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44: Biochemische Testtabelle - Biologie

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44: Biochemische Testtabelle

Biochemischer Test und Identifizierung von Proteus mirabilis

Was sind der biochemische Test und die Identifizierung von Proteus vulgaris?

in erster Linie die meisten Testidentifikationen für Proteus spp durch Urease-Test, PPA
Der zweite biochemische Test indole ist auf p. Mirabilis von p vulgaris. Wenn Indol positiv_ P.vllulgaris wenn negativ – P.mirabilis

Darf ich das Ergebnis für den Koagulase-Test erfahren?

Was ist die beste Identifizierung von Corynebacterium diphtherie?

Loeflers Serum Schräg- oder Tindales-Agar sind selektive Medien für Cornye. Cornye hat einen besonderen Blick auf den Tinsdale-Agar. Dann machen Sie Ihre normalen Gram-Färbungen (Gram-positive Bazillen, manchmal mit Keulenform), Katalase (positiv), Urease-Test (negativ), Wachstum wird auf einem MacConkey-Agar nicht unterstützt. Albert-Färbung zur Bestätigung, dass ein grüner Schwanz und rötliche metachromatische Körnchen sichtbar sind. Kohlenhydratfermentationstest: Maltose-negativ, Dextrose-positiv, Stärke-positiv, Saccharose-negativ. Die positiven Ergebnisse für die Stärke und die negativen Ergebnisse für die Saccharose zeigen das Vorhandensein einer Spezies von Corynebacterium diphtheriae (gravis).

Was ist die Medienwahl für den Anbau von Proteus mirabilis?

Nähragar ist immer eine sichere Wahl. MacConkey ist normalerweise ziemlich anständig, besonders wenn Sie die Laktosefermentation testen möchten. Schließlich ist Blutagar für p immer richtig cool. mirabilis, weil der Organismus dazu neigt, über den Agar zu schwärmen (wegen seiner hohen Beweglichkeit), so dass er cool zu sehen ist.


Mikroboide

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Laborserie# 15: Biochemische Tests zur Identifizierung von Bakterienisolaten

Früher wurden die meisten Tests in großen Mengen durchgeführt, wobei normalerweise mehr als 5 ml eines Mediums verwendet wurden, was mehr Zeit in Anspruch nimmt, um ein sichtbares Ergebnis zu erzielen. Nehmen wir ein Beispiel für die Verwendung von Laktose. Wenn ich ein E coli in 5 ml eines laktosehaltigen Mediums geben würde, würde das Isolat mehr Zeit brauchen, um die Lactose abzubauen und eine pH-Änderung zu ergeben, die ausreicht, um einen Messwert zu erhalten, im Vergleich zu einem 0,1 ml Mittel. Der einfachste Weg, den Zeitaufwand für das Ablesen zu minimieren, um das Gesamtreaktionsvolumen zu reduzieren, was eines der Schlüsselkonzepte in den am stärksten automatisierten Systemen ist, die ein schnelleres Ablesen der Ergebnisse ermöglichen. Abb. 1 ist ein hypothetisches Diagramm, das die Zeit zeigt, die erforderlich ist, um unter verschiedenen Bedingungen ein positives Ergebnis zu erhalten (die genauen Details ändern sich je nach Test und anderen Bedingungen).

Tabelle 1: Hämolysemuster, die
im Blutagar gesehen.
In einem typischen Szenario wird die Hämolyse nicht als biochemischer Test betrachtet und viele Mikrobiologen würden sich weigern, sie so zu nennen. In den meisten Fällen schränkt das Hämolysemuster im Blutagar die Identifizierung erheblich ein. Es gibt 4 Arten von Hämolysemustern, die in einem Blutagar zu sehen sind.

Es sollte beachtet werden, dass die Hämolyse von dem beteiligten Enzym abhängig ist und je nach Bedingungen Variationen für dieselbe Spezies beobachtet werden. Eine Studie von Vancanneyt et al die mehrere Stämme von getestet haben E Fäkalien habe folgendes gefunden. Beta-Hämolyse wurde sowohl bei Schaf- als auch Humanblut bei nur 1 Stamm beobachtet, 4 Stämme zeigten Beta-Hämolyse bei Humanblut, aber nicht bei Schafblut, und die restlichen untersuchten Stämme zeigten keine Hämolyse auf beiden Medien. Beta-Hämolyse ist natürlich kein gemeinsames Merkmal der Enterococcus-Gruppe.

Foto 1: Blutagar-Platte. Quelle
Für die Herstellung von Blutagar wird Schafblut als Reagenz empfohlen. Am häufigsten wird das gewonnene Schafsblut defibriniert (unter Verwendung steriler Glasperlen) und auf das Basalmedium gegeben, um Blutagar zu erhalten. Nach meiner Erfahrung führt das Waschen der Blutprobe mit normaler Kochsalzlösung und die anschließende Verwendung von gewaschenen Schaf-RBC zu etwas besseren Ergebnissen. Bestimmte Labore verwenden auch Pferde-/Rinderblut ohne signifikante Abweichungen im Ergebnis.
Abb. 1: SOD- und Katalase-Aktivität.
Aus Prescott Lehrbuch 5th Ed
Ich möchte ein wenig abschweifen, da es nützlich wäre. Im Allgemeinen enthalten obligate Aerobier und fakultativ Anaerobier meist die Enzyme Superoxiddismutase (SOD) und Katalase, die die Zerstörung von Superoxidradikalen bzw. Wasserstoffperoxid katalysieren. Den meisten strengen Anaerobiern fehlen beide Enzyme oder sie haben sie in sehr geringen Konzentrationen und können daher O . nicht vertragen 2 Von diesen Regeln gibt es mehrere Ausnahmen. Peroxidasen können auch verwendet werden, um Wasserstoffperoxid zu zerstören. 2 ist eine Illustration des Wachstums von Bakterien mit unterschiedlichen Reaktionen auf Sauerstoff und ihrer Katalase- und SOD-Eigenschaften.
  • Qualitative Katalase
  • SQ (halbquantitativer) Katalase-Test
  • 68 C (hitzestabil) Katalase-Test
Foto 2: Katalase-Test. Quelle
Das für qualitative Katalasetests verwendete Reagenz enthält 3% Wasserstoffperoxid, obwohl bis zu 6% akzeptabel sind. Der Test kann durch Mischen einer Kolonie mit einigen Tropfen H . durchgeführt werden 2 Ö 2 in einem Objektträger (Slide-Methode), Hinzufügen einer kleinen Kolonie zu einem H .-haltigen Reagenzglas 2 Ö 2 (Rohrmethode) oder Zugabe von H 2 Ö 2 direkt auf die Kulturplatte/Schrägstrich (Direkte Methode) und suchen Sie nach Blasenbildung innerhalb von 10sec. Es ist darauf zu achten, dass das Kulturmedium, aus dem die Kolonie verwendet wird, frei von Erythrozyten ist und inerte Materialien (wie Kunststoff-Applikatorstäbchen, Nichromdraht usw.) zum Mischen der Kolonien mit dem Reagenz verwendet werden.
Foto 3: Oxidase-Test. Quelle
Der Test identifiziert das Vorhandensein von Cytochrom-c-Oxidase oder Indophenol-Oxidase. Der Test basiert auf dem Prinzip der Redox-Reaktion (Reduktion-Oxidation). Redoxreaktionen sind in einfachen Worten eine Reihe von Reaktionen, bei denen Elektronen übertragen werden. Es handelt sich um eine Zweikomponentenreaktion, bei der eine Oxidation, die einen Elektronenverlust bedeutet, und eine Reduktion, die einen Elektronengewinn bedeutet, umfasst. Der Oxidase-Test verwendet häufig ein Reagens, Tetra-Methyl-p-phenylendiamin-Dihydrochlorid, als künstlichen Elektronendonor. Wenn das Reagenz oxidiert wird, ändert es sich von farblos zu einer dunkelblauen oder violetten Verbindung, Indophenolblau.

Klassisch wird täglich 1 % Tetramethyl-p-phenylendiamin-dihydrochlorid frisch hergestellt und in ein Filterpapier imprägniert und getrocknet. Die Kolonien werden auf dem Papier verschmiert und suchen innerhalb von 10 Sekunden nach Farbveränderungen. Kommerziell erhältliche Scheiben sind jetzt erhältlich, die N,N-Dimethyl-p-phenylendiaminoxalat, Ascorbinsäure und &agr;-Naphthol enthalten, eine Kombination, die stabiler ist und somit die Notwendigkeit einer täglichen Zubereitung vermeidet.

Der modifizierte Oxidase-Test ist ein spezieller Test, der nur für Gram-positive, Katalase-positive Kokken verwendet wird. Es wird allgemein als Microdase-Test bezeichnet. Das Enzym Micrococcus-Oxidase ist für die Reaktion nicht leicht zugänglich. Dieses Problem wird durch die Verwendung von DMSO überwunden, das die Zelle permeabilisiert und den Zugang von Reagenzien zum Oxidase-Enzym ermöglicht.


Verwendungen des Urease-Tests

  1. Dieser Test wird verwendet, um Organismen anhand ihrer Fähigkeit zu unterscheiden, Harnstoff mit dem Enzym Urease zu hydrolysieren.
  2. Dieser Test kann als Teil der Identifizierung mehrerer Gattungen und Arten von Enterobacteriaceae verwendet werden, einschließlich Proteus, Klebsiella, und einige Yersinien und Citrobacter Arten, sowie einige Corynebakterium Spezies.
  3. Es ist auch nützlich zu identifizieren Kryptokokkus spp., Brucella, Helicobacter pyloriund viele andere Bakterien, die das Urease-Enzym produzieren.
  4. Dieser Test wird direkt an Magenbiopsieproben durchgeführt, um das Vorhandensein von H. pylori.

Auswirkungen von Methamidophos auf die biochemischen, katabolen und genetischen Eigenschaften mikrobieller Bodengemeinschaften

Methamidophos ist ein Organophosphat-Pestizid mit hoher Toxizität und kann Bodenmikroben erheblich beeinträchtigen. Das Ausmaß dieses Effekts ist jedoch unklar. Wir untersuchten die Wirkung niedriger und hoher Methamidophos-Einträge auf die Struktur der Bodenmikrobengemeinschaft sowie die katabole Aktivität und die genetische Vielfalt der Bakteriengemeinschaft mit den polyphasischen Ansätzen der mikrobiellen Biomasse, Phospholipidfettsäuren (PLFAs), auf Gemeinschaftsebene katabolische Profile (CLCPs) und Muster der amplifizierten ribosomalen DNA-Restriktionsanalyse (ARDRA). Unsere Ergebnisse zeigten, dass ein hoher Methamidophos-Eintrag den gesamten mikrobiellen Biomasse-Kohlenstoff (CMikrofon) und Pilzbiomasse, aber erhöhte gramnegative Bakterien ohne signifikante Auswirkungen auf die grampositiven Bakterien. Interessanterweise zeigten die CLCPs-Muster, dass hohe Methamidophos-Einträge auch die katabolische Aktivität gramnegativer Bakterien signifikant verbesserten. Das ARDRA-Muster zeigte, dass die genetische Vielfalt der Bakteriengemeinschaft unter chemischem Stress abnahm. Darüber hinaus waren Veränderungen der untersuchten mikrobiellen Parameter bei geringen Einträgen weniger signifikant als bei hohen Einträgen von Methamidophos, was auf einen Dosiseffekt von Methamidophos auf die mikrobielle Gemeinschaft hindeutet. Unsere Ergebnisse liefern den ersten Beweis dafür, dass Methamidophos Komponenten der mikrobiellen Gemeinschaft im Boden durch die Hemmung des Pilzwachstums, aber die Verbesserung der Biomasse und katabolen Aktivität gramnegativer Bakterien unterschiedlich beeinflusst.


Saccharose-Hydrolyse von Sucrase

In diesem Lab demonstrieren Sie die Produktion des Enzyms Saccharose (Invertase) durch Hefe. Das Enzym Saccharase katalysiert die Hydrolyse des Disaccharids Saccharose zu Invertzucker. Invertzucker ist eine Mischung aus Glukose und Fruktose, die beides sind Monosaccharide. Hefe kann Saccharose nicht direkt metabolisieren (fermentieren). Damit die Hefe Saccharose als Energiequelle nutzen kann, muss sie diese zunächst in die fermentierbaren Monosaccharide Glucose und Fructose umwandeln.
Benedikts Lösung ist ein Testreagenz, das mit einfachen reduzierenden Zuckern positiv reagiert. Alle Monosaccharide und die meisten Disaccharide sind Zucker reduzieren, mit einer freien Carbonylgruppe (=C=O). Saccharose ist insofern eine Ausnahme, als sie kein reduzierender Zucker ist. Ein positiver Benedikt-Test wird als Bildung eines bräunlich-roten Kupferoxidniederschlags beobachtet. Ein schwächerer positiver Test ist gelb bis orange. Sowohl Glukose als auch Fruktose sind mit Benedikt-Lösung positiv, Saccharose nicht.

*Hefefiltratlösung
eine 7-Gramm-Packung aktive Trockenhefe pro 80 ml destilliertes Wasser
Ringständer und Ring zum Halten des Trichters
Filtertrichter
Filterpapier (schnelle Geschwindigkeit)
**5%ige Saccharoselösung
5 Gramm Saccharose pro 95 ml destilliertes Wasser
***5% Glucose (Dextrose)-Lösung
5 Gramm Dextrose pro 95 ml destilliertes Wasser
Benedikts qualitative Lösung
Destilliertes Wasser
Fünf 10-ml-Meßzylinder (einer für jede Lösung)
7 Reagenzgläser 18 x 150 mm
Reagenzglashalter
Reagenzglasgestell
2 400-ml-Becher
Heiße Platte

* Um eine Hefefiltratlösung herzustellen, mischen Sie eine Packung Aktivtrockenhefe mit 80 ml von destilliertem Wasser. Lass stehen für 20 Minuten, gelegentlich umrühren. Filtriere die resultierende Suspension und bewahre die Filtratlösung auf. Dies ist Ihr Invertase-Extrakt. Kühlen Sie den Extrakt, wenn er über Nacht aufbewahrt wird. Ungefähr genug für 8 Labore.

**Um eine 5%ige Saccharoselösung herzustellen, auflösen 5 Gramm von Saccharose in 95 ml von destilliertem Wasser. Dieser sollte kurz vor Gebrauch vorbereitet werden. Ungefähr genug für 4 Labore.

***Um eine 5%ige Glucoselösung herzustellen, auflösen 5 Gramm Traubenzucker (dies ist der Name, der trocken verwendet wird) in 95 ml von destilliertem Wasser. Dieser sollte kurz vor Gebrauch vorbereitet werden. Ungefähr genug für 9 Labore.

1. Beschriften Sie 3 Reagenzgläser A1, A2, und A3, und in das Reagenzglasgestell stellen. In die Reagenzgläser wie folgt geben:

In das Rohr A2, Platz 10 ml 5 % Saccharoselösung und 4 ml von Invertase-Extrakt.

In das Rohr A3, Platz 10 ml destilliertes Wasser und 4 ml von Invertase-Extrakt.

2. Geben Sie ungefähr 250 ml 30 bis 35 oC Wasser in einen 400-ml-Becher. Inkubieren Sie die drei Röhrchen in diesem warmen Wasserbad für 35 Minuten.

3. 4 Reagenzgläser beschriften B1, B2, B3 und B4, und in das Reagenzglasgestell stellen. Stelle 5 ml der qualitativen Lösung von Benedikt in jedes Röhrchen. Jetzt überweisen in die B Rohre wie folgt:

In das Rohr B2, übertragen Sie den Inhalt der Tube A2.

In das Rohr B3, übertragen Sie den Inhalt der Tube A3.

In das Rohr B4, Platz 10 ml 5% Glucoselösung.

4. Röhrchen platzieren B1, B2, B3, und B4 in ein kochendes Wasserbad. VORSICHT: Lassen Sie das Bad nicht hart kochen. Halten Sie es nur am Siedepunkt. Entfernen Sie nach 3 oder 4 Minuten die Röhrchen und notieren Sie, ob eine Veränderung erkennbar ist.


Identifizierung von Bakterienwachstum: 3 Medien

1. Beobachten und notieren Sie die Morphologie der Kolonie- und Pigmentproduktion in einer Nähragarplatte oder einem Röhrchen. Ein Bakterium nur anhand seiner kolonialen Morphologie zu identifizieren, reicht möglicherweise nicht aus. Daher ist eine Reihe weiterer relevanter Tests durchzuführen.

Die Pigmentproduktion, falls vorhanden, kann jedoch einen Hinweis geben. Im Allgemeinen wird Bakterienwachstum mit grünem Pigment auf Nähragar geliefert. Bei pigmentierten Pseudomonas (Abb. 7.2) ist Pigment im Medium diffundierbar, während Staphylokokken-Schweinefleisch innerhalb der Bakterienkolonie lokalisiert bleibt (Abb. 7.1), z.B. goldgelbes Pigment bei Staph, aureus und weißes Pigment bei Staph, Epidermidis.

In flüssigen Medien wie Peptonwasser können auch grünliche Pigmente mit Oberflächenhäutchenbildung vorhanden sein. Oberflächenhäutchen (z. B. bei Vibrio und Bacillus) weisen auf eine starke aerobe Natur der Bakterien hin, da mehr Sauerstoff in der Nähe der Oberfläche verfügbar ist.

2. Untersuchen Sie Gram’s gefärbten Abstrich und hängende Tropfenpräparation.

(b) Gram-positive Kokken in Clustern (Staphylokokken)

(c) Gram-positive Stäbchen mit oder ohne Sporen

Die Ergebnisse werden aufgezeichnet und die Tabellen 7.3, B, C, G und H werden befolgt, um die Identität zu ermitteln.

Wachstum auf jedem anderen speziellen (selektiven/hemmenden/Indikator-) Medium:

Jegliches Wachstum auf speziellem Selektiv-/Indikator-/Hemmmedium ist durch die folgenden Schritte zu identifizieren:

1. Identifizieren Sie das Medium und denken Sie an die Bakterien, die darauf wachsen.

2. Notieren Sie den Koloniecharakter und alle Wachstumsindikatoren für eine spezielle Gattung, z. B. eine Saccharose-fermentierende flache gelbe Kolonie auf T.C.B.S. Agar zeigt das Wachstum von Vibrio an.

3. Führen Sie eine morphologische Untersuchung durch Gram-Färbung oder eine spezielle Färbung durch (z. B. Kapselfärbung, Sporenfärbung, Wayson-Färbung für Y. pestis usw.).

6. Gehen Sie für biochemische Tests.

7. Tests zur Enzym- und Toxinproduktion.

8. Antigen-Nachweis durch Objektträger-Agglutination oder Kapselquellung unter Verwendung spezifischer Seren mit hohem Titer (HTS).

A. Pseudomonas aeruginosa:

Die Organismen produzieren blauen Eiter und Pyocyanea bedeutet wörtlich “blauer Eiter”. Ps. aeruginosa ist eine wichtige Ursache für im Krankenhaus erworbene Infektionen. Die meisten Infektionen treten bei Patienten mit schweren Grunderkrankungen wie Verbrennungen und Malignomen oder als Folge therapeutischer Maßnahmen (Katheterisierung, Zystoskopie) auf. Vorherige Behandlung mit antimikrobiellen Mitteln begünstigen eine Pseudo­monas-Infektion.

1. Hautinfektionen insbesondere bei Wunden, Druckstellen und Verbrennungen.

2. Harnwegsinfektion, meist nach Katheterisierung oder bei chronischen Infektionen.

3. Atemwegsinfektionen, insbesondere bei Immunsuppression und Mukoviszidose.

4. Ohrinfektionen, z.B. chronische Otitis media und Otitis externa.

5. Augeninfektionen, in der Regel im Krankenhaus erworben.

6. Bei Neugeborenen und alten geschwächten Personen kann sich eine Septikämie entwickeln, insbesondere bei Patienten, die zytotoxische Medikamente oder Bestrahlung erhalten.

7. Akute nekrotisierende Vaskulitis, die zu einem hämorrhagischen Infarkt der Haut (Ekthymagangrenosa) und der inneren Organe (Leber und Niere) führt.

Labor Diagnose:

Eiter, Wundabstrich, Mittelstrahl-Spezies von Urin, Liquor, Sputum oder Blut.

Auf MacConkey’s-Agar zeigen sie blasse, flache Kolonien mit einem sich ausbreitenden Rand. Im Nähragar oder Mueller-Hinton-Agar finden sich diffuse bläuliche, grünliche oder rotbraune Pigmente und ein traubiger oder fruchtähnlicher Geruch. Selektive Medien wie Cetrimid-Agar eignen sich zur Isolierung des Organismus aus Fäkalien oder anderen mit Mischflora kontaminierten Proben.

Die Identifizierung erfolgt basierend auf:

1. Charakteristische Koloniemorphologie und Gramfilm-Erscheinung.

2. Trauben- oder fruchtähnlicher Geruch der Kolonie.

3. Mukoide Kolonievarianten sind in Atemwegsproben besonders prävalent.

4. Biochemisch wird P. aeruginosa anhand der folgenden Merkmale sicher identifiziert:

(a) Positiver Oxidase-Test (Tabelle 7.10).

(b) Dreifache Zucker-Eisen-(TSI)-Agar-Reaktion von alkalischem ohne Veränderung.

(c) Hellgrüne diffusionsfähige Pigmente auf Mueller-Hinton- oder anderen nicht farbstoffhaltigen Agars (z. B. N.-Agar).

Gelegentliche Stämme von P. aeruginosa produzieren nur Pyoverdin, was sie nicht von P. fluorescens oder P. putida unterscheiden würde. Diese letzteren Arten wachsen bei 42 °C nicht, während P. aeruginosa bei 42 °C wächst.

B. Staphylokokken (S. aureus):

S. aureus ist ein wichtiger eitriger Organismus und Kasten 1 zeigt die wichtigen Krankheiten, die von ihm verursacht werden.

Labor Diagnose:

Diese sind je nach Art der Läsion, Eiter aus eitrigen Läsionen, Liquor bei Meningitis, Blut bei Septikämie, Sputum bei Atemwegsinfektionen und bei Verdacht auf Nahrung, Erbrochenes oder Kot bei einer Lebensmittelvergiftung zu sammeln.

Die Untersuchung eines Gram-gefärbten Ausstrichs von Eiter und anderen Proben zeigt grampositive Kokken in Clustern mit einigen einzelnen und paarigen Kokken.

(a) Die Proben werden auf Blutagar oder selektives Agarmedium mit 7% Natriumchlorid geimpft, das das Wachstum der meisten anderen Organismen als Staphylokokken hemmt.

(b) Mannitsalz-Agar ist ein selektives und differentielles Medium für Staphylokokken. Mannit wird von S. aureus fermentiert, aber nicht von den meisten anderen Staphylokokken.

(a) Koagulase-Test: S. aureus ist Koagulase-positiv.

(b) Antibiotika-Empfindlichkeitstests, biochemische Profile (Biotypisierung), Phagentypisierung, Nukleinsäureanalyse können zur Intraspezies-Identifizierung des Organismus für epidemiologische Untersuchungen durchgeführt werden, um die Quelle von Staphylokokken-Infektionen aufzuspüren.

C. Bazillus:

Mitglieder der Gattung Bacillus sind aerobe, sporentragende, grampositive Bazillen, die in Ketten angeordnet sind. Die Sporen sind zurückziehbar, oval und zentral angeordnet und ihr Durchmesser entspricht der Breite der Bakterien.

Bacillus anthracis:

(a) B. anthracis — Erreger von Milzbrand.

(b) B. cereus — Lebensmittelvergiftung verursachen.

II. Nicht pathogen (Saprophyten):

(1) Großzellig: B. megaterium, B. cereus

(2) Kleinzellig: B. subtilis, B. stearothermophilus

Milzbrand ist eine Zoonose, Menschen werden gelegentlich sekundär durch erkrankte Tiere oder tierische Produkte infiziert.

Anthrax ist von 4 klinischen Typen:

Sporen dringen am häufigsten durch Hautabschürfungen, Krusten oder Haarfollikel in die Haut ein und produzieren normalerweise eine einzelne schmerzlose Blase, die oft als „bösartige Pustel“ bezeichnet wird.

Die Aufnahme von kontaminiertem Fleisch führt zu einer schweren und oft tödlichen Form der Gastroenteritis, die weitaus seltener auftritt als die kutane Form.

Sie wird oft als „Wollsortierer-Krankheit“ bezeichnet und wird durch das Einatmen einer großen Anzahl von Sporen verursacht und ist in der Regel tödlich. Es ist eine seltene Form von Milzbrand in Entwicklungsländern.

(4) Septikämie Milzbrand:

Kutaner Darm- und Lungenmilzbrand führt, wenn er nicht rechtzeitig behandelt wird, zu einer Septikämie und zum Tod durch überwältigende Infektion.

Proben: Je nach Art der Läsion Eiter, Flüssigkeit, Sputum oder Blut. Die Probe muss mit “High Risk” gekennzeichnet sein.

B. anthracis ist ein gekapselter, unbeweglicher, großer (5-8/1,5 µm), grampositiver Stab mit quadratischen Enden. Sporenformen treten nie in Geweben auf, sondern entwickeln sich, nachdem der Organismus abgestoßen wurde oder wenn er auf künstlichen Medien gezüchtet wurde. Sporen können nach der modifizierten Ziehl-Neelsen-Methode angefärbt werden. Kapseln werden im Gewebe gebildet, fehlen aber in der Regel in der Kultur.

Wenn B. anthracis im Blut von Tieren in einem hitzefixierten Film 10-20 Sekunden lang mit polychromem Methylenblau gefärbt wird, erscheint zerfallenes Kapselmaterial amorph und um die Bazillen violett.

B. anthracis ist aerob und fakultativ anaerob, wächst leicht auf gewöhnlichen Medien über einen weiten Temperaturbereich (25-30°C), optimal 35°C. Kolonien haben einen Durchmesser von 2-5 mm, sind dicht, grau-weiß und bestehen aus parallelen Zellketten, die einen gewellten Rand der Kolonie erzeugen, den sogenannten ‘Medusa-Kopf’ oder ‘gelockte Haarlocke’-Aussehen.

Kolonien sind nicht hämolytisch oder nur schwach hämolytisch (saprophytische Bacilli-Spezies sind stark hämolytisch).

Das Wachstum ist normalerweise nicht trüb, sondern bildet auf der Oberfläche ein dickes Häutchen.

3. Gelatinestichkultur:

Das Wachstum erfolgt entlang des Trakts des Impfdrahtes mit seitlichen Stacheln, die in der Nähe der Oberfläche am breitesten sind - die “umgekehrte Tanne” erscheint und scheu, aber die Verflüssigung ist spät.

Wenn weiße Mäuse oder Meerschweinchen intraperitoneal mit einer kleinen Menge Exsudat oder Kultur inokuliert werden, stirbt das Tier in 36-48 Stunden. Herzblut und Sputum zeigen B. anthracis.

Bacillus subtilis:

Es ist ein nicht-pathogener Saprophyt und tritt als häufiger Kontaminant von Proben- und Labormedien auf.

Nähragar zeigt trockene, 2-3 mm große grau-weiße undurchsichtige Kolonien. In Nährbrühe liegt eine gleichmäßige Trübung vor.

Grampositive Bazillen mit subterminaler Spore.

Nicht pathogen für Labor- und Schlaftiere. Sie unterscheiden sich auch von B. anthracis durch die Produktion von β-Lactamase, die sich von der von Staphylokokken produzierten unterscheidet und beweglich ist.

Medium # 2. Blutagar:

A. Streptokokken:

Streptococcus ist ein grampositiver Coccus, der in Ketten angeordnet ist.

A. Hämolytische Klassifizierung:

Eine vorläufige Klassifizierung von Streptokokken erfolgt auf der Grundlage der auf Blutagarplatten erzeugten Hämolyse.

(i) β-hämolytische Streptokokken:

Sie erzeugen eine breite (2-4 mm breite) klare Zone vollständiger Hämolyse um die Kolonie (Abb. 7.8).

(ii) α-hämolytische Streptokokken:

Sie erzeugen eine partielle Hämolyse (1-2 mm breit) mit grünlicher Verfärbung. Einige nicht hämolysierte Erythrozyten sind in der hämolytischen Zone nachweisbar. Alpha-Hämolyse wird bei Pneumokokken und Viridans-Streptokokken beobachtet.

(iii) γ-hämolytische Streptokokken:

Sie produzieren keine Hämolyse und Streptococcus faecalis ist ein typisches Mitglied.

B. Serologische Klassifikation (Lancefield- und Griffith-Klassifikation):

Die β-hämolytischen Streptokokken werden von Lancefield (1933) serologisch auf der Grundlage des gruppenspezifischen Polysaccharidantigens der Zellwand in eine Reihe breiter Gruppen eingeteilt. Bis heute wurden 20 Lancefield-Gruppen identifiziert, nummeriert A-V (ohne I und J) durch Fällungsreaktion mit geeigneten Seren. Die Mehrzahl der humanpathogenen Erreger gehört zur Gruppe A, die auch Streptococcus pyogenes genannt wird.

Die Stämme der Streptokokken der Gruppe A werden weiter durch typspezifische Antiseren in 80 Griffith-Serotypen (Typ 1, Typ 2 usw.) entsprechend ihrer Oberflächenproteine ​​(M, T und R) unterteilt. Das M-Protein ist das wichtigste typspezifische Antigen, das in ungefähr 80 antigenen Formen existiert, von denen jede in einem anderen Serotyp von S. pyogenes vorhanden ist.

Streptococcus pyogenes:

Kasten 2 zeigt die wichtigen Läsionen, die von verschiedenen Streptokokken-Arten verursacht werden.

Labor Diagnose:

A. Akute eitrige Infektionen:

Je nach Art der Infektion werden Proben von der Stelle der Läsion wie Abstrich, Eiter oder Blut entnommen, wie Abstriche aus dem Rachen, der Vagina oder eitrigen Läsionen von Patienten sowie aus dem Rachen und der Nase von verdächtigen Trägern.

Mikroskopie von Eiterausstrichen, die Gram-positive kugelförmige oder ovale Kokken in Ketten oder Paaren in Verbindung mit Eiterzellen zeigen, legt das Vorhandensein von Streptokokken nahe (Abb. 7.7). Nicht lebensfähige Organismen sind gramvariabel.

Die Probe sollte sofort inokuliert oder in Hecht-Transportmedium (Blutagar mit 1 zu 1.000.000 Kristallviolett und 1 zu 16.000 Natriumazid) an das Labor geschickt werden. Die Probe wird in Blutagarmedium beimpft und über Nacht bei 37 °C inkubiert. Die Hämolyse entwickelt sich besser unter anaeroben Bedingungen oder unter 5-10% Kohlendioxid.

Schafblutagar ist vorzuziehen, da menschliches Blut Inhibitoren enthalten kann. Die Bakterienkolonien sind klein, typischerweise matt oder trocken und von β-Hämolyse umgeben. Haemophilus haemolyticus bildet Kolonien, die denen von β-hämolytischen Streptokokken ähneln, deren Hämolyse jedoch durch Schafblut gehemmt wird. Daher sollte die Primärisolierung in Schafblutagar erfolgen.

Serologische Tests zur Bestimmung der Lancefield-Gruppe und des Griffith-Typs von hämolytischen Streptokokken werden durchgeführt, wenn dies für eine eindeutige Klassifizierung und für epidemiologische Untersuchungen erforderlich ist.

Eine einfache Methode zum Nachweis von S. pyogenes (Gruppe A) wird durch einen Agarplattentest unter Verwendung von mit Bacitracin imprägnierten Papierscheiben durchgeführt. S. pyogenes ist gegenüber Bacitracin empfindlicher als andere Streptokokken. Selektive Medien wie Kristallviolett-Blutagar, die die Kommensalen des Rachens hemmen und den Nachweis einer kleinen Anzahl von S. pyogenes in Rachenabstrichen erleichtern können, werden jedoch selten in Routinekulturen verwendet.

3. Antigennachweistests:

Kommerzielle Testkits für ELISA und Agglutinationstests sind jetzt erhältlich, um Streptokokken-Antigene der Gruppe A aus Rachenabstrichen nachzuweisen, die zu 75-80% empfindlich sind.

Kommerzieller Testkit für einen auf Nukleinsäuresonden basierenden Test zum direkten Nachweis von Streptokokken der Gruppe A in Rachenabstrichen ist erhältlich.

Obwohl Antikörper gegen die meisten Toxine und Enzyme der Streptokokken der Gruppe A gebildet werden, treten diese Antikörper erst spät auf, daher ist ein Antikörpertest bei der Diagnose einer akuten Infektion nicht hilfreich. Sie werden häufiger verwendet, um nicht eitrige Komplikationen zu diagnostizieren.

B. Nicht-eitrige Komplikation:

Kultur von Rachenabstrichen oder Eiter aus Hautläsionen, die hilfreich sind, um das anhaltende Vorhandensein von S. pyogenes im Rachen oder Impetigo zu überprüfen. Serologische Tests liefern Hinweise auf eine kürzlich erfolgte Streptokokkeninfektion. Ein steigender Antikörpertiter gegen Streptokokken-Antigene der Gruppe A ist in der Regel nachweisbar. ASO-Titer von 200 Einheiten oder mehr sind bei rheumatischem Fieber signifikant.

Der ASO-Titer wird normalerweise bei Atemwegserkrankungen und rheumatischem Fieber in hohen Konzentrationen gefunden, aber bei Streptokokken-Hautinfektionen und akuter Glomerulonephritis ist der ASO-Titer tendenziell niedrig und der DNase-B-Test zuverlässiger. Der Komplement (C3)-Spiegel ist auch im Serum bei akuter Glomerulon-Shyphritis nach Streptokokken erniedrigt.

B. Proteus, Morganella, Providencia:

Darm von Mensch und Tier. Einige Arten sind Saprophyten und kommen im Boden, im Abwasser und im Wasser vor.

P. mirabilis ist die wichtigste, andere Spezies werden gelegentlich in menschlichen Läsionen angetroffen.

1. Harnwegsinfektion, insbesondere nach Katheterisierung oder Zystoskopie.

2. Sepsis: Bauch-, Wund- und Mittelohrinfektionen. Die Organismen sind im Allgemeinen minderwertige Pathogene und sind oft sekundäre Eindringlinge von Geschwüren, Druckgeschwüren, Verbrennungen und beschädigtem Gewebe.

Labor Diagnose:

Abhängig von der Infektionsstelle, die Urin, Eiter, Blut umfasst.

Dies sind aktiv bewegliche, nicht verkapselte, gramnegative pleomorphe Bazillen.

Proteus-Arten wachsen gut auf Routinemedien (Nähragar, Blutagar) mit einem Schwarmwachstum. Dies erschwert die Isolierung anderer Bakterien in Mischkulturen, da das Schwärmen einer einzelnen Proteus-Kolonie die gesamte Plattenkultur bedecken kann.

In gallensalzhaltigen Medien, Abwässern, wird jedoch das Schwärmen gehemmt. MacConkey-Agar, DCA- und XLD-Agar. Das Schwärmen wird auch durch Erhöhung der Agarkonzentration (2%), Chloralhydrat (1:500) und Borsäure (1:1000) durch Einarbeiten in die Medien gehemmt.

Farblose, laktosefreie Gärung auf Mac­Conkey-Agar. Proteuskulturen haben einen charakteristischen Geruch (fischig/seminal).

In einer Mischkultur kann das Pathogen von der mit Proteus kontaminierten Platte durch Subkultivieren in MacConkey-Agar abgetrennt werden. Schwärmen wird bei den Morganella und Providencia nicht gezeigt.

Tabelle 7.9 zeigt die charakteristischen biochemischen Merkmale der drei Gattungen.

1. Lactose wird von keiner der drei Gattungen fermentiert, daher sind die Kolonien auf MacConkey oder DCA blass.

2. Alle produzieren Indol außer P. mirabilis, und nur zwei Mitglieder (P. mirabilis und P. vulgaris) produzieren H2S.

3. Alle Mitglieder produzieren Phenylalanin-Desaminase und desaminieren Phenylalanin zu Phenylbrenztraubensäure (PPA).

4. Die Produktion von Urease und die Hydrolyse von Harnstoff ist ein weiteres Merkmal aller Mitglieder der Gruppe außer P. stuartii, das Urease-negativ ist.

Die Unterscheidung von den gewöhnlichen blassen Kolonien von Pathogenen, die auf laktosehaltigen Medien isoliert wurden, erfolgt durch Testen der Ureaseaktivität. Shigella und Salmonella produzieren keine Urease.

Bestimmte Antigene (alkalistabile Fraktion O) von Proteus-Stämmen (0 x 19, 0 x K und 0 x 2) sind den Rickettsien-Prowazekii gemeinsam und agglutinieren mit Seren von Patienten mit Rickettsien-Krankheit. Dieses Antigen-Sharing bildet die Grundlage der Weil-Felix-Reaktion (heterophiler Agglutinationstest).

Citrobacter, Enterobacter, Serratia:

Citrobacter-, Enterobacter- und Serratia-Spezies sind gramnegative bewegliche Stäbchen und opportunistische Pathogene.

Sie finden sich im Darmtrakt von Mensch und Tier sowie in Boden, Abwasser und Wasser.

Diese Mitglieder wachsen gut auf Routinemedien wie MacConkey-Agar, Blutagar und Nähragar.

Citrobacter sind späte oder Nicht-Laktose-Fermenter und Enterobacter sind Laktose-Fermenter. Serratia ist ein nicht Laktose fermentierender Organismus. Einige Serratia-Stämme produzieren rotes Pigment.

Medizinisch wichtige Arten sind C. freundii, E. aerogenes, E. cloacae und S. marcescens.

1. Harnwegsinfektion.

2. Wunden, Hautläsionen und Infektionen der Atemwege bei hospitalisierten Patienten.

3. Septikämie: Einige sind für Infektionsausbrüche in Kinderzimmern, Intensivstationen und Verbrennungseinheiten verantwortlich. Sie sind oft multiresistent.

Medium Nr. 3. MacConKey-Agar:

I. Laktosefermenter:

a.Enterobacteriaceae:

Die Klassifikation der Enterobacteriaceae ist komplex und umstritten. Es gab sukzessive Änderungen in der Nomenklatur der Taxonomie mit DNA-Homologiestudien. Mehr als 30 Gattungen und 120 Arten bzw. Gruppen wurden definiert, etwa 96% der medizinisch wichtigen Isolate gehören zu 14 Gattungen und bilden 38 Arten.

Die älteste Methode zur Klassifizierung von Darmbakterien basiert auf der Laktosefermentation und Mitglieder, die Laktose fermentieren, werden als Laktosefermenter oder Coliforme bezeichnet.

B. Escherichia coli:

Die wichtigste Spezies von medizinischer Bedeutung sind Esche­richia coli, bei denen es sich um gramnegative bewegliche Bazillen handelt.

E. coli ist ein normaler Bewohner des Darmtraktes von Mensch und Tier.

HWI, Wundinfektion, Peritonitis, Gallenwegsinfektion, Septikämie, neonatale Meningitis.

Gastroenteritis bei Säuglingen (EPEC), Reisediarrhö (ETEC), hämorrhagische Dia­rrhöe (VTEC) (hämorrhagische Kolitis, hämolytisch-urämisches Syndrom).

E. coli ist eine wichtige Ursache der Sepsis:

(a) Harnwegsinfektion einschließlich Blasenentzündung, Pyelitis und Pyelonephritis.

(b) Wundinfektionen, Appendizitis, Peritonitis, Gallenwegsinfektion.

II. Durchfall:

Obwohl es sich um eine normale Darmflora handelt, werden vier pathogene Gruppen von E. coli erkannt, die Durchfall verursachen.

(a) Enterotoxigene E. coli (ETEC):

E. coli produziert entweder ein oder zwei Plasmid-vermittelte Enterotoxine, hitzelabiles Enterotoxin (LT) und hitzestabiles Enterotoxin (ST).

LT stimuliert die Adenylzyklase in Schleimhautzellen des Dünndarms, die wiederum zyklisches Adenosinmonophosphat (cAMP) aktiviert, das eine Hypersekretion von Flüssigkeit und Elektrolyten in das Darmlumen verursacht und wässrigen Durchfall verursacht. Im Gegensatz dazu scheint ST die Guanylatcyclase zu aktivieren und Durchfall zu verursachen.

(b) Enteroinvasive E. coli (EIEC):

Die EIEC sind weit weniger pathogen als die ETEC und dringen in die Schleimhaut des Dickdarms ein und verursachen in allen Altersgruppen eine Ruhr wie die Shigella-Ruhr. Sie sind unbeweglich und ähneln in ihrer biochemischen Reaktion (NLF) Shigella-Stämmen. Wichtige Serogruppen sind O 124 und O 164.

(c) Enteropathogene E. coli (EPEC):

EPEC ist eine wichtige Ursache für den Ausbruch der infantilen Gastro- und Shyenteritis in entwickelten Ländern.

(d) Verocytotoxigene E. coli (VTEC):

VTEC werden so wegen der zytopathischen Wirkung ihrer Toxine auf Vero-Affennierenzellen genannt. Es gibt zwei antigenisch unterschiedliche Verocytotoxine – VT-1 und VT-2. Die häufigste VTEC ist eine Serogruppe O 157, die bei Kindern eine hämorrhagische Kolitis und ein hämolytisch-urämisches Syndrom verursacht.

Labor Diagnose:

Je nach Infektionsort werden Proben gesammelt, die Urin, Eiter, Blut und Stuhl enthalten. Bei Durchfallerkrankungen kann der Kot auf Toxinnachweis untersucht werden.

E. coli ist ein gramnegatives bewegliches Stäbchen. Einige Stämme sind nicht beweglich (früher als Alkalescens dispar-Gruppe bezeichnet). Einige E. coli-Stämme sind gekapselt.

Die Probe wird auf MacConkey-Agar- und Blutagar-Platten beimpft und bei 37 °C über Nacht inkubiert.

Die Kolonien haben einen Durchmesser von 1-4 mm, sind rosa, kreisförmig, konvex, glatt und normalerweise nicht viskos in MacConkey-Agar (Abb. 7.8).

Kolonien können hämolytisch sein.

Wachstum auf anderen Medien:

Die meisten Stämme wachsen nicht oder werden in Xylose-Lysin-Desoxycholat (XLD), DCA und SS-Agar nicht deutlich gehemmt.

IMViC-Reaktionen mit Esch. coli sind: Indol positiv, Methylrot positiv, VP negativ und Simmons Citrat negativ (IMViC ++- –).

Der isolierte Organismus wird durch Agglutinationstest bestätigt, zuerst mit polyvalenten und dann durch individuelle spezifische O-Antiseren. Mehr als 164 E. coli-Serogruppen wurden identifiziert. H- und K-Antigene vieler dieser Serogruppen wurden identifiziert.

Keimzahl bei Bakteriurie:

Bei Harnwegsinfektionen wird eine Probe von ungesponnenem Mittel- und Strahlurin in MacConkey’s-Agar und Blutagar beimpft und über Nacht bei 37 °C inkubiert. Die Anzahl der Organismen pro ml ungesponnener Urinprobe wird durch Zählen der gebildeten Kolonien geschätzt.

Die Schleife eines Inokula&Shytion-Drahtes wird so hergestellt, dass eine Schleifenmenge der Probe einem Volumen von 0,01 ml entspricht. Da jede Bakterienkolonie Nachkommen eines einzelnen Bakteriums darstellt, ergibt die Koloniezahl in der Platte bei Multiplikation mit 100 die Bakterienzahl pro ml Probe. Wenn die Bakterienzahl in unbehandelten Fällen von Harnwegsinfektionen 10 5 (100.000) oder mehr pro ml Urin beträgt, wird dies als signifikante Bakteriurie bezeichnet.

Wenn die Bakterienzahl zwischen 10.000 und 100.000 pro ml liegt, kann die Kultur wiederholt werden. Zählungen von 10.000 oder weniger pro ml sind auf Kontaminationen während der Entleerung zurückzuführen und unbedeutend. Die Bakterienzahl bei HWI kann jedoch unter 100.000 pro ml liegen. unter bestimmten Bedingungen, z.B. wenn der Patient eine Antibiotikatherapie erhält und bei Kokkeninfektionen (S. aureus, S. faecalis).

Es ist ein unbewegliches, gekapseltes gramnegatives Stäbchen und produziert in festen Medien mukoide Kolonien.

Sie sind in der Natur weit verbreitet und kommen sowohl als Kommensalen im Mund von Mensch und Tier, in den oberen Atemwegen und im Darm vor, als auch als Saprophyten in Boden, Wasser und Vegetation.

Biochemisch und antigenisch wird Klebsiella klassifiziert als:

1. K. pneumoniae – auch K. aero-Gene genannt.

(a) K. pneumoniae:

1. Harnwegsinfektionen, insbesondere solche, die im Krankenhaus erworben wurden.

2. Atemwegsinfektion: Gelegentlich verursacht sie eine Lungenentzündung.

4. Meningitis (insbesondere bei Neugeborenen).

5. Selten Abszesse, Endokarditis, Peritonitis und andere Läsionen.

Es verursacht Rhinosklerom, ein chronisches granulomatöses Wachstum von Nase und Rachen.

Es verursacht Ozena in der Nasenschleimhaut, eine Krankheit, die durch eine übelriechende Nasenschleimhaut mit fortschreitender Atrophie der Schleimhautmembranen gekennzeichnet ist.

Urin, Sputum, Eiter und infiziertes Gewebe je nach Läsionsstelle.

Gram-negative, unbewegliche, gekapselte Stäbchen.

Große und meist schleimige Kolonien (aufgrund der Produktion von extrazellulärem Schleim) auf MacConkey-Agar und Blutagar. Die Mehrheit der Färbungen erzeugt aufgrund der Lactose-Fermentation rosa Kolonien und MacConkey-Medium.

Lactose-Fermenter, Indol-negativ und Citrat-positiv (siehe Escherichia coli). IMViC-Reaktionen sind IMViC – – + + . Die meisten Klebsiella-Stämme sind Urease-Produzenten, aber in dieser Hinsicht viel langsamer und weniger intensiv als die Proteus-Stämme.

Mehr als 80 Kapseltypen wurden identifiziert. Eine Identifizierung durch Quelling-Reaktion wird empfohlen.

Harnwegsinfekt:

3. Proteus spp., insbesondere P. mirabilis.

5. Gelegentlich Enterobacter, Citrobacter, Ps. aeruginosa und Serratia.

Signifikante Bakteriurie:

Wenn die Bakterienzahl in unbehandelten Fällen von Harnwegsinfektionen 10 5 (100.000) oder mehr pro ml ungesponnener Urinprobe beträgt, wird dies als signifikante Bakteriurie bezeichnet.

Eine kalibrierte Standardschleife von 3 mm Innendurchmesser, die 1/300 ml Urin aufnehmen kann, wird verwendet, um die unverdünnte Urinprobe zur Inokulation in MacConkey-Agar und Blutagar zu überführen, und dann werden die Platten über Nacht inkubiert.

II. Laktosefreie Fermenter:

Die meisten Salmonellen werden im Darm von Tieren gefunden, insbesondere von Schweinen, Kühen, Ziegen, Schafen, Nagetieren, Hühnern, Enten und anderem Geflügel. Sie sind pathogen für ihre Wirte und verursachen auch beim Menschen Krankheiten. S. typhi und S. paratyphi unterscheiden sich von anderen Salmonellen darin, dass der Mensch der einzige natürliche Wirt ist.

Salmonellen produzieren 3 Haupttypen von Läsionen, aber Mischformen sind häufig.

2. Paratyphus – S. paratyphi A, B und C.

(b) Lebensmittelvergiftung (Gastroenteritis):

2. S. enteritidis-Phasentyp 4.

(c) Septikämie mit oder ohne lokale eitrige Läsion:

S.typhi wird mit konta­minierter Nahrung und Wasser eingenommen. Die Organismen gelangen dann vom Dünndarm ins Blut (transiente Bakterie­rämie) über mesenteriale Lymphknoten und den Ductus thoracicus. Der Blutstrom wird schnell durch das mononukleäre phagozytäre System in der Leber, Milz und Gallenblase geklärt.

Von der Gallenblase dringen die Organismen in die Peyer's-Darmflecken ein und verursachen Entzündungen und Geschwüre. Die Bazillen gelangen dann ins Blut, was zu Bakteriämie und generalisierter Infektion führt. Die Organismen werden in der dritten und vierten Woche mit den Fäzes und dem Urin ausgeschieden.

Klinisch ist die Krankheit im Allgemeinen milder als Typhus mit kürzerer Dauer und Inkubation. Infektionen mit S. paratyphi A und C sind in tropischen Ländern häufiger.

S. paratyphi C: Es verursacht hauptsächlich Septikämie und wichtige vom Organismus verursachte Läsionen sind die Bildung von Abszessen, Arthritis und Entzündungen der Gallenblase.

3. Lebensmittelvergiftung (Enterokolitis):

Salmonellen-Lebensmittelvergiftung wird durch die Aufnahme von kontaminierten Lebensmitteln wie Fleisch, Ei und Milch mit S. typhimurium und S. enteritidis verursacht. Die Symptome treten innerhalb von 10-30 Stunden auf. Nahrungsmittelvergiftungsstämme können auch Septikämie, Entzündung der Gallenblase und Osteitis verursachen. Salmonellen, die Septikämie verursachen, verursachen gelegentlich lokalisierte pyogene Läsionen, wie Osteomye-Shylitis, Meningitis und tiefe Abszesse.

Labor Diagnose:

Kultur und Isolierung von Salmonellen sind für die Diagnosesicherung unerlässlich. Die Identifizierung des Isolats basiert auf biochemischen Eigenschaften und Serologie. Die optimale Probe für die Kultur variiert je nach Präsentation und Aufbewahrung.

(a) Bei einem klassischen Fall von Salmonellen-Gastroenteritis ist eine Stuhlprobe am besten. Erbrochenes und verdächtiges Essen von Patienten ist ebenfalls nützlich.

(b) Bei Verdacht auf Darmfieber führt die Blutkultur- oder Knochenmarkaspirate am ehesten zu positiven Ergebnissen. Später ist bei Darm- und Nierenbeteiligung eine Kot- und Urinkultur indiziert.

Die zu testenden Proben in verschiedenen Stadien des Darmfiebers und der Prozentsatz der Positivität sind in Abb. 7.9 und Tabelle 7.11 dargestellt. Das allgemeine Blutbild bei enterischem Fieber kann eine Leukopenie (Leukozytenzahl, 2.000-2.500 cumm) mit relativer Lymphozytose zeigen.

Isolierung des Organismus:

Vor Beginn der Behandlung sollten Blut- oder Knochenmarksproben aus Darmfieberfäkalien, Erbrochenem oder bei Verdacht auf Nahrung bei Gastroenteritis entnommen werden. Da eine vorübergehende Bakteriämie vorliegt, befinden sich nur wenige Organismen im Blut. Eine wiederholte Kultur mit größerem Blutvolumen (5-10 ml) ist notwendig. Die Blutkultur ist bei 80-90% der Patienten in der ersten Woche und bis zu 10 Tagen Fieber positiv.

Die Wahrscheinlichkeit einer positiven Kultur nimmt mit zunehmender Krankheitsdauer zunehmend ab (Abb. 7.9). Die Blutkultur liefert auch bei Rückfällen ein positives Ergebnis. Die Kultur von Knochenmarkmaterial ist ebenso zuverlässig wie eine Blutkultur und liefert 1 bis 2 Tage nach Beginn der Chloramphenicol-Therapie ein positives Ergebnis.

Ein Volumen von 5 bis 10 ml Blut, das aseptisch durch Venenpunktion entnommen wurde, wird direkt in eine Blutkulturflasche mit 50 bis 100 ml 0,5% Glukosebrühe oder 0,5% Gallenbrühe überführt. Obwohl die Blutkultur in Gallenbrühe (selektives Medium für Salmonellen) für Salmonellen am besten geeignet ist, verwenden die meisten Labors in der Praxis Glucosebrühe für die Blutkultur, da alle Mikroorganismen einschließlich Salmonellen in dem Medium wachsen.

Größeres Medienvolumen hilft bei der Verdünnung der im Blut vorhandenen antibakteriellen Substanzen. Dem Medium kann Flüssigkeit (Natriumpolyanetholsulfonat) zugesetzt werden, die der bakteriziden Wirkung des Blutes entgegenwirkt.

Alternativ lässt man 5 ml venöses Blut, aseptisch entnommen, in einem sterilen Universalbehälter mit Schraubverschluss gerinnen. Nach dem Entfernen des Serums werden 15 ml Gallensalz-Streptokinase-Bouillon-Streptokinase, 100 Einheiten pro ml) aseptisch in jede Flasche gegeben.

Die Streptokinase verdaut das Gerinnsel und verursacht dessen Lyse und dadurch werden die Bakterien aus dem Gerinnsel freigesetzt. Das abgetrennte Serum wird für den Widal-Test verwendet. Die Gerinnselkultur bietet eine höhere Isolierungsrate als die Blutkultur, da die bakterizide Aktivität des Serums bei der Technik vermieden wird.

Nach Inkubation über Nacht bei 37 °C erfolgt die Subkultivierung auf MacConkey-Agar oder DCA. Die Subkultivierung wird wirtschaftlich durchgeführt, indem eine Öse voller Brühe über einen Sektor fester Medien, ein Viertel einer 8,5 cm Petrischale, verteilt und für 24-48 Stunden inkubiert wird. Farblose Kolonien (NLF) erscheinen. Kulturen können nach 10 Tagen als negativ verworfen werden.

Da sich das Wachstum verzögern kann und auch das Risiko einer Kontamination bei wiederholten Subkulturen eliminiert werden kann, kann die Blutkulturmethode von Castaneda verwendet werden, die sowohl flüssige (Leberinfusionsbrühe) als auch feste Medien (3% Nähragar-Steigung) in einem liefert Flasche. Es ist ein zweiphasiges Medium, die Brühe hat auf einer Seite eine Agarschräge.

2. Stuhl- und Urinkultur:

Kot- und Urinkulturen sind während der 3. und 4. Woche des Darmfiebers immer positiv. Für ein positives Ergebnis sind wiederholte Kulturen erforderlich. Die Stuhlkultur wird hauptsächlich zum Nachweis der Träger durchgeführt.

3. Duodenalsaft oder Gallenkultur:

Galle wird kultiviert, um chronische Träger zu erkennen, bei denen die Organismen in den Gallenwegen vorhanden sind.

In MacConkeys-Agar oder DCA wachsen Salmonellen als Nicht-Laktose-Fermenter, die durch Gram-Färbung, Motilitätspräparation und biochemische Reaktionen in verschiedenen Zuckermedien weiter untersucht werden. Eine Subkultur aus den Kolonien wird in Nähragar hergestellt, um für den Agglutinationstest verwendet zu werden.

Objektträger-Agglutinationstest:

Eine Schleife mit isoliertem Organismus (unbekannte Kultur) aus der Kolonie in Agar wird in einem Tropfen Kochsalzlösung auf einem Objektträger emulgiert, ohne den Tropfen zu verteilen. Die Emulsion muss absolut glatt und von mittlerer Deckkraft sein. Eine kleine Schlinge mit spezifischem Antiserum wird hinzugefügt und dann durch Kippen des Objektträgers gemischt.

Auf die gleiche Weise wird auf einem anderen Objektträger eine Kontrolle der Bakteriensuspension in normaler Kochsalzlösung hergestellt, der kein spezifisches Serum zugesetzt wird. Bei spezifischer Antigen-Antikörper-Reaktion kommt es innerhalb weniger Minuten zu einer Verklumpung von Bakterien im Testobjektträger. Kontroll-Kochsalzemulsion von Bakterien zeigt keine Veränderung.

Biochemisch positive Stämme (Kasten 3) werden zunächst mit polyvalentem O-Serum getestet, das mit Salmonellenstämmen der Gruppen A bis G reagiert, sofern die Agglutination nicht durch Vi-Antigen blockiert wird, was durch Testen aller negativen Stämme mit S. typhi-Vi-Serum überprüft werden kann . Positive Ergebnisse mit polyvalentem O-Serum weisen auf einen Salmonella-Stamm hin.

Im nächsten Schritt wird der Stamm mit aufbereiteten Seren gegen O-Antigene der einzelnen Salmonellengruppen getestet. Die folgenden sind die nützlichsten Seren, die mit Faktor 2 reagieren, Gruppe A, Faktoren 4 und 5, Gruppe B mit 6 und 7, Gruppe C1 mit 8, Gruppe C2 mit 9, Gruppe D und mit 3, 10, 15 und 19, Gruppe E.

Wenn der Stamm mit individuellem Salmo­nella O-Serum positiv ist und biochemisch typischerweise S. typhi ist, wird der Stamm gegen S. typhi O-Serum, Faktor 9 getestet. Eine sofortige Agglutination zeigt an, dass der Mikroorganismus zur Salmonella-Gruppe D gehört. Seine Identität ist nachgewiesen als S. typhi durch Agglutination mit Salmonella H-spezifischem Serum, das mit Flagellen-Antigen reagiert d.

Bei einer nicht typhusartigen Salmonella wird der Stamm auf Agglutination mit O- und H-Seren für die Gruppen A, B und C getestet. Wenn ungewöhnliche Serotypen angetroffen werden, sollten diese an das Nationale Salmonella-Referenzzentrum (Zentrales Forschungsinstitut, Kasauli, für humanen Stamm und Indian Veterinary Research Institute, Izatnagar, für Salmo&Shynella tierischen Ursprungs).

Für die gängigen Serotypen (S. typhi, S. typhimurium und S. enteritidis) werden häufig Subtypisierungsmethoden eingesetzt, zu denen Phagentypisierung, Biotypisierung und neuerdings eingeführte Genotypisierungsmethoden (Plasmid Fingerprinting) gehören. Diese Techniken werden in CDC zur Subtypisierung innerhalb von Salmonella-Serotypen verwendet.

Es handelt sich um einen Agglutinationstest, der das Vorhandensein von Serumagglutininen (H und O) im Serum von Patienten mit Typhus und Paratyphus nachweist. Salmonella-Antikörper erscheinen am Ende der ersten Woche im Serum und steigen während der dritten Woche des Darmfiebers stark an.

Es ist vorzuziehen, zwei Serumproben im Abstand von 7 bis 10 Tagen zu testen, um einen steigenden Antikörpertiter nachzuweisen. Rekonvaleszenzseren aus Salmonellen-Gastroenteritis-Fällen agglutinieren oft eine Suspension des kausalen Serotyps, was bei der retrospektiven Diagnose hilft.

Im Widal-Test wurden ursprünglich zwei Arten von Röhrchen verwendet: (i) Dreyer-Röhrchen (schmales Röhrchen mit konischem Boden) für die H-Agglutination und (ii) Felix-Röhrchen (kurzes Röhrchen mit rundem Boden) für die O-Agglutination. Für beide Agglutinationsarten werden heute 3 x 0,5 ml Kahn-Röhrchen verwendet.

Eine serielle zweifache Verdünnung von Patientenserum in normaler Kochsalzlösung (1: 20, 1: 40 usw. bis zu 1.280 oder mehr) wird in 8 kleinen (3 x 0,5 ml) Reagenzgläsern für jede Serie 7 für Serumverdünnungen hergestellt und 8. für eine Nicht-Serum-Kontrolle.

Zu dem verdünnten Serum und der Kontrollsalzlösung werden gleiche Volumina (0,4 cc) Antigensuspensionen (TH, TO, AH und BH) hinzugefügt und durch Schütteln des Gestells gründlich gemischt, dann werden die Mischungen bei 37 °C für 4 Stunden inkubiert und anschließend abgelesen über Nacht bei 4°C gekühlt. Einige Arbeiter empfahlen eine Inkubation in einem Wasserbad bei 37 °C über Nacht.

Bei der H-Agglutination bilden sich lose und wattebauschartige Klumpen und bei der O-Agglutination eine scheibenförmige körnige Ablagerung am Boden des Röhrchens. Kontrollröhrchen zeigt eine kompakte Ablagerung. Die maximale Verdünnung des Serums, bei der eine Agglutination auftritt, zeigt den Antikörpertiter an.

Die routinemäßig verwendeten Antigene sind H und O von S. typhi, H von S. paratyphi A und B. Da das Paratyphus-O-Antigen mit dem Typhus-O-Antigen aufgrund der gemeinsamen Nutzung von Faktor 12 kreuzreagiert, werden Paratyphus-O-Antigene nicht verwendet.

Herstellung von Widal-Antigen:

Eine H-Suspension von Bakterien wird durch Zugabe von 0,1% Formalin zu einer 24-Stunden-Bouillonkultur oder Kochsalzsuspension einer Agarkultur hergestellt. Zur Herstellung einer O-Bakteriensuspension werden die Organismen auf Phenolagar (1:800) kultiviert. Es werden Standard-Glattstämme des Organismus verwendet S. typhi 901, O- und H-Stämme werden zu diesem Zweck verwendet.

Interpretation des Widal-Tests:

1. Agglutinin beginnt am Ende der 1. Woche im Serum zu erscheinen, mit einem starken Anstieg in der 2. und 3. Woche und der Titer bleibt bis zur 4. Woche konstant, danach sinkt er.

Der Nachweis eines vierfachen oder höheren Titers sowohl von H- als auch von O-Agglutininen im Abstand von 4 bis 7 Tagen ist das wichtigste diagnostische Kriterium.

3. In einem einzigen Test bedeutet ein Titer von 100 O oder mehr und ein Titer von 200 H-Agglutininen das Vorhandensein einer aktiven Infektion, die jedoch unter Berücksichtigung der folgenden Faktoren interpretiert werden muss:

Aufgrund einer subklinischen Salmonellose-Infektion im Endemiegebiet sind im Serum normaler Personen niedrige Agglu­tinin-Titer vorhanden, die eine positive Reaktion hervorrufen können. Dies wird als lokaler Titer bezeichnet. Der lokale Titer beträgt bis zu 80 in Kolkata und 60 in Siliguri.

Bei der Immunisierung mit dem TAB-Impfstoff können geimpfte Personen hohe Antikörpertiter (H-Antikörpertiter 160 oder mehr) gegen jede der Salmonellen aufweisen.

(iii) Anamnestische Reaktion:

Personen, die eine frühere Darminfektion hatten oder geimpft wurden, können vorübergehendes Fieber wie Malaria, Grippe usw. entwickeln.

(iv) Unspezifische Antigene (z. B. Fimbrienantigen) können zu falsch positiven Ergebnissen führen.

(v) Antibiotika-Behandlung:

Wenn die Behandlung mit Chloramphenicol vor dem Auftreten von Agglutininen begonnen wird, ist es unwahrscheinlich, dass sie später auftreten, wenn der Antikörper bereits vorhanden ist, es ist kein weiterer Titeranstieg zu erwarten.

Widal-Tests können bei vielen gesunden Trägern negativ ausfallen und einige müssen durch einen Vi-Agglutinationstest nachgewiesen werden.

2. Andere serologische Tests:

ELISA ist eine empfindliche Methode zur Messung von Antikörpern gegen das Lipopolysaccharid von Salmonellen, der Titer des IgM-Antikörpers entspricht ziemlich gut dem Widal-O-Titer. ELISA im Vertical-Flow-Membran-Format (Typhi-DOT) weist Vi Ag im Blut/Serum in einem frühen Krankheitsstadium nach.

Shigella-Arten sind ausschließlich Parasiten des Menschen und anderer Primaten und verursachen beim Menschen die Bakterienruhr.

Shigellen sind gramnegative, unbewegliche Bazillen. Antigenisch werden Shigellen in vier Gruppen (A, B, C, D) eingeteilt, basierend auf der Spezifität des O-Antigens. Diese Gruppen werden durch eine Kombination biochemischer Reaktionen und antigener Struktur unterschieden. Mannit-Fermentationsreaktionen sind wichtig, Gruppe A ist Mannit-negativ und der Rest ist Mannit-positiv.

Shigella-Arten verursachen bazilläre Ruhr (Shi&Shygellose). Die Infektion wird fäkal-oral übertragen. S. dysenteriae Typ 1 (S. shiga) produziert Exotoxine, die die schwerste Form der Krankheit verursachen. S. flexneri und S. boydii verursachen weniger schwere Ruhr und sind in tropischen Ländern einschließlich Indien weit verbreitet. S. sonnei ist die Ursache der meisten Ruhr in Großbritannien.

Die Organismen werden von den Epithelzellen distaler Teile des Dickdarms aufgenommen, wobei die Nekrose der Oberflächenepithelzellen zu einer akuten Entzündung in der Lamina propria und der Submukosa führt. Nekrotische Epithelien bilden oberflächliche Geschwüre, die zu Schleimhautblutungen führen.

Labor Diagnose:

Um die Diagnose zu bestätigen, müssen Shigellen in Reinkultur aus einer geeigneten Probe isoliert werden. Zu den Proben gehören frischer Stuhl, Schleimhautschuppen und rektale Abstriche.

A. Mikroskopische Stuhluntersuchung:

Die Deckglaspräparation in Kochsalzlösung und Jod zeigt eine große Anzahl von Eiterzellen (Neutrophile) mit degenerierten Kernen, Erythrozyten und Makrophagen. Das Vorhandensein von Protozoen, Zysten oder helminthischen Eizellen ist ausgeschlossen. Die normale Bakterienflora ist stark vermindert. Die Fluoreszenz-Antikörper-Technik ist bei der schnellen Diagnose eines Falles hilfreich, wird aber normalerweise nicht praktiziert.

B. Bakteriologische Untersuchung:

MacConkey’s-Agar, DCA, S-S-Agar, Selenite F-Brühe.

Eine Öse mit Material wird auf selektive Medien wie MacConkey’s-Agar- oder SS-Agar-Medien geimpft.

Als Anreicherungs- und Transportmedium wird Selenit-F-Bouillon (0,4%) verwendet, das ein schnelles Wachstum von enterischen Pathogenen ermöglicht, während es vorübergehend (für 9-12 Stunden) das Wachstum von E. coli hemmt. Organismen aus Selenit-F-Brühe werden nach 24-stündiger Inkubation bei 37 °C in MacConkey-Agar subkultiviert.

Nach 12 bis 18 Stunden Inkubation erscheinen auf MacConkey’s Agarmedium farblose Kolonien, die durch Abstrichuntersuchung, Motilitätspräparation und biochemische Reaktionen weiter getestet werden. Shigellen sind gramnegative, nicht bewegliche Bazillen.

II. Biochemische Reaktionen:

Urease, Citrat, H2S- und KCN-negativer Indol- und MR-positiver Gram-negativer, nicht sporenbildender Bazillus weist auf einen Shigella-Stamm hin (Abb. 7.10). S. sonnei ist ein später Laktosefermenter.

III. Objektträger-Agglutinationstest:

Dies geschieht durch die Verwendung polyvalenter Antiseren der drei Gruppen (A, B und C) von Shigella und Antiserum der Gruppe D (S. sonnei), eins nach dem anderen gegen das Isolat. Monovalente Antiseren werden für die Gruppe verwendet, bei der eine Agglutination mit polyvalenten Antiseren aufgetreten ist. Dann werden typspezifische Antiseren für Stämme der Gruppe A, B oder C für den Agglutinationstest verwendet.

Gelegentlich kann aufgrund der Maskierung des O-Antigens durch das K-Antigen keine Agglutination auftreten, die durch 60-minütiges Kochen der Bakteriensuspension bei 100 °C entfernt werden kann.

Dies wird für Stämme der Gruppe D durchgeführt.

V. Ein Sereny-Test kann durchgeführt werden, um die Invasivität des isolierten Shigella-Stammes zu bestätigen, obwohl er selten praktiziert wird.


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Abgeschlossener Test

Da einige der positiven Ergebnisse des Bestätigungstests falsch sein können, ist es wünschenswert, abgeschlossene Tests durchzuführen. Für dieses Inokulum wird jedes positive Röhrchen des Bestätigungstests auf eine Platte mit EMB- oder Endo-Agar ausgestrichen.

Bei diesem Verfahren wird eine Schleife einer Probe aus jedem positiven BGLB-Röhrchen auf ein selektives Medium wie . ausgestrichen Eosin-Methylenblau-Agar oder Endos Medium. Jeweils eine Platte wird bei 37 °C und eine andere bei 44,5 ± 0,2 °C für 24 Stunden inkubiert.


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