinnvoll, da Xanthinoxidase, das Schlüsselenzym für den Abbau der Purine bis hin zur Harnsäure, nur in Leber und Darm signifikant aktiv ist. Die durch den Umsatz in nicht-hepatischen Geweben erzeugten Basen werden in diesen Geweben nicht leicht zu Harnsäure abgebaut und stehen daher zur Wiederverwendung zur Verfügung. Die Leber regeneriert wahrscheinlich weniger, ist aber sehr aktiv in der De-novo-Synthese - nicht so sehr für sich selbst, sondern um die Versorgung des peripheren Gewebes zu unterstützen.

Die De-novo-Synthese von Purin- und Pyrimidin-Nukleotiden erfolgt aus leicht verfügbaren Komponenten.

Wir verwenden für Purinnukleotide das gesamte Glycinmolekül (Atome 4, 5,7), den Aminostickstoff von Aspartat (Atom 1), Amidstickstoff von Glutamin (Atome 3, 9), Komponenten des Folat-Ein-Kohlenstoff-Pools (Atome 2, 8), Kohlendioxid, Ribose 5-P aus Glucose und viel Energie in Form von ATP. Bei der De-novo-Synthese ist IMP das erste gebildete Nukleotid. Es wird dann entweder in AMP oder GMP umgewandelt.

Da die Purine als Ribonukleotide (nicht als freie Basen) synthetisiert werden, ist die Synthese der aktivierten Form von Ribose-5-phosphat eine notwendige Voraussetzung. Ribose-5-Phosphat reagiert mit ATP, um 5-Phosphoribosyl-1-Pyrophosphat (PRPP) zu bilden.

Diese Reaktion tritt in vielen Geweben auf, da PRPP eine Reihe von Rollen hat – Purin- und Pyrimidin-Nukleotidsynthese, Bergungswege, NAD- und NADP-Bildung. Das Enzym wird stark durch eine Vielzahl von Verbindungen (Di- und Triphosphate, 2,3-DPG) kontrolliert, vermutlich um zu versuchen, die Synthese von PRPP an einen Bedarf für die Produkte anzupassen, in denen es letztendlich vorkommt.

Verpflichtungsschritt

Die de novo Purinnukleotidsynthese findet aktiv im Zytosol der Leber statt, wo alle notwendigen Enzyme als makromolekulares Aggregat vorhanden sind. Der erste Schritt ist ein Ersatz des Pyrophosphats von PRPP durch die Amidgruppe von Glutamin. Das Produkt dieser Reaktion ist 5-Phosphoribosylamin. Die Amingruppe, die an Kohlenstoff 1 des Zuckers platziert wurde, wird zu Stickstoff 9 des endgültigen Purinrings. Dies ist der bindungs- und geschwindigkeitsbegrenzende Schritt des Weges.

Das Enzym steht unter strenger allosterischer Kontrolle durch Rückkopplungshemmung. Entweder AMP, GMP oder IMP allein hemmt die Amidotransferase, während AMP + GMP oder AMP + IMP zusammen synergistisch wirken. Dies ist eine feine Kontrolle und wahrscheinlich der Hauptfaktor bei der minütlichen Regulierung des Enzyms. Die Nukleotide hemmen das Enzym, indem sie bewirken, dass die kleinen aktiven Moleküle zu größeren inaktiven Molekülen aggregieren.

[PRPP] kann auch eine Rolle bei der Regulierung der Rate spielen. Normale intrazelluläre Konzentrationen von PRPP (die fluktuieren können und tun) liegen unter der KM des Enzyms für PRPP, so dass ein großes Potenzial zur Erhöhung der Reaktionsgeschwindigkeit durch Erhöhung der Substratkonzentration besteht. Die Kinetik ist sigmoidal. Das Enzym reagiert nicht besonders empfindlich auf Veränderungen von [Gln] (Kinetik ist hyperbolisch und [gln] nähert sich KM). Ein sehr hoher [PRPP] überwindet auch die normale Nukleotid-Feedback-Hemmung, indem er bewirkt, dass die großen, inaktiven Aggregate zurück zu den kleinen aktiven Molekülen dissoziieren.

Purine de novo-Synthese ist ein komplexer, energieaufwendiger Weg. Es sollte und wird sorgfältig kontrolliert.

Bildung von IMP

Sobald der Bindungsschritt das 5-Phosphoribosylamin produziert hat, wird der Rest des Moleküls durch eine Reihe von Additionen gebildet, um zuerst den 5- und dann den 6-gliedrigen Ring zu bilden. (Anmerkung: Die den Atomen zugewiesenen Zahlen sind die des vollständigen Purinrings und Namen usw. der Zwischenverbindungen werden nicht angegeben.) Das gesamte Glycinmolekül fügt sich auf Kosten von ATP an die Aminogruppe an, um das bereitzustellen, was schließlich die Atome 4, 5 und 7 des Purinrings sein (Die Aminogruppe von 5-Phosphoribosylamin wird zu Stickstoff N des Purinrings.) Ein weiteres Atom wird benötigt, um den fünfgliedrigen Ringteil zu vervollständigen, und das wird als 5 geliefert, 10-Methenyltetrahydrofolat.

Bevor jedoch der Ringschluss auftritt, addiert sich das Amid von Glutamin an Kohlenstoff 4, um den sechsgliedrigen Ringteil zu starten (wird zu Stickstoff 3). Dieser Zusatz erfordert ATP. Ein weiteres ATP wird benötigt, um Kohlenstoff 8 und Stickstoff 9 zu verbinden, um den fünfgliedrigen Ring zu bilden.

Der nächste Schritt ist die Zugabe von Kohlendioxid (als Carboxylgruppe), um Kohlenstoff 6 des Rings zu bilden. Die Amingruppe von Aspartat addiert sich an die Carboxylgruppe mit anschließender Entfernung von Fumarat. Die Aminogruppe ist nun Stickstoff 1 des letzten Rings. Dieser für die Verwendung der Aminogruppe von Aspartat typische Vorgang erfordert ATP. Das letzte Atom des Purinrings, Kohlenstoff 2, wird von 10-Formyltetrahydrofolat geliefert. Der Ringschluss erzeugt das Purinnukleotid IMP.

Beachten Sie, dass in diesem Teil des Prozesses mindestens 4 ATPs erforderlich sind. Zu keiner Zeit haben wir weder eine freie Base noch ein Nukleotid.

Bildung von AMP und GMP

Aus IMP kann dann entweder AMP oder GMP werden. Die GMP-Bildung erfordert, dass IMP zuerst unter Verwendung von NAD zu XMP oxidiert wird. Der Sauerstoff an Position 2 wird auf Kosten von ATP durch das Amid N von Glutamin ersetzt. Ebenso liefert GTP die Energie, um IMP in AMP umzuwandeln. Die Aminogruppe wird durch Aspartat in einem ähnlichen Mechanismus bereitgestellt, wie er bei der Bildung von Stickstoff 1 des Rings verwendet wird. Die Entfernung der Kohlenstoffe von Aspartat als Fumarat hinterlässt das Nitrigen als 6-Aminogruppe des Adeninrings. Die Monophosphate werden leicht in die Di- und Triphosphate umgewandelt.

Kontrolle der De-Novo-Synthese

Die Kontrolle der Purinnukleotidsynthese hat zwei Phasen. Die Steuerung der Gesamtsynthese erfolgt im Amidotransferase-Schritt durch Nukleotid-Hemmung und/oder [PRPP]. Die zweite Kontrollphase beinhaltet die Aufrechterhaltung eines angemessenen Gleichgewichts (nicht der Gleichheit) zwischen ATP und GTP. Jeder stimuliert die Synthese des anderen, indem er die Energie bereitstellt. Die Rückkopplungshemmung kontrolliert auch den verzweigten Teil, da GMP die Umwandlung von IMP zu XMP hemmt und AMP die Umwandlung von IMP zu Adenylosuccinat hemmt.

Man könnte sich vorstellen, dass die Kontrollen so funktionieren, dass, wenn nur eines der beiden Nukleotide benötigt würde, die de novo-Synthese aufgrund der hohen Konzentrationen des anderen teilweise gehemmt würde und das synthetisierte IMP auf die Synthese des benötigtes Nukleotid. Wenn beide Nukleotide in ausreichenden Mengen vorhanden wären, würde ihre synergistische Wirkung auf die Amidotransferase zu einer fast vollständigen Hemmung der Neusynthese führen.

De Novo-Synthese von Pyrimidinnukleotiden

Da Pyrimidinmoleküle einfacher sind als Purine, ist ihre Synthese einfacher, besteht aber immer noch aus leicht verfügbaren Komponenten. Glutamins Amidstickstoff und Kohlendioxid liefern die Atome 2 und 3 oder den Pyrimidinring. Sie tun dies jedoch, nachdem sie zuerst in Carbamoylphosphat umgewandelt wurden. Die anderen vier Atome des Rings werden von Aspartat versorgt. Wie bei Purinnukleotiden wird der Zuckerphosphatanteil des Moleküls von PRPP geliefert.

Carbamoylphosphat

Die Pyrimidinsynthese beginnt mit Carbamoylphosphat, das im Zytosol der Gewebe synthetisiert wird, die Pyrimidine bilden können (am höchsten in Milz, Thymus, Magen-Darm-Trakt und Hoden). Dabei wird ein anderes Enzym verwendet als das an der Harnstoffsynthese beteiligte. Carbamoylphosphatsynthetase II (CPS II) bevorzugt Glutamin gegenüber freiem Ammoniak und benötigt kein N-Acetylglutamat.

Bildung von Orotsäure

Carbamoylphosphat kondensiert mit Aspartat in Gegenwart von Aspartat-Transcarbamylase, um N-Carbamylaspartat zu ergeben, das dann in Dihydroorotat umgewandelt wird.

Beim Menschen sind CPSII-, asp-Transcarbamylase- und Dihydroorotase-Aktivitäten Teil eines multifunktionellen Proteins.

Die Oxidation des Rings durch ein komplexes, wenig verstandenes Enzym erzeugt das freie Pyrimidin, Orotsäure. Dieses Enzym befindet sich an der Außenseite der inneren Mitochondrienmembran, im Gegensatz zu den anderen zytosolischen Enzymen. Beachten Sie den Gegensatz zur Purinsynthese, bei der zuerst ein Nukleotid gebildet wird, während Pyrimidine zuerst als freie Base synthetisiert werden.

Bildung der Nukleotide

Orotsäure wird mit PRPP in ihr Nukleotid umgewandelt. OMP wird dann sequentiell – nicht in einem verzweigten Weg – in die anderen Pyrimidin-Nukleotide umgewandelt. Decarboxylierung von OMP ergibt UMP. O-PRT und OMP Decarboxylase sind ebenfalls ein multifunktionelles Protein. Nach der Umwandlung von UMP in das Triphosphat wird das Amid von Glutamin auf Kosten von ATP zugegeben, um CTP zu ergeben.

Steuerung

Die Kontrolle der Pyrimidinnukleotidsynthese beim Menschen wird hauptsächlich auf der Ebene des zytoplasmatischen CPS II ausgeübt. UTP hemmt das Enzym, kompetitiv mit ATP. PRPP aktiviert es. Es existieren auch andere sekundäre Kontrollstellen (z. B. wird die OMP-Decarboxylase durch UMP und CMP gehemmt). Diese sind unter normalen Umständen wahrscheinlich nicht sehr wichtig.

In Bakterien ist Aspartattranscarbamylase das Kontrollenzym. In Bakterien gibt es nur eine Carbamoylphosphat-Synthetase, da sie keine Mitochondrien haben. Carbamoylphosphat nimmt daher in diesen Organismen an einem verzweigten Stoffwechselweg teil, der entweder zu Pyrimidinnukleotiden oder Arginin führt.

Umwandlung von Nukleotiden

Die Monophosphate sind die de novo synthetisierten Formen, obwohl die Triphosphate die am häufigsten verwendeten Formen sind. Aber natürlich sind die drei Formen im Gleichgewicht. Es gibt mehrere Enzyme, die als Nukleosidmonophosphatkinasen klassifiziert werden und die allgemeine Reaktion katalysieren: (= stellt eine reversible Reaktion dar)

Base-Monophosphat + ATP = Base-Diphosphat + ADP

z.B. Adenylatkinase: AMP + ATP = 2 ADP

Es gibt ein anderes Enzym für GMP, eines für Pyrimidine und auch Enzyme, die die Desoxyformen erkennen.

In ähnlicher Weise werden die Diphosphate durch die Nukleosiddiphosphatkinase in die Triphosphate umgewandelt:

Es kann nur eine Nukleosiddiphosphatkinase mit breiter Spezifität geben. Man kann berechtigterweise von einem Pool von Nukleotiden im Gleichgewicht miteinander sprechen.

Bergung von Basen

Die Bergung von Purin- und Pyrimidinbasen ist für die meisten Gewebe ein äußerst wichtiger Prozess. Es gibt zwei verschiedene Wege, um die Basen zu retten.

Purine bergen

Der wichtigere Weg zur Bergung von Purinen verwendet Enzyme, die Phosphoribosyltransferasen (PRT) genannt werden:

PRTs katalysieren die Addition von Ribose-5-Phosphat an die Base von PRPP, um ein Nukleotid zu ergeben.:

Base + PRPP = Base-Ribose-Phosphat (BMP) + PPi

Wir haben bereits ein Beispiel für diesen Enzymtyp als einen normalen Bestandteil der De-novo-Synthese der Pyrimidin-Nukleotide gesehen, - O-PRT.

Als Bergungsprozess haben wir es jedoch mit Purinen zu tun. Es gibt zwei Enzyme, A-PRT und HG-PRT. A-PRT ist nicht sehr wichtig, da wir sehr wenig Adenin erzeugen. (Denken Sie daran, dass der Katabolismus von Adeninnukleotiden und Nukleosiden durch Inosin erfolgt). HG-PRT ist jedoch außerordentlich wichtig und wird sowohl durch IMP als auch GMP gehemmt. Dieses Enzym rettet direkt Guanin und indirekt Adenin. Denken Sie daran, dass AMP hauptsächlich aus IMP erzeugt wird, nicht aus freiem Adenin.

Lesch-Nyhan-Syndrom

HG-PRT weist einen Mangel an der Krankheit namens Lesch-Nyhan-Syndrom auf, einer schweren neurologischen Störung, deren offensichtlichste klinische Manifestation eine unkontrollierbare Selbstverstümmelung ist. Lesch-Nyhan-Patienten haben aufgrund einer im Wesentlichen unkontrollierten De-novo-Synthese sehr hohe Harnsäurewerte im Blut. (Es kann das 20-fache des normalen Preises betragen). Es gibt einen signifikanten Anstieg der PRPP-Spiegel in verschiedenen Zellen und eine Unfähigkeit, die IMP- und GMP-Spiegel über Rettungswege aufrechtzuerhalten. Beide Faktoren könnten zu einer Erhöhung der Aktivität der Amidotransferase führen.

Pyrimidine bergen

Eine zweite Art von Bergungsweg umfasst zwei Schritte und ist der Hauptweg für die Pyrimidine, Uracil und Thymin.

Base + Ribose-1-phosphat = Nukleosid + Pi (Nukleosidphosphorylase)

Nukleosid + ATP - Nukleotid + ADP (Nukleosidkinase - irreversibel)

Es gibt eine Uridin-Phosphorylase und -Kinase und eine Desoxythymidin-Phosphorylase und eine Thymidin-Kinase, die in Gegenwart von dR 1-P etwas Thymin zurückgewinnen können.

Bildung von Desoxyribonukleotiden

Die De-novo-Synthese und die meisten Rettungswege beinhalten die Ribonukleotide. (Ausnahme ist die oben angegebene geringe Menge an Thymin.) Desoxyribonukleotide für die DNA-Synthese werden aus den Ribonukleotiddiphosphaten (bei Säugetieren und E. coli) gebildet.

Ein basisches Diphosphat (BDP) wird an der 2'-Position des Riboseteils unter Verwendung des Proteins Thioredoxin und des Enzyms Nukleosiddiphosphatreduktase reduziert. Thioredoxin hat zwei Sulfhydrylgruppen, die während des Prozesses zu einer Disulfidbindung oxidiert werden. Um das Thioredoxin wieder in seinen reduzierten Zustand zu bringen, damit es wiederverwendet werden kann, werden Thioredoxinreduktase und NADPH benötigt.

Dieses System wird durch eine Vielzahl allosterischer Effektoren sehr streng kontrolliert. dATP ist ein allgemeiner Inhibitor für alle Substrate und ATP ein Aktivator. Jedes Substrat hat dann einen spezifischen positiven Effektor (ein BTP oder dBTP). Das Ergebnis ist eine Aufrechterhaltung eines geeigneten Gleichgewichts der Desoxynukleotide für die DNA-Synthese.

Synthese von dTMP

Die DNA-Synthese erfordert auch dTMP (dTTP). Dieses wird im de novo-Weg nicht synthetisiert und die Rückgewinnung ist nicht ausreichend, um die erforderliche Menge aufrechtzuerhalten. dTMP wird aus dUMP unter Verwendung des Folat-abhängigen Ein-Kohlenstoff-Pools erzeugt.

Da die Nukleosiddiphosphatreduktase gegenüber UDP nicht sehr aktiv ist, wird CDP zu dCDP reduziert, das in dCMP umgewandelt wird. Dieses wird dann desaminiert, um dUMP zu bilden. In Gegenwart von 5,10-Methylentetrahydrofolat und dem Enzym Thymidylat-Synthetase wird die Kohlenstoffgruppe sowohl auf den Pyrimidinring übertragen als auch weiter zu einer Methylgruppe reduziert. Das andere Produkt ist Dihydrofolat, das anschließend durch die Dihydrofolat-Reduktase zum Tetrahydrofolat reduziert wird.

Chemotherapeutika

Thymidylat-Synthetase reagiert besonders empfindlich auf die Verfügbarkeit des Folat-Ein-Kohlenstoff-Pools. Einige der Chemotherapeutika gegen Krebs stören diesen Prozess sowie die Schritte bei der Purinnukleotidsynthese, die den Pool beinhalten.

Chemotherapeutika gegen Krebs wie Methotrexat (4-Amino, 10-Methylfolsäure) und Aminopterin (4-Amino, Folsäure) sind strukturelle Analoga der Folsäure und hemmen die Dihydrofolatreduktase. Dies stört die Aufrechterhaltung des Folatpools und damit die de novo-Synthese von Purinnukleotiden und der dTMP-Synthese. Solche Mittel sind hochgiftig und werden unter sorgfältiger Kontrolle verabreicht.

Quizfragen

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Ätiologie und Pathogenese des systemischen Lupus erythematodes

Abschluss

Erhebliche Fortschritte beim Verständnis der Mechanismen der Lupus-Pathogenese haben die Wissensbasis geschaffen, die zukünftigen Fortschritten bei der Entwicklung zielgerichteter Therapien zugrunde liegen wird, um verbesserte Patientenergebnisse zu erzielen. 117, 118 Die Erkenntnis einer zentralen Rolle bei der Aktivierung des angeborenen Immunsystems, einschließlich der Rolle von Typ-I-IFN bei der Lupus-Pathogenese, ist ein großer Fortschritt der letzten Jahre. Der schnelle Fortschritt bei der Charakterisierung der genetischen Varianten, die mit einer Lupusdiagnose in Verbindung gebracht werden, hat starke Hinweise darauf geliefert, dass Veränderungen in molekularen Signalwegen, die die Genomintegrität, den Nukleinsäureabbau, die TLR-abhängige und -unabhängige Signalübertragung des angeborenen Immunsystems sowie die Aktivierungsschwellen und die Signaleffizienz von Lymphozyten regulieren sind wichtige Mechanismen, die die Krankheitsanfälligkeit bestimmen. Die Produkte des Immunsystems, einschließlich Autoantikörper und deren Immunkomplexe, Zytokine und Komplementkomponenten, bleiben zusammen mit entzündungsfördernden Mediatoren und reaktiven Sauerstoffprodukten, die von Neutrophilen und Makrophagen freigesetzt werden, wichtige Mediatoren von Gewebeschäden. Eine zusätzliche pathogene Rolle für nukleinsäurehaltige Immunkomplexe als Immunmodulatoren durch ihre wichtige Fähigkeit, auf endosomale TLRs zuzugreifen und sie zu aktivieren, sowie Einblicke in die Regulation endogener zytoplasmatischer Nukleinsäuren sind jedoch wichtige neue Konzepte, die zukünftige therapeutische Ansätze leiten können. Die gezielte Ausrichtung auf die Komponenten der Aktivierung des angeborenen Immunsystems, die den TLR-Signalweg beeinflussen, zusammen mit der Modulation der pathogenen T-Zell-Hilfe zur B-Zell-Differenzierung zu Autoantikörper-produzierenden Zellen, insbesondere solchen, die durch follikuläre T-Helferzellen vermittelt werden, scheint eine rationale therapeutische Strategie im Licht zu sein unseres aktuellen Verständnisses von pathogenen Mechanismen.

Die Referenzen zu diesem Kapitel finden Sie auch auf ExpertConsult.com.


Abschluss:

Zusammenfassend ist die Funktion von dNTPs in der PCR-Reaktion genauso wichtig wie Taq DNA-Polymerase.

Mit der Hilfe von Taq , dNTPs binden an den wachsenden DNA-Strang und erweitern ihn. Wenn Sie sich nicht mit all diesen Dingen herumschlagen möchten, können Sie ein gebrauchsfertiges PCR-Kit verwenden, das vorzuziehen ist. Sie müssen jedoch die manuelle Methode der Reagenzienvorbereitung erlernen.

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Kurze Hinweise zum genetischen Code | Zellen-Biologie

Lebewesen sind in ihrer Existenz auf Proteine ​​angewiesen, letztere produzieren Enzyme, die für alle chemischen Reaktionen notwendig sind. Strukturelle Informationen, die erforderlich sind, um die Synthese eines gegebenen Proteins zu spezifizieren, befinden sich im DNA-Molekül, das die von Watson und Crick (1953) vorgeschlagene räumliche Konfiguration einer Doppelhelix hat.

Die lineare Basensequenz in der DNA bildet das Alphabet (erblicher Schriftzug von 4 Basen – A, T, C, C), das für eine andere lineare Struktur, ein Protein, geschrieben in einem anderen Alphabet von 20 Aminosäuren ‘kodiert'.

Die eigentliche Informationsweitergabe erfolgt jedoch indirekt.DNA ist eine ‘tem­plate’ für die Bildung von RNAs, die in Ribosomen eingebaut werden und wiederum als Template für die Proteinsynthese dienen.

Alle Eigenschaften des Proteins, einschließlich seiner Sekundär- und Tertiärstruktur, werden letztendlich durch die chromosomale DNA bestimmt, und alle biologischen Eigenschaften werden wiederum durch die Aminosäuresequenz der Proteine ​​innerhalb eines Organismus, durch Proteinstruktur und Enzymaktivität bestimmt.

Der Begriff ‘Coding’ impliziert die Beziehung zwischen DNA und Protein. Durch die Codierung wird die im Vier-Alphabet der DNA enthaltene erbliche Schrift schließlich in die Proteinsprache umgewandelt, die aus dem Zwanzig-Buchstaben-Alphabet von Aminosäuren besteht.

Kolinearität von Gen und Polypep­tide:

1958 stellte Crick die Hypothese auf, dass die DNA die Sequenz von Aminosäuren in einem Polypeptid bestimmt. Grundlegend für diese Beziehung ist, dass sie beide eine lineare Struktur aufweisen, in einem Fall eine Nukleotidsequenz, im anderen Fall eine Aminosäuresequenz.

Durch den Vergleich der Nukleotidsequenz eines Gens mit der Aminosäuresequenz eines Proteins können wir direkt feststellen, ob das Gen und das Protein kolinear sind oder nicht. Ein Gen mit 3N Basenpaaren ist erforderlich, um für ein Protein aus N Aminosäuren zu kodieren.

Die Kolinearität von Gen und Protein wurde ursprünglich im Tryptophan-Synthetase-Gen von E. coli von Yanofsky und seinen Mitarbeitern unter Verwendung einer Polypeptidkette A des Tryptophan-Synthetase-Enzyms untersucht. Es wurde beobachtet, dass verschiedene Mutationen in der DNA-Sequenz in der gleichen Reihenfolge vorhanden waren, wie es bei den Veränderungen in der entsprechenden Aminosäuresequenz in der Polypeptidkette A beobachtet wird.

Die Rekombinationsentfernungen sind den tatsächlichen Entfernungen im Protein relativ ähnlich, daher besteht in diesem Fall eine große Ähnlichkeit zwischen der Rekombinationskarte und der physikalischen Karte.

Für eukaryontische Split-Gene mit Introns, bei denen nicht alle Basensequenzen in Proteinen in Aminosäuren translatiert sind, zeigt, dass die Kolinearität zwischen der Basensequenz des Gens und der Aminosäuresequenz im Protein unterbrochen, aber nicht verletzt werden kann.

Eigenschaften des genetischen Codes:

Code ist Triplet:

Untersuchungen wurden von Ochoa, Kornberg, Nirenberg, Brenner, Crick und anderen durchgeführt, um das Codierverhältnis zu ermitteln, d. h. die Anzahl von Einheiten in einem System, die erforderlich ist, um eine Einheit in dem anderen System zu spezifizieren. Sicherlich kann zwischen Nukleotiden und Aminosäuren keine Eins-zu-Eins-Entsprechung beobachtet werden.

Wenn jede Art von Nukleotid eine einzelne Aminosäure spezifiziert, könnten nur Proteine ​​konstruiert werden, die aus vier Aminosäuren bestehen. In ähnlicher Weise würde die Entsprechung einer Aminosäure zu zwei Nukleotiden eine größere Anzahl von Möglichkeiten ergeben, aber immer noch nicht genug, nur = 16.

Wenn jedoch ein dreistelliger Code verwendet wird, werden insgesamt = 64 Arten von Einheiten oder Codons erstellt (Abb. 15.1), mehr als genug, um zwanzig Aminosäuren zu codieren. Die überschüssigen vierundvierzig Tripletts wurden ursprünglich als Nonsense-Codons und die restlichen zwanzig als Sense-Codons angesehen.

Spätere Studien haben jedoch gezeigt, dass mehrere Tripletts für eine Aminosäure kodieren können. Daher ist die Zahl der Nonsens-Tripletts sehr gering. Einige der unsinnigen Tripletts könnten auch als ‘Satzzeichen’, das das Ende einer chemischen Nachricht bezeichnet.

Kritische Informationen über die Natur der codierenden Einheiten (d. h. der Code liegt in Tripletts vor) wurden aus Studien über die muta-hygenische Wirkung auf die Polynukleotidkette (DNA) gesammelt.

Die Anwendung von Mutagen führt zur Deletion oder Duplikation eines Nukleotidpaares oder mehrerer benachbarter Paare. Die Zugabe bzw. das Entfernen von einer bzw. zwei Basen bewirkt oft eine drastische Wirkung und der Organismus stirbt schließlich ab.

Die Addition oder Deletion von drei Basen zusammen bewirkt andererseits zwar Veränderungen im Verhalten des Organismus, führt jedoch nicht unbedingt zu einer tödlichen Wirkung, und der Organismus kann mit verändertem mutiertem Gewebe überleben.

(i) Der direkte und genaue Beweis, der das Triplett-Code-Konzept unterstützt, wurde von Crick et al. (1961) basierend auf ihren Experimenten an einem Virus, dem T4-Bakteriophagen (Abb. 15.2). Sie fanden heraus, dass die Behandlung mit einer Chemikalie namens Proflavin entweder eine Base in seinem DNA-Molekül hinzufügte oder entfernte, wodurch das Virus geschädigt wurde und eine veränderte oder mutierte Form des Virus resultierte.

Eine Zugabe, gefolgt von einer Entfernung der Base in der Nähe, führte zur Wiederherstellung des ursprünglichen Virus. Dies implizierte, dass die normalen Basensequenzen im DNA-Molekül durch die zweite Änderung wiederhergestellt worden waren.

Eine Deletion oder Insertion stört das Leseraster vollständig, wie am Beispiel der Basensequenz GTCCAGACC zu sehen ist. Normalerweise wird die Sequenz als GTC, CAG, ACC, … gelesen, aber mit dem Einfügen einer neuen Base T zwischen dem ersten und zweiten Nukleotid ergibt sie die Sequenz GTTCCAGACC … und führt zum Lesen in den Gruppen GTT, CCA, GAC, C … und gibt falsche Aminosäuren an.

Eine ähnliche Konsequenz ergibt sich aus einer Löschung. Das Kreuzen zwischen einer Addition und einer Deletion stellt den korrekten Leserahmen der Sequenz außer in der Region dazwischen wieder her. Es ist leicht zu erkennen, dass die Kombinationen von zwei Mutanten in Form von zwei Insertionen oder zwei Deletionen immer noch einen fehlplatzierten Leserahmen erzeugen.

Crick (1961) fand heraus, dass drei Additionen oder Deletionen benachbarter Nukleotide aufgrund der Wiederherstellung der normalen Basensequenz in der DNA zur Produktion des normalen Virus führten.

Somit lieferten Experimente, die zeigten, dass eine Kombination von drei Insertionen oder Deletionen einen Bakteriophagen von vollkommen normalem Aussehen hervorbrachte, und dass Rekombinanten, die Insertionen oder Deletionen in Zahlen enthalten, die nicht ein Vielfaches von drei waren, nur nicht-funktionelles oder falsches Protein, lieferten starke Beweise dafür, dass der genetische Code als Triplett-Code funktioniert oder dass ein Triplett von Nukleotiden ein Codon bildet.

(ii) Die Triplettnatur des Codes wurde weiter durch die Forschungsarbeit von Nirenberg und Leder (1965) bestätigt, die herausfanden, dass die Bindung von tRNA in Gegenwart von Dinukleotid-Messengern zwar möglich war, aber bevorzugt mit Trinukleotiden erfolgte.

Sie konnten die Bindung verschiedener Aminosäuren durch unterschiedliche Sequenzen der gleichen drei Basen stimulieren, was wiederum die Existenz eines Triplett-Codes glaubhaft machte.

Code ist nicht überlappend:

In der Natur gibt es immer eine Tendenz zur Sparsamkeit. Wie von Gamow in seiner Codierungshypothese ‘over­lapping’ vorgeschlagen, liegt der Code in Form von Tripletts vor, aber nicht in einer geraden Kette angeordnet. Es überlappt in den Regionen, in denen ein bestimmtes Nukleotid in mehr als einer kodierenden Einheit dient.

Gamow schlug auf der Grundlage von zwei Merkmalen einen überlappenden Code vor:

(a) Der Abstand zwischen zwei Basen in einem DNA-Molekül beträgt 3.4A

(b) Auch in einem Proteinmolekül beträgt der Abstand zwischen zwei benachbarten Aminosäuren 3,4 A.

Dies kann sowohl bei Monokodierung als auch bei überlappender Kodierung erklärt werden, aber dies ist bei einer geradkettigen Triplettkodierung ziemlich unausführbar. Im nicht überlappenden Code würden sechs Nukleotide für zwei Aminosäuren kodieren, während im Fall des überlappenden Codes bis zu vier kodieren (Abb. 15.3).

Im nicht überlappenden Code wird jeder Buchstabe nur einmal gelesen, während er im überlappenden Code dreimal gelesen würde, jedes Mal als Teil verschiedener Wörter. Mutationsänderungen in einem Buchstaben würden nur ein Wort im nicht überlappenden Code betreffen, während sie drei Wörter im überlappenden Code betreffen würden.

Es gibt Hinweise auf eine nicht überlappende Natur des genetischen Codes.

(i) Die experimentellen Beweise von Crick (1961) argumentierten zwingend gegen einen überlappenden Code und untermauerten durch ihre Forschung die Argumente früherer Wissenschaftler zugunsten eines nicht überlappenden Codes. Sie begannen mit einem Botenstoff bekannter Triplett-Sequenz und nutzten diesen, um ein bestimmtes Protein zu synthetisieren.

Beim Hinzufügen eines Nukleotids konnte das partikuläre Protein nicht mehr synthetisiert werden. Das Ergebnis blieb auch bei Zugabe eines zweiten Necleotids unverändert. Die richtige Funktion des Nukleotids wurde jedoch durch Einführung eines dritten Nukleotids wiederhergestellt.

Eine gegebene Nukleotidsequenz ACTACTACTACT trägt die Codons ACT, ACT, ACT, ACT unter den nicht überlappenden kodierenden Systemen. Eine Insertion eines Nukleotids G zwischen dem ersten C und dem ersten T ändert unter einem solchen System die Nukleotidsequenz in ACGTACTACTACT und die Codonsequenzen in ACG, TAG, TAG, TAG, T.

Die Synthese des ursprünglichen Proteins findet nach der Zugabe eines Nukleotids nicht statt. Stattdessen produziert die veränderte Aminosäurekette ein ganz anderes Protein. Ein zweites Einfügen eines weiteren Nukleotids G zwischen das erste C und das erste G der zuvor veränderten Nukleotidkette führt zu einer neuen Nukleotidsequenz ACGGTACTACTACT und der entsprechenden Codonsequenz ACG, GTA, CTA, CTA, CT.

Das jeweilige Protein kann immer noch nicht synthetisiert werden. Eine dritte Nukleotidaddition, eine Insertion von Nukleotid G, am Anfang der Nukleotidkette, die nach dem letzten Schritt verfügbar ist, bewirkt, dass sie als GAGGGTACTACTACT gelesen wird und die entsprechende verfügbare Codonkette ist GAC, GGT, ACT, ACT, ACT.

Die dritte Addition hat den größten Teil der ursprünglichen Triplett-Sequenz wiederhergestellt. Die Deletion von Basen aus der DNA hat die gleiche Wirkung wie die Deletion. Die dritte Deletion stellt jedoch den größten Teil des Leserasters wieder her und ermöglicht eine Sequenz von Aminosäuren, die sich geringfügig von ihrer ursprünglichen unterscheidet. Dies deutet darauf hin, dass der Code nicht überlappend ist.

(ii) Ein weiterer Beweis, der die Existenz eines nicht überlappenden Codes unterstützt, wird durch die Wirkung von Single-Site-Mutationen geliefert.

Eine einzelne Mutation in einem überlappenden Kodiersystem würde unweigerlich zwei oder mehr benachbarte Aminosäuren in der Nukleotidkette beeinflussen. Eine Mutation vom ersten G nach C in der Nukleotidsequenz ATGATGATG bewirkt nur im Fall eines nicht überlappenden Codes eine Änderung in einem Codon. Die ursprüngliche Codonsequenz von ATG, ATG, ATG führt nach einer einzelnen Mutation zu einer Codonsequenz ATC, ATG, ATG.

Wenn der Code jedoch überlappend war, ändert sich die ursprüngliche Codonsequenz ATG, TGA, GAT, ATG, TGA, GAT, ATG in die Codonsequenz ATC, TGA, CAT, ATC, TGA, GAT, .ATG. Als Folge einer einzelnen Mutation finden drei Veränderungen statt. In der Codon-Sequenz, wenn der überlappende Code in Betrieb ist.

Bei einem nicht überlappenden Code wäre nur eine Änderung zu erwarten. Da in den experimentellen Studien der Single-Site-Mutation nur sin­gle-Aminosäureänderungen beobachtet wurden, verstärkt dieser Beweis die Existenz eines nicht überlappenden Codes.

(iii) Brenner (1957) kam auf der Grundlage aller veröffentlichten Daten über die Studien der Aminosäuresequenz in Proteinen zu dem Schluss, dass es keine verbotenen Zonen in Proteinen gab und benachbarte Aminosäuren ausnahmslos von nicht verwandten Nukleotidgruppen kodiert wurden .

Es wurde weiter festgestellt, dass keine spezifische Aminosäure immer die gleichen nächsten Nachbarn hat und die Aminosäuresequenzen scheinen fast vollständig zufällig zu sein. Solche Enthüllungen wären nicht möglich gewesen, wenn der Code sich überschneidend gewesen wäre.

(iv) Yanofsky (1963) lieferte vielleicht den überzeugendsten verfügbaren Beweis, der jeden überlappenden Code ausschließt. In seinen Studien sowohl der Mutation als auch der Rekombination durch Transduktionstechniken stellte er fest, dass in jedem Protein mit einer anderen Aminosäure an einer bestimmten Position die Aminosäuren auf beiden Seiten unverändert blieben.

Code ist entartet:

Manchmal kodieren drei oder vier Triplett-Codons für eine bestimmte Aminosäure. Ein solcher genetischer Code, bei dem es mehr als einen Triplett-(Codon-)Code für eine einzelne Aminosäure gibt, wird als Degen­erate-Code bezeichnet. Von möglichen 64 verschiedenen Codons codieren 61 Codons für verschiedene Aminosäuren.

Da es 20 Aminosäuren gibt, ist es offensichtlich, dass mehr als ein Codon oder Triplett für eine Aminosäure kodiert. Wenn jede Aminosäure durch ein einzelnes Codon codiert wird, sind 44 von 64 Codons nutzlose oder Nonsense-Codons.

Zahlreiche Beweise weisen darauf hin, dass der genetische Code degeneriert ist.

(i) Wenn nur zwanzig Tripletts sinnvoll gewesen wären und die restlichen vierundvierzig unsinnig geblieben wären, dann könnten Mutationen in einer Chromosomenlänge nur an sehr begrenzten Stellen auftreten, die ein Drittel der Länge ausmachen und nicht über ihre gesamte Länge.

Aber die Rate der spontanen Mutation sowie die Ergebnisse der induzierten Mutation durch Röntgenstrahlen haben gezeigt, dass fast die gesamte Chromosomenstelle mutiert werden kann. Es ist möglich, wenn nur, wenn der Code degen­rate ist. Obwohl jedoch die degenerierte Natur des Codes festgestellt wurde, kann die Anwesenheit einer großen Anzahl von wiederholten Sequenzen Hauptsegmente von Chromosomen nicht veränderbar machen.

(ii) Wenn zwei Basen U und C in einem 3:1-Verhältnis in RNA synthetisiert werden, können die möglichen Tripletts und ihre Häufigkeit mathematisch bestimmt werden:

UUU = 3/4 x 3/4 x 3/4 = 27/64 UUC = 3/4 x 3/4 x 1/4 = 9/64 UCU = 3/4 X 1/4 X 3/4 = 9/ 64 CUU = 1/4 x 3/4 x 3/4 = 9/64 UCC = 3/4 x 1/4 X 1/4 = 3/64 CUC = 1/4 x 3/4 X 1/4 = 3 /64 CCU = 1/4 x 1/4 x 3/4 = 3/64 CCC = 1/4 X 1/4 X 1/4 = 1/64.

mRNA dieser Zusammensetzung sollte den Einbau von acht Aminosäuren leiten, aber tatsächlich wurden nur vier Aminosäuren in der Proteinkette nachgewiesen, was die degenerierte Natur des Codes anzeigt, dh einige der Codons haben in diesem Fall den Einbau derselben gesteuert Aminosäure.

(iii) Nach der Wobble-Hypothese von Crick (1966) haben die ersten beiden Basen des Triplett-Codon-Paares nach den vorgegebenen Regeln, also A mit U und G mit C, aber die dritte Base viel mehr Bewegungsfreiheit als die die anderen beiden wackeln und erlauben mehr als eine Art von Pair&Shying an dieser Position. Somit erklärt die Wobble-Hypothese die Entartung des Codes in gewissem Maße.

Manchmal wird argumentiert, dass die dritte Base eines Codes nicht sehr wichtig ist und dass die Spezifität eines Codons insbesondere durch die ersten beiden Basen bestimmt wird. Es wurde gezeigt, dass dieselbe tRNA mehr als ein Codon erkennen kann, das sich nur an der dritten Position unterscheidet. Diese Paarung ist nicht sehr stabil und wird aufgrund des Wackelns bei der Basenpaarung an dieser dritten Position zugelassen.

Crick schlug 1965 eine Hypothese namens Wobble-Hypothese vor, um dieses Phänomen zu erklären. Er entdeckte, dass, wenn U an der ersten Position des Anticodons vorhanden ist, es entweder mit A oder G an der dritten Position des Codons paaren kann. Ähnlich verhält es sich mit G, das im Anticodon gefunden wird und entweder mit C oder U des Codons paaren kann (Tabelle 15.1 A).

Die Wobble-Hypothese visualisiert, dass viele Codons aufgrund der nicht restriktiven räumlichen Beschränkungen für die entsprechende Base im Anticodon Mutationen an der dritten Basenstelle tolerieren können. Das dritte Nukleotid in vielen Codons wurde besser vertragen und konnte ohne Schaden ersetzt werden.

Die entsprechende Base im Anticodon würde wackeln und sich anpassen. Diese Art des Wobbelns ermöglicht eine Einsparung der Anzahl von tRNA-Molekülen, da mehrere Codons, die für dieselbe Aminosäure bestimmt sind, von derselben tRNA erkannt werden.

Code ist ohne Komma:

Ein kommaloser Code bedeutet, dass zwischen zwei Wörtern keine Satzzeichen und Zeichen benötigt werden. Mit anderen Worten, wir können sagen, dass nach der Kodierung einer Aminosäure die zweite Aminosäure automatisch durch die nächsten drei Buchstaben kodiert wird und keine Buchstaben verschwendet werden (Abb. 15.4).

Der Code für ein gesamtes Polypeptid mit mehreren Aminosäuren wird jedoch immer durch ein Nonsense-Codon terminiert, das in der codierenden Terminologie als Punkt dient.

Funktioniert der genetische Code mit Kommas, dient ein bestimmtes Nukleotid als Satzzeichen. Durch Experimente wurde festgestellt, dass Poly-A (AAA) für Lysin, Poly-C (CCC) für Prolin und Poly-U (UUU) für Phenylalanin kodiert, was bedeutet, dass die Kommas nicht aus A, C und bestehen u.

Code ist nicht mehrdeutig:

Mehrdeutigkeit bedeutet, dass ein einzelnes Codon für mehr als eine Aminosäure kodieren kann. Eindeutig bedeutet, dass es keine Mehrdeutigkeit über ein bestimmtes Codon gibt. Ein bestimmtes Codon kodiert immer für dieselbe Aminosäure.

Der genetische Code ist im Allgemeinen eindeutig und kann experimentell bestätigt werden, indem ein spezifischer einzelner Triplett-Ribosom-Komplex verwendet wird, der die Bindung spezifischer tRNA steuert. Zum Beispiel steuert der UUU-Triplett-Ribosom-Komplex die Bindung von Phenylalanin-tRNA und der AAA-Triplett-Ribosom-Komplex steuert die Bindung der Lysin-tRNA.

Auf ähnliche Weise wurden unter Verwendung der Tripletts bekannter Sequenz die Codons für Valin, Cystein, Leucin und einige andere Aminosäuren bestimmt, wodurch die eindeutige Natur des genetischen Codes unter natürlichen physiologischen Bedingungen eindeutig nachgewiesen wurde.

Code ist universell:

Der genetische Code ist universell. Das bedeutet, dass in allen Organismen, vom Menschen bis zum Virus, dasselbe Codon für dieselbe Aminosäure kodiert.

Die universelle Natur des genetischen Codes wurde experimentell nachgewiesen.

(i) Der entscheidende Punkt im genetischen Code ist das Einpassen von tRNA mit spezifischem Anticodon in das Codon der mRNA.

Wenn also mRNA aus einem Eukaryoten und tRNA aus einem Prokaryoten entnommen wird und die Proteinsynthese als in der mRNA kodiert übertragen werden könnte, dann kann nachgewiesen werden, dass der Code universell ist, wenn mRNA und Ribosom aus E. coli entnommen werden und Aminosäuren und tRNA aus Ratte, Pro­tein-Synthese kann wie in der mRNA von E. coli kodiert durchgeführt werden. Dies gilt auch umgekehrt.

Von Ehrenstein und Lipmann fanden, dass E. coli-tRNA, zu der markierte Aminosäuren hinzugefügt wurden, Hämoglobin bildet, wenn sie mit der mRNA und Ribosomen von Kaninchen-Retikulozyten inkubiert wird.

Die Präzision, mit der diese interspezifische Anlagerung stattfindet, wurde gezeigt, indem man Cystein in Alanin in Aminosäure-aktivierten tRNAcys umwandelte und dann beobachtete, dass dieses Alanin nun in Peptidpositionen eingefügt wurde, die normalerweise von Cystein besetzt sind, also dem Anticodon des Cystein- Die tRNA einer Bakterienart erkannte das Cystein-Codon der Säuger-mRNA, obwohl die tRNA eine Alanin-Aminosäure trug.

(ii) Die tRNA von E. coli, Xenopus laevis und Meerschweinchen bindet an dieselben Trinukleotide, wie von Nirenberg et al. gezeigt, was die Universalität des Codes anzeigt.

(iii) Studien von Merril und Mitarbeitern (1971) zeigten, dass in menschlichen Gewebekulturzellen nach Infektion mit ein Virus, das das E. coli gal+-Gen trägt. Dies ist ein starker Beweis für die Universalität des Kodex.

(iv) Die korrelierten Nukleotid- und Aminosäuresequenzen in den überlappenden Genen des DNA-Bakteriophagen x 174 und in dem für das Kapsidprotein kodierenden Gen des RNA-Bakteriophagen MS2 zeigen an, dass der genetische Code universell ist.

(v) Einheitlichkeit in der Aminosäuresequenz von homologen Proteinen, z. B. Cytochrom c, gesammelt von weit divergenten Spezies wie Mensch, Pferd, Huhn, Hefe und Bakterien, zeigte Universalität des genetischen Codes.

(vi) Schließlich wurden Gene aus menschlichen und anderen Organismen in E. coli und solche aus Bakterien und anderen Organismen in Pflanzen exprimiert.In jedem dieser Fälle war das von einem Gen im neuen Organismus produzierte Polypeptid identisch mit dem, das es im Ursprungsorganismus produzierte.

Ausnahmen des genetischen Codes:

Ein Triplett-Codon erfordert seine eigene tRNA mit einem komplementären Anticodon oder eine einzelne tRNA antwortet auf beide Mitglieder eines Codon-Paares oder auf alle (oder zumindest einige) der vier Mitglieder einer Codon-Familie. Oft kann eine tRNA mehr als ein Codon erkennen, d. h. das Codon ist degeneriert.

Dies bedeutet, dass die Base an der ersten Position des Anticodons in der Lage sein muss, alternative Basen an der entsprechenden dritten Position des Codons zu koppeln. In solchen Fällen kann es zu Unterschieden in der Effizienz der alternativen Erkennungsreaktionen kommen (allgemein übliche Codons werden in der Regel effizienter gelesen).

Zusätzlich zu den Konstruktionen eines Satzes von tRNAs, die alle Codons erkennen können, kann es mehrere tRNAs geben, die auf dasselbe Codon reagieren. Die Vorhersagen der Wobble-Paarung stimmen sehr gut mit den beobachteten Fähigkeiten fast aller tRNAs überein. Es gibt jedoch Ausnahmen, in denen die von einer tRNA erkannten Codons von denen abweichen, die von den Wobble-Regeln vorhergesagt werden.

Solche Effekte resultieren wahrscheinlich aus dem Einfluss benachbarter Basen und/oder der Konformation der Anticodon-Schleife in der gesamten Tertiärstruktur der tRNA. Tatsächlich ist die Bedeutung der Struktur der Anti&Shycodon-Schleife der Idee der Wobble-Hypothese selbst inhärent.

Eine weitere Unterstützung für die Beeinflussung der umgebenden Struktur wird durch die Isolierung gelegentlicher Mutanten bereitgestellt, bei denen eine Änderung einer Base in einer anderen Region des Moleküls die Fähigkeit des Anticodons verändert, Codons zu erkennen.

Eine weitere unerwartete Paarungsreaktion wird durch die Fähigkeit des bakteriellen Initiators fMet-tRNA ƒmet, sowohl AUG als auch GUG zu erkennen, vorausgeschickt. Dieses Fehlverhalten betrifft die dritte Base des Anticodons. Obwohl der genetische Code nicht mehrdeutig ist, codiert GUG jedoch für Methionin, wenn es als Initiatorcodon verwendet wird, aber es codiert für Valin, wenn es an der Interkalarposition vorhanden ist, was seine mehrdeutige Natur anzeigt.

Die Universalität des genetischen Codes ist bemerkenswert, aber es gibt einige Ausnahmen. Sie neigen dazu, die Codons zu beeinflussen, die an der Initiation oder Terminierung beteiligt sind, und resultieren aus der Produktion (oder Abwesenheit) von tRNAs, die bestimmte Codons repräsentieren. Fast alle in Hauptgenomen gefundenen Veränderungen betreffen Terminationscodons.

Im Prokaryoten Mycoplasma capricolum wird UGA nicht zur Termination verwendet, sondern kodiert für Tryptophan. Tatsächlich ist es das vorherrschende Trp-Codon und UGG wird nur selten verwendet. Es existieren zwei Trp-tRNA-Spezies mit den Anticodons UCA (liest UCA und UGG) und CCA (liest nur UGG).

Einige Ciliaten (einzellige Protozoen) lesen UAA und UAG als Glutamin anstelle von Terminationssignalen. Tetrahymena thermophile, einer der Ciliaten, enthält drei tRNAglu-Spezies. Man erkennt die üblichen Codons CAA und CAG für Glutamin, man erkennt sowohl UAA als auch UAG (gemäß der Wobble-Hypothese) und letzterer erkennt nur UAG.

Wir gehen davon aus, dass der Freisetzungsfaktor eRF im Vergleich zu anderen Eukaryoten eine eingeschränkte Spezifität besitzt.

Bei einem anderen Ciliaten (Euplotes octacarinatus) kodiert UGA für Cystein. Als Terminationscodon wird nur UAA verwendet und UAG wird nicht gefunden. Die Bedeutungsänderung von UGA könnte durch eine Modifikation des Anticodons von tRNAcys begleitet werden, damit UGA mit den üblichen Codons UGU und UGC gelesen werden kann.

Die einzige Substitution bei der Codierung von Aminosäuren findet in einer Hefe (Candida) statt, wobei CUG Serin anstelle von Leucin bedeutet (und UAG als Sense-Codon verwendet wird).

Alle diese Veränderungen sind sporadisch, das heißt, sie scheinen in bestimmten Evolutionslinien unabhängig aufgetreten zu sein. Sie können auf Terminationscodons konzentriert sein, da diese Veränderungen keine Substitution einer Aminosäure durch eine andere beinhalten. Somit könnten die unterschiedlichen Verwendungen der Terminationscodons ihre ‘Capture’ für normale Codierungszwecke.

Ausnahmen vom universellen genetischen Code kommen auch in den Mitochondrien mehrerer Arten vor.

Die früheste Änderung war die Verwendung des uni­versalen Stopcodons UGA, um für Tryptophan zu codieren, das allen (nicht-pflanzlichen) Mitochon­drien gemeinsam ist. Es ist nicht wahrscheinlich, dass UGA im universellen Code für Trypto­phan kodiert, aber in der zytoplasmatischen Translation in Termination geändert wurde, da es ein Stoppcodon in Bakterien, Pflanzenmitochondrien und Kerngenomen ist.

Abweichungen vom universellen Code, alle in nicht-pflanzlichen Mitochondrien, sind CUN (Leucin) für Threonin (in Hefen), AAA (Lysin) für Asparagin (in Platyhelminthes und Stachelhäuter), UAA (Stop) für Tyrosin (in Planaria) und AGR (Arginin) für Serin (in mehreren Tierordnungen und für Stop (bei Wirbeltieren) [N = A, U, G oder CR = A oder G) (Tabelle 15.1B).

Die Mitochondrien von Pflanzen und Protozoen unterscheiden sich darin, tRNAs zu importieren und zu nutzen, die sowohl vom nukleären als auch vom mitochondrialen Genom kodiert werden, während in tierischen Mitochondrien alle tRNAs von der Organelle kodiert werden.

Die geringe Anzahl von tRNAs, die vom mitochondrialen Genom kodiert werden, unterstreicht ein wichtiges Merkmal des mitochondrialen genetischen Systems – die Verwendung eines etwas anderen genetischen Codes, der sich vom universellen Code unterscheidet, der sowohl von prokaryotischen als auch von eukaryotischen Zellen verwendet wird.

Einige dieser Änderungen machen den Code einfacher, indem sie zwei Codons mit unterschiedlichen Bedeutungen durch ein Paar mit einer einzigen Bedeutung ersetzen. Paare, die so behandelt werden, umfassen UGG und UGA, beide Trp anstelle eines Trp und einer Termination) und AUG und AUA (beide Met anstelle von einem Met und einem anderen Lüge).

Den Veränderungen geht typischerweise der Verlust eines Codons aus allen codierenden Sequenzen in einem Organismus oder einer Organelle voraus, oft als Folge eines direktionalen Mutationsdrucks, begleitet vom Verlust der tRNA, die das Codon übersetzt.

Der Code taucht später durch die Umwandlung eines anderen Codons und das Auftauchen einer tRNA wieder auf, die das wieder aufgetauchte Codon mit einer anderen Zuordnung übersetzt. Auch Änderungen der Release-Faktoren tragen zu dieser überarbeiteten Zuordnung bei. So ist der genetische Code, der früher als eingefroren galt, heute in einem Entwicklungsstadium.

Entschlüsselung des genetischen Codes:

Es war nicht möglich zu sagen, welches Codon der möglichen 64 Codons für welche der 20 Aminosäuren kodieren sollte, bis der erste Hinweis auf dieses Problem kam, als M. W. Nirenberg ein in vitro-System zur Synthese eines Polypeptids unter Verwendung eines künstlich synthetisierten mRNA-Moleküls verwendete.

1961 charakterisierten Nirenberg und Mathaei die ersten spezifischen kodierenden Sequenzen, die bei der Analyse des genetischen Codes halfen.

Ihr Erfolg bei der Entschlüsselung von Code war von zwei experimentellen Systemen abhängig:

(i) In vitro (zellfreies) Proteinsynthesesystem,

(ii) Ein Enzym, Polynukleotid-Phosphorylase, das die Synthese von synthetischen mRNAs ermöglichte. Diese mRNAs dienten als Matrizen für die Polypeptidsynthese im zellfreien System.

Das Enzym Polynukleotid-Phosphorylase wirkt in Bakterien metabolisch, um RNA abzubauen, aber bei hohen Konzentrationen an Ribo­nukleotid-Diphosphaten kann die Reaktion ‘erzwungen’ in die entgegengesetzte Richtung, um RNA zu synthetisieren.

Wie die RNA-Polymerase erfordert sie keine DNA-Matrize, jede Zugabe von Ribonukleotid erfolgt zufällig basierend auf der relativen Konzentration der vier Ribonukleosiddiphosphate, die den Reaktionsmischungen zugesetzt werden. Die Wahrscheinlichkeit der Insertion eines spezifischen Ribonukleotids ist proportional zur Verfügbarkeit dieses Moleküls im Verhältnis zu anderen verfügbaren Ribonukleotiden.

Das zellfreie System für die Proteinsynthese und die Verfügbarkeit synthetischer mRNAs boten ein Mittel zur Entschlüsselung der Ribonukleotid-Zusammensetzung verschiedener Tripletts, die für spezifische Aminosäuren kodieren.

Homopolymere Technik (Poly U Experiment):

In ihren ersten Experimenten synthetisierten Nirenberg und Mathaei RNA-Homopolymere, die jeweils nur aus einer Art von Ribonukleotid bestehen, dh die im in vitro-System produzierte mRNA ist entweder UUUUU …, AAAAA …, CCCCC … oder GGGGG … Beim Testen jeder mRNA war es sehr einfach zu bestimmen, welche Aminosäure in die Polypeptidkette eingebaut wurde.

Verschiedene Aminosäuren wurden unter Verwendung von 14 C markiert und separat durch radioaktives Zählen getestet. In der synthetisierten RNA, die nur Uracil verwendet, gab es über die gesamte Länge der mRNA keine andere Base und das einzig mögliche Triplett war UUU.

Wenn ein solches Poly-U (RNA) bei der Synthese eines Polypeptids verwendet wurde (unter Verwendung aller Extrakte aus E. coli und Bereitstellung aller erforderlichen Komponenten der Proteinsynthesemaschinerie), wurde nur Polyphenylalanin synthetisiert, was bedeutet, dass die einzige kodierte Aminosäure war Phenylalanin.

Daraus wurde sofort geschlossen, dass die eingegebene UUU für die Aminosäure Phenylalanin kodiert. Anschließend ergab Poly A Polylysin und Poly C ergab Polyprolin. Daher wurde UUU Phenylalanin, AAA Lysin und CCC Pro­lin zugeordnet. Aber das Poly G diente nicht als Vorlage, da es auf sich selbst gefaltet wird, für diese Aufgabe wurde eine andere Methode verfolgt.

Heteropolymere (zufällig): Mischcopolymere-Technik:

Die Untersuchung von Polynukleotiden wurde mit Copolymeren als synthetischen Botenstoffen, die zwei oder mehr Basen in einem bestimmten Verhältnis im zellfreien System enthalten, erweitert. Diese zufällig synthetisierten Polynukleotide führten zu einem direkten Einbau von Aminosäuren in Protein auf eine Weise, die anzeigte, dass eine Anzahl verschiedener Codewörter an der Bindung verschiedener Aminosäuren beteiligt sind.

In zellfreier Kultur konnten mit diesen synthetischen Polyribonukleotiden die verschiedenen Aminosäuren, die in einen Botenstoff eingebaut wurden, eindeutig mit den erwarteten Variationen in der Häufigkeit verschiedener Tripletts in den synthetischen Copolymeren korreliert werden. Somit zeigte dieses Experiment den Weg zur Ableitung der Nukleotidzusammensetzung von Tripletts für jede der Aminosäuren.

Nirenberg, Mathaei und Ochoa führten ihre Experimente mit den RNA-Heteropolymeren in dieser Technik durch, zwei oder mehr verschiedene Ribonukleosiddiphosphate wurden in Kombination hinzugefügt, um die künstliche Botschaft zu bilden. Die Häufigkeit eines bestimmten Triplett-Codons auf der synthetischen mRNA hing vom relativen Anteil der Ribo- und Nukleotidaddition im zellfreien System ab.

Der Prozentsatz des Einbaus einer bestimmten Aminosäure in die Polypeptidkette könnte zur Vorhersage gegen ein bestimmtes Triplett-Codon verwendet werden.

Beispielsweise werden in einem System A und C im Verhältnis 1 A: 5C zugegeben. Nun wird die Insertion eines Ribonu­cleotids an einer beliebigen Position entlang des RNA-Moleküls während seiner Synthese durch das Verhältnis von A:C bestimmt. Daher gibt es eine 1/6-Chance für ein A und eine 5/6-Chance für ein C, jede Position zu besetzen.

Auf dieser Grundlage können wir die Häufigkeit eines beliebigen Tripletts berechnen, das in der Nachricht erscheint. Bei AAA beträgt die Häufigkeit (1/6) 3 oder 0,4%. Bei AAC, ACA und CAA sind die Frequenzen identisch (1/6) 3 x 5/6 bzw. 2,3%, alle drei zusammen sind es 6,9%. Auf die gleiche Weise wird 1A:2C berechnet, was 1/6 x (5/6) 2 oder 11,6% oder insgesamt 34,8% beträgt, während CCC (5/6)3 oder 57,9% der Tripletts ist.

Durch Untersuchen des Prozentsatzes einer beliebigen gegebenen Aminosäure, die in das unter der Anleitung dieser Botschaft synthetisierte Protein eingebaut ist, ist es nun möglich, eine wahrscheinliche Basenzusammensetzung vorzuschlagen. Da Prolin zu 69 % auftritt, kann abgeleitet werden, dass Prolin wahrscheinlich von CCC (57,9 %) und auch von einem der Triplettcodes 1A : 2C-Sorte (11,6 %) codiert wird, d. h. 57,9 + 11,6.

Der Histidin-Einbauprozentsatz beträgt 14%, was wahrscheinlich von einer 1A:2C-Kategorie und einer anderen 1C:2A-Kategorie (11,6+2,3)% kodiert wird. Threonin weist einen Einbau von 12% auf, d. h. wahrscheinlich wird es von einer 1A:2C-Kategorie kodiert. Asparagin und Glutamin scheinen von einem der 1C:2A-Tripletts kodiert zu werden und Lysin scheint von AAA kodiert zu werden.

Unter Verwendung von bis zu allen vier Ribonukleotiden, um diese Art von zufälligen Heteropolymeren aus synthetischer mRNA zu konstruieren, konnte die Zusammensetzung von Triplett-Codewörtern bestimmt werden, die allen 20 Aminosäuren entsprechen (Tabelle 15.2).

Heteropolymere (bestellt): Repea­ting Copolymers Technique:

In den frühen 1960er Jahren konnte H. G. Khorana chemisch lange RNA-Moleküle synthetisieren, die aus kurzen, vielfach wiederholten Sequenzen bestanden. Die kurzen Sequenzen bestanden aus Di-, Tri- oder Tetranukleotiden, die vielfach repliziert und schließlich enzymatisch zu den langen Polynukleotiden verbunden wurden.

Die Dinukleotid-Wiederholungen werden für zwei verschiedene Aminosäuren transhyliert. Trinukleotid-Wiederholungen werden in 3 potentielle Tripletts umgewandelt, abhängig von dem Punkt, an dem die Initiation stattfindet und ein Tetranukleotid erzeugt vier sich wiederholende Tripletts.

Wenn diese synthetischen mRNAs zu einem zellfreien System hinzugefügt wurden und der Aminosäureeinbau angepasst wurde, können die Schlussfolgerungen aus der Zusammensetzungszuordnung und der Triplettbindung gezogen werden, und spezifische Zuordnungen waren möglich.

Wenn die sich wiederholende Dinukleotidsequenz UCUCUCUC… ist, produziert sie die Tripletts UCU und CUC – sie können Leucin und Serin in das Polypeptid einbauen. Wenn die sich wiederholende Trinukleotidsequenz UUCUUCUUC… ist, gibt es drei mögliche Tripletts: UUC, UCU und CUU, je nach Initiationspunkt und sie können Phenylalanin, Serin und Leucin enthalten.

Aus den obigen beiden Ergebnissen kann geschlossen werden, dass UCU und CUC für Serin und Leucin kodieren und auch entweder UUC oder CUU für Serin oder Leucin kodieren, während die anderen für Phenylala­nin kodieren. Wenn die Tetra-Nukleotidsequenz UUAC wiederholt wird, produziert sie außerdem die UUA, UAC, ACU und CUU.

Hier sind die eingebauten Aminosäuren Leucin, Threonin und Tyrosin. In den obigen beiden Fällen ist der gemeinsame Code CUU und die gemeinsame eingebaute Aminosäure ist Leucin, so dass geschlossen werden kann, dass CUU für Leucin kodiert.

Aus diesen Experimenten kann nun logischerweise festgestellt werden, dass UCU für Serin kodiert und der Rest UUC für Phenylalanin kodiert und auch die CUC für Leucin kodiert (Tabelle 15.3).

Auf diese Weise bestätigte Khorana durch logische Interpretationen bereits entzifferte Tripletts und füllte Lücken, die von anderen Ansätzen übrig blieben (Tabelle 15.4).

Drillings-Bindungstechnik:

Nirenberg und Leder fanden 1964 heraus, dass bei Verwendung eines synthetischen Trinukleotids für eine bekannte Sequenz mit Ribosomen und einer bestimmten Aminoacyl-tkNA diese einen Komplex bilden, vorausgesetzt, das verwendete Codon kodiert für die Aminosäure, die an die gegebene Aminoacyl-tRNA gebunden ist .

Um den Code für alle 20 Aminosäuren zu erarbeiten, mussten alle möglichen 64 Tripletts in zellfreier Kultur ausprobiert werden.

Im Experiment wurden 20 Proben der Mischung aller 20 Aminosäuren entnommen und in jeder Probe wurde eine Aminosäure so radioaktiv gemacht, dass jede einzelne Aminosäure in der einen oder anderen Probe radioaktiv ist und keine zwei Proben haben die gleiche radioaktive Aminosäure. Zum Beispiel wurde in einem Satz Valin markiert und die restlichen 19 blieben unmarkiert.

In ähnlicher Weise wurde in einem anderen Satz Lysin markiert und der Rest 19 blieb unmarkiert. Dann werden die tRNAs und Ribosomen mit jeder dieser Proben gemischt und das gleiche Codon wird für alle Sets verwendet. Wenn die Mischung auf die Nitrozellulosemembran gegossen wird, wird Radioaktivität auf der Membran nur dann beobachtet, wenn die radioaktive Aminosäure an der Komplexbildung beteiligt ist.

Da in jeder Probe die radioaktive Aminosäure bekannt ist, wäre es möglich, die von einem gegebenen Codon kodierte Aminosäure durch das Vorhandensein von Radioaktivität auf der Membran nachzuweisen. Eine solche Behandlung wurde allen 64 synthetischen Codons gegeben und ihre jeweiligen Aminosäuren wurden identifiziert.

Codon-Wörterbuch:

Die Basensequenz in der mRNA und die resultierende Aminosäuresequenz im Protein zeigen den Code für jede Aminosäure. Alle 64 Codons sind zusammen mit ihren Aminosäuren in Tabelle 15.5 dargestellt.

Ein Blick in die Codetabelle zeigt folgende Merkmale:

ich. Jedes Codon besteht aus drei Nukleo­tiden, d. h. der Code ist ein Triplett. 61 Codons repräsentieren 20 Aminosäuren. Drei stellen (UAA, UAG, UGA) Satzzeichen für die Beendigung der Pro­tein-Synthese dar.

ii. Fast alle Aminosäuren werden von mehr als einem Codon codiert, außer Methionin und Tryptophan, die nur ein Codon haben. Phenylalanin, Tyrosin, Histidin, Glutamin, Asparagin, Lysin, Asparaginsäure, Glutaminsäure und Cystein sind die neun Aminosäuren, die jeweils durch zwei Codons repräsentiert werden. Drei Aminosäuren, d. h. Arginin, Serin und Leucin, haben jeweils sechs Codons. Die Tabelle zeigt die Degeneration des genetischen Codes.

iii. Wenn eine Aminosäure mehr als ein Codon hat, sind die ersten beiden Nukleotide identisch und das dritte Nukleotid kann entweder Cytosin oder Uracil sein. Adenin und Guanin sind auch an der dritten Position in ähnlicher Weise austauschbar. Zum Beispiel kodieren UUU und UUC beide für Phenylalanin und UCU, UCC, UGA und UCG kodieren für Serin.

Es gibt jedoch einige Ausnahmen von der Äquivalenzregel der ersten beiden Nukleotide, da AGU und AGC neben UCU, UCC, UCA und UCG auch für Serin kodieren.

In ähnlicher Weise wird auch die Aminosäure Leucin von sechs Codons kodiert, d. h. UUA, UUG, CUU, CUC, CUA und CUG.

Der häufige Austausch von Cytosin und Uracil oder Guanin und Adenin deutet darauf hin, dass das AT/GC-Verhältnis in bestimmten Organismen große Schwankungen aufweisen kann, ohne große Veränderungen der relativen Anteile der darin enthaltenen Aminosäuren zu beeinflussen, da für fast jede Aminosäure ein Codon vorhanden ist das G oder C trägt, und ein anderes, das A oder U als drittes Nukleotid trägt.

Die beiden Organismen, die die gleiche Proteinsequenzinformation in ihrer DNA tragen, können durch Auswahl der einen oder anderen Art von Synonymcodon unterschiedliche AT/GC-Verhältnisse aufweisen.

NS. Der genetische Code hat eine bestimmte Struktur in dem Sinne, dass die Synonyme für dieselbe Aminosäure nicht zufällig über die Tabelle verteilt sind, sondern normalerweise zusammen gefunden werden. Einzige Ausnahme sind die über den Tisch verteilten Codons, jeweils sechs für Arginin, Serin und Leucin.

v. Mehrere Codons für eine Aminosäure zeigen im Allgemeinen die Ähnlichkeit in den ersten beiden Nukleotiden und es ist das dritte Nukleotid, das variiert.

AUG ist das Initiationscodon, d. h. die Polypeptidkette beginnt mit Methionin. Diese Aminosäure ist die formulierte Form von Methionin. Das Initiationscodon bindet an fmet-tRNA mit einem Anticodon 3′ UAC 5′, das mit dem von met-tRNA identisch ist, dh sowohl met-tRNA als auch fmet-tRNA werden von AUG codiert, aber das Signal für die Startaminosäure ist viel komplexer als das Signal für alle anderen Aminosäuren.

Laut Stent gibt es zwei trennbare tRNA-Spezies, die Methionin aufnehmen können. Methionin von nur einem von diesen wird durch die Wirkung des speziellen Formulierungsenzyms in Formylmethionin umgewandelt. Die andere oder gewöhnliche met-tRNA baut Methionin in das Innere der wachsenden Polypeptidkette ein und reagiert nur auf das Codon AUG.

Formyl-met-tRNA initiiert die Polypeptidkette und reagiert auch auf GUG (Valin-Codon). Das GUG kodiert, während es am Initiationspunkt vorhanden ist, für Methionin, während es in der Interkalarposition für Valin kodiert.Das Anticodon dieser tRNA-Spezies scheint bezüglich der ersten Nukleotidbase des Codons per­missiv und bezüglich der zweiten und dritten Nukleotidbase selektiv zu sein.

UAA, UAG und UGA sind die Kettenabbruchcodons. Sie kodieren für keine der Aminosäuren, sondern dienen als Stoppcodon. Diese Codons haben keine tRNA, sondern werden von spezifischen Proteinen gelesen, die als Freisetzungsfaktoren bezeichnet werden. Diese Codons werden auch Nonsense-Codons genannt.

Eine Mutation von einem Sense- zu einem Nonsense-Codon mitten in einer genetischen Botschaft führt zur Freisetzung von unreifen oder unvollständigen Polypeptiden, die keine biologische Aktivität aufweisen. Nonsense-Mutationen können durch Mutagene induziert werden. UAG war früher als Bernstein, UAA als Ocker und UGA als Opal bekannt.


Was sind die Unterschiede zwischen DNA-Nukleotiden und RNA-Nukleotiden?

Wie werden die in der Basensequenz der DNA gespeicherten Informationen verwendet, um die Eigenschaften einer Zelle zu bestimmen?

Wie tragen komplementäre Basenpaare zur intramolekularen Basenpaarung innerhalb eines RNA-Moleküls bei?

Wenn eine Antisense-RNA die Sequenz 5ʹAUUCGAAUGC3ʹ hat, an welche Sequenz der mRNA wird sie dann binden? Achten Sie darauf, die 5ʹ und 3ʹ Enden des Moleküls zu beschriften, das Sie zeichnen.

Warum stimuliert doppelsträngige RNA (dsRNA) die RNA-Interferenz?


Nukleotide

Nukleinsäuren

Nukleotidstruktur: Das folgende Bild aus der Bildergalerie von Wikipedia zeigt die Grundstruktur des Nukleotids und der fünf stickstoffhaltigen Basen.

Der zentrale Bestandteil aller Nukleotide wird ein Pentosezucker (5-Kohlenstoff-Zucker) sein. Wir werden entweder Ribose oder 2’Deoxyribose als Zucker sehen (der zweite Kohlenstoff hat einen Sauerstoff weniger als Ribose). An dem Kohlenstoff 5′ des Zuckers befindet sich eine Phosphatgruppe, während sich am Kohlenstoff 1′ eine stickstoffhaltige Base befindet. [HINWEIS: Erinnerst du dich an die Nummerierung der Kohlenstoffatome in Kohlenhydraten von gestern? Verstehst du, warum die Nummerierung wichtig ist?]
Es gibt fünf stickstoffhaltige Basen, die in zwei Kategorien unterteilt sind: Purine und Pyrimidine. Beachten Sie, dass die Purine aus zwei Ringstrukturen zusammengesetzt sind, während die Pyrimidine eine einzelne Ringstruktur sind. Wenn Sie organische Chemie und Biochemie belegen, werden die Bedeutung und Komplexität dieser Ringstrukturen weiter diskutiert. Machen Sie sich derzeit nur ihre jeweiligen Formen und Größen (und die Aufnahme von Stickstoff) bewusst.

Wie bei Aminosäuren enthält das Nukleotid eine funktionelle Gruppe: die stickstoffhaltige Base. Genau wie die Seitenkette einer Aminosäure spielt die stickstoffhaltige Base eine wichtige Rolle bei der Funktion dieses Biomoleküls. Das Zucker-Phosphat wird dann zum Rückgrat des Moleküls (Linie des Amino-Chiralen Kohlenstoff-Carboxyls einer Aminosäure). Wir werden in späteren Wochen wissen, dass die Zuckerphosphate der Nukleotide die DNA- und RNA-Stränge bilden werden. Die stickstoffhaltigen Basen spielen dann eine Informationsrolle.

HINWEIS: RNA-Nukleotide (ATP, GTP, CTP und UTP) sind die am häufigsten in der Zelle anzutreffende Nukleotidform. DNA-Nukleotide (dATP, dGTP, dCTP und dTTP) werden nur während der DNA-Replikation gefunden.

Basiskomplementarität:

Die Nukleinsäuren werden als informationelle Biomoleküle (Biopolymere) bezeichnet. Dies liegt daran, dass die Nukleotidsequenz Informationen darüber enthält, wie RNA und Proteine ​​aufgebaut werden. Eine der zentralen Grundlagen der Genetik (d.h., wie alles funktioniert), ist Basiskomplementarität . Hier betrachten wir die Wechselwirkungen zwischen Purinen und Pyrimidinen in der DNA:

EIN Links mit T durch 2 Wasserstoffbrücken.

g Links mit C durch 3 Wasserstoffbrücken.

A bis T G bis C

U hat die Bindungseigenschaften von T, kommt aber nur in RNA vor.
T wird nie in RNA gefunden, nur in DNA.
HINWEIS: Basenkomplementarität ist ein kritisches Konzept, das man sich merken sollte. Alle genetischen Prozesse beruhen auf Basenkomplementarität!

Direktionalität

Wenn wir zur Genetik kommen, werden wir über die Direktionalität der Nukleinsäuren sprechen. Zum Beispiel werden wir darüber sprechen, dass die DNA von 5′ bis 3′ aufgebaut wird. Dies bezieht sich auf die Kohlenstoffatome in der Ribose oder Desoxyribose. Die 5′ enthält ein Phosphat, während die 3′ eine offene -OH (Hydroxyl)-Gruppe enthält. Dieses Konzept der Direktionalität ist von entscheidender Bedeutung, und Sie werden gewarnt, zu erfahren, wie es funktioniert und was die Begriffe bedeuten.
Wie bei allen Biopolymeren werden Monomere durch Dehydratisierungssynthese zusammengefügt und die Trennung erfolgt durch Hydrolyse. Bei der Synthese verbindet sich das 5′ Phosphat mit dem 3′ -OH und bildet eine Phosphodiesterbindung.


DNTP-POOL-ASYMMETRIE ALS MUTAGENISCHE DETERMINANTEN

Wie durch viele gezeigt in vitro Studien (überprüft in Lit. 1) ist die Fähigkeit eines fehlgepaarten Nukleotids, einen Replikationsfehler zu erzwingen, sei es durch Fehleinfügung oder einen Next-Nukleotid-Effekt, eindeutig eine Funktion der Konzentrationen der korrekten und inkorrekten dNTPs. Daher könnten wir im Laufe der Evolution erwarten, dass die DNA-Basenzusammensetzung eines Organismus die Zusammensetzung seines dNTP-Pools an Replikationsstellen widerspiegelt. Tatsächlich sind die dNTP-Pools in fast allen analysierten Organismen stark asymmetrisch. Das auffälligste allgemeine Merkmal ist die Unterrepräsentation von dGTP, die in der Regel nur 5 bis 10 % des gesamten dNTP-Pools ausmacht (31). Zum Beispiel schätzten wir die Konzentrationen der vier dNTPs in synchronisierten S-Phasen-HeLa-Zellen auf dATP, 60 µM dTTP, 60 µM dCTP, 30 µM dGTP, 10 µM, wobei dGTP nur 6% der Gesamtmenge ausmachte (32). Obwohl Schätzungen dieser Art mögliche Kompartimentierungseffekte nicht berücksichtigen, liefern sie eine nützliche erste Näherung.

Genetische Folgen der natürlichen dNTP-Pool-Asymmetrie

Es wird allgemein angenommen, dass Zellen so organisiert sind, dass sie die Genauigkeit der DNA-Replikation maximieren, da die spontanen Mutationsraten manchmal niedriger sind als aufgrund der Genauigkeit der Replikationskomplexe erwartet, selbst wenn die Fehlpaarungsreparatur berücksichtigt wird (33). Es gibt jedoch Grund zu spekulieren, dass Zellen und Organismen ein Gleichgewicht zwischen Replikationsgeschwindigkeit und Genauigkeit finden, eine schnelle Reproduktion ermöglichen und gleichzeitig den Zellen ermöglichen, auf Stressbedingungen zu reagieren, und letztendlich die wünschenswerte evolutionäre Variation ermöglichen (34). Könnten dNTP-Pool-Asymmetrien durch Erhöhung beitragen? in vivo Replikationsfehlerraten im Verhältnis zu dem, was bei ausgeglichenen Pools zu sehen wäre? In unserem Labor ging Stella Martomo (35) dieser Frage nach, indem sie Replikationsreaktionen durchführte in vitro in Gegenwart von dNTPs entweder zu ihrem geschätzten in vivo Konzentrationen oder äquimolar. Sie fand heraus, dass eine 3- bis 4-fache Unterrepräsentation von dGTP, vergleichbar mit der in Zellen, nicht stark mutagen war. Wenn jedoch dGTP erhöht wurde, stellte sie fest, dass die Fehlerrate direkt proportional zur Konzentration des überschüssigen Nukleotids anstieg. Dieses letztere Ergebnis verdient wahrscheinlich eine weitere Untersuchung mit in vitro Systeme. Zum Beispiel Dare et al. (36) verwendeten dCMP-Deaminase-Mangel und Zugabe spezifischer Nukleoside, um Pools einzelner dNTPs in V79-Hamsterzellen künstlich zu erhöhen, und sie berichteten, dass die dGTP-Akkumulation in vivo ist stärker mutagen als die von dCTP oder dTTP, ein Befund ohne offensichtliche Erklärung. Wie Dare et al., haben wir beobachtet, dass ein dCMP-Deaminase-Mangel, der eine spezifische Akkumulation von dCTP verursacht, nicht mutagen ist (unveröffentlichte Ergebnisse).

Die begrenzten verfügbaren Daten, wie gerade diskutiert, legen nahe, dass natürliche dNTP-Pool-Asymmetrien nicht stark mutagen sind, zumindest für nukleäre DNA. Die absoluten Werte von dNTP-Pools können jedoch zur Mutagenese beitragen, selbst wenn diese Pools ausgeglichen sind. Eine Überprüfung der Literatur sowie neue Daten ergaben, dass Säugerzelllinien, die einer onkogenen Transformation unterzogen wurden, dNTP-Pools enthalten, die 3 bis 4 Mal größer sind als die von normalen diploiden Zellen (35). Als Martomo die DNA-Replikation in zellfreien Extrakten, die mit dNTPs bei transformierten oder normalen diploiden Konzentrationen programmiert waren, verfolgte, stellte sie fest, dass die Fehlerhäufigkeit bei normalen diploiden Konzentrationen nicht von Hintergrundwerten unterscheidbar war, während bei den für transformierte Zellen charakteristischen höheren Konzentrationen die Fehlerhäufigkeit überschritten wurde Hintergrundwerte um das 2- bis 5-fache. Dieses Ergebnis deutet darauf hin, dass eine ausgewogene Akkumulation von dNTPs mutagen sein könnte. Linda Wheeler hat das hier getestet E coli durch Expression rekombinanter Ribonukleotid-Reduktase. Wie gezeigt in Tisch 1, verursachte diese Behandlung, die eine Erweiterung der dNTP-Pools um etwa das 3- bis 5-Fache verursachte, einen Anstieg der spontanen Mutationshäufigkeit überproportional zur Poolakkumulation – bis zu 40-fach (7). Wir schlagen vor, dass dies aus einer verringerten Effizienz des Korrekturlesens bei hohen dNTP-Spiegeln resultiert, die aus einer verstärkten DNA-Kettenverlängerung von einem fehlgepaarten 3'-terminalen nt resultiert. Aus den kinetischen Eigenschaften von replikativen DNA-Polymerasen scheint klar zu sein, dass das Enzym mit dNTPs auf physiologischem Niveau für die DNA-Kettenverlängerung von einem korrekt passenden 3′-Terminus gesättigt ist, aber die Verlängerungsrate von einer Fehlpaarung liegt weit unter den veröffentlichten Sättigungswerten für verschiedene Polymerasen gib Km Werte für die Mismatch-Extension im millimolaren Bereich (7). Wenn die dNTP-Spiegel über die normalen Werte ansteigen, wird die Geschwindigkeit der normalen Elongation daher nicht erhöht, aber die Mismatch-Extension wird möglicherweise direkt proportional zu den dNTP-Konzentrationen zunehmen, wodurch das Korrekturlesen gehemmt wird. Diese Beziehungen sind zusammengefasst in Feige. 2.


Schau das Video: Wie ist eine DNA aufgebaut? (Kann 2022).