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Was ist die Bedeutung von Kcat / Km?

Was ist die Bedeutung von Kcat / Km?



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Ich versuche die Enzymkinetik zu verstehen, die Formel für Km und KKatze das leuchtet mir ein.

Km , die Substratkonzentration, bei der die Reaktionsgeschwindigkeit die Hälfte von V . beträgtmax

KKatze, verwendet, um die Grenzgeschwindigkeit jeder enzymkatalysierten Reaktion bei Sättigung zu beschreiben. Meistens KKatze gleich K2 (NICHT bei mehreren Reaktionsschritten der Fall)

Ich finde Informationen zur Berechnung des Spezifitätskonstante (KKatze / Km) und was es bedeutet:

Spezifitätskonstante,die Geschwindigkeitskonstante für die Umwandlung von E + S in E + P

Ich kann jedoch keine detaillierte Erklärung finden, WARUM Sie die K . aufteilen solltenKatze von Km. Zweitens Km ist die Hälfte von Vmax (also tatsächlich bei halber Sättigung) aber KKatze voll gesättigt ist, macht es für mich keinen Sinn, diese beiden Zahlen zu teilen. Um es zusammenzufassen, frage ich: Was ist die "Bedeutung" der Division dieser beiden Konstanten?

Definitionen sind abgeleitet/bearbeitet von Lehninger Prinzipien der Biochemie


So wie $k_{cat}$ die Reaktionsgeschwindigkeit bei gesättigter Substratkonzentration darstellt, repräsentiert $k_{cat} / K_m$ die Reaktionsgeschwindigkeit bei vernachlässigbarer Substratkonzentration.

Wenn wir uns die standardmäßige Michaelis-Menten-Kinetik-Geschwindigkeitsgleichung aus einem Substrat/einem Produkt ansehen:

$$v = frac{k_{cat}[E][S]}{K_m + [S]}$$

Wir können uns vorstellen, was passiert, wenn $[S] o 0$, wir sehen, dass für $[S] ll K_m$ der Nenner auf $K_m$ reduziert werden kann, und somit wird die Geschwindigkeitsgleichung

$$v = frac{k_{cat}}{K_m}[E][S]$$

Mit anderen Worten, $k_{cat} / K_m$ ist die Geschwindigkeitskonstante (pseudo-) zweiter Ordnung zwischen dem Enzym und dem Substrat, wenn $[S] ll K_m$ ist.

Tatsächlich gibt es bei komplexeren Geschwindigkeitsgleichungen (wie Inhibitoren, pH-Effekten und kinetischen Isotopeneffekten) ein anständiges Argument (ein oft von WW Cleland vorgebrachtes), dass die beiden Schlüsselkonstanten für enzymatische Reaktionen $k_{ cat}$ und $k_{cat} / K_m$, und $K_m$ sollte als die "abgeleitete" Konstante betrachtet werden. (Die Tatsache, dass wir die Ratengleichung in Form von $k_{cat}$ und $K_m$ schreiben, ist ein historischer Zufall - wir hätten genauso gut $ v = frac{k_{cat}Phi [E][ S]}{K_m + Phi [S]}$, wobei ich willkürlich $Phi$ als Symbol für $k_{cat}/K_m$ gewählt habe.)

Bleibt noch die Frage, warum $k_{cat} / K_m$ oft als "Spezifitätskonstante" des Enzyms bezeichnet wird. Der Grund dafür ist, dass Sie, wenn Sie ein einzelnes Enzym in Gegenwart von zwei verschiedenen Substraten haben, eine kompetitive Hemmung haben. Die Mathematik ist ein wenig dicht (siehe hier oder hier für Beispiele), aber das Endergebnis ist, dass das Verhältnis der Reaktionsgeschwindigkeiten für die beiden Substrate mit dem Verhältnis ihrer jeweiligen $k_{cat} / K_m$s zusammenhängt:

$$frac{v_a}{v_b} = frac{k_{cat,A} / K_{m,A}}{k_{cat,B} / K_{m,B}}frac{[A]} {[B]}$$

Dies ist mit der richtigen Einstellung tatsächlich intuitiv sinnvoll - die einzige Phase, in der die beiden Substrate konkurrieren (wo Sie die Entscheidung treffen, Reaktion A gegenüber Reaktion B durchzuführen), ist, wenn sie an freies Enzym binden. "Die Rate, wenn Sie sich nur um freies Enzym kümmern" entspricht dem vernachlässigbaren Substrat-Fall. Bei vernachlässigbarem Substrat ist alles, was Sie haben, freies Enzym - es gibt nicht genug Substrat, um nennenswerte Mengen an substratgebundener Form zu haben, und die Geschwindigkeit der Enzym-Substrat-Begegnung ist viel niedriger als die Geschwindigkeit der Produktbildung, was bedeutet, dass im stetigen geben an, dass Sie auch keine nennenswerten Mengen an produktgebundener Form haben. Somit repräsentiert $k_{cat} / K_m$ für ein bestimmtes Substrat, wie gut die kostenlos Enzym führt diese Reaktion durch.


Dieses Verhältnis wird häufiger als "katalytische Effizienz" bezeichnet und ist ein schlechtes Maß. In vielen Fällen sind Enzyme nur dann besser, wenn sie einen höheren kcat haben, da die Substratkonzentration immer weit über dem Km liegt. Die Verwendung des Verhältnisses, wenn dies offensichtlich der Fall ist, ist imo nur irreführend, aber das passiert viel zu oft.

In einigen Fällen könnte es ein nützliches Maß sein, um mit Enzymen zu vergleichen. Zum Beispiel, wenn Sie bei höheren Substratkonzentrationen nicht messen können. Sie hätten nur die anfängliche Steigung des [S] vs. vmax-Graphen. Bei niedrigen Konzentrationen nähert sich diese Steigung kcat/km.

Das Verhältnis kcat/km repräsentiert nichts Reales, es ist nur eine faule Art, Enzyme zu vergleichen, indem zwei Zahlen, die jeweils etwas anderes darstellen, zu einer Zahl kombiniert werden, die nur gut aussieht, weil es eine Zahl ist.


Auf einem Diagramm der Geschwindigkeit gegen die Substratkonzentration (V vs. [S]) ist die maximale Geschwindigkeit (bekannt als Vmax) der Wert auf der Y-Achse, dem sich die Kurve asymptotisch nähert. Es sollte beachtet werden, dass der Wert von V max von der Menge des in einer Reaktion verwendeten Enzyms abhängt. Doppelte Enzymmenge, doppelte Vmax. Wenn man die Geschwindigkeiten zweier verschiedener Enzyme vergleichen wollte, müsste man bei den verschiedenen Reaktionen, die sie katalysieren, die gleichen Enzymmengen verwenden. Es ist wünschenswert, ein Maß für die Geschwindigkeit zu haben, das von der Enzymkonzentration unabhängig ist. Dazu definieren wir den Wert Kcat , auch Umsatzzahl genannt. Mathematisch,

Um Kcat zu bestimmen, muss man natürlich die Vmax bei einer bestimmten Enzymkonzentration kennen, aber das Schöne an dem Begriff ist, dass er dank des Begriffs im Nenner ein von der Enzymkonzentration unabhängiges Maß für die Geschwindigkeit ist. Kcat ist somit eine Konstante für ein Enzym unter gegebenen Bedingungen. Die Einheiten von K cat sind ( ext

Abbildung 4.7.2: Gemeinsame Umsatzzahlen

Ein weiterer nützlicher Parameter eines Enzyms ist als KM bekannt, die Michaelis-Konstante. Einfach ausgedrückt misst es die Affinität eines Enzyms zu seinem Substrat. Die Affinitäten von Enzymen zu Substraten variieren erheblich, daher hilft uns die Kenntnis von KM zu verstehen, wie gut ein Enzym für das verwendete Substrat geeignet ist. Die Messung von KM hängt von der Messung von Vmax ab. In einem V vs. [S]-Diagramm wird KM als der x-Wert bestimmt, der Vmax/2 ergibt. Ein häufiger Fehler, den Studenten bei der Beschreibung von V max machen, ist zu sagen, dass KM = Vmax/2 ist. Das stimmt natürlich nicht. KM ist eine Substratkonzentration und ist die Substratmenge, die ein Enzym benötigt, um Vmax/2 zu erreichen. Andererseits ist Vmax/2 eine Geschwindigkeit und nichts anderes. Der Wert von KM steht in umgekehrter Beziehung zur Affinität des Enzyms zu seinem Substrat. Hohe KM-Werte entsprechen einer geringen Enzymaffinität für das Substrat (es braucht mehr Substrat, um Vmax zu erreichen). Niedrige KM-Werte für ein Enzym entsprechen einer hohen Affinität zum Substrat.


Das Verhältnis kKatze/Km – oft als „Spezifitätskonstante“ bezeichnet – ist ein nützlicher Index zum Vergleich der relativen Geschwindigkeiten eines Enzyms, das auf alternative, konkurrierende Substrate einwirkt. Eine alternative Beschreibung, „katalytische Effizienz“, wird jedoch häufig verwendet und gelegentlich missbraucht, um die Reaktivität zweier Enzyme zu vergleichen, die auf dasselbe Substrat wirken. Hier beleuchten wir die Fallstricke bei der Verwendung kKatze/Km um die katalytische Wirksamkeit von Enzymen zu vergleichen.

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Sehr kurze Frage zu Km und Kcat

Wenn ich ein Enzym nehmen und die Aminosäuresequenz so modifizieren würde, dass eine Aminosäure, die zur Bildung von Wasserstoffbrücken zur Stabilisierung des aktiven Zentrums verwendet wird, durch eine ersetzt wird, die keine Wasserstoffbrücken bilden kann, würde Km abnehmen, richtig? Denn das Enzym kann nicht so effektiv an das Substrat binden. Würde dies bedeuten, dass auch Kcat sinken würde? Ich bin mir nicht sicher, wie sie konzeptionell zusammenhängen.

Sie haben also Recht, dass das Substrat nicht so effektiv binden würde, aber Sie müssen sich daran erinnern, dass Km eher eine Dissoziationskonstante ist. Wenn das Substrat nicht so fest bindet, würden wir daher erwarten, dass das Substrat stärker dissoziiert und daher Km zunehmen würde. Kcat hingegen würde wahrscheinlich abnehmen, da eine weniger effektive Bindung an das aktive Zentrum in der Folge dazu führen würde, dass weniger Substrat schneller bindet, sodass das Enzym nicht in der Lage wäre, so viel Produkt wie das Wildtyp-Enzym umzuwandeln

Gute Antwort. Wenn OP dies für eine Klasse fragt, möchte ein Lehrer definitiv, dass Sie es verstehen. Ich möchte hinzufügen, dass es in einigen Randfällen möglich ist, dass der kcat ansteigt, obwohl er die meiste Zeit wahrscheinlich sinken würde, wie Sie gesagt haben. Wir können uns ein Szenario vorstellen, in dem der geschwindigkeitsbestimmende Schritt des Enzymmechanismus die Freisetzung des Endproduktmoleküls ist, das erforderlich ist, um das aktive Zentrum für die Bindung des nächsten Substrats freizugeben. Es ist möglich, dass die Entfernung dieser Wasserstoffbrücke die Freisetzung des Produkts erleichtert, ohne die Substrataffinität zu stark zu beeinflussen, was wiederum den kcat erhöhen würde. Auch hier ist es unwahrscheinlich, dass Sie normalerweise die Substratbindung beeinflussen, aber es ist eine lustige kleine Ausnahme von der üblichen Logik, die möglich ist.


Was ist die Bedeutung von Kcat / Km? - Biologie

Km weiter &ndash Sie wissen, dass wir über Enzymkinetik sprechen müssen! Ich meine, gib mir eine Pause, Kcats sind viel cooler als Kit-Kat-Riegel! Und der Women&rsquos History Month bietet die perfekte Entschuldigung (nicht, dass ich eine brauche) für Menten, eine der wenigen biochemischen Gleichungen, die (zumindest teilweise) nach einer Frau benannt sind und die Michaelis-Menten-Gleichung. Diese grundlegende biochemische Gleichung bietet eine Möglichkeit, &ldquoLeistungsüberprüfungen&rdquo an Enzymen durchzuführen, um herauszufinden, wie gut diese biochemischen Reaktionsvermittler (typischerweise Proteine, manchmal Protein/RNA-Kombinationen oder nur RNA) in der Lage sind, ihre spezifischen Aufgaben zu erfüllen: Wie schnell können sie gehen? was bestimmt diese Geschwindigkeit? und wie können wir es messen? Heute beschäftigen wir uns mit der uralten Frage: Wie viele Stöcke könnte ein Stockschnapper schnappen, wenn ein Stockschnapper Stöcke schnappen könnte?

Stick Snapping macht eine einfache Analogie, aber die wirklichen Aufgaben von Enzymen sind noch cooler &ndash ihre Aufgaben reichen vom Zerbrechen von Dingen (z. B. Restriktionsenzyme, die DNA schneiden) bis hin zum Herstellen von Dingen (z von den Ausgangsmaterialien (Substrat) bis zum Endprodukt) hängt davon ab, wie sehr ihnen das Substrat gefällt (reflektiert in Km) und wie gut sie es verändern können (reflektiert in kcat). In den frühen 1900er Jahren haben Maud Menten und Leonor Michaelis eine mathematische Formel entwickelt, die diese verschiedenen grundlegenden Eigenschaften eines Enzyms mit beobachtbaren Dingen verbindet (wie das Verschwinden von Reaktanten und/oder das Auftreten von Produkten im Laufe der Zeit). Dies ermöglicht es Wissenschaftlern, Enzymaktivitätsexperimente durchzuführen, um beispielsweise herauszufinden, welche Substrate ein Enzym bevorzugt und welche Enzyme unter verschiedenen Bedingungen am effizientesten sind.

Zuerst ein kurzer Überblick über Enzyme. Weitere Informationen finden Sie im Beitrag von gestern: http://bit.ly/2VGlI0u

Aber im Grunde sind Enzyme biochemische Katalysatoren und Katalysatoren sind Dinge, die Reaktionen beschleunigen, ohne dabei verbraucht zu werden (wenn sie also erst eine Reaktion beschleunigen, können sie eine andere beschleunigen, dann eine andere, dann eine andere) &ndash Sie können überall Katalysatoren finden der Ort &ndash sogar in Ihren Autos (Katalysator klingelt?) &ndash und &ldquoenzyme&rdquo nennen wir die Katalysatoren, die wir in unserem Körper finden.

Enzyme sind normalerweise Proteine, manchmal Protein/RNA-Komplexe und manchmal nur RNA. Sie helfen, biochemische Reaktionen abzulaufen &ndash alles von der Aufspaltung von Molekülen (z. B. Zerlegen von Zucker in kleinere Teile zur Energiegewinnung) über das Zusammenfügen von Molekülen (z (platzsparend) aufgewickelt, um zu lesende Bereiche freizugeben).

Obwohl diese Prozesse sehr komplex sein können und viel Koordination erfordern, *könnten* sie alle ohne Enzyme ablaufen &ndash, weil sie den biochemischen &bdquo-Antrieb&rdquo dazu haben. Es ist nur sehr unwahrscheinlich, dass sie passieren, weil frei herumstreuende Moleküle in der richtigen Ausrichtung mit genau den richtigen Bedingungen usw. kollidieren müssen.

Dieser biochemische „Antrieb&rdquo ist eine negative Änderung der freien Gibbs-Energie (G). Ich stelle mir G gerne als molekulare &ldquobehaglichkeit&rdquo vor &ndash stelle dir vor, du machst ein Foto &ndash es kostet Energie, eine unbequeme Pose zu halten (unbequeme Moleküle haben ein hohes G), während du dich entspannen kannst, wenn sie nur ein aufrichtiges Bild haben wollen (bequeme Moleküle haben ein niedriges) G). Ich weiß nicht wie es dir geht, aber ich hasse diese &ldquosay Käse&rdquo-y Bilder &ndash, ich wäre viel lieber bequem.

Und Moleküle würden es auch. Sie reagieren und interagieren also auf eine Weise, die sie in eine bequemere Position bringt (niedrigeres G)-> Reaktionen sind energetisch günstig, wenn das/die Produkt(e) P WENIGER freie Energie (niedrigeres G) haben als die Reaktanten (R), und wir können nennen Sie diesen Unterschied in der freien Energie zwischen den Produkten und den Reaktanten &DeltaG (&Delta wird &ldquoDelta&rdquo ausgesprochen und bedeutet „Änderung in&rdquo). Bei enzymkatalysierten Reaktionen nennen wir die Reaktanten normalerweise SUBSTRATE (S) &ndash wie in, &ldquothing&rdquo ist ein Substrat für &ldquocool Enzym.&rdquo Also können wir die Gesamtreaktion schreiben als

Nicht alle Reaktionen haben ein negatives &DeltaG, aber Sie können ungünstige mit positiven koppeln, um die Arbeit zu erledigen. Dies ist einer der Gründe, warum einige Enzyme ATP und die Aufspaltung verwenden ungünstiger.

Selbst wenn eine Reaktion wirklich günstig ist &ndash die Produkte sind viel bequemer als die Reaktanten, daher gibt es ein sehr negatives &DeltaG, es muss oft einen wirklich unbequemen Zustand durchlaufen um dorthin zu gelangen &ndash wir nennen diesen unbequemen (höchsten Energie) Zustand den Übergangszustand (⧧). Stellen Sie sich vor, Sie versuchen, einen Stock in zwei Hälften zu zerbrechen (um der Analogie willen so zu tun, als wäre er in der Mitte perforiert, so dass es nur einen möglichen Bruchpunkt gibt). Sie fangen also an, den Stick zu biegen, und es wird immer härter und der Übergangspunkt wäre dieser wirklich angespannte Moment, kurz bevor der Stick bricht (wenn Sie denken, dass Ihre Arme wund sind, stellen Sie sich vor, wie sich der Stick anfühlt!). In diesem Übergangszustand (TS) umarmt das Enzym das Substrat am stärksten &ndash und lockt somit das Substrat irgendwie in diese unangenehme Position &ndash die Unbequemlichkeit, da das Substrat „beugt&rdquo durch positive Wechselwirkungen mit dem Enzym ausgeglichen wird, die das Biegen ermöglicht.

Wir können die Energieänderungen im Verlauf einer Reaktion mit einem REAKTIONSKOORDINATENDIAGRAMM darstellen. Es erinnert mich an einen zuckerstangenförmigen Regenbogen mit einem Topf voll Gold unten &ndash man muss über den Regenbogen kommen, bevor man an das Gold gelangen kann. Die Spitze des Regenbogens ist die Energie des Übergangszustands und die Energie, die erforderlich ist, um dorthin zu gelangen, ist die Aktivierungsenergie. Enzyme bieten einen alternativen Übergangszustand mit einem „kürzeren Regenbogen&rdquo &ndash eine niedrigere Übergangszustandsenergie bedeutet eine niedrigere Aktivierungsenergie, so dass es weniger Barrieren für das Auftreten der Reaktion gibt. Da jedoch Start- und Endpunkt gleich sind, ist das gesamte &DeltaG für die Reaktion gleich, unabhängig davon, ob sie enzymkatalysiert ist oder nicht.

Wenn Sie eine Größe wie diese haben, bei der Sie sich nur um die Start- und Zielzustände und nicht um den zurückgelegten Weg kümmern, nennen wir dies eine „Stateigenschaft ändert den Antrieb &ndash es&rsquot wählt, ob die Reaktion stattfindet oder nicht &ndash und wenn Sie die Barriere senken, machen Sie es auch einfacher &ldquor rückwärts zu gehen&rdquo, also ändern Enzyme die Gleichgewichtskonstanten &ndash, wenn Sie mit der gleichen Menge an Reaktanten beginnen,&rsquoll’ die gleiche Menge an gebildetem Produkt zu erreichen (auch wenn Sie Milliarden von Jahren warten müssen), aber sie beeinflussen die Reaktionsgeschwindigkeiten &ndash Sie müssen also nicht Milliarden von Jahren warten &ndash, aber wie lange müssen Sie warten? Um dies herauszufinden, gehen wir von den thermodynamischen Dingen, über die wir gesprochen haben, die sich mit der Reaktionsbegünstigung befassen, zur Kinetik, die sich mit Geschwindigkeiten (Reaktionsgeschwindigkeit, v) befasst.

Eine Reaktion ist nur so schnell wie ihr langsamster Schritt, und Sie können eine Reaktion in einige Schritte aufteilen: binden (E+S ⇌ ES), ändern (ES⇌EP), &freigeben (EP⇌E+P). Sagen wir der Einfachheit halber, dass die Reaktion wirklich günstig ist, so dass es wirklich unwahrscheinlich ist, in die umgekehrte Richtung zu gehen (Sie werden das Produkt nicht in Substrat verwandeln). (Selbst wenn die Reaktion rückwärts läuft, wenn Sie die Kinetik ganz am Anfang messen, wenn kein Produkt vorhanden ist, das wieder in Substrat umgewandelt werden kann, können Sie die Umkehrung ignorieren). Dann können wir ein paar dieser Rückwärtspfeile entfernen, damit wir

binden (E+S ⇌ ES), ändern (ES->EP), & freigeben (EP->E+P)

Sie können sehen, dass ich den ersten Rückwärtspfeil weggenommen habe, weil der Bindungsschritt immer noch reversibel ist &ndash und wie das Gleichgewicht liegt (ist E + S oder ES bevorzugter) hängt von der Affinität (Klebrigkeit) der 2 füreinander ab. Und obwohl wir davon ausgehen, dass Sie nur ES->EP (und nicht EP->ES) *können*, bedeutet dies, dass Sie diese Änderung vornehmen werden. Wenn man sich die Dinge zufällig (wahrscheinlich) vorstellt, hat jedes Mal, wenn ein Substrat mit einem Enzym kollidiert, die Chance, zu kleben, und jedes Mal, wenn es klebt, besteht die Chance, dass es sich in ein Produkt umwandelt. Wie schnell die Reaktion erfolgt, hängt ab von:

  • wie wahrscheinlich es ist, dass E & S kollidieren (hängt von ihrer Konzentration und ihrer Energie ab)
  • wie wahrscheinlich ist es, dass E & S kleben (hängt von ihrer Klebrigkeit &ldquoAffinität&rdquo füreinander ab)
  • wie wahrscheinlich sich S umwandelt (hängt davon ab, wie hoch die Aktivierungsbarriere ist und wie lange das Substrat dort haften bleibt, damit es &ldquo es weiter versuchen kann)

Sie haben auch den Freigabeschritt, aber außer in einigen seltsamen Fällen ist das normalerweise kein Überfall, also kombinieren wir die Änderungs- und Freigabeschritte in ES -> E + P. Also haben wir jetzt 2 Schritte, binden (E+ S ⇌ ES) & Amp ändern/freigeben (ES -> E + S) und jede davon kann mit unterschiedlichen Geschwindigkeiten passieren

Wir können jedem Schritt eine Geschwindigkeitskonstante k geben. Es ist „konstant&rdquo in Bezug darauf, dass es nicht von Konzentrationen beeinflusst wird, da es eine den Molekülen innewohnende Eigenschaft ist, aber es *wird* von Unterschieden in der Umgebung (pH usw.) beeinflusst, so dass es für eine bestimmte Reaktion unter bestimmten Bedingungen spezifisch ist.

Also, wie viele Stöcke könnte ein Stockschnapper schnappen, wenn ein Stockschnapper Stöcke schnappen könnte? Um dies zu beantworten, wenden wir uns der Michaelis-Menten-Kinetik zu.

Angenommen, Sie möchten herausfinden, wie schnell ein Schnapper Stöcke schnappen kann um Stöcke pro Sekunde pro Schnapper schnappen zu lassen. Dies entspricht einer kinetischen Konstante namens kcat (auch bekannt als „Umsatzzahl&rdquo), die Ihnen angibt, wie viele Substratmoleküle ein einzelnes Enzym pro Zeiteinheit (normalerweise Sekunden) in Produkt umwandeln kann &ndash solange es genügend Sticks gab!

Wenn Sie einen großen Überschuss an Sticks (S >>>> E) haben, müssen Sie sich keine Sorgen machen, dass Ihnen die Sticks ausgehen wenn der Schnapper dort einen Stock schnappt&rsquos einen anderen Stock, um dort zu schnappen). Wenn Sie jedoch keinen großen Überschuss haben, wird das Substrat vollständig aufgebraucht, sodass es nur zu Beginn der Reaktion am schnellsten arbeiten kann, gleich nachdem Sie E & S gemischt haben.

Naja, nicht ganz *richtig* am Anfang. Ganz am Anfang (wir sprechen normalerweise die ersten paar Millisekunden) müssen Sie die Enzyme auffüllen und der Schnapper muss seinen ersten Stock greifen, also haben Sie einen Ausbruch von ES-Bildung, aber sie hatten noch Zeit, die Sticks zu schnappen so beginnt die Produktbildung dank dieser Verzögerung langsam, wenn die Schnapper Sticks schnappen. Diese kurze Anlaufphase nennen wir PRE-STEADY STATE.

Wie der Name schon sagt, folgt darauf der STEADY STATE und hier werden normalerweise kinetische Messungen vorgenommen. Tatsächlich machen wir in der Michaelis-Menten-Kinetik eine „Steady-State-Annahme&rdquo&ndash im Grunde nehmen wir an, dass ES im Gleichgewicht ist &ndash Sie wissen, wie ich sagte, E+S&&8652ES sei reversibel &ndash gut, Gleichgewicht ist dort, wo die *Raten* der Vorwärtsbewegung ( E+S -> ES) & umgekehrte (ES -> E+S) Reaktionen sind die gleichen &ndash dies bedeutet&rsquot, dass Sie die gleiche Menge an S gebunden wie ungebunden haben, es bedeutet nur, dass die Menge, die &rsquos gebunden vs. ungebunden ist, sich nicht ändert (Für jeden Schnapper, der einen Stock fallen lässt, nimmt ein anderer Schnapper einen auf).

Anfangs war keine gebunden und im vorstationären Zustand änderte sich ES vs. E+S, da S nun die Möglichkeit hatte, zu binden. Aber irgendwann erreicht man ein dynamisches Gleichgewicht, bei dem für jedes freigesetzte oder umgewandelte S ein anderes bindet. Dies wird normalerweise innerhalb von Mikrosekunden erreicht und misst man, wenn man die „Anfangsgeschwindigkeit&rdquo (vo) misst.

Aber es kann nur binden, wenn noch S zum Binden übrig sind! Und S ist nicht nur bindend &ndash es &rsquo ist auch &ldquoverschwindet&rdquo, weil es in Produkte umgewandelt wird (und Sie können einen bereits geknickten Stick schnappen!). Sie gelangen also in den POST-STAADY-ZUSTAND, in dem das Substrat aufgebraucht ist, sich weniger ES-Komplexe bilden können (schlechte Schnapper bleiben klebrig) und sich weniger Produkt bilden kann

kcat hat sich einen einzelnen Schnapper angesehen &ndash, aber es ist nicht einfach, ein einzelnes Enzymmolekül zu messen, weil diese Jungs wirklich winzig sind und man normalerweise eine Menge davon hat &ndash also, anstatt sich mit einzelnen Molekülen zu beschäftigen, haben Sie es mit Molen von Molekülen zu tun. Der Mol ist der Biochemiker&rsquos &ldquodozen&rdquo &ndash es bedeutet nur 6,02&mal 10^23 von etwas. http://bit.ly/2OfeHQg

Jetzt können wir uns also eine Tonne identischer Schnapper vorstellen, und die Anzahl der geschnappten Stäbchen hängt davon ab, wie gut jeder Schnapper Stäbchen schnappen kann (kcat) UND wie viele Schnapper es gibt (Enzymkonzentration, [E]).

Anstatt die maximale Rate pro Schnapper zu ermitteln, ermitteln Sie zuerst die maximale Geschwindigkeit der Produktbildung (Vmax) für eine Gruppe von Schnappern und berücksichtigen dann die Anzahl der Schnapper.

Vmax = kcat[E]o, wobei [E]o die Enzymkonzentration ist

Aber &ldquoUmsatzrate&rdquo ist nicht alles, was Sie interessiert. Wie gut greift der Schnapper am Stock? Ist es wirklich ein gutes Spiel? Wenn Sie viel mehr Substrat als Enzym haben, wird das Enzym ständig mit Substrat beschossen. Selbst wenn es das Substrat so sehr mag, bindet es die meiste Zeit immer noch, weil jedes Mal, wenn es loslässt, ein anderes Substratmolekül darauf wartet, sich einzuklemmen. So können Sie feststellen, ob das Substrat wirklich gut zum Enzym passt.

Wenn Sie jedoch niedrigere Substratkonzentrationen haben und ein Enzym ein Substratmolekül freisetzt, ist es weniger wahrscheinlich, dass es schnell ein anderes Molekül findet, mit dem er kollidieren kann. Wenn also diese selteneren Kollisionen auftreten, wird Klebrigkeit eine größere Rolle spielen &ndash wenn sie nicht kleben, müssen sie auf eine weitere warten &ndash und Sie müssen auf das Produkt warten.

Wie berücksichtigen wir dies beim &ldquoscoring&rdquo von Enzymen? Geben Sie die MICHAELIS-MENTEN-KONSTANTE ein (km). Ich leite dies in den Bildern für Sie ab, damit Sie sehen können, wie es aus den Geschwindigkeitskonstanten und Konzentrationen kommt (und ich ermutige Sie, die Ableitung während des Studiums selbst durchzuführen), aber hier der Spoiler-Alarm: Km ist die Substratkonzentration bei der die Produktbildung bei 1/2 ihrer maximalen Geschwindigkeit (also 1/2 Vmax) erfolgt.

Sie finden es normalerweise, indem Sie Vo (die anfängliche Geschwindigkeit der Produktbildung) bei mehreren Konzentrationen des Substrats messen (eine weitere Möglichkeit, diese seriellen Verdünnungen zu verwenden!). Dann tragen Sie die Substratkonzentration auf der horizontalen (x)-Achse und die Reaktionsgeschwindigkeit auf der vertikalen (y) Achse. Tun Sie dies und Sie erhalten (oft) eine ,- ähnliche Kurve, eine Parabel, die steil beginnt und dann Plateaus erreicht. Enzyme, die solche Kurven erzeugen, sollen der Michaelis-Menten-Kinetik gehorchen.

Die Kurve beginnt steil (aber langsam), weil am Anfang mehr als genug Enzym vorhanden ist, um das gesamte Substrat schnell in Produkt umzuwandeln, aber dann geht das Substrat aus (zu viele Schnapper, zu wenige Stäbchen) Aber wenn die Substratkonzentration ansteigt, wird das Enzym gesättigt &ndash jedes Enzym arbeitet am härtesten, aber es kann nur so schnell gehen &ndash das Enzym wird limitierend (zu viele Stöcke, zu wenige Schnapper). Die Höhe, bei der die Kurvenplateaus erreicht werden, wird als maximale Geschwindigkeit (Vmax) bezeichnet, und die Substratkonzentration, bei der die Kurve die Hälfte von Vmax erreicht, wird als Km bezeichnet.

Diese Vmax hängt von der Enzymkonzentration ab (weshalb wir sie anpassen, um kcat zu erhalten), aber Km hängt von der Enzymkonzentration ab, nur davon, wie gut das Enzym das Substrat mag. Es ist nicht ganz so einfach, aber im Allgemeinen und typische Fälle

niedrigerer Km -> besseres Bindemittel (höhere Affinität zum Substrat)

höhere Km -> schlechteres Bindemittel (geringere Affinität zum Substrat)

höherer kcat -> besserer Wechsler

niedrigerer kcat -> schlechter Wechsler

Wenn Sie eine gute Vorstellung davon haben möchten, wie gut ein Enzym insgesamt für ein bestimmtes Substrat ist, müssen Sie wissen, wie gut es Substrat bindet und wie gut es es verändert. Sie kombinieren also diese beiden Maße, um einen anderen Wert zu erhalten, die &ldquoSpezifitätskonstante&rdquo (auch bekannt als &ldquokatalytische Effizienz&rdquo), die = kcat/Km

Weißt du, wie ich gesagt habe &ldquomanchmal&rdquo du bekommst eine Parabel? Nun, manchmal haben Sie Enzyme, bei denen Sie, wenn Sie dieses Diagramm erstellen, eine S-förmige Kurve erhalten. Dies impliziert normalerweise, dass Sie ein &ldquoallosterisches Enzym&rdquo haben &ndash Allosterie ist, wo irgendwo im Molekül etwas passiert, das an anderer Stelle im Molekül etwas verändert. Allosterische Enzyme haben normalerweise mehrere aktive Zentren, und wenn das Substrat eines von ihnen bindet, können die anderen aktiven Zentren das Substrat leichter binden, sodass Sie kooperativ sind und einen schalterartigen Übergang sehen. Wir haben dies gesehen, als wir uns Hämoglobin &ndash angesehen haben, das 4 sauerstoffbindende Untereinheiten hat und das Anbinden von Sauerstoff an eine Stelle es für Sauerstoff viel einfacher macht, die anderen Stellen zu binden (positive Kooperativität) http://bit.ly/39p5RqW

Maud Menten und Leonor Michaelis veröffentlichten ihre Formel 1913. Maud war eine ziemlich erstaunliche Wissenschaftlerin &ndash Geboren in Kanada im Jahr 1879, wurde Maud eine der ersten Ärztinnen dieses Landes, aber in Kanada gab es nur begrenzte Möglichkeiten für eine Frau, eine Forschungskarriere einzuschlagen , also zog sie in die USA, wo sie am Rockefeller Institute die Wirkung von Radium auf Tumore erforschte, bevor sie nach Deutschland auswanderte, um mit Michaelis zu arbeiten. Nach ihrer bahnbrechenden Arbeit dort zog sie zurück in die USA, um an der University of Chicago zu promovieren und arbeitete anschließend als Professorin und Pathologin an der University of Pittsburgh und als Research Fellow am British Columbia Medical Research Institute. Menten hatte auch ein erfülltes Leben außerhalb des Labors und war nicht nur eine brillante Biochemikerin und Histologin, sie war auch eine begabte Musikerin und Künstlerin und sie sprach 6 Sprachen! Menten starb 1960, aber ihr Name wird für immer ein Synonym für Enzymkinetik sein.


Enzyme und Enzymmechanismen

Marcy Hernick , Carol Fierke , in Comprehensive Natural Products II , 2010

8.15.2.1.2 Metallligation

Die Auswahl der Metallionen und die katalytische Effizienz werden auch durch Präferenzen bei der Metallligation beeinflusst, einschließlich Koordinationszahl (CN), Geometrie und Ligandentyp (Donoratom). Die elektronische Konfiguration des Metallions ist eine wichtige Determinante für die Koordinationszahl und Geometrie von Metallionen. Bevorzugte Koordinationszahlen und Geometrien für häufig verwendete Metallionen sind in gezeigt Tabelle 1 und Abbildung 1 . Es gibt Unterschiede zwischen Metallionen mit der gleichen Oxidationsstufe. Zn 2+ bevorzugt beispielsweise eine tetraedrische Geometrie (vier Liganden), während Co 2+ , Fe 2+ und Mn 2+ höhere Koordinationszahlen und eine oktaedrische Geometrie (sechs Liganden) bevorzugen. Es werden auch Unterschiede für ein Metall bei verschiedenen Oxidationsstufen beobachtet. Cu 1+ bevorzugt eine lineare Geometrie (zwei Liganden), während Cu 2+ bevorzugt eine quadratisch-planare Geometrie (vier Liganden) annimmt. Folglich wird die Fähigkeit von Metallionen, die durch die Metallbindungsstelle diktierten geometrischen Beschränkungen im Verlauf der Reaktion (Substratbindung, Katalyse, Produktfreisetzung) einzunehmen, wichtige Determinanten für die Metallauswahl und die katalytische Effizienz sein.

Abbildung 1 . Häufig beobachtete Koordinationsgeometrien für Metallionen mit zwei bis sechs Liganden. Die Figur wurde mit dem Accelrys DS Visualizer-Programm erstellt.

Die thermodynamische Gesamtstabilität von Komplexen, die zwischen Übergangsmetallionen und Liganden gebildet werden, kann je nach Art des Ligand-Donor-Atoms stark variieren und folgt im Allgemeinen der Reihenfolge: O Liganden < N Liganden < S Liganden. Die relative thermodynamische Stabilität von Komplexen für Übergangsmetalle mit demselben Donoratom ist jedoch weitgehend unabhängig vom Donoratom und folgt der Irving-Williams-Reihe: Ca 2+ < Mg 2+ < Mn 2+ < Fe 2+ < Co 2+ < Ni 2+ < Cu 2+ > Zn 2+ , was mit der Abnahme der Ionenradien über die Reihe zusammenhängt, die zu stärkeren Metallligandenbindungen führt. Präferenzen bei der Metallligation, die durch Unterschiede in den Ligand-Donor-Atomen definiert werden, werden auch durch das Hart-Weich-Säure-Base-Konzept (HSAB) beschrieben. Dieses Konzept konzentriert sich auf die Polarisierbarkeit des Metallions, die durch das Ionenpotential (elektrostatische Bindung) angenähert wird, wie definiert durch z/r (z = aufladen, R = Ionenradius) und Ionisationspotential (ichn) von M bis M n+ (Elektronenakzeptorleistung). Polarisierbarkeit spiegelt die Fähigkeit von Ionen wider, a z Verschiebung in ihrer Elektronenhülle durch Wechselwirkung mit einem Koordinationspartner. Der Begriff „hart“ bezieht sich auf kleine Ionen, die ziemlich unpolarisierbare Spezies sind (z. B. Mg 2+ , Ca 2+ , Mn 2+ , Fe 3+ ), während „weich“ sich auf größere, stärker polarisierbare Spezies bezieht (z. B. Cd 2 +, Cu+). In Bezug auf die Metall-Ligand-Koordination wechselwirken Spezies bevorzugt mit Partnern des gleichen Typs – „harte“ Metallionen bevorzugen „harte“ Liganden (dh O-Liganden) und bilden eine stark ionische Bindung, während „weiche“ Metallionen „ weiche' Liganden (dh S-Liganden) und bilden eine teilweise kovalente Bindung. Metallionen mittlerer Härte (zB Zn 2+ , Fe 2+ , Co 2+ , Ni 2+ , Cu 2+ ) koordinieren bevorzugt intermediäre Liganden (dh N-Liganden) und scheinen die bevorzugten Cofaktoren für Metall- abhängige Hydrolasen. Consequently, the most common ligands for catalytic metal ions observed for the metal-dependent hydrolases are the side chains of His > Asp/Glu ∼ Cys for protein ligands and water is the most commonly observed nonprotein ligand. Metal ligation may also be used to distinguish between structural and catalytic metal ion binding sites. For example, structural zinc-binding sites, such as zinc fingers, typically contain four protein ligands (Cys > His > Asp/Glu), whereas catalytic zinc-binding sites, which also contain four ligands, typically have three protein ligands (His > Asp/Glu, Cys) and a water molecule as the fourth ligand. The presence of a water ligand is typically the distinguishing feature of catalytic metal ions, with the exception of enzymes that catalyze electron transfer reactions. Finally, in situations where there is a cavity of a specific size, it is possible that the ionic radii of the metal ion will be a determinant in cofactor selection ( Tabelle 1 Mg 2+ < Cu 2+ < Zn 2+ < Co 2+ < Ni 2+ < Fe 2+ < Mn 2+ < Cd 2+ < Ca 2+ ). However, typically other factors such as the nature of the ligand–donor atoms and stereochemistry are proposed to play larger roles in metal ion selection.


How do we study competitive inhibition. It is typically done as follows. First one performs a set of V vs. [S] reactions without inhibitor (20 or so tubes, with buffer and constant amounts of enzyme, varying amounts of substrate, equal reaction times). V vs. [S] is plotted, as well as 1/V vs. 1/[S], if desired. Next, a second set of reactions is performed in the same manner as before, except that a fixed amount of the methotrexate inhibitor is added to each tube. At low concentrations of substrate, the inhibitor competes for the enzyme effectively, but at high concentrations of substrate, the inhibitor will have a much reduced effect, since the substrate outcompetes it, due to its higher concentration (remember that the inhibitor is at fixed concentration). Graphically, the results of these experiments are shown above. Notice that at high substrate concentrations, the competitive inhibitor has essentially no effect, causing the Vmax for the enzyme to remain unchanged. To reiterate, this is due to the fact that at high substrate concentrations, the inhibitor doesn&rsquot compete well. However, at lower substrate concentrations it does.

Note that the apparent KM of the enzyme for the substrate increases (-1/KM gets closer to zero - red line above) when the inhibitor is present, thus illustrating the better competition of the inhibitor at lower substrate concentrations. It may not be obvious why we call the changed KM the apparent KM of the enzyme. The reason is that the inhibitor doesn&rsquot actually change the enzyme&rsquos affinity for the folate substrate. It only appears to do so. This is because of the way that competitive inhibition works. When the competitive inhibitor binds the enzyme, it is effectively &lsquotaken out of action.&rsquo Inactive enzymes have NO affinity for substrate and no activity either. We can&rsquot measure KM for an inactive enzyme.

The enzyme molecules that are not bound by methotrexate can, in fact, bind folate and are active. Methotrexate has no effect on them and their KM values are unchanged. Why then, does KM appear higher in the presence of a competitive inhibitor. The reason is that the competitive inhibitor is reducing the amount of active enzyme at lower concentrations of substrate. When the amount of enzyme is reduced, one must have more substrate to supply the reduced amount of enzyme sufficiently to get to Vmax/2.

It is worth noting that in competitive inhibition, the percentage of
inactive enzyme changes drastically over the range of [S] values
Gebraucht. To start, at low [S] values, the greatest percentage of the
enzyme is inhibited. At high [S], no significant percentage of
enzyme is inhibited. This is not always the case, as we shall see
in non-competitive inhibition.


What's The Science Behind Compression Tights Helping You Run?

Tights may be "tight," as in slang for stylish and cool. But do compression tights really help you run faster or further? Some runners say yes, yet a study presented at the recent American College of Sports Medicine annual meeting in Denver, Colorado, found the evidence thinner than the nylon and spandex form-fitting legwear. However, don't run away from tights just yet.

Keep in mind that this latest study was a presentation at a meeting and not yet a published paper. Presenting a study at a scientific meeting is like a successful marriage proposal. It suggests a commitment, but lots can happen between the engagement and actually walking down the aisle. So, consider the results as preliminary before they actually go through thorough scientific peer review. Ajit Chaudhari and his colleagues from the physical therapy department at Ohio State University conducted the study. Nike provided funds and two sets of prototype compression tights. The researchers had 17 experienced male distance runners run on a treadmill for 30 minutes at high-intensity speeds wearing three different sets of clothes: running shorts, low-compression tights and high-compression tights (not all at once, but different sets on different runs). The results? The compression tights did reduce the amount of muscle vibration in their legs, as measured by special reflectors. However, the tights did not seem to affect muscle strength or how high the runners could jump before and after the run. Here's a CBS report on the study:

Before you jump or run to conclusions, the study did have various limitations. Thirty minutes is not a long time, 17 subjects is not a lot of people, and 17 men is not a whole lot of women. Could the effects take longer than 30 minutes or a single run to accrue? Could compression tights have different effects with different sizes, shapes and ages of people? Could running experience or injury history matter?

What, then, are the theories behind wearing tights to run? One theory is less muscle vibration leads to less muscle fatigue. Think of your leg muscles as a soccer team. If some of your team members are busy running in random directions or vibrating (which would be very concerning) on the field, your team is less likely to achieve its goals, which is basically scoring goals. Tights (again, in theory) may reduce vibration and keep all your muscles focused on the task at hand (or, rather, foot) and be more efficient and last longer. Another theory is that the tights can help the blood flow in your legs by squeezing your veins so that blood returns to your heart faster. (In this case, think of your legs as tubes of toothpaste. An extra squeeze gets things inside your legs moving more.) Better circulation brings more oxygen to your muscles and clears away the stuff that makes your muscles sore and weaker, such as lactic acid and fluid buildup. A third theory is that tights can keep your legs warm, which prevents injury. This theory treats your legs as a car engine. A colder engine may be more likely to stall. Also, in theory, the tights could make your legs more aerodynamic, especially if you have a lot of leg hair (I mean a lot).

Now that you are imagining your legs as a very hairy tube of toothpaste with a car engine and a soccer team, what's the scientific evidence behind these theories? Well, some of these claims don't just come out of thin air, such as the supposed benefits of putting wasp nests in your vagina. In fact, compression garments are routinely used as medical devices. Doctors do commonly prescribe compression stockings to prevent or reduce leg swelling. Patients with circulation problems or at risk for blood clots often wear such stockings. Now compression stockings for medical use typically look a bit different from running tights with differing compositions of nylon, cotton, spandex or natural rubber. Therefore, you may want to double-check before you buy medical compression stockings to go running, just like you want to make sure a bra is really a sports bra before you wear it to the gym. But both types of tights work primarily through a similar mechanism: compression.

In elite athletic competitions, even very small improvement in performance could make a difference. . [+] (Photo: Shutterstock)

Nonetheless, medical use to prevent or treat disease is not exactly the same as sports performance use. The published science to support claims about tights improving athletic performance is still barely out of the starting gate. A systematic review of existing published scientific studies appeared in the December 2016 issue of Sports Medicine. Based on this review, scientific studies that can be found in the major scientific databses such as PubMed, MEDLINE, SPORTDiscus and Web of Science have not shown significant improvements in the following measures: running performance (such as times for half-marathons, 15-km trail running, 5- and 10-km runs and 400m sprints), oxygen uptake, blood lactate concentrations, blood gas kinetics, heart function (including heart rate, cardiac output, cardiac index and stroke volume) and leg strength after running. However, published studies did show small improvements in the time to exhaustion, running economy, clearance of blood lactate, perceived exertion, maximal voluntary isometric contraction, peak leg muscle power immediately after running and markers of muscle damage and inflammation. Moreover, compression garments did seem to moderately affect body core temperature and significantly affect post-exercise leg soreness and how long runners could go before suffering muscle fatigue. For example, a study published in the Journal of Strength and Conditioning Research tried to determine whether wearing compression socks for 48 hours after running a marathon can help with recovery. The study enlisted 33 runners to complete a treadmill running test two weeks before and two weeks after running marathons. Runners who had worn the compression socks for the two days after the marathon performed better on the treadmill test. Therefore, in addition to holding your vibrating leg muscles, tights do hold some promise, but more published scientific studies are necessary to make stronger conclusions.

The other issue is: How much do compression tights affect your head? No, I am not suggesting wearing these leggings around your head. Instead, does wearing compression tights make you feel better or more athletic? Psychology is such a major part of sports performance. Just ask anyone who has "choked" or underperformed during a game. Feeling better may make you run faster.

Moreover, there may be different times and places for compression tights. During warm weather, compression tights may not necessarily be that much better than going bare-legged when running (with the emphasis on the word "legged"). However, when it is too cold outside to go bare (again, bare-legged) while running, tights could work better than bulkier clothes such as sweatpants.

The bottom line: hang tight for more scientific studies to emerge before drawing any strong conclusions about athletic performance. In the meantime, so far, based on scientific studies, tights don't seem to hurt running performance and could have some benefits. So if they make you feel better, you can afford them and you don't mind putting them on and taking them off, why not wear them?


Inhalt

Isozymes were first described by R. L. Hunter and Clement Markert (1957) who defined them as different variants of the same enzyme having identical functions and present in the same individual. [1] This definition encompasses (1) enzyme variants that are the product of different genes and thus represent different loci (described as isozymes) and (2) enzymes that are the product of different alleles of the same gene (described as allozymes). [2]

Isozymes are usually the result of gene duplication, but can also arise from polyploidisation or nucleic acid hybridization. Over evolutionary time, if the function of the new variant remains identisch to the original, then it is likely that one or the other will be lost as mutations accumulate, resulting in a pseudogene. However, if the mutations do not immediately prevent the enzyme from functioning, but instead modify either its function, or its pattern of expression, then the two variants may both be favoured by natural selection and become specialised to different functions. [3] For example, they may be expressed at different stages of development or in different tissues. [4]

Allozymes may result from point mutations or from insertion-deletion (indel) events that affect the coding sequence of the gene. As with any other new mutations, there are three things that may happen to a new allozyme:

  • It is most likely that the new allele will be non-functional—in which case it will probably result in low fitness and be removed from the population by natural selection. [5]
  • Alternatively, if the amino acid residue that is changed is in a relatively unimportant part of the enzyme (e.g., a long way from the active site), then the mutation may be selectively neutral and subject to genetic drift. [6]
  • In rare cases, the mutation may result in an enzyme that is more efficient, or one that can catalyse a slightly different chemical reaction, in which case the mutation may cause an increase in fitness, and be favoured by natural selection. [6]

An example of an isozyme is glucokinase, a variant of hexokinase which is not inhibited by glucose 6-phosphate. Its different regulatory features and lower affinity for glucose (compared to other hexokinases), allow it to serve different functions in cells of specific organs, such as control of insulin release by the beta cells of the pancreas, or initiation of glycogen synthesis by liver cells. Both these processes must only occur when glucose is abundant.

1.) The enzyme lactate dehydrogenase is a tetramer made of two different sub-units, the H-form and the M-form. These combine in different combinations depending on the tissue: [7]

2.) Isoenzymes of creatine phosphokinase: [7] Creatine kinase (CK) or creatine phosphokinase (CPK) catalyses the interconversion of phospho creatine to creatine .

CPK exists in 3 isoenzymes. Each isoenzymes is a dimer of 2 subunits M (muscle) , B (brain) or both [7]

Isoenzyme Untereinheit Tissue of Origin
CPK1 BB Gehirn
CPK2 MB Herz
CPK3 MM Skelettmuskulatur

3.) Isoenzymes of alkaline phosphatase: [7] Six isoenzymes have been identified. The enzyme is a monomer, the isoenzymes are due to the differences in the carbohydrate content (sialic acid residues). The most important ALP isoenzymes are α1-ALP , α2-heat labile ALP , α2-heat stable ALP , pre-β ALP and γ-ALP. Increase in α2-heat labile ALP suggests hepatitis whereas pre-β ALP indicates bone diseases.

Isozymes (and allozymes) are variants of the same enzyme. Unless they are identical in their biochemical properties, for example their substrates and enzyme kinetics, they may be distinguished by a biochemical assay. However, such differences are usually subtle, particularly between allozymes which are often neutral variants. This subtlety is to be expected, because two enzymes that differ significantly in their function are unlikely to have been identified as isozymes.

While isozymes may be almost identical in function, they may differ in other ways. In particular, amino acid substitutions that change the electric charge of the enzyme are simple to identify by gel electrophoresis, and this forms the basis for the use of isozymes as molecular markers. To identify isozymes, a crude protein extract is made by grinding animal or plant tissue with an extraction buffer, and the components of extract are separated according to their charge by gel electrophoresis. Historically, this has usually been done using gels made from potato starch, but acrylamide gels provide better resolution.

All the proteins from the tissue are present in the gel, so that individual enzymes must be identified using an assay that links their function to a staining reaction. For example, detection can be based on the localised precipitation of soluble indicator dyes such as tetrazolium salts which become insoluble when they are reduced by cofactors such as NAD or NADP, which generated in zones of enzyme activity. This assay method requires that the enzymes are still functional after separation (native gel electrophoresis), and provides the greatest challenge to using isozymes as a laboratory technique.

Isoenzymes differ in kinetics (they have different Km und Vmax Werte).


Method of Initial Rates

The rate law can be determined by the method of initial rates. In this method, the experiment is performed multiple times, only changing the concentration of one reactant for each run while keeping other variables constant. The rate of the reaction is measured for each run to determine the order of each reactant in the rate law.

For example, consider the following initial rate data for the reaction:

For trial 1 and 3, the concentration of NO is kept constant while the concentration of H2 is doubled. As a result, the initial rate of reaction also doubled (think of it as 2 1 ), so you can conclude y = 1. For trial 1 and 2, the concentration of NO is doubled while the concentration of H2 remains constant. The result of this change is that the initial rate quadrupled (think of it as 2 2 ). You can therefore conclude x = 2.

The rate law for this reaction is therefore:

And the reaction is first order in H2 und second order in NO.


Schau das Video: Catalytic Efficiency of Enzymes kcatKm (August 2022).