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Wie synthetisieren Muskelzellen Glykogen?

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Das Hexokinase-Enzym ist in allen Zellen (einschließlich Muskelzellen) vorhanden und kann durch übermäßiges G-6-P-Produkt unterdrückt werden. Aus diesem Grund kann die Glucokinase in der Leber trotz übermäßigem G-6-P-Produkt auf Glukose wirken, ohne sie zu hemmen; Aus diesem Grund kann es Glykogen erzeugen und übermäßige Glukose nicht in den Blutkreislauf zurückfließen lassen. Meine Frage ist dann: Warum können Muskelzellen Glykogen erzeugen, obwohl sie HK statt GK haben? Denn wie oben erwähnt, hängt die HK-Aktivität vom intrazellulären Glukosespiegel ab und kann Glukose nicht phosphorylieren, um sie in der Zelle zu halten. Glukose gelangt also wieder in den Blutkreislauf und verhindert die Synthese von Glykogen?


Die Antwort auf die Frage ist, dass sich G6P unter Bedingungen, die die Glykogensynthese begünstigen (z. Bis dahin wird G6P sofort in G1P und weiter in Glykogen umgewandelt, in den Reaktionen in Sunboyharrys Antwort.

Die Frage legt ein Missverständnis der Rolle der Glucokinase in der Leber nahe, das besser berücksichtigt werden kann, wenn wir zuerst die Rolle der Leber und der Skelettmuskulatur im Glukosestoffwechsel klarstellen. Die Leber hat die Aufgabe, überschüssige Glukose nach einer Mahlzeit zu verarbeiten, indem sie sie als G6P in der Zelle einfängt. Obwohl G6P zunächst in G1P und damit in Glykogen umgewandelt werden kann, ist dies nicht das einzige Schicksal von G6P. Anschließend kann es zur Glykolyse und zum Pentosephosphat-Shunt geleitet werden, um die für die Fettsäuresynthese benötigten Acetyleinheiten und Reduktionskraft (NADPH) bereitzustellen. (Die Fettsäuren werden in Triglyceride umgewandelt und in das Fettgewebe exportiert.) Wenn der Blutzuckerspiegel sinkt, besteht die Aufgabe der Leber darin, Glukose in das Blut freizusetzen, um die davon abhängigen Gewebe (Gehirn und Erythrozyten bei Hunger, Skelettmuskulatur) zu versorgen wenn der Sturz auf Muskeltraining zurückzuführen ist). Im Gegensatz dazu ist der Skelettmuskel nur damit beschäftigt, Glukose als Glykogen zu speichern, wenn sie verfügbar ist, und sie in G6P für die Glykolyse umzuwandeln, wenn sie ATP benötigt, um die Muskelkontraktion anzutreiben.

Glukokinase spielt eine Schlüsselrolle bei der Regulierung der Blutglukosekonzentration durch die Leber. Um es zu paraphrasieren (und leicht zu bearbeiten) Cornish-Bowden und Cardenas: „Säugetiere haben zwei Arten von Enzymen, um die Bildung von G6P aus Glukose zu katalysieren ]. Seine Häufigkeit variiert stark mit dem Hormonstatus; es erfordert viel höhere Glukosekonzentrationen (ca. 10 mM) zur Halbsättigung und ist unempfindlich gegenüber physiologischen Konzentrationen von G6P. Es ist daher gut an Schwankungen der Blutglukosekonzentration angepasst.“

Zur Verdeutlichung, 10 mM liegen im Bereich der Blutglukosekonzentration (ca. 5 mM), sodass die Glukokinase-Reaktion durch die relativen Konzentrationen von Blutglukose und intrazellulärem G6P in einer standardmäßigen Massenwirkungsweise beeinflusst wird, die bestimmt, ob die Leber aufnimmt Glukose oder gibt sie ins Blut ab. Wenn Glukokinase wie Hexokinase durch G6P allosterisch gehemmt würde, könnte dies nicht funktionieren.

Kommen wir nun zu G6P und Hexokinase in der Skelettmuskulatur. Hexokinase hat eine viel höhere Affinität für Glukose als Hexokinase und wird sie effizient in G6P umwandeln. Solange G6P dann zur Glykogensynthese in G1P umgewandelt wird, baut sich G6P nicht auf. Wenn die Glykogensynthese jedoch stoppt, weil die Kapazität des Muskels, Glykogen zu speichern, erreicht ist, steigt die Konzentration von G6P und die Hexokinase wird ausgeschaltet. Dies wiederum führt zu einer Ansammlung von intrazellulärer Glukose und verhindert den Glukosetransport in den Muskel. Dies ist sinnvoll, denn bei vollen Glykogenspeichern und ohne Kontraktionsbedarf wird Glukose nicht vom Muskel verstoffwechselt; es wird im Blut belassen, damit die Leber es verarbeiten kann.

Der entscheidende Punkt bei der Hexokinase-Hemmung durch G6P und die offensichtliche Quelle der Verwirrung in dieser Frage ist, dass sie nur bei Konzentrationen auftritt, die erreicht werden, wenn das G6P nicht innerhalb der Zelle metabolisiert wird.

Referenz und Fußnote

Referenz zum Zitieren: Cornish-Bowden, A und Cardenas, M… (1991) Trends in Biochemical Sciences 16, S. 281-2. (Dieser Artikel weist auch darauf hin, dass die Kinetik der Glucokinase sigmoidal und nicht hyperbolisch ist, wie in den meisten Texten angegeben, und dass das Enzym nicht spezifisch für Glucose ist. Keiner dieser Punkte beeinflusst das Argument hier. Ersteres weist darauf hin, dass mein Hinweis auf Die Glukosekontrolle der Glucokinase, die auf "einer Standard-Massenwirkungsweise" funktioniert, stellt eine Vereinfachung dar. Sie reagiert auf Veränderungen der Glukosekonzentration im Blutbereich, aber in einer ausgeklügelteren Weise als ein Enzym mit einfacher Michaelis-Menten-Kinetik.)


Hexokinase katalysiert Glukose zur Bildung von G-6-P ist nur der erste Schritt der Glykogensynthese, und dann wird G-6-P weiter eine Serienreaktion verarbeiten und schließlich Glykogen werden. Sobald sich das G-6-P gebildet hat, reagiert es also weiter, was die Aktivität der Hexokinase nicht hemmt.


Glykogen-Muskelspiegel

Das Muskelglykogen variiert im Verlauf normaler täglicher Aktivität nicht signifikant, solange die üblichen Mahlzeitenmuster eingehalten werden (73). Aber mit Hunger sinkt seine Konzentration allmählich über einen Zeitraum von 5 bis 6 Tagen. Bei einer kalorienadäquaten, aber praktisch CHO-freien Ernährung sinkt das Glykogen im Muskel, jedoch langsamer als während des Hungerns ( 73 ). Glukose- oder Fruktose-Infusion erhöht den Muskelglykogengehalt in einer 6-stündigen Ruhephase nur geringfügig (73). Dies ist jedoch nicht der Fall bei der Erholung von zuvor trainierten Muskeln und aufgebrauchtem Glykogen. Auch ohne Nahrungsaufnahme in der unmittelbaren Erholungsphase wird Muskelglykogen sowohl in Ruhe als auch während der aktiven Erholung bei reduzierter Belastungsintensität neu synthetisiert, vermutlich unter Verwendung von Blutzucker aus einer beschleunigten Glykoneogenese ( 4 ) und durch eine verstärkte Laktataufnahme durch die Muskeln ( 67 ). Es bleibt jedoch eine Kontroverse darüber, inwieweit das Verschwinden von Laktat während der Erholung eine Oxidation und Glykogen-Resynthese darstellt (17, 18, 49, 67). Dennoch erfordert die vollständige Wiederherstellung des Muskelglykogens eine Nahrungsaufnahme, da gezeigt wurde, dass körpereigene Substrate nicht zu einer vollständigen Erholung führen, zumindest über 4–5 (101) bis 20 Stunden (73). Eine gemischte Ernährung füllt Glykogen zwischen 24 Stunden (101) und 46 Stunden (118) wieder auf. Vermutlich hängt dieser Unterschied in der Restitutionsrate von der Intensität und Dauer der vorangegangenen Übung und dem Ausmaß des Muskelglykogenabbaus durch die Übung ab. Außerdem könnten einige der Unterschiede in der Glykogen-Rückgaberate der letzten beiden Studien, die unterschiedliche Trainingsprotokolle verwendeten, mit Unterschieden in den Blutzucker- und Insulinspiegeln zusammenhängen, die bei jeder Übung erzeugt wurden. Bei der längeren harten Belastung von Piehl sanken Blutzucker- und Insulinspiegel (2–4) und blieben während der Erholungsphase einige Zeit niedrig, während bei der kurzen, intermittierenden schweren Belastung von MacDougall Blutzucker und Insulin am Ende und nach der Belastung erhöht waren . Vermutlich kommt es im letzteren Fall zu einer beschleunigten Resynthese von Glykogen, wodurch eine signifikante Glykogenakkumulation innerhalb von 2 Stunden auch ohne Nahrung gefördert wird und eine vollständige Erholung innerhalb von 24 Stunden bei einer 3100-kcal-Mischdiät erfolgt.

Bei Muskelglykogenmangel, der durch längeres Training verursacht wird, scheint die Zusammensetzung der Nahrungsaufnahme wichtig zu sein, um sowohl die Geschwindigkeit als auch das Ausmaß der Glykogensättigung zu bestimmen. Bei einer kalorienadäquaten Ernährung mit Fett und Protein ist die Glykogenresynthese auch nach 4 Tagen langsam und unvollständig ( 73 ). Im Gegensatz dazu stellt ein Fastentag nach erschöpfender körperlicher Anstrengung, gefolgt von einer CHO-Aufnahme, das Glykogen in den nächsten 24 Stunden fast wieder her und produziert in 2 Tagen eine „Superkompensation“ der Glykogenspeicher ( 73 ). Superkompensation bedeutet, dass die Glykogenspeicher auf ein Niveau ansteigen, das deutlich über dem Gehalt vor der Entleerung liegt. Es kann die drei- bis vierfache Kontrolle über einen 3-tägigen Zeitraum der CHO-Fütterung betragen (16). Diese Superkomposition der Glykogensättigung, die durch anstrengendes Training und CHO-Fütterung erzeugt wird, ist spezifisch für die trainierten Muskeln. Nicht trainierte Muskeln erhöhen ihren Glykogengehalt nur geringfügig (16).


Welche Funktion hat Glykogen?

Glykogen ist ein Polysaccharid, das die Speicherform von Glukose im menschlichen Körper ist. Glukose ist ein wichtiges Biomolekül, das Zellen im gesamten menschlichen Körper mit Energie versorgt. Menschen beziehen Glukose aus der Nahrung, die sie zu sich nehmen. Wenn ihnen die Glukose zur Neige geht, kann Glykogen als Glukosequelle verwendet werden.

Beim Menschen wird Glykogen von den Hepatozyten in der Leber gespeichert und produziert. Die Hauptfunktion von Glykogen ist ein sekundäres Langzeit-Energiespeichermolekül. Die primären Energiespeichermoleküle sind Fettzellen. Glykogen wird auch in Muskelzellen gespeichert. Muskelglykogen wird von den Muskelzellen in Glukose umgewandelt, wenn die Muskeln überarbeitet und müde sind. Glykogen aus der Leber wird in Glukose umgewandelt, die hauptsächlich vom zentralen Nervensystem, zu dem auch das Gehirn und das Rückenmark gehören, verwendet wird.

In der Leber gelangt der Blutzucker aus der Nahrung des Menschen über die Pfortader in die Leber. Dort stimuliert Insulin die Leberzellen, die die Glykogensynthase stimulieren. Dieses Enzym stimuliert die Synthese von Glykogen in der Leber, daher wird Glykogen in der Leber aus der Nahrung gebildet, die der Mensch zu sich nimmt. Das Muskelzellglykogen ist chemisch mit dem Leberglykogen identisch. Es fungiert jedoch als unmittelbare Glukosequelle für die Muskelzellen. Wenn die Muskeln müde sind, können sie Glykogen in Glukose umwandeln, um weiterhin richtig zu funktionieren. Leberglykogen wird jedoch nicht in Glukose umgewandelt, es sei denn, dem Körper wird die Nahrung entzogen.


ERGEBNISSE

Auswirkungen des Glukoseentzugs auf den Glykogengehalt und die GS-Aktivität.

Humane Myoblasten wurden routinemäßig in Hams F-10-Medium gehalten, das physiologische Glukosespiegel (6,1 mmol/l) enthält. Unter diesen Kulturbedingungen akkumulieren die Zellen signifikante Mengen an Glykogen. Um diese Glykogenspeicher zu erschöpfen, wurde den Zellen in einem Glukose-defizienten Medium mit ähnlicher Zusammensetzung wie Hams F-10, dh DMEM Glu – für längere Zeiträume Glukose entzogen (Hams F-10 ohne Glukose ist nicht im Handel erhältlich) ( Abb. 1). Eine Abnahme des zellulären Glykogengehalts um ∼ 50 % wurde in Myoblasten beobachtet, die 6 h in DMEM Glu − gehalten wurden, im Vergleich zu Kontrollzellen, die in Gegenwart von Glukose gehalten wurden (Glykogengehalt 0,54 ± 0,07 μmol Glukose/mg Protein in Glukose-defizienten Myoblasten vs. 1,12 ± 0,06 μmol Glucose/mg Protein in Kontrollmyoblasten). Diese Abnahme war zeitabhängig, wobei ein signifikanter Effekt nach 2 h beobachtet wurde. Während dieses Zeitraums nahm auch die fraktionelle Aktivität von GS leicht ab und sank nach 5 h Glukosemangel von 0,032 ± 0,008 in Kontrollzellen auf 0,014 ± 0,005 (n = 7, aus drei verschiedenen Fächern). Wenn jedoch nach 6-stündiger Inkubation in Abwesenheit von Glukose Hams F-10-Medium (mit 6,1 mmol/l Glukose) für 15 min in die Zellen zurückgeführt wurde, wurde ein dramatischer Anstieg der Fraktionsaktivität von GS auf 0,390 ± 0,03 beobachtet (Abb. 1). Um zu bestätigen, dass die stimulierende Wirkung auf die Glukosewiederherstellung zurückzuführen ist, wurden die Zellen nach Inkubation in DMEM Glu – für 6 h DMEM mit 5 mmol/l Glukose ausgesetzt. Dies führte wiederum zu einer dramatischen Aktivierung von GS auf eine fraktionelle Aktivität von 0,064 ± 0,01. Die Supplementierung von DMEM mit Pyruvat (1 mmol/l) und Glucose erhöhte diesen Wert weiter auf 0,186 ± 0,02 (Pyruvat allein hatte keine Wirkung), während DMEM, das 5,5 mmol/l Glucose und 1 mmol/l Pyruvat enthält, GS auf 0,345 . aktivierte ± 0,033. Um zu bestätigen, dass die Veränderungen der GS-Aktivität auf einen früheren Glukoseentzug zurückzuführen waren, wurden die Zellen vor der Behandlung mit Ham’s F-10 5 h lang mit DMEM, ergänzt mit 5,5 mmol/l Glukose, inkubiert. Nach Hams F-10-Wiederaufnahme wurde kein Anstieg der GS-Aktivität beobachtet (Daten nicht gezeigt). Diese Daten zeigen, dass die Stimulation von GS hauptsächlich auf die Wirkung von Glukose zurückzuführen ist und eine vorherige Glykogenverarmung aufgrund der Glukoseentfernung erfordert, aber andere Komponenten der verschiedenen Medien können die Stärke der Reaktion modulieren. In nachfolgenden Experimenten wurde Hams F-10 zur Glukoseauffüllung verwendet, außer in Abb. 2C, wo die Auswirkungen unterschiedlicher Glucosemengen untersucht wurden, und in Abb. 5, wo DMEM Glu − bei t = 0 durch Glucose ergänzt wurde, da Glucose nach der Vorinkubation mit Inhibitoren hinzugefügt werden musste.

Die Zunahme der fraktionellen Aktivität von GS als Reaktion auf Glukose war abhängig von der Dauer des vorherigen Glukosemangels und somit umgekehrt proportional zum Glykogengehalt der Zellen. In Abwesenheit von Glykogendepletion wurde keine signifikante Aktivierung von GS durch Glukose beobachtet ( 1 ). Die Gesamt-GS-Aktivität blieb unter allen Bedingungen im Wesentlichen unverändert, was darauf hindeutet, dass eine Veränderung der Expression des GS-Polypeptids nicht beteiligt war (nicht gezeigt).

Zeit- und Konzentrationsabhängigkeit der GS-Aktivierung durch Glukose in Glykogen-depletierten Myoblasten.

Myoblasten wurden in DMEM Glu – für 5 h inkubiert, bevor sie für zunehmende Zeiträume mit glukosehaltigen Medien behandelt wurden. Die Glukosebehandlung (6,1 mmol/l) verursachte einen schnellen zeitabhängigen Anstieg der Fraktionsaktivität von GS, wobei die Stimulation innerhalb von 2 Minuten beobachtet wurde und nach 10–15 Minuten eine maximale Fraktionsaktivität von ∼ 0,3 erreichte (Abb. 2EIN). Nach 30 Minuten erneuter Glukose-Verabreichung begann die fraktionelle Aktivität von GS abzunehmen und erreichte nach 4 Stunden ∼0,1, blieb aber danach bis zu 8 Stunden konstant (Abb. 2 .).B). Im gleichen Zeitraum stieg der Glykogengehalt der Zellen an und erreichte einen Wert von ∼80% des Wertes der Kontrollzellen. Die Stimulierung von GS war abhängig von der zugesetzten Glukosekonzentration, wobei bei 1,5 mmol/l signifikante stimulierende Effekte beobachtet wurden (Abb. 2 .).C).

Kombinierte Wirkung von Insulin und Glukose auf die GS-Aktivität und die Glykogensynthese in Glykogen-depletierten Myoblasten.

Die kombinierten Wirkungen von Glucose-Wiedergabe und Insulin auf Zellen, die in Abwesenheit von Glucose kultiviert wurden, wurden dann untersucht. Die Behandlung der Zellen mit 100 nmol/l Insulin für 15 min nach 5-stündiger Präinkubation in glukosehaltigem Medium führte zu einem 1,6-fachen Anstieg der Fraktionsaktivität von GS von 0,040 ± 0,010 auf 0,071 ± 0,020 (Abb. 3EIN). In ähnlicher Weise wurde die GS-Aktivität durch Insulin um das ∼1,7-Fache von 0,214 ± 0,021 auf 0,337 ± 0,037 in Myoblasten erhöht, die 5 h lang an Glukose verarmt waren und denen während der 15-minütigen Insulinbehandlung erneut Glukose verabreicht wurde Glukose- und Insulinwirkungen addieren sich und wirken nach unterschiedlichen Mechanismen. In Abwesenheit einer erneuten Verabreichung von Glucose waren die stimulierenden Wirkungen von Insulin auf die GS-Aktivität nach Glykogendepletion minimal (Daten nicht gezeigt).

Die Behandlung von Kontrollkulturen mit 100 nmol/l Insulin für 1 h führte zu einer 1,9-fachen Erhöhung der Glykogensyntheserate von 134,7 ± 23,45 auf 259,8 ± 31,11 pmol · min –1 · mg –1 Protein (Abb. 3B). Die Geschwindigkeit der Glykogensynthese nach 1 h Glukose-Re-Gabe an Zellen, die 5 h in DMEM Glu – vorinkubiert wurden, wurde dramatisch auf 944,8 ± 63,79 pmol · min –1 · mg –1 erhöht. Dieser Wert stieg weiter auf 1.493,8 ± 110,47 pmol · min –1 · mg –1 an, wenn während der 1 h Glukose-Refeed zusätzlich Insulin vorhanden war, was einer 1,6-fachen Stimulation durch Insulin entspricht.

Wirkung von Glucoseentzug auf die 2-Desoxyglucose-Aufnahme in menschlichen Myoblasten.

Bei Myoblasten, denen Glukose entzogen wurde, wurde eine Zunahme der 2-Desoxyglucose-Aufnahme beobachtet, die nach 5 h das 1,7-Fache erreichte (Abb. 4 .).EIN). Der signifikanteste Anstieg der 2-Desoxyglucose-Aufnahme wurde nach den ersten 2 h in DMEM Glu − beobachtet: 35,45 ± 1,99 pmol · min –1 · mg –1 in Zellen, die in Gegenwart von Glucose gehalten wurden, und 49,58 ± 3,93 pmol · min –1 · mg –1 in Zellen ohne Glucose für 2 h.

Die Wirkung der Insulinbehandlung auf die 2-Desoxyglucose-Aufnahme wurde in Kontroll- und Glucose-verhungerten Myoblasten untersucht (Abb. 4 .).B). Die 15-minütige Inkubation der Kontrollzellen mit 100 nmol/l Insulin führte zu einer moderaten 1,3-fachen Erhöhung der 2-Desoxyglucose-Aufnahmerate. Die Behandlung mit Insulin (100 nmol/l) konnte die 2-Desoxyglucose-Aufnahme nicht weiter über die erhöhte Basalrate hinaus steigern, die bei Myoblasten mit Glucosemangel beobachtet wurde.

Mechanismen, die an der Aktivierung von GS durch Glucose beteiligt sind.

Um die Mechanismen zu untersuchen, durch die Glucose GS aktiviert, wurden selektive Inhibitoren von Signalwegen verwendet, von denen bekannt ist, dass sie durch Insulin stimuliert werden (Abb. 5). DMEM Glu – ergänzt mit 5,5 mmol/l Glukose wurde für 15 min zu Myoblasten gegeben, die zuvor 5 h lang an Glukose verarmt waren, was zu einer 4,2-fachen Erhöhung des GS-Aktivitätsverhältnisses führte. Die Vorinkubation von Zellen mit Rapamycin, das die Aktivierung von p70 s6k selektiv hemmt, konnte diese stimulierende Wirkung von Glucose auf die GS-Aktivierung nicht hemmen. Die Behandlung von Glykogen-depletierten Myoblasten mit entweder dem MEK-Inhibitor PD098059 oder dem PI-3-Kinase-Inhibitor Wortmannin reduzierte teilweise den Aktivitätszustand von GS, der als Reaktion auf eine erneute Glukoseverabreichung erhalten wurde. Dies ist jedoch im Wesentlichen darauf zurückzuführen, dass diese Inhibitoren den basalen Aktivitätszustand von GS reduzieren, wie zuvor beobachtet (13). Daher weisen diese Ergebnisse darauf hin, dass die an der Aktivierung von GS durch Glucose beteiligten Mechanismen unabhängig von der Aktivität der PI-3-Kinase, dem klassischen mitogenaktivierten Proteinkinase-Weg und dem Rapamycin-sensitiven Weg, der zur Aktivierung von p70 s6k führt, sind. Darüber hinaus gab es während der erneuten Glukoseverabreichung keine beobachtbare Abnahme der Aktivität von GSK-3 und keine nachweisbare Phosphorylierung dieses Proteins, wie durch phosphospezifische Anti-GSK-3-Antikörper nachgewiesen wurde ( 6 ). Es wurden keine Veränderungen der Aktivität der Proteinkinase B festgestellt (nicht gezeigt). Somit unterscheidet sich der den Wirkungen von Glucose/Glykogen zugrunde liegende Mechanismus offensichtlich von denen, die von Insulin verwendet werden.

Glucose-6-Phosphat (G6P) ist ein potenter allosterischer Aktivator von GS (19), während eine Reihe kleiner Metaboliten wie ATP, ADP und AMP in der Lage sind, die GS-Aktivität zu hemmen (20). Um zu bestätigen, dass die beobachteten Veränderungen der fraktionierten Aktivität von GS auf kovalente Modifikation und nicht auf Verschleppung allosterischer Aktivatoren oder Inhibitoren zurückzuführen sind, wurden Zellextrakte unter Verwendung von Bio-Spin P-6 Polyacrylamid-Gel-Spin-Säulen fraktioniert, um Moleküle mit einer Masse von <6 kDa zu entfernen. Die Verwendung von 14 C-Glucose-1-phosphat als Marker zeigte an, dass >95% der kleinen Metaboliten durch dieses Verfahren entfernt wurden. Nach der erneuten Fütterung glykogenarmer Zellen konnte die Fraktionierung der Extrakte das GS-Aktivitätsverhältnis nicht signifikant verändern (0,255 ± 0,011 vor der Fraktionierung und 0,283 ± 0,003 nach der Fraktionierung), was darauf hindeutet, dass die Aktivierung von GS nicht auf eine allosterische Aktivierung durch G6P oder die Wirkung anderer kleiner Moleküle.

Die Aktivität endogener PPs gegen GS wurde dann in Extrakten aus Kontroll- und Glykogen-depletierten Zellen gemessen. Da gezeigt wurde, dass GS in Gegenwart von G6P ein besseres Substrat für PPs wird (21), wurde dies über einen Bereich von G6P-Konzentrationen durchgeführt. Es wurden keine Unterschiede in der Aktivierungsrate von GS durch endogene Phosphatasen in Extrakten gefunden, die aus Kontroll- und Glykogen-abgereicherten Zellen hergestellt wurden.Beispielsweise führte bei einer physiologischen Konzentration von 0,25 mmol/l G6P im Extrakt der Einfluss endogener Phosphatasen auf die GS-Aktivität in Extrakten von Zellen, die in Gegenwart von Glucose vorinkubiert wurden, zu einem Anstieg von 3,44 ± 0,29 pmol · min –1 · mg –1 GS-Aktivität in 30 min, verglichen mit einem Anstieg von 3,85 ± 0,60 pmol · min –1 · mg –1 in 30 min in Zellen, die 5 h in Abwesenheit von Glucose vorinkubiert wurden. Daher scheint die Glykogendepletion die Phosphataseaktivität gegen GS nicht zu stimulieren, zumindest wenn sie anschließend in Zellextrakten gemessen wird.


Kohlenhydratstoffwechsel

James C. Blackstock, in Guide to Biochemistry, 1989

11.5 Glykogenese und Glykogenolyse

Die Glykogensynthese (genannt Glykogenese) beginnt mit Glukose-6-Phosphat (Abbildung 11.7), das aus Glukose hergestellt werden kann, die wie in der Skelettmuskulatur aus dem Blutkreislauf aufgenommen wird, oder durch Glukoneogenese (Abschnitt 11.6) aus C3 Verbindungen, z.B. Laktat, wie in der Leber. Ein intramolekularer Transfer des Phosphats von der C-6-Position zur C-1-Position erfolgt durch Phosphoglucomutase.

ABBILDUNG 11.7. Synthese und Abbau von Glykogen

Die nächste Reaktion ist für den Syntheseweg einzigartig und beinhaltet die Bildung von Uridindiphosphatglucose (UDP-Glucose), die als Träger des Glucosylrests dient, der an der Verlängerung eines Primermoleküls von Glykogen beteiligt ist. Das Enzym UTP-Glucose-1-Phosphat-Uridylyltransferase verwendet sowohl UTP als auch Glucose-1-Phosphat in einer leicht reversiblen Reaktion. Die Synthese wird durch die irreversible Hydrolyse von Pyrophosphat durch anorganische Pyrophosphatase gefördert. Die Entfernung des Pyrophosphats lenkt die Uridylyltransferase-Reaktion in Richtung der Glykogensynthese (Abschnitt 10.4).

Die Glykogen-Synthase überträgt die Glucosyl-Einheit der UDP-Glucose auf das nicht-reduzierende Ende (Abschnitt 3.5) eines Glykogen-Primers. Glykogensynthase ist hochspezifisch, sie wird nur eine neue glykosidische α-(1 → 4)-Bindung herstellen. Die Mindestgröße für ein aktives Primermolekül beträgt vier Glucoseeinheiten, aber das Enzym ist bei längeren Polymeren effektiver. Tatsächlich ist der übliche Primer ein Glykogenmolekül. Das freigesetzte UDP kann zu UTP phosphoryliert werden (auf Kosten von ATP), das an der Bildung einer anderen UDP-Glucose beteiligt sein kann. Einige tierische Gewebe können ADP als Glucosylträger verwenden, aber die Reaktionsgeschwindigkeit ist geringer. Glykogensynthase kann dem Primermolekül wiederholt Glucosylgruppen hinzufügen.

Aufgrund der katalytischen Beschränkungen der Glykogen-Synthase erfolgt die Verzweigung durch α-(1 → 6)-glykosidische Bindungen durch die Wirkung eines anderen Enzyms, des Glykogen-Verzweigungsenzyms, das terminale Hexa- oder Septa-Saccharid-Einheiten von wachsenden Ketten von mindestens 11 Resten überträgt zur Hydroxylgruppe von Glucoseresten in internen Positionen (Abbildung 11.8). Verzweigungspunkte werden nicht näher als jeder vierte Rest erzeugt. Da ähnliche chemische Bindungen beteiligt sind, ist die Änderung der freien Energie sehr gering. Die Verzweigung erhöht die Anzahl der nicht-reduzierenden Enden, die gleichzeitig durch Glykogensynthase bzw. Phosphorylase verlängert oder abgebaut werden können. In Pflanzengeweben wird Stärke auf einem analogen Weg synthetisiert, der Stärkesynthase und ADP-Glucose einsetzt (Abschnitt 14.6).

ABBILDUNG 11.8. Verzweigung von Glykogen

Der Glykogenabbau (genannt Glykogenolyse) erfolgt durch die Wirkung des Enzyms Glykogen-Phosphorylase (Abbildung 11.7). Die Reaktion beinhaltet die Spaltung der α-(1 → 4)-glycosidischen Bindung zwischen dem endständigen Glucoserest einer Verzweigung und seinem Nachbarn durch Phosphorolyse. Die Reaktionsprodukte sind Glucose-1-phosphat, das die α-Konfiguration beibehält, und ein Glykogenmolekül, das einen Glucoserest kleiner ist. Glucose-1-phosphat wird in Glucose-6-phosphat umgelagert. Glykogen-Phosphorylase kann sequentiell Reste von den nicht-reduzierenden Enden von Glykogen-Ketten entfernen, bis sie sich einem Verzweigungspunkt nähert. Wie Glykogen-Synthase kann Glykogen-Phosphorylase keine α-(1→6)-glucosidischen Bindungen eingehen, die ein Enzymsystem erfordern, das als Glykogen-Debranehing-System bezeichnet wird. Das Entzweigungssystem von Säugetieren und Hefe enthält zwei enzymatische Aktivitäten: 4-α-Glucanotransferase und Amylo-1,6-Glucosidase (Abbildung 11.9). Die Aktivität der Glykogen-Phosphorylase endet am vierten Rest einer α-(1 → 6)-Bindung. Die 4-α-Glucanotransferase überträgt eine Trisaccharideinheit an das Ende einer anderen Kette. Die an der Verzweigung verbleibende solitäre Glucose wird durch die Amylo-1,6-glucosidase-Aktivität entfernt. Die Glykogen-Phosphorylase nimmt ihre Aktivität wieder auf.

ABBILDUNG 11.9. Entzweigung von Glykogen

Der Verbleib von Glucose-6-phosphat und Glucose hängt von der Beschaffenheit des Gewebes ab. In Skelettmuskelzellen kann die nicht phosphorylierte Glukose, die etwa 10 % der Spaltprodukte ausmacht (alle 8–12 Glukosereste treten Verzweigungen auf) zu Glukose-6-phosphat phosphoryliert werden. Glucose-6-phosphat von beiden Wegen kann bei der Energieerzeugung durch Glykolyse verwendet werden.

Die Leber verwendet Glucose-6-Phosphatase, um das Phosphat aus Glucose-6-Phosphat zu entfernen. Nicht phosphorylierte Glukose aus Leberglykogen kann die Plasmamembran passieren und über den Blutkreislauf in andere Gewebe transportiert werden. Glukose-6-Phosphatase fehlt im Skelettmuskel und im Gehirn, und so wird Glukose von diesen Geweben als Glukose-6-Phosphat zurückgehalten, das die Plasmamembran nicht durchdringen kann.


ERGEBNISSE

Laufrad

HR-normale Mäuse liefen an allen Tagen mehr als dreimal mehr Umdrehungen pro Tag als C-Mäuse, und HR mini lief noch mehr, mit Werten 6–35% über denen von HR normal (Tabellen S1–S5 im Zusatzmaterial). HR-Mäuse liefen signifikant mehr Minuten pro Tag als C (37–62 % Erhöhung Tabelle S5 im Ergänzungsmaterial) und auch bei höheren Durchschnittsgeschwindigkeiten (HR Mini lief auch signifikant schneller als HR normal Tabelle S5 im Ergänzungsmaterial).

Gastrocnemius GLUT-4

Bei Mäusen, die nie einen Radzugang hatten (Gruppe 4), unterschied sich die GLUT-4-Häufigkeit zwischen C-, HR-Normal- und HR-Mini-Individuen nicht signifikant (Tabelle 2). Radzugang für fünf Tage führte bei allen Mäusen zu einem Anstieg der GLUT-4-Konzentration (Tabelle 2), aber die Größenordnung des Anstiegs war bei HR normal (3,15-fach) und HR mini (4,46-fach) viel größer als bei C-Mäusen (1,80-fach), wie durch eine hochsignifikante Radzugang × Linientyp-Interaktion in den kombinierten Analysen der Gruppen 1 und 4 (Tabelle 3, P=0,0011). Im Durchschnitt hatten HR-Mäuse nach fünf Tagen Radzugang eine etwa 2,4-mal höhere GLUT-4-Häufigkeit als C-Linien, und innerhalb der HR- oder C-Gruppen stand die GLUT-4-Häufigkeit in keinem Zusammenhang mit der Menge des Radlaufs, die von einzelnen Mäusen auf am Tag vor der Tötung (Abb. 1, Tabelle 2). Die Ergebnisse (nicht gezeigt) waren ähnlich, wenn die Anzahl der Läufe an den Tagen 1, 2, 3 oder 4 als Kovariate anstelle der Läufe an Tag 5 verwendet wurde.

Plasmaglukose, Glykogen in Gastrocnemius, Soleus und Leber und GLUT-in Gastrocnemius der Kontroll- (C) und High Runner (HR)-Linien von Hausmäusen

Merkmal . Gruppe. Transformieren. n . Steuerung . HR normal. HR mini. Linientyp . Mini-Muskel. Brunstzyklus. Alter . Zeit . Revolutionen.
Plasmaglukose 1 ^1.5 57 10.72 10.40 10.43 F1,6=0.16 F1,41=0.00 F4,41=0.72 F1,41=2.02 F1,41=0.48 F1,41=0.19
P=0.7068 P=0.9663 P=0.5822 P=0.1632 P=0.4926 P=0.6620 [–]
2 ^1.8 65 8.84 9.56 9.37 F1,6=2.40 F1,49=0.38 F4,49=0.81 F1,49=16.23F1,49=4.60F1,49=6.53
P=0.1725 P=0.5424 P=0.5223 P=0.0002P=0.0370P=0.0138 [–]
3 ^1.8 61 8.81 8.91 9.45 F1,6=0.04 F1,45=1.79 F4,45=0.27 F1,45=0.94 F1,45=4.25F1,45=7.60
P=0.8465 P=0.1873 P=0.8987 P=0.3369 P=0.0451P=0.0084 [–]
4 ^0.5 44 9.87 9.51 10.19 F1,6=0.74 F1,29=1.44 F4,29=5.85F1,29=2.03 F1,29=0.01
P=0.4224 P=0.2406 P=0.0014P=0.1651 P=0.9296
Glykogen gastrocnemius 1 ^0.3 65 16.96 12.38 37.52 F1,6=1.70 F1,49=35.03F4,49=1.32 F1,49=0.23 F1,49=0.11 F1,49=2.89
P=0.2396 P<0.0001P=0.2774 P=0.6346 P=0.7450 P=0.0954 [+]
2 ^0.3 67 16.46 16.65 42.48 F1,6=0.00 F1,51=40.74F4,51=2.23 F1,51=0.59 F1,51=4.17F1,51=0.03
P=0.9593 P<0.0001P=0.0785 P=0.4468 P=0.0463P=0.8739 [–]
3 ^0.5 65 19.54 23.28 36.69 F1,6=0.55 F1,47=7.69F4,47=0.26 F1,47=3.42 F1,47=0.10 F1,47=1.45
P=0.4876 P=0.0079P=0.9018 P=0.0708 P=0.7476 P=0.2349 [+]
4 Keiner 45 15.93 10.08 40.98 F1,6=2.05 F1,30=42.99F4,30=0.64 F1,30=2.16 F1,30=0.02
P=0.2025 P<0.0001P=0.6356 P=0.1524 P=0.8973
Glykogen-Soleus 1 ^0.2 65 21.95 25.83 32.52 F1,6=0.52 F1,49=1.61 F4,49=1.05 F1,49=0.02 F1,49=2.00 F1,49=0.17
P=0.4960 P=0.2101 P=0.3923 P=0.8790 P=0.1631 P=0.6828 [+]
2 ^0.8 67 18.06 20.72 42.02 F1,6=0.30 F1,50=24.00F4,50=3.46F1,50=0.00 F1,50=9.14F1,50=2.47
P=0.6061 P<0.0001P=0.0142P=0.9607 P=0.0039P=0.1226 [–]
3 ^1.3 65 22.57 44.62 50.02 F1,6=10.93F1,47=1.23 F4,47=1.08 F1,47=1.53 F1,47=1.18 F1,47=0.39
P=0.0163P=0.2733 P=0.3766 P=0.2224 P=0.2828 P=0.5335 [–]
4 ^0.2 44 21.83 20.22 32.48 F1,6=0.16 F1,29=4.04 F4,29=2.28 F1,29=1.02 F1,29=0.02
P=0.7013 P=0.0539 P=0.0847 P=0.3216 P=0.8774
Glykogen Leber 1 ^0.05 65 76.41 67.58 55.59 F1,6=0.09 F1,49=0.29 F4,49=3.19F1,49=0.01 F1,49=0.07 F1,49=0.36
P=0.7791 P=0.5936 P=0.0208P=0.9389 P=0.7992 P=0.5486 [+]
2 ^0.3 67 135.78 139.01 153.35 F1,6=0.01 F1,51=0.30 F4,51=2.09 F1,51=2.15 F1,51=2.35 F1,51=9.10
P=0.9235 P=0.5844 P=0.0952 P=0.1486 P=0.1317 P=0.0040 [–]
3 ^2.3 65 228.42 292.47 223.70 F1,6=3.82 F1,47=5.46F4,47=0.34 F1,47=0.14 F1,47=0.04 F1,47=0.19
P=0.0983 P=0.0237P=0.8487 P=0.7125 P=0.8520 P=0.6626 [–]
4 Protokoll1043 26.13 29.21 56.55 F1,6=0.25 F1,28=4.89F4,28=3.42F1,28=1.19 F1,28=5.60
P=0.6356 P=0.0353P=0.0213P=0.2841 P=0.0251
GLUT-4 Gastrocnemius 1 Protokoll1065 15.82 37.34 39.69 F1,6=89.61F1,49=0.66 F4,49=0.25 F1,49=3.28 F1,49=2.09 F1,49=0.00
P<0.0001P=0.4189 P=0.9063 P=0.0761 P=0.1542 P=0.9573 [+]
4 Keiner 41 8.81 11.85 8.90 F1,6=2.31 F1,26=1.34 F4,26=2.73 F1,26=0.26 F1,26=0.00
P=0.1794 P=0.2584 P=0.0506 P=0.6117 P=0.9765
Gesamtaktivität der Glykogensynthase 1 Protokoll1063 1.68 1.73 2.33 F1,6=0.06 F1,48=5.89F4,48=0.55 F1,48=0.42 F1,48=20.32
P=0.8118 P=0.0190P=0.7006 P=0.5179 P<0.0001 ein
4 Protokoll1042 1.32 1.24 2.30 F1,6=0.33 F1,27=26.43F4,27=2.78F1,27=1.37 F1,27=10.27
P=0.5850 P<0.0001P=0.0468P=0.2519 P=0.0035 ein
Glykogensynthase-Aktivitätsverhältnis 1 Protokoll1063 19.44 20.65 15.90 F1,6=0.45 F1,48=5.34F4,48=0.55 F1,48=1.90 F1,48=2.64
P=0.5269 P=0.0252P=0.7008 P=0.1749 P=0,1110 a
4 Protokoll1042 19.68 21.03 9.80 F1,6=0.37 F1,27=20.74F4,27=0.98 F1,27=0.64 F1,27=0.49
P=0.5665 P=0.0001P=0.4347 P=0.4300 P=0,4919 a
Fraktionsgeschwindigkeit der Glykogensynthase 1 Protokoll1063 85.61 85.90 78.72 F1,6=0.01 F1,48=3.55 F4,48=0.10 F1,48=0.60 F1,48=1.28
P=0.9263 P=0.0655 P=0.9808 P=0.4433 P=0,2631 a
4 Protokoll1042 85.35 84.10 76.70 F1,6=0.13 F1,27=2.10 F4,27=1.45 F1,27=0.04 F1,27=0.72
P=0.7328 P=0.1584 P=0.2458 P=0.8422 P=0,4040 a
Merkmal . Gruppe. Transformieren. n . Steuerung . HR normal. HR mini. Linientyp . Mini-Muskel. Brunstzyklus. Alter . Zeit . Revolutionen.
Plasmaglukose 1 ^1.5 57 10.72 10.40 10.43 F1,6=0.16 F1,41=0.00 F4,41=0.72 F1,41=2.02 F1,41=0.48 F1,41=0.19
P=0.7068 P=0.9663 P=0.5822 P=0.1632 P=0.4926 P=0.6620 [–]
2 ^1.8 65 8.84 9.56 9.37 F1,6=2.40 F1,49=0.38 F4,49=0.81 F1,49=16.23F1,49=4.60F1,49=6.53
P=0.1725 P=0.5424 P=0.5223 P=0.0002P=0.0370P=0.0138 [–]
3 ^1.8 61 8.81 8.91 9.45 F1,6=0.04 F1,45=1.79 F4,45=0.27 F1,45=0.94 F1,45=4.25F1,45=7.60
P=0.8465 P=0.1873 P=0.8987 P=0.3369 P=0.0451P=0.0084 [–]
4 ^0.5 44 9.87 9.51 10.19 F1,6=0.74 F1,29=1.44 F4,29=5.85F1,29=2.03 F1,29=0.01
P=0.4224 P=0.2406 P=0.0014P=0.1651 P=0.9296
Glykogen Gastrocnemius 1 ^0.3 65 16.96 12.38 37.52 F1,6=1.70 F1,49=35.03F4,49=1.32 F1,49=0.23 F1,49=0.11 F1,49=2.89
P=0.2396 P<0.0001P=0.2774 P=0.6346 P=0.7450 P=0.0954 [+]
2 ^0.3 67 16.46 16.65 42.48 F1,6=0.00 F1,51=40.74F4,51=2.23 F1,51=0.59 F1,51=4.17F1,51=0.03
P=0.9593 P<0.0001P=0.0785 P=0.4468 P=0.0463P=0.8739 [–]
3 ^0.5 65 19.54 23.28 36.69 F1,6=0.55 F1,47=7.69F4,47=0.26 F1,47=3.42 F1,47=0.10 F1,47=1.45
P=0.4876 P=0.0079P=0.9018 P=0.0708 P=0.7476 P=0.2349 [+]
4 Keiner 45 15.93 10.08 40.98 F1,6=2.05 F1,30=42.99F4,30=0.64 F1,30=2.16 F1,30=0.02
P=0.2025 P<0.0001P=0.6356 P=0.1524 P=0.8973
Glykogen-Soleus 1 ^0.2 65 21.95 25.83 32.52 F1,6=0.52 F1,49=1.61 F4,49=1.05 F1,49=0.02 F1,49=2.00 F1,49=0.17
P=0.4960 P=0.2101 P=0.3923 P=0.8790 P=0.1631 P=0.6828 [+]
2 ^0.8 67 18.06 20.72 42.02 F1,6=0.30 F1,50=24.00F4,50=3.46F1,50=0.00 F1,50=9.14F1,50=2.47
P=0.6061 P<0.0001P=0.0142P=0.9607 P=0.0039P=0.1226 [–]
3 ^1.3 65 22.57 44.62 50.02 F1,6=10.93F1,47=1.23 F4,47=1.08 F1,47=1.53 F1,47=1.18 F1,47=0.39
P=0.0163P=0.2733 P=0.3766 P=0.2224 P=0.2828 P=0.5335 [–]
4 ^0.2 44 21.83 20.22 32.48 F1,6=0.16 F1,29=4.04 F4,29=2.28 F1,29=1.02 F1,29=0.02
P=0.7013 P=0.0539 P=0.0847 P=0.3216 P=0.8774
Glykogen Leber 1 ^0.05 65 76.41 67.58 55.59 F1,6=0.09 F1,49=0.29 F4,49=3.19F1,49=0.01 F1,49=0.07 F1,49=0.36
P=0.7791 P=0.5936 P=0.0208P=0.9389 P=0.7992 P=0.5486 [+]
2 ^0.3 67 135.78 139.01 153.35 F1,6=0.01 F1,51=0.30 F4,51=2.09 F1,51=2.15 F1,51=2.35 F1,51=9.10
P=0.9235 P=0.5844 P=0.0952 P=0.1486 P=0.1317 P=0.0040 [–]
3 ^2.3 65 228.42 292.47 223.70 F1,6=3.82 F1,47=5.46F4,47=0.34 F1,47=0.14 F1,47=0.04 F1,47=0.19
P=0.0983 P=0.0237P=0.8487 P=0.7125 P=0.8520 P=0.6626 [–]
4 Protokoll1043 26.13 29.21 56.55 F1,6=0.25 F1,28=4.89F4,28=3.42F1,28=1.19 F1,28=5.60
P=0.6356 P=0.0353P=0.0213P=0.2841 P=0.0251
GLUT-4 Gastrocnemius 1 Protokoll1065 15.82 37.34 39.69 F1,6=89.61F1,49=0.66 F4,49=0.25 F1,49=3.28 F1,49=2.09 F1,49=0.00
P<0.0001P=0.4189 P=0.9063 P=0.0761 P=0.1542 P=0.9573 [+]
4 Keiner 41 8.81 11.85 8.90 F1,6=2.31 F1,26=1.34 F4,26=2.73 F1,26=0.26 F1,26=0.00
P=0.1794 P=0.2584 P=0.0506 P=0.6117 P=0.9765
Gesamtaktivität der Glykogensynthase 1 Protokoll1063 1.68 1.73 2.33 F1,6=0.06 F1,48=5.89F4,48=0.55 F1,48=0.42 F1,48=20.32
P=0.8118 P=0.0190P=0.7006 P=0.5179 P<0.0001 ein
4 Protokoll1042 1.32 1.24 2.30 F1,6=0.33 F1,27=26.43F4,27=2.78F1,27=1.37 F1,27=10.27
P=0.5850 P<0.0001P=0.0468P=0.2519 P=0.0035 ein
Glykogensynthase-Aktivitätsverhältnis 1 Protokoll1063 19.44 20.65 15.90 F1,6=0.45 F1,48=5.34F4,48=0.55 F1,48=1.90 F1,48=2.64
P=0.5269 P=0.0252P=0.7008 P=0.1749 P=0,1110 a
4 Protokoll1042 19.68 21.03 9.80 F1,6=0.37 F1,27=20.74F4,27=0.98 F1,27=0.64 F1,27=0.49
P=0.5665 P=0.0001P=0.4347 P=0.4300 P=0,4919 a
Fraktionsgeschwindigkeit der Glykogensynthase 1 Protokoll1063 85.61 85.90 78.72 F1,6=0.01 F1,48=3.55 F4,48=0.10 F1,48=0.60 F1,48=1.28
P=0.9263 P=0.0655 P=0.9808 P=0.4433 P=0,2631 a
4 Protokoll1042 85.35 84.10 76.70 F1,6=0.13 F1,27=2.10 F4,27=1.45 F1,27=0.04 F1,27=0.72
P=0.7328 P=0.1584 P=0.2458 P=0.8422 P=0,4040 a

Plasmaglukose (mmol/l), Glykogen (Glucosyleinheiten: μmol g –1 Nassmasse) in Gastrocnemius, Soleus und Leber und GLUT-4 (% des Standards) in Gastrocnemius der Kontroll- (C) und High-Runner (HR)-Linien von Hausmäusen basierend auf separaten Analysen der Gruppen 1–4 (verschachtelte ANCOVAs). Bei der Wirkung von Radumdrehungen als Kovariate gibt das Vorzeichen in Klammern die Wirkungsrichtung an. Die Daten wurden wie angegeben transformiert, um die Normalität der Residuen zu verbessern. Die Werte sind rücktransformierte Mittelwerte der kleinsten Quadrate von SAS Procedure Mixed. Fett gedruckt Schriftart zeigt 2-tailed an P<0.05, nicht bereinigt für Mehrfachvergleiche

Zeitdauer, in der Gewebe im Gefrierschrank als Kovariate aufbewahrt wurde

Verschachtelte ANCOVAs zum Vergleich der Gruppen 1 (fünf Tage Radzugang) und 4 (kein Radzugang)

. Transformieren. n . Zugang zu Rädern. Linientyp . Mini-Muskel. Radzugang× Leitungstyp . Radzugang ×Mini-Muskel . Brunstzyklus. Alter .
Plasmaglukose Keiner 101 F1,6=8.31F1,6=1.91 F1,78=0.55 F1,6=0.10 F1,78=0.00 F4,78=1.02 F1,78=4.11
P=0.0280P=0.2163 P=0.4595 P=0.7591 P=0.9901 P=0.4011 P=0.0459
Glykogen Gastrocnemius ^0.2 110 F1,6=0.48 F1,6=2.93 F1,87=82.38F1,6=1.06 F1,87=0.10 F4,87=1.41 F1,87=1.73
P=0.5150 P=0.1376 P<0.0001P=0.3439 P=0.7552 P=0.2371 P=0.1915
Glykogen-Soleus ^0.3 109 F1,6=0.08 F1,6=0.59 F1,86=0.48 F1,6=0.81 F1,86=0.28 F4,86=0.79 F1,86=0.00
P=0.7863 P=0.4698 P=0.4891 P=0.4037 P=0.5962 P=0.5359 P=0.9974
Glykogen Leber ^0.1 109 F1,6=3.39 F1,6=0.00 F1,86=0.71 F1,6=0.01 F1,86=0.59 F4,86=1.60 F1,86=0.21
P=0.1150 P=0.9881 P=0.4007 P=0.9197 P=0.4456 P=0.1823 P=0.6485
GLUT-4 Gastrocnemius ^0.5 106 F1,6=33.79F1,6=72.17F1,83=0.22 F1,6=34.48F1,83=3.61 F4,83=0.70 F1,83=4.59
P=0.0011P<0.0001P=0.6390 P=0.0011P=0.0610 P=0.5921 P=0.0351
Glykogensynthase-Aktivitätsverhältnis Protokoll10105 F1,6=4.01 F1,6=0.29 F1,82=25.51F1,6=0.02 F1,82=3.44 F4,82=0.33 F1,86=0.57
P=0.0921 P=0.6085 P<0.0001P=0.8934 P=0.0672 P=0.8572 P=0.4518
Fraktionsgeschwindigkeit der Glykogensynthase Protokoll10105 F1,6=0.08 F1,6=0.05 F1,82=4.49F1,6=0.17 F1,82=0.16 F4,82=0.68 F1,86=0.32
P=0.7809 P=0.8365 P=0.0370P=0.6919 P=0.6923 P=0.6055 P=0.5715
. Transformieren. n . Zugang zu Rädern. Linientyp . Mini-Muskel. Radzugang× Leitungstyp . Radzugang ×Mini-Muskel . Brunstzyklus. Alter .
Plasmaglukose Keiner 101 F1,6=8.31F1,6=1.91 F1,78=0.55 F1,6=0.10 F1,78=0.00 F4,78=1.02 F1,78=4.11
P=0.0280P=0.2163 P=0.4595 P=0.7591 P=0.9901 P=0.4011 P=0.0459
Glykogen Gastrocnemius ^0.2 110 F1,6=0.48 F1,6=2.93 F1,87=82.38F1,6=1.06 F1,87=0.10 F4,87=1.41 F1,87=1.73
P=0.5150 P=0.1376 P<0.0001P=0.3439 P=0.7552 P=0.2371 P=0.1915
Glykogen-Soleus ^0.3 109 F1,6=0.08 F1,6=0.59 F1,86=0.48 F1,6=0.81 F1,86=0.28 F4,86=0.79 F1,86=0.00
P=0.7863 P=0.4698 P=0.4891 P=0.4037 P=0.5962 P=0.5359 P=0.9974
Glykogen Leber ^0.1 109 F1,6=3.39 F1,6=0.00 F1,86=0.71 F1,6=0.01 F1,86=0.59 F4,86=1.60 F1,86=0.21
P=0.1150 P=0.9881 P=0.4007 P=0.9197 P=0.4456 P=0.1823 P=0.6485
GLUT-4 Gastrocnemius ^0.5 106 F1,6=33.79F1,6=72.17F1,83=0.22 F1,6=34.48F1,83=3.61 F4,83=0.70 F1,83=4.59
P=0.0011P<0.0001P=0.6390 P=0.0011P=0.0610 P=0.5921 P=0.0351
Glykogensynthase-Aktivitätsverhältnis Protokoll10105 F1,6=4.01 F1,6=0.29 F1,82=25.51F1,6=0.02 F1,82=3.44 F4,82=0.33 F1,86=0.57
P=0.0921 P=0.6085 P<0.0001P=0.8934 P=0.0672 P=0.8572 P=0.4518
Fraktionsgeschwindigkeit der Glykogensynthase Protokoll10105 F1,6=0.08 F1,6=0.05 F1,82=4.49F1,6=0.17 F1,82=0.16 F4,82=0.68 F1,86=0.32
P=0.7809 P=0.8365 P=0.0370P=0.6919 P=0.6923 P=0.6055 P=0.5715

Die Daten wurden wie angegeben transformiert, um die Normalität der Residuen zu verbessern. Fett gedruckt Schriftart zeigt 2-tailed an P<0.05, nicht bereinigt für Mehrfachvergleiche

Gastrocnemius-Glykogen-Synthase-Aktivität

Die Gesamtaktivität der Glykogensynthase war signifikant erhöht, während das Aktivitätsverhältnis bei Mini-Muskel-Gastrocnemius im Vergleich zu HR-Normal- und C-Mäusen signifikant reduziert war, aber im Allgemeinen nicht durch Linientyp oder Radzugang beeinflusst wurde (Tabellen 2, 3). Da die Lagerzeit im Gefrierschrank die Gesamtaktivität in beiden Gruppen signifikant beeinflusste (Tabelle 2) und die Zeit mit der Gruppenzugehörigkeit verwechselt wurde, wurden die Gruppen 1 und 4 nicht statistisch verglichen (Tabelle 3). Die Prüfung der Mittelwerte der kleinsten Quadrate zeigt, dass HR mini nach fünf Tagen Radzugang eindeutig eine 60-prozentige Zunahme des Aktivitätsverhältnisses aufwies (von 9,80 auf 15,90 Tabellen 2, 3). Die Fraktionsgeschwindigkeit der Glykogensynthase war auch bei HR mini signifikant reduziert (Tabelle 3).

Glykogenkonzentration

Wie in Tabelle 2 gezeigt, war der Mini-Muskel-Phänotyp mit einer höheren Glykogenkonzentration in Gastrocnemius, Soleus und Leber bei Mäusen ohne Radzugang verbunden (Gruppe 4). Wenn Mäuse 5–6 Tage lang Zugang zu Rädern hatten, zeigte HR mini zu allen drei Zeitpunkten auch signifikant erhöhte Gastrocnemius-Glykogen (Tabellen 2, 3, 4). Obwohl HR mini zu allen Zeitpunkten auch erhöhte Soleus-Glykogen zeigte, war der Effekt statistisch signifikant erst um 02:00 Uhr (Gruppe 2), als die Werte für HR mini ungefähr doppelt so hoch waren wie bei anderen Mäusen. Die HR hatte auch um 07:00 Uhr eine signifikant höhere Soleus-Glykogenkonzentration (Gruppe 3, Tabelle 2). Im Gegensatz zu den Ergebnissen für die Muskeln war die Glykogenkonzentration in der Leber bei HR mini signifikant niedriger als bei HR normal um 07:00 Uhr (Gruppe 3 Tabelle 2). Schließlich stand die Anzahl der Radumdrehungen in einem negativen Zusammenhang mit der Glykogenkonzentration in der Leber um 02:00 Uhr (Gruppe 2, siehe Abb. 2), und dies war die einzige signifikante Beziehung zwischen [Glykogen] und der Laufmenge (Tabelle 2).

Verschachtelte ANCOVAs, die die Gruppen 1, 2 und 3 vergleichen, die zu unterschiedlichen Zeiten am sechsten Tag des Radzugangs geopfert wurden

. Transformieren. n . Gruppe. Linientyp . Mini-Muskel. Gruppe×Linientyp . Gruppe × Minimuskel . Brunstzyklus. Alter .
Plasmaglukose Keiner 186 F2,12=7.10F1,6=3.27 F1,154=0.01 F2,12=1.1 F2,154=2.37 F4,154=085 F1,154=6.12
P=0.0092P=0.1203 P=0.9196 P=0.3625 P=0.0969 P=0.4972 P=0.0145
Glykogen Gastrocnemius ^0.4 197 F2,12=0.13 F1,6=1.24 F1,165=92.39F2,12=0.98 F2,165=3.04 F4,165=0.88 F1,165=0.01
P=0.8761 P=0.3084 P<0.0001P=0.4045 P=0.0503 P=0.4754 P=0.9140
Glykogen-Soleus ^0.6 196 F2,12=1.27 F1,6=6.53F1,164=4.06F2,12=4.63F2,164=3.58F4,164=3.20F1,164=0.03
P=0.3170 P=0.0431P=0.0456P=0.0324P=0.0302P=0.0146P=0.8708
Glykogen Leber ^0.5 197 F2,12=11.06F1,6=0.68 F1,165=1.25 F2,12=3.28 F2,165=0.12 F4,165=4.00F1,165=3.88
P=0.0019P=0.4422 P=0.2659 P=0.0729 P=0.8854 P=0.0040P=0.0505
. Transformieren. n . Gruppe. Linientyp . Mini-Muskel. Gruppe×Linientyp . Gruppe × Minimuskel . Brunstzyklus. Alter .
Plasmaglukose Keiner 186 F2,12=7.10F1,6=3.27 F1,154=0.01 F2,12=1.1 F2,154=2.37 F4,154=085 F1,154=6.12
P=0.0092P=0.1203 P=0.9196 P=0.3625 P=0.0969 P=0.4972 P=0.0145
Glykogen Gastrocnemius ^0.4 197 F2,12=0.13 F1,6=1.24 F1,165=92.39F2,12=0.98 F2,165=3.04 F4,165=0.88 F1,165=0.01
P=0.8761 P=0.3084 P<0.0001P=0.4045 P=0.0503 P=0.4754 P=0.9140
Glykogen-Soleus ^0.6 196 F2,12=1.27 F1,6=6.53F1,164=4.06F2,12=4.63F2,164=3.58F4,164=3.20F1,164=0.03
P=0.3170 P=0.0431P=0.0456P=0.0324P=0.0302P=0.0146P=0.8708
Glykogen Leber ^0.5 197 F2,12=11.06F1,6=0.68 F1,165=1.25 F2,12=3.28 F2,165=0.12 F4,165=4.00F1,165=3.88
P=0.0019P=0.4422 P=0.2659 P=0.0729 P=0.8854 P=0.0040P=0.0505

Die Daten wurden wie angegeben transformiert, um die Normalität der Residuen zu verbessern. Fett gedruckt Schriftart zeigt 2-tailed an P<0.05, nicht bereinigt für Mehrfachvergleiche

Analysen zum Vergleich der Gruppen 1 und 4 zeigten in keinem der gemessenen Organe eine Wirkung des Radzugangs auf [Glykogen] (Tabelle 3), obwohl das Leberglykogen bei normalen Mäusen (dh nicht Mini) mit Radzugang im Durchschnitt höher war als bei Mäusen ohne Räder, unabhängig von der Selektionsgeschichte (2,92 und 2,31 mal höher für C und HR normal, Tabelle 2).

Kombinierte Analysen aller Mäuse mit Radzugang für 5–6 Tage (Gruppen 1, 2 und 3) zeigten, dass [Glykogen] je nach Gewebe durch den Messzeitpunkt unterschiedlich beeinflusst wurde (Tabelle 4).Leber [Glykogen] wurde durch den Messzeitpunkt signifikant beeinflusst (Tabelle 4), da alle Mäuse einen signifikanten Anstieg ihres Mittelwertes von 16:00 Uhr bis 02:00 Uhr und von 02:00 Uhr bis 07:00 Uhr zeigten (Tabelle 2). Im Soleus zeigten die HF mini einen Anstieg von [Glykogen] sowohl von 16:00 Uhr bis 02:00 Uhr (29,2%) als auch von 2:00 Uhr bis 07:00 Uhr (19,0%), C und HF normal zeigten eine Abnahme von 16:00 Uhr bis 02:00 Uhr (17,7 % bzw. 19,8 % niedrigere Werte um 02:00 Uhr für C und HF normal) gefolgt von einer Erholung von 02:00 Uhr bis 07:00 Uhr (25,0 % und 115,4 .) % höhere Werte um 07:00 Uhr für C und HR normal, bzw. Tabelle 2). Solche Unterschiede in Muster und Ausmaß der Variation von Soleus [Glykogen] mit der Zeit der Messung spiegelten sich in der signifikanten Interaktion zwischen der Zeit und sowohl dem Linientyp als auch den Mini-Muskelfaktoren wider (Tabelle 4). Im Vergleich zu C-Mäusen hatten HR-Mäuse im Allgemeinen einen höheren Soleus [Glykogen] für Gruppe 3 (Tabellen 2, 4).

Kontrolle, HF normal und HF mini unterschieden sich auch in der Art und Weise, wie sich der Gastrocnemius[Glykogen] mit der Messzeit änderte. HR mini zeigte beispielsweise einen Anstieg von 16:00 Uhr auf 02:00 Uhr (13,2 %), gefolgt von einer ähnlichen Abnahme von 02:00 Uhr auf 07:00 Uhr (13,6 %) (Tabellen 2, 4). Im Gegensatz dazu zeigten C-Mäuse von 16:00 Uhr auf 02:00 Uhr im Wesentlichen keine Veränderung (+3,0%), aber eine Zunahme von 02:00 Uhr auf 07:00 Uhr (18,7%), während die Mittelwerte für die HR normal anstiegen von 16:00 bis 02:00 Uhr (34,5%) und von 02:00 bis 07:00 Uhr (39,8% Tabelle 2).

Die GLUT-4-Abundanz im Gastrocnemius-Muskel war in den selektiv gezüchteten "High Runner" (HR)-Linien von Mäusen viel höher als in den nicht-selektierten Kontrolllinien (C) nach fünf Tagen Radzugang (Gruppe 1, wie in Tabelle 1 dargestellt). . Offensichtlich war dieser Unterschied keine einfache lineare Funktion der Radbewegungen einzelner Mäuse in der Nacht zuvor (Tabelle 2, P=0,9573 für den Einfluss der Radumdrehungen). Wie im Text diskutiert, scheint dies einen Fall von erhöhter „selbstinduzierter adaptiver Plastizität“ in den HR-Linien von Mäusen darzustellen (Swallow et al., 2005, Garland und Kelly, 2006). Ein repräsentativer Western-Blot für GLUT-4 von sechs Individuen ist ebenfalls gezeigt.

Die GLUT-4-Abundanz im Gastrocnemius-Muskel war in den selektiv gezüchteten "High Runner" (HR)-Linien von Mäusen viel höher als in den nicht-selektierten Kontrolllinien (C) nach fünf Tagen Radzugang (Gruppe 1, wie in Tabelle 1 dargestellt). . Offensichtlich war dieser Unterschied keine einfache lineare Funktion der Radbewegungen einzelner Mäuse in der Nacht zuvor (Tabelle 2, P=0,9573 für die Wirkung der Radumdrehungen). Wie im Text diskutiert, scheint dies einen Fall von erhöhter „selbstinduzierter adaptiver Plastizität“ in den HR-Linien von Mäusen darzustellen (Swallow et al., 2005, Garland und Kelly, 2006). Ein repräsentativer Western-Blot für GLUT-4 von sechs Individuen ist ebenfalls gezeigt.

Die Glykogenkonzentration in der Leber zeigte eine signifikante (P=0,0040)negativer Zusammenhang mit der Anzahl der Radumdrehungen in der 02:00-h-Gruppe (Gruppe 2, wie in Tabelle 1 skizziert, siehe Tabelle 2 für statistische Analyse), aber keine Unterschiede zwischen Kontrolle (C), „High Runner“ (HR) normale ("ausgewählte") oder HR-Mini-Muskelmäuse.

Die Glykogenkonzentration in der Leber zeigte eine signifikante (P=0,0040)negativer Zusammenhang mit der Anzahl der Radumdrehungen in der 02:00-h-Gruppe (Gruppe 2, wie in Tabelle 1 skizziert, siehe Tabelle 2 für statistische Analyse), aber keine Unterschiede zwischen Kontrolle (C), „High Runner“ (HR) normale ("ausgewählte") oder HR-Mini-Muskelmäuse.

Außerdem wurde [Glykogen] durch den Brunstzyklus sowohl im Soleus als auch in der Leber beeinflusst (Tabelle 4). Im Durchschnitt waren die Werte in Östrus 2 in der Leber am niedrigsten: Werte in Postöstrus, Östrus 1, Diöstrus und Proöstrus waren um 13%, 15%, 27% bzw. 46% höher. Im Soleus hatten Weibchen während der Postöstrus die niedrigsten Glykogenkonzentrationen, wobei die Werte für Östrus 2, Östrus 1, Proöstrus und Diöstrus um 2 %, 15 %, 17 % bzw. 37 % höher waren.

Plasmaglukose

Die Plasmaglukosekonzentration wurde in keiner Gruppe durch den Linientyp oder den Mini-Muskel-Phänotyp beeinflusst (Tabelle 2). Bei Mäusen mit Radzugang für 5 bis 6 Tage war [Glukose] signifikant negativ mit der Anzahl der Umdrehungen für Mäuse verbunden, die sowohl um 02:00 Uhr als auch um 07:00 Uhr entnommen wurden (Gruppen 2 bzw. 3).

Der Vergleich der Gruppen 1 und 4 zeigte einen signifikanten Anstieg des Plasmas [Glukose], wenn Mäuse mit Zugang zu Rädern untergebracht wurden (Tabelle 3). Die Mittelwerte für Gruppe 1 waren 8,6 %, 9,4 % bzw. 2,4 % höher für C, HF normal und HF mini aus Gruppe 4 (Tabelle 2).

Eine Analyse, die die drei Gruppen von Mäusen mit Radzugang vergleicht, zeigte einen signifikanten Einfluss des Zeitpunkts der Messung auf die Plasmaglukosekonzentration zusätzlich zu dem positiven Einfluss des Alters (Tabelle 4). Alle Mäuse zeigten eine Abnahme von 16:00 Uhr bis 02:00 Uhr (17,5%, 8,1% und 10,2% für C, HR normal und HR mini, Tabelle 2). Die Plasmaglukosekonzentration zeigte von 02:00 Uhr bis 07:00 Uhr eine geringe Änderung für C und HR mini, aber die HR normal zeigte um 07:00 Uhr einen um 6,8 % niedrigeren Mittelwert (Tabelle 2).


Von allosterischen Enzymen gesteuerte Stoffwechselprozesse (mit Diagramm)

Ein hervorragendes Beispiel für die allosterische Enzymregulation von Stoffwechselprozessen ist die Wechselbeziehung bei Tieren zwischen den Stoffwechselwegen, die zu Folgendem führen:

(1) Die Synthese von Glykogen aus Glucose und

(2) Die Oxidation von Glucose zu CO2 und Wasser.

Fast alle energieverbrauchenden Prozesse im Körper laufen auf Kosten von ATP ab und ein Großteil dieses ATP wird durch die Oxidation von Glukose gewonnen. In Zeiten erhöhter Aktivität (z. B. Sport) wird Glykogen zu Glukose abgebaut, die dann in den Stoffwechselweg gelangt und in CO . umwandelt2 und Wasser, mit nachfolgender Erzeugung von ATP. Im Gegensatz dazu wird in Ruhephasen oder geringem Energiebedarf absorbierte Glukose in Glykogen umgewandelt.

Drei der am Glukosestoffwechsel beteiligten Enzyme sind allosterisch, und zwar die Phosphofructokinase (ein Enzym, das in der Reihe von Reaktionen benötigt wird, die Glukose-6-Phosphat in CO . umwandeln2 und Wasser), Glykogensynthetase (beteiligt am Einbau von Glukose-l-Phosphat in Glykogen) und Glykogen-Phosphorylase (die Glukose als Glukose-l-Phosphat aus Glykogen während des Glykogen-Katabolismus entfernt).

Wenn der ATP-Spiegel hoch ist und kein großer Energieverbrauch im Körper stattfindet, wird Glukose in Glykogen umgeleitet (d. h. die “Glykogenese” überwiegt). Dies wird erreicht, weil ATP als negativer Effektor von Phosphofructokinase und Glykogenphosphorylase und als positiver Effektor zusammen mit Glucose-6-phosphat der Glykogensynthetase wirkt (Abb. 11-8a).

Bei sinkendem ATP-Spiegel (z. #8220Glykogenolyse”). Dieser Signalweg wird durch die positiven Effekte des ATP-Vorläufers AMP auf die Phosphofructokinase und die Glykogen-Phosphorylase aktiviert.

Auch das Hormon Epinephrin, das in Zeiten hoher Aktivität in den Blutkreislauf ausgeschüttet wird, hat einen Einfluss auf diese Stoffwechselwege im Muskel und in der Leber. Wenn Adrenalin im Blutkreislauf die Muskeln erreicht, bindet es an die Oberfläche der Muskelzellen und fördert die Synthese von zyklischem AMP (cAMP) durch das Enzym Adeny Icy close.

Das cAMP aktiviert dann allosterisch ein zweites Enzym (Proteinkinase), das letztendlich die Glykogenphosphorylase aktiviert, jedoch die Glykogensynthetase inaktiviert (Abb. 11-8b). Dieses Phänomen wird auch mit den Funktionen von Hormonen und der Rolle der Proteinphosphorylierung als metabolischer Regulationsmechanismus betrachtet.

Die oben beschriebenen Wege veranschaulichen die Mechanismen zum Ein- und Ausschalten allosterischer Enzyme. Ohne solche Mechanismen wären beide Wege gleichzeitig aktiv, sodass sich ihre Wirkungen gegenseitig aufheben – ein höchst unproduktiver Zustand! Allosterismus bietet somit eine Grundlage für die Regulierung des Aktivitätsniveaus verwandter Stoffwechselwege.

Die Regulation der Aminosäuresynthese:

Escherichia coli ist ein klares Beispiel für die Kontrolle divergierender Stoffwechselwege durch Rückkopplungshemmung. Ein Überblick über die Stoffwechselwege für die Synthese von drei Aminosäuren ist in Abbildung 11.9 dargestellt. Lysin, Methionin und Threonin werden jeweils aus Aspartat synthetisiert und können jeweils bei der Proteinsynthese verwendet werden.

Ohne metabolische Kontrollen würde der Verzehr oder die Verwendung einer dieser Aminosäuren die Stoffwechselwege stimulieren und eine unnötige Synthese der ungenutzten Aminosäuren sowie der verwendeten verursachen. Ein solches unreguliertes System würde lebenswichtige Ressourcen und Energie verbrauchen. Beide Faktoren könnten Auswirkungen auf das Überleben des Organismus und evolutionäre Konsequenzen für die Art haben.

In E. coli sind jedoch die allosterischen Regulationsmechanismen am effektivsten. Die Akkumulation jeder Aminosäure erzeugt eine Rückkopplungshemmung des ersten Enzyms im spezifischen Zweig des Stoffwechselwegs, der zur Synthese dieser Aminosäure führt. In Abbildung 11.9 ist dieser negative Effekt durch gestrichelte Linien dargestellt.

Darüber hinaus wird durch Effekte auf das Enzym Aspartokinase, das Aspartat katalysiert und phosphoryliert, eine zusätzliche Regulationsebene erreicht. Dieses Enzym existiert in drei Formen (d. h. es gibt drei Isozyme), die in Abbildung 11-9 durch drei separate Pfeile symbolisiert werden, um die Umwandlung von Aspartat in Aspartylphosphat zu zeigen.

Eines der Isozyme wird durch Threonin spezifisch und vollständig gehemmt, das zweite (das nur in geringen Mengen vorhanden ist) wird spezifisch durch Homoserin gehemmt und das dritte Isozym wird spezifisch durch Lysin gehemmt. Außerdem wird die Synthese des letzteren Isozyms durch Lysin unterdrückt. (Repression ist ein Regulationsmechanismus, der die Anzahl der Enzymmoleküle in der Zelle reduziert.


EINLEITUNG

Muskelglykogen ist seit den frühen Studien von Bergström et al. Die Abhängigkeit von Muskelglykogen steigt mit zunehmender Trainingsintensität und ein direkter Zusammenhang zwischen Erschöpfung und Erschöpfung der Muskelglykogenspeicher wurde beschrieben ( 1–3). Daher ist die Glykogensyntheserate nach dem Training ein wichtiger Faktor bei der Bestimmung der Zeit, die zur Erholung benötigt wird. Die Glykogensynthese wird nicht nur durch das Ausmaß des Glykogenabbaus beeinflusst, sondern auch direkter durch die Art, Dauer und Intensität der vorherigen Übung, da diese die akuten enzymatischen Veränderungen sowie die Erholung von den akuten Veränderungen, die induziert durch anstrengendes Training (4–6).

Um die Glykogensyntheserate zu optimieren, sollten ausreichende Mengen an Kohlenhydraten aufgenommen werden (1, 7, 8). Blom et al. (9) schlugen zunächst vor, dass eine Kohlenhydrataufnahme von 0,35 g·kg Körpergewicht –1 ·h –1 in 2-Stunden-Intervallen die Muskelglykogensynthese maximiert. Ivy et al. (7) beobachteten keine Unterschiede in den Glykogenspeicherraten, nachdem die Probanden 0,75 oder 1,5 g Kohlenhydrate·kg –1 ·h –1 in 2-Stunden-Intervallen eingenommen hatten. In einer Folgestudie berichtete Ivy (10), dass eine Einnahme von >0,5 g·kg –1 ·h –1 notwendig ist, um die Glykogensynthese nach dem Training zu maximieren, wenn Nahrungsergänzungsmittel in 2-Stunden-Intervallen verabreicht werden. In Studien, in denen Kohlenhydrate häufiger und mit höheren Aufnahmeraten aufgenommen wurden, wurden höhere Glykogensyntheseraten berichtet als in Ivys Studie (4, 11). Andere Versuche, die Glykogensyntheserate durch Änderung der Verabreichungsform (dh als Lösung, als Feststoff oder intravenös) zu erhöhen, waren erfolglos ( 8, 12).

Zawadzki et al. (13) berichteten, dass die Zugabe eines intakten Proteins zu einer kohlenhydrathaltigen Lösung bei Probanden nach dem Training zu höheren Glykogensyntheseraten führte als die Aufnahme von Kohlenhydraten nur mit einer Rate von 0,8 g·kg −1·h −1 . Dies wurde durch den beobachteten zusätzlichen Anstieg der Plasmainsulinkonzentrationen nach Einnahme des Kohlenhydrat-Protein-Gemisches erklärt. Erhöhte Insulinkonzentrationen können zu einer erhöhten Glukoseaufnahme (14) und zu einer Erhöhung der Glykogensynthase-Aktivität (15, 16) führen, die bei ausreichender Substratversorgung den Hauptfaktor für die Geschwindigkeit der Glykogensynthese bildet (13, 17). Die stimulierende Wirkung der kombinierten Aufnahme von Kohlenhydrat und Protein auf die Plasmainsulinkonzentrationen wurde zuvor untersucht (18–21) und wird in einem begleitenden Artikel ausführlich beschrieben ( 22). Wir zeigten, dass die Einnahme einer Mischung aus einem Weizenhydrolysat, freiem Leucin und freiem Phenylalanin in Kombination mit einem Kohlenhydratgetränk bei gesunden Probanden nach einem Fasten über Nacht zu einem erheblichen Anstieg des Plasmainsulins führt (22).

Das erste Ziel dieser Studie war es zu untersuchen, ob und inwieweit die Einnahme dieses stark insulinotropen Proteinhydrolysats und Aminosäuregemisches in Kombination mit Kohlenhydrat (0,8 g•kg −1 •h −1 ) die Muskelglykogensynthese nach dem Training beschleunigen kann . Das zweite Ziel bestand darin, festzustellen, ob die Glykogensyntheserate auch durch eine erhöhte Kohlenhydratzufuhr erhöht werden kann. Die gewählten Aufnahmeraten basierten auf denen von Zawadzki et al. (13). Wir entschieden uns jedoch, die Nahrungsergänzungsmittel in 30-Minuten-Intervallen bereitzustellen, da eine häufigere Kohlenhydrataufnahme zu höheren Glykogensyntheseraten führen könnte (4, 11). Um diese Ziele zu erreichen, führten 8 hochtrainierte Radfahrer dreimal einen Glykogen-Depletion-Test durch, wonach Getränke mit Kohlenhydrat (0,8 g•kg −1 •h −1 ), Kohlenhydrat und einer Mischung aus Aminosäuren und Proteinhydrolysaten (0,8 und 0,4 g•kg –1 •h –1 ) oder eine isoenergetische Kohlenhydratmenge (1,2 g•kg –1 •h –1 ) wurden über einen Zeitraum von 5 h aufgenommen. Plasmainsulin- und Glucosekonzentrationen wurden gemessen und Muskelbiopsien wurden unmittelbar nach dem Training und 5 h später entnommen, um die Glykogensynthaseaktivität und den Muskelglykogengehalt zu bestimmen.


Glukoneogenese vs. Glykolyse - Schlüsselenzyme

Schritte der Glukoneogenese

Der Weg der Gluconeogenese nutzt viele, aber nicht alle Enzyme von Glykolyse.

Die Reaktionen, die der Glykolyse und der Gluconeogenese gemeinsam sind, sind die reversiblen Reaktionen.

Zwei dieser irreversiblen Schritte sind die beiden ATP-benötigenden Aktivierungsreaktionen der Glykolyse, die durch Glucokinase und Phosphofructokinase-1 katalysiert werden. Sie werden von Glucose-6-Phosphatase bzw. Fructose-1,6-Bisphosphatase umgangen.

Der dritte irreversible Schritt der Glykolyse ist die zweite ATP-erzeugende Reaktion, die durch Pyruvatkinase katalysiert wird.

Der Gluconeogenese-Weg nutzt die durch Pyruvat-Carboxylase und Phosphoenolpyruvat-Carboxykinase katalysierten Reaktionen, um die irreversible Pyruvat-Kinase-Reaktion der Glykolyse zu umgehen.

Video - Gluconeogenese - Biochemie


Stoffwechsel im Fastenzustand

Ungefähr 2 Stunden nach einer Mahlzeit führt die Abnahme des Serumglukosespiegels zu einer verminderten Insulinproduktion in der Bauchspeicheldrüse. An dieser Stelle in nüchterner Zustand Stoffwechsel, wird das Verhältnis von Insulin zu Glucagon <1 (Insulin niedriges Glucagon hoch) mit einem zusätzlichen Anstieg von Cortisol und Adrenalin. Unter diesen Bedingungen werden Gewebe dazu übergehen, alternative Brennstoffe zur Energiegewinnung zu nutzen, um die Glukosehomöostase aufrechtzuerhalten. Der Stoffwechsel im nüchternen Zustand hat einen begrenzten Einfluss auf die Oxidation von Glukose durch das Gehirn und die roten Blutkörperchen, führt jedoch zu einer erhöhten Fettsäureoxidation sowohl durch die Skelettmuskulatur als auch durch die Leber (Abbildung 3.6). Die von diesen Geweben oxidierten Fettsäuren werden durch den Prozess der Adrenalin-vermittelten Lipolyse aus dem Fettgewebe freigesetzt. Im nüchternen Zustand wird die Leber hauptsächlich Glukose freisetzen, indem sowohl Glukoneogenese als auch Glykogenolyse zur Aufrechterhaltung des Blutzuckers verwendet werden.

GEWEBETYP VERWENDETER KRAFTSTOFF IM GESCHNACHTEN ZUSTAND PFAD ZUR BEREITSTELLUNG DES KRAFTSTOFFES
Leber Fettsäuren Lipolyse im Fettgewebe
rote Blutkörperchen Glucose Hepatische Glykogenolyse und Gluconeogenese
Gehirn Glucose Hepatische Glykogenolyse und Gluconeogenese
Skelettmuskulatur Fettsäuren Lipolyse im Fettgewebe
Tabelle 3.3 Zusammenfassende Tabelle der im nüchternen Zustand verwendeten Brennstoffe und die Pfade, die die Brennstoffquelle bereitstellen. (Kindred Grey 2020 über LibreTexts CC BY 4.0)

Leberstoffwechsel

Die Hauptaufgabe der Leber im nüchternen Zustand besteht darin, Glukose zu synthetisieren und freizusetzen. Um diese Aufgabe zu erleichtern, wird die Leber zirkulierende freie Fettsäuren als primäre Brennstoffquelle verwenden, um Energie (ATP) für diese homöostatischen Prozesse zu erzeugen. (Diese Prozesse sind in Abbildung 3.2 und den Tabellen 3.3 und 3.4) zusammengefasst.

  1. Glykogenolyse. Die hepatische Glykogenolyse liefert Glukose, die in den Blutkreislauf freigesetzt wird, um den Blutzucker aufrechtzuerhalten und ein oxidierbares Substrat für das Gehirn und die Erythrozyten bereitzustellen (Abschnitt 4.5).
  2. Glukoneogenese. Dies ist ein anaboler Prozess, der Glukose aus Laktat, Aminosäuren und/oder Glycerin synthetisiert. Dieser Prozess ist stark abhängig vom ATP, das aus der (eta)-Oxidation entsteht. Die produzierte Glukose wird in den Blutkreislauf freigesetzt, um den Blutzucker aufrechtzuerhalten und ein oxidierbares Substrat für das Gehirn und die Erythrozyten bereitzustellen (Abschnitt 5.1).
  3. Fettsäure (eta)-Oxidation. Dies ist der Prozess, bei dem freie Fettsäuren oxidiert werden, um Acetyl-CoA, NADH und FADH(_2) zu produzieren. Es ist ein Prozess mit hoher Energieausbeute und wird benötigt, um im nüchternen Zustand ATP zu erzeugen (Abschnitt 5.2).
  4. Ketogenese. Dieses Verfahren nutzt das durch (eta)-Oxidation erzeugte Acetyl-CoA zur Herstellung von (eta)-Hydroxybutyrat und Acetoacetat. Diese Ketonkörper können durch peripheres Gewebe oxidiert werden, die Leber kann Ketonkörper nicht oxidieren (Abschnitt 5.2).
  5. Harnstoffzyklus. Der durch Cortisol initiierte Proteinkatabolismus liefert Aminosäuren, die als Substrat für die Gluconeogenese benötigt werden. Um die Kohlenstoffgerüste (Ketosäuren) zu nutzen, müssen die Aminosäuren desaminiert und das Ammoniak durch die Harnstoffsynthese entsorgt werden Stickstoff gelangt als Aspartat oder freies Ammoniak in den Harnstoffkreislauf (Abschnitt 5.3).

Stoffwechsel der roten Blutkörperchen

Dem roten Blutkörperchen fehlen Mitochondrien, daher oxidiert es Glukose sowohl unter nüchternen als auch unter nüchternen Bedingungen. Der Stoffwechsel dieses Gewebes bleibt weitgehend unverändert.

Gehirnstoffwechsel

Das Gehirn wird unter den meisten Bedingungen Glukose oxidieren, mit Ausnahme von Hungerzuständen. Unter normalen Fastenbedingungen werden Ketone zwar synthetisiert, aber das Gehirn wird erst nach längerem Fasten (Tage) dazu übergehen, sie als vorherrschende Energiequelle zu verwenden.

Stoffwechsel der Skelettmuskulatur

Die Skelettmuskulatur erhöht die Aufnahme von Fettsäuren und Ketonen.

  1. Fettsäure (eta)-Oxidation. Dies ist der Prozess, bei dem freie Fettsäuren zu Acetyl-CoA, NADH und FADH(_2) oxidiert werden (Abschnitt 5.2).
  2. Oxidation von Ketonen. Von der Skelettmuskulatur aufgenommene Ketonkörper können wieder in Acetyl-CoA umgewandelt und im TCA-Zyklus oxidiert werden (Abschnitt 5.2).
  3. Proteinkatabolismus. Der Cortisol-vermittelte Proteinkatabolismus ist ebenfalls aktiv und liefert Aminosäuren für die Gluconeogenese in der Leber.

Fettstoffwechsel

Der wichtigste Vorgang im Fettgewebe während des Fastens ist die Lipolyse.

  1. Lipolyse. Dieser Prozess setzt Fettsäuren aus gespeicherten Triacylglycerolen frei und liefert ein oxidierbares Substrat für die Skelettmuskulatur und die Leber (Abschnitt 5.2).

Fructose-1,6-Biphosphatase

Angetrieben von der Substratverfügbarkeit

Tabelle 3.4: Zusammenfassung des Stoffwechsels im Nüchternzustand. (Kindred Grey 2020 über LibreTexts CC BY 4.0)

Abbildung 3.2: Übersicht über den Stoffwechsel im nüchternen Zustand. (Kindred Grey 2020 über LibreTexts CC BY 4.0, angepasst von Pelley & rsquos Rapid Reviews)