Information

Ist die DNA während der Interphase um Histone gewickelt?

Ist die DNA während der Interphase um Histone gewickelt?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Sind während der gesamten Interphase (einschließlich G1) Histonproteine ​​um die DNA im Kern vorhanden oder bilden sich Histonproteine ​​​​nur später, wenn Chromosomen zu Chromatiden kondensieren?

Danke im Voraus!


Ja, DNA ist immer um Histone gewickelt.

Die DNA-Kondensation mit Histonen soll nicht nur die Chromatiden für die Mitose/Meiose bilden, sondern auch einer der Faktoren, die die Genexpression steuern. Dicht gepackt Heterochromatin wird nicht ausgedrückt, während entpackt Euchromatin ist transkriptionell aktiv. Der Kondensationsprozess wird durch Enzyme wie z Histon-Actelytransferase (HAT) und Deacetylase (HDAC) die die elektrostatischen Eigenschaften der Histonproteine ​​verändern. Positiv geladenes Lysin in Heterochromatinhistonen ermöglicht die Kondensation mit negativ geladener DNA. Durch Acetylierung dieser Lysine werden sie neutral und aus dem Heterochromatin wird Euchromatin, das nun, die notwendigen Aktivatoren etc. vorausgesetzt, übersetzt werden kann. Um die Genexpression zum Schweigen zu bringen, wird der Prozess umgekehrt.

Die Kontrolle der Genexpression ist sehr komplex und die Histonacetylierung ist nur ein Faktor von vielen. Dennoch sehen Sie, dass Histone ein wesentlicher Bestandteil der Chromosomen sind und nicht nur während der Mitose oder Meiose gebildet werden.

3.0.jpg">https://de.wikipedia.org/wiki/File:Histon_acetylierung_und_deacetylierung.jpg">TeilenDiese Antwort verbessernbearbeitet 11. Mai '17 um 1:22antwortete 10. Mai '17 um 22:59adjanadjan2,0389 silberne Abzeichen23 bronzene Abzeichen

  • In eukaryotischen Zellen findet die DNA- und RNA-Synthese an einem anderen Ort statt als die Proteinsynthese in prokaryotischen Zellen, beide Prozesse laufen zusammen ab.
  • DNA ist in prokaryotischen Zellen „supercoiled&rdquo, was bedeutet, dass die DNA aus ihrem normalen entspannten Zustand entweder unter- oder überwunden ist.
  • In eukaryotischen Zellen ist die DNA um Proteine, die als Histone bekannt sind, gewickelt, um Strukturen zu bilden, die Nukleosomen genannt werden.
  • Nukleosomen: Die grundlegende Untereinheit des Chromatins, die aus etwas weniger als zwei DNA-Umdrehungen besteht, die um einen Satz von acht Proteinen, die Histone genannt werden, gewickelt sind.
  • Histone: Die Hauptproteinkomponenten von Chromatin, die als Spulen fungieren, um die sich die DNA windet.

Ein Eukaryont enthält einen gut definierten Kern, während bei Prokaryonten das Chromosom im Zytoplasma in einem Bereich liegt, der als Nukleoid bezeichnet wird. In eukaryontischen Zellen findet die DNA- und RNA-Synthese in einem von der Proteinsynthese getrennten Kompartiment statt. In prokaryontischen Zellen laufen beide Prozesse zusammen ab. Welche Vorteile könnte die Trennung der Prozesse haben? Welche Vorteile könnte es haben, wenn sie zusammen auftreten?

Abbildung (PageIndex<1>): Eukaryontische und prokaryontische Zellen: Ein Eukaryont enthält einen gut definierten Kern, während bei Prokaryonten das Chromosom im Zytoplasma in einem Bereich liegt, der als Nukleoid bezeichnet wird.

Die Größe des Genoms in einem der am besten untersuchten Prokaryonten, E coli, beträgt 4,6 Millionen Basenpaare (ungefähr 1,1 mm, wenn geschnitten und gestreckt). Wie passt das in eine kleine Bakterienzelle? Die DNA wird durch das sogenannte Supercoiling verdreht. Supercoiling bedeutet, dass die DNA aus ihrem normalen entspannten Zustand entweder unterwunden (weniger als eine Helixwindung pro 10 Basenpaare) oder überwunden (mehr als 1 Windung pro 10 Basenpaare) ist. Von einigen Proteinen ist bekannt, dass sie am Supercoiling beteiligt sind, andere Proteine ​​und Enzyme wie DNA-Gyrase helfen bei der Aufrechterhaltung der Supercoiling-Struktur.

Eukaryoten, deren Chromosomen jeweils aus einem linearen DNA-Molekül bestehen, verwenden eine andere Verpackungsstrategie, um ihre DNA in den Zellkern einzupassen. Auf der grundlegendsten Ebene ist die DNA um Proteine, die als Histone bekannt sind, gewickelt, um Strukturen zu bilden, die Nukleosomen genannt werden. Die Histone sind evolutionär konservierte Proteine, die reich an basischen Aminosäuren sind und ein Oktamer bilden. Die DNA (die wegen der Phosphatgruppen negativ geladen ist) ist eng um den Histonkern gewickelt. Dieses Nukleosom wird mit Hilfe einer Linker-DNA mit dem nächsten verbunden. Dies wird auch als &ldquobeads on a string&rdquo-Struktur bezeichnet. Diese wird weiter zu einer 30 nm Faser verdichtet, was dem Durchmesser der Struktur entspricht. Im Metaphasestadium sind die Chromosomen am kompaktesten, etwa 700 nm breit, und werden in Verbindung mit Gerüstproteinen gefunden.

Abbildung (PageIndex<1>): Eukaryontische Chromosomen: Diese Abbildungen veranschaulichen die Verdichtung des eukaryotischen Chromosoms.

In der Interphase haben eukaryotische Chromosomen zwei unterschiedliche Regionen, die durch Färbung unterschieden werden können. Die dicht gepackte Region wird als Heterochromatin bezeichnet, und die weniger dichte Region wird als Euchromatin bezeichnet.

Heterochromatin enthält normalerweise Gene, die nicht exprimiert werden, und findet sich in den Regionen des Zentromers und der Telomere. Das Euchromatin enthält normalerweise transkribierte Gene, wobei die DNA um Nukleosomen herum verpackt, aber nicht weiter verdichtet ist.


Inhalt

Es gibt fünf Hauptfamilien von Histone: H1/H5, H2A, H2B, H3 und H4. [2] [4] [5] [6] Die Histone H2A, H2B, H3 und H4 werden als Kernhistone bezeichnet, während die Histone H1/H5 als Linkerhistone bekannt sind.

Die Kernhistone liegen alle als Dimere vor, die insofern ähnlich sind, als sie alle die Histonfaltungsdomäne besitzen: drei Alpha-Helices, die durch zwei Schleifen verbunden sind. Es ist diese helikale Struktur, die die Interaktion zwischen verschiedenen Dimeren ermöglicht, insbesondere in einer Kopf-Schwanz-Form (auch als Handshake-Motiv bezeichnet). [7] Die resultierenden vier verschiedenen Dimere kommen dann zusammen, um einen octameren Nukleosomkern mit einem Durchmesser von ungefähr 63 Angström zu bilden (ein Solenoid (DNA)-ähnliches Partikel). Ungefähr 146 Basenpaare (bp) DNA umwickeln dieses Kernteilchen 1,65-mal in einer linkshändigen superhelikalen Windung, um ein Teilchen mit einem Durchmesser von etwa 100 Angström zu ergeben. [8] Der Linker Histon H1 bindet das Nukleosom an den Eintritts- und Austrittsstellen der DNA und fixiert so die DNA [9] und ermöglicht die Bildung einer Struktur höherer Ordnung. Die grundlegendste solche Formation ist die 10 nm Faser oder Perlen auf einer Schnurkonformation. Dies beinhaltet das Wickeln von DNA um Nukleosomen, wobei ungefähr 50 Basenpaare DNA jedes Nukleosomenpaar trennen (auch als Linker-DNA bezeichnet). Zu den Strukturen höherer Ordnung gehören die 30-nm-Faser (die einen unregelmäßigen Zickzack bildet) und die 100-nm-Faser, die in normalen Zellen vorkommen. Während der Mitose und Meiose werden die kondensierten Chromosomen durch Interaktionen zwischen Nukleosomen und anderen regulatorischen Proteinen zusammengesetzt.

Histone werden unterteilt in kanonische replikationsabhängige Histone, die während der S-Phase des Zellzyklus exprimiert werden, und replikationsunabhängige Histonvarianten, die während des gesamten Zellzyklus exprimiert werden. Bei Tieren sind Gene, die kanonische Histone kodieren, typischerweise entlang des Chromosoms geclustert, es fehlen Introns und sie verwenden eine Stammschleifenstruktur am 3'-Ende anstelle eines PolyA-Schwanzes. Gene, die Histonvarianten kodieren, sind normalerweise nicht geclustert, haben Introns und ihre mRNAs werden mit polyA-Schwänzen reguliert. Komplexe vielzellige Organismen haben typischerweise eine höhere Anzahl von Histonvarianten, die eine Vielzahl unterschiedlicher Funktionen bieten. Aktuelle Daten über die Rolle verschiedener Histonvarianten häufen sich an, was die funktionellen Verbindungen zwischen Varianten und die heikle Regulation der Organismusentwicklung hervorhebt. [10] Histone-Varianten verschiedener Organismen, ihre Klassifikation und variantenspezifische Merkmale sind in der Datenbank "HistoneDB 2.0 - Varianten" zu finden.

Das Folgende ist eine Liste der menschlichen Histonproteine:

Super Familie Familie Unterfamilie Mitglieder
Linker H1 H1F H1F0, H1FNT, H1FOO, H1FX
H1H1 HIST1H1A, HIST1H1B, HIST1H1C, HIST1H1D, HIST1H1E, HIST1H1T
Kern H2A H2AF H2AFB1, H2AFB2, H2AFB3, H2AFJ, H2AFV, H2AFX, H2AFY, H2AFY2, H2AFZ
H2A1 HIST1H2AA, HIST1H2AB, HIST1H2AC, HIST1H2AD, HIST1H2AE, HIST1H2AG, HIST1H2AI, HIST1H2AJ, HIST1H2AK, HIST1H2AL, HIST1H2AM
H2A2 HIST2H2AA3, HIST2H2AC
H2B H2BF H2BFM, H2BFS, H2BFWT
H2B1 HIST1H2BA, HIST1H2BB, HIST1H2BC, HIST1H2BD, HIST1H2BE, HIST1H2BF, HIST1H2BG, HIST1H2BH, HIST1H2BI, HIST1H2BJ, HIST1H2BK, HIST1H2BL, HIST1H2BN . HIST1HIST2BO, HIST1HIST2
H2B2 HIST2H2BE
H3 H3A1 HIST1H3A, HIST1H3B, HIST1H3C, HIST1H3D, HIST1H3E, HIST1H3F, HIST1H3G, HIST1H3H, HIST1H3I, HIST1H3J
H3A2 HIST2H3C
H3A3 HIST3H3
H4 H41 HIST1H4A, HIST1H4B, HIST1H4C, HIST1H4D, HIST1H4E, HIST1H4F, HIST1H4G, HIST1H4H, HIST1H4I, HIST1H4J, HIST1H4K, HIST1H4L
H44 HIST4H4

Der Nukleosomkern besteht aus zwei H2A-H2B-Dimeren und einem H3-H4-Tetramer, die durch Tertiärstruktur zwei nahezu symmetrische Hälften bilden (C2-Symmetrie eines Makromoleküls ist das Spiegelbild des anderen). [8] Die H2A-H2B-Dimere und das H3-H4-Tetramer zeigen ebenfalls Pseudodyadensymmetrie. Die 4 „Kern“-Histone (H2A, H2B, H3 und H4) sind in ihrer Struktur relativ ähnlich und durch die Evolution hochkonserviert, alle mit einem „Helix-Turn-Helix-Turn-Helix“-Motiv (DNA-bindendes Proteinmotiv, das eine bestimmte DNA-Sequenz erkennt) . Sie teilen auch das Merkmal langer "Schwänze" an einem Ende der Aminosäurestruktur - dies ist der Ort der posttranslationalen Modifikation (siehe unten). [11]

Archaeales Histon enthält nur eine H3-H4-ähnliche dimere Struktur, die aus demselben Protein besteht. Solche dimeren Strukturen können sich zu einer hohen Superhelix ("Hypernukleosom") stapeln, auf die sich DNA ähnlich wie Nukleosomenspulen windet. [12] Nur einige archaeale Histone haben Schwänze. [13]

Der Abstand zwischen den Spulen, um die eukaryotische Zellen ihre DNA wickeln, wurde mit 59 bis 70 Å bestimmt. [14]

Insgesamt gehen Histone fünf Arten von Interaktionen mit der DNA ein:

    und Wasserstoffbrücken zwischen Seitenketten basischer Aminosäuren (insbesondere Lysin und Arginin) und Phosphatsauerstoff auf der DNA
  • Helix-Dipole bilden Alpha-Helixe in H2B, H3 und H4 und bewirken, dass sich eine positive Nettoladung an der Wechselwirkungsstelle mit negativ geladenen Phosphatgruppen auf der DNA zwischen dem DNA-Rückgrat und der Amidgruppe auf der Hauptkette der Histonproteine ​​ansammelt
  • Unpolare Wechselwirkungen zwischen den Histon- und Desoxyribose-Zuckern auf der DNA
  • Unspezifische Insertion der kleinen Furchen der H3- und H2B-N-terminalen Schwänze in jeweils zwei kleine Furchen des DNA-Moleküls

Die stark basische Natur der Histone trägt neben der Erleichterung der DNA-Histon-Wechselwirkungen zu ihrer Wasserlöslichkeit bei.

Histone unterliegen einer posttranslationalen Modifikation durch Enzyme hauptsächlich an ihren N-terminalen Schwänzen, aber auch in ihren globulären Domänen. [15] [16] Solche Modifikationen umfassen Methylierung, Citrullinierung, Acetylierung, Phosphorylierung, SUMOylierung, Ubiquitinierung und ADP-Ribosylierung. Dies beeinflusst ihre Funktion der Genregulation.

Im Allgemeinen haben aktive Gene weniger Histon gebunden, während inaktive Gene während der Interphase stark mit Histonen assoziiert sind. [17] Es scheint auch, dass die Struktur der Histone evolutionär konserviert wurde, da alle schädlichen Mutationen ernsthaft fehlangepasst wären. Alle Histone haben einen stark positiv geladenen N-Terminus mit vielen Lysin- und Argininresten.

Kernhistone werden in den Kernen eukaryontischer Zellen und in den meisten Stämmen der Archaeen gefunden, jedoch nicht in Bakterien. [13] Die Linkerhistone haben jedoch Homologe in Bakterien. [18] Die einzelligen Algen, die als Dinoflagellaten bekannt sind, galten früher als die einzigen Eukaryoten, denen Histone völlig fehlen. [19] Spätere Studien zeigten jedoch, dass ihre DNA immer noch für Histon-Gene kodiert. [20] Im Gegensatz zu den Kernhistonen kommen lysinreiche Linker-Histon-(H1)-Proteine ​​in Bakterien vor, die auch als Nukleoprotein HC1/HC2 bekannt sind. [18]

Es wurde vorgeschlagen, dass Histonproteine ​​evolutionär mit dem helikalen Teil der erweiterten AAA+ ATPase-Domäne, der C-Domäne, und der N-terminalen Substraterkennungsdomäne von Clp/Hsp100-Proteinen verwandt sind. Trotz der Unterschiede in ihrer Topologie teilen diese drei Faltungen ein homologes Helix-Strang-Helix (HSH)-Motiv. [11]

Archaeenhistone können den evolutionären Vorläufern eukaryotischer Histone durchaus ähneln. [13] Darüber hinaus könnten sich die Nukleosom-(Kern-)Histone aus ribosomalen Proteinen (RPS6/RPS15) entwickelt haben, mit denen sie viele Gemeinsamkeiten haben, sowohl kurze als auch basische Proteine. [21] Histonproteine ​​gehören zu den am höchsten konservierten Proteinen in Eukaryoten, was ihre wichtige Rolle in der Biologie des Zellkerns unterstreicht. [2] : 939 Im Gegensatz dazu verwenden reife Spermien hauptsächlich Protamine, um ihre genomische DNA zu verpacken, wahrscheinlich weil sie dadurch ein noch höheres Verpackungsverhältnis erreichen können. [22]

Dort sind einige Variante Formen in einigen der Hauptklassen. Sie teilen eine Aminosäuresequenzhomologie und eine Kernstrukturähnlichkeit mit einer spezifischen Klasse von Haupthistonen, haben aber auch ihr eigenes Merkmal, das sich von den Haupthistonen unterscheidet. Diese kleine Histone erfüllen in der Regel spezifische Funktionen des Chromatinstoffwechsels. Histon H3-ähnliches CENPA ist beispielsweise nur mit der Zentromerregion des Chromosoms assoziiert. Die Histon H2A-Variante H2A.Z ist mit den Promotoren aktiv transkribierter Gene assoziiert und auch an der Verhinderung der Ausbreitung von stillem Heterochromatin beteiligt. [23] Darüber hinaus spielt H2A.Z im Chromatin eine Rolle für die Genomstabilität. [24] Eine weitere H2A-Variante H2A.X ist an S139 in Regionen um Doppelstrangbrüche phosphoryliert und markiert die Region, die einer DNA-Reparatur unterzogen wird. [25] Histon H3.3 ist mit dem Körper der aktiv transkribierten Gene assoziiert. [26]

Verdichtung von DNA-Strängen Bearbeiten

Histone fungieren als Spulen, um die sich die DNA windet. Dies ermöglicht die notwendige Verdichtung, um die großen Genome von Eukaryoten in Zellkerne einzupassen: Das verdichtete Molekül ist 40.000 Mal kürzer als ein unverpacktes Molekül.

Chromatin-Regulierung Bearbeiten

Histone unterliegen posttranslationalen Modifikationen, die ihre Wechselwirkung mit DNA und Kernproteinen verändern. Die Histone H3 und H4 haben lange Schwänze, die aus dem Nukleosom herausragen, die an mehreren Stellen kovalent modifiziert werden können. Modifikationen des Schwanzes umfassen Methylierung, Acetylierung, Phosphorylierung, Ubiquitinierung, SUMOylierung, Citrullierung und ADP-Ribosylierung. Auch der Kern der Histone H2A und H2B kann modifiziert werden. Es wird angenommen, dass Kombinationen von Modifikationen einen Code bilden, den sogenannten "Histoncode". [27] [28] Histonmodifikationen wirken in diversen biologischen Prozessen wie Genregulation, DNA-Reparatur, Chromosomenkondensation (Mitose) und Spermatogenese (Meiose). [29]

Die allgemeine Nomenklatur von Histonmodifikationen ist:

  • Der Name des Histons (z. B. H3)
  • Die aus einem Buchstaben bestehende Aminosäureabkürzung (z. B. K für Lysin) und die Aminosäureposition im Protein
  • Die Art der Modifikation (Me: Methyl, P: Phosphat, Ac: Acetyl, Ub: Ubiquitin)
  • Die Anzahl der Modifikationen (nur Me kommt in mehr als einer Kopie pro Rest vor. 1, 2 oder 3 ist Mono-, Di- oder Trimethylierung)

H3K4me1 bezeichnet also die Monomethylierung des 4. Rests (ein Lysin) von Anfang an (d. h. dem N-Terminus) des H3-Proteins.

Beispiele für Histonmodifikationen in der Transkriptionsregulation
Art der
Änderung
Histon
H3K4 H3K9 H3K14 H3K27 H3K79 H3K36 H4K20 H2BK5 H2BK20
Monomethylierung Aktivierung [30] Aktivierung [31] Aktivierung [31] Aktivierung [31] [32] Aktivierung [31] Aktivierung [31]
Dimethylierung Unterdrückung [33] Unterdrückung [33] Aktivierung [32]
Trimethylierung Aktivierung [34] Unterdrückung [31] Unterdrückung [31] Aktivierung, [32]
Unterdrückung [31]
Aktivierung Unterdrückung [33]
Acetylierung Aktivierung [35] Aktivierung [34] Aktivierung [34] Aktivierung [36] Aktivierung

Ein riesiger Katalog von Histonmodifikationen wurde beschrieben, aber ein funktionelles Verständnis der meisten fehlt noch. Zusammenfassend wird angenommen, dass Histonmodifikationen einem Histoncode zugrunde liegen können, wobei Kombinationen von Histonmodifikationen spezifische Bedeutungen haben. Die meisten funktionellen Daten betreffen jedoch einzelne prominente Histonmodifikationen, die einer detaillierten Untersuchung biochemisch zugänglich sind.

Chemie Bearbeiten

Lysin-Methylierung Bearbeiten

Die Addition von einer, zwei oder vielen Methylgruppen an Lysin hat wenig Einfluss auf die Chemie der Histon-Methylierung, lässt die Ladung des Lysins intakt und fügt eine minimale Anzahl von Atomen hinzu, sodass sterische Wechselwirkungen weitgehend unbeeinflusst bleiben. Proteine, die unter anderem Tudor-, Chromo- oder PHD-Domänen enthalten, können jedoch Lysinmethylierung mit außerordentlicher Empfindlichkeit erkennen und Mono-, Di- und Trimethyllysin insofern unterscheiden, als für einige Lysine (zB: H4K20) Mono, Di und Tri -Methylierung scheinen unterschiedliche Bedeutungen zu haben. Aus diesem Grund ist die Lysin-Methylierung eine sehr informative Markierung und dominiert die bekannten Histon-Modifikationsfunktionen.

Glutamin-Serotonylierung Bearbeiten

Kürzlich wurde gezeigt, dass die Anlagerung einer Serotoningruppe an die Position 5 des Glutamins von H3 in serotonergen Zellen wie Neuronen stattfindet. Dies ist Teil der Differenzierung der serotonergen Zellen. Diese posttranslationale Modifikation geschieht in Verbindung mit der H3K4me3-Modifikation. Die Serotonylierung potenziert die Bindung des allgemeinen Transkriptionsfaktors TFIID an die TATA-Box. [37]

Arginin-Methylierung Bearbeiten

Was oben über die Chemie der Lysin-Methylierung gesagt wurde, gilt auch für die Arginin-Methylierung, und einige Proteindomänen – z. B. Tudor-Domänen – können spezifisch für Methylarginin anstelle von Methyllysin sein. Es ist bekannt, dass Arginin mono- oder dimethyliert ist, und die Methylierung kann symmetrisch oder asymmetrisch sein, möglicherweise mit unterschiedlichen Bedeutungen.

Arginin-Citrullinierung Bearbeiten

Enzyme, die als Peptidylarginin-Deiminasen (PADs) bezeichnet werden, hydrolysieren die Imingruppe von Argininen und binden eine Ketogruppe an, sodass der Aminosäurerest eine positive Ladung weniger aufweist. Dieser Prozess war an der Aktivierung der Genexpression beteiligt, indem die modifizierten Histone weniger fest an die DNA gebunden und so das Chromatin leichter zugänglich gemacht wurden. [38] PADs können auch den gegenteiligen Effekt erzeugen, indem sie die Monomethylierung von Argininresten an Histonen entfernen oder hemmen und so den positiven Effekt der Argininmethylierung auf die Transkriptionsaktivität entgegenwirken. [39]

Lysinacetylierung Bearbeiten

Die Zugabe einer Acetylgruppe hat einen großen chemischen Effekt auf Lysin, da sie die positive Ladung neutralisiert. Dies verringert die elektrostatische Anziehung zwischen dem Histon und dem negativ geladenen DNA-Rückgrat, wodurch die Chromatinstruktur gelockert wird. Hoch acetylierte Histone bilden leichter zugängliches Chromatin und neigen dazu, mit einer aktiven Transkription verbunden zu sein. Die Lysinacetylierung scheint eine weniger genaue Bedeutung zu haben als die Methylierung, da Histonacetyltransferasen dazu neigen, auf mehr als ein Lysin zu wirken, was vermutlich die Notwendigkeit widerspiegelt, mehrere Lysine zu verändern, um eine signifikante Wirkung auf die Chromatinstruktur zu haben. Die Modifikation beinhaltet H3K27ac.

Serin/Threonin/Tyrosin-Phosphorylierung Bearbeiten

Die Zugabe einer negativ geladenen Phosphatgruppe kann zu großen Veränderungen in der Proteinstruktur führen, was zu der gut charakterisierten Rolle der Phosphorylierung bei der Kontrolle der Proteinfunktion führt. Es ist nicht klar, welche strukturellen Implikationen die Histonphosphorylierung hat, aber die Histonphosphorylierung hat klare Funktionen als posttranslationale Modifikation, und Bindungsdomänen wie BRCT wurden charakterisiert.

Auswirkungen auf die Transkription Bearbeiten

Die meisten gut untersuchten Histonmodifikationen sind an der Kontrolle der Transkription beteiligt.

Aktiv transkribierte Gene Bearbeiten

Zwei Histonmodifikationen sind besonders mit der aktiven Transkription verbunden:

Trimethylierung von H3-Lysin 4 (H3K4me3) Diese Trimethylierung erfolgt am Promotor aktiver Gene [40] [41] [42] und wird vom COMPASS-Komplex durchgeführt. [43] [44] [45] Trotz der Konservierung dieses Komplexes und der Histonmodifikation von Hefe zu Säugetieren ist nicht ganz klar, welche Rolle diese Modifikation spielt. Es ist jedoch ein ausgezeichnetes Zeichen für aktive Promotoren, und das Ausmaß dieser Histonmodifikation am Promotor eines Gens korreliert weitgehend mit der Transkriptionsaktivität des Gens. Die Bildung dieser Markierung ist auf ziemlich verworrene Weise an die Transkription gebunden: Zu Beginn der Transkription eines Gens durchläuft die RNA-Polymerase II einen Wechsel von initiierend auf 'elongierend', gekennzeichnet durch eine Änderung der Phosphorylierungszustände der RNA-Polymerase II C Terminaldomäne (CTD). Das gleiche Enzym, das die CTD phosphoryliert, phosphoryliert auch den Rad6-Komplex, [46] [47] der wiederum H2B K123 (K120 in Säugetieren) eine Ubiquitin-Markierung hinzufügt. [48] ​​H2BK123Ub kommt überall in transkribierten Regionen vor, aber diese Markierung ist erforderlich, damit COMPASS H3K4 an Promotoren trimethyliert. [49] [50] Trimethylierung von H3-Lysin 36 (H3K36me3) Diese Trimethylierung findet im Körper aktiver Gene statt und wird von der Methyltransferase Set2 hinterlegt. [51] Dieses Protein assoziiert mit sich verlängernder RNA-Polymerase II, und H3K36Me3 weist auf aktiv transkribierte Gene hin. [52] H3K36Me3 wird vom Rpd3-Histon-Deacetylase-Komplex erkannt, der Acetyl-Modifikationen von umgebenden Histonen entfernt, die Chromatin-Kompaktierung erhöht und falsche Transkription unterdrückt. [53] [54] [55] Erhöhte Chromatinverdichtung verhindert, dass Transkriptionsfaktoren auf DNA zugreifen, und verringert die Wahrscheinlichkeit, dass neue Transkriptionsereignisse im Körper des Gens initiiert werden. Dieser Vorgang trägt daher dazu bei, sicherzustellen, dass die Transkription nicht unterbrochen wird.

Verdrängte Gene Bearbeiten

Drei Histon-Modifikationen sind besonders mit reprimierten Genen verbunden:

Trimethylierung von H3-Lysin 27 (H3K27me3) Diese Histonmodifikation wird durch den Polycomb-Komplex PRC2 abgeschieden. [56] Es ist ein klarer Marker für Genrepression [57] und wird wahrscheinlich von anderen Proteinen gebunden, um eine repressive Funktion auszuüben. Ein weiterer Polycomb-Komplex, PRC1, kann H3K27me3 binden [57] und fügt die Histonmodifikation H2AK119Ub hinzu, die die Chromatinverdichtung unterstützt. [58] [59] Basierend auf diesen Daten scheint es, dass PRC1 durch die Wirkung von PRC2 rekrutiert wird, neuere Studien zeigen jedoch, dass PRC1 in Abwesenheit von PRC2 an denselben Stellen rekrutiert wird. [60] [61] Di- und Trimethylierung von H3-Lysin 9 (H3K9me2/3) H3K9me2/3 ist ein gut charakterisierter Marker für Heterochromatin und wird daher stark mit der Genrepression in Verbindung gebracht. Die Bildung von Heterochromatin wurde am besten in der Hefe untersucht Schizosaccharomyces pombe, wo es durch die Rekrutierung des RNA-induzierten Transkriptions-Silencing-(RITS-)Komplexes an doppelsträngige RNAs initiiert wird, die aus centromeren Wiederholungen produziert werden. [62] RITS rekrutiert die Clr4-Histon-Methyltransferase, die H3K9me2/3 abscheidet. [63] Dieser Vorgang wird als Histonmethylierung bezeichnet. H3K9Me2/3 dient als Bindungsstelle für die Rekrutierung von Swi6 (Heterochromatin-Protein 1 oder HP1, ein weiterer klassischer Heterochromatin-Marker) [64] [65] das wiederum weitere repressive Aktivitäten rekrutiert, einschließlich Histon-Modifikatoren wie Histon-Deacetylasen und Histon-Methyltransferasen. [66] Trimethylierung von H4 Lysin 20 (H4K20me3) Diese Modifikation ist eng mit Heterochromatin verbunden, [67] [68] obwohl ihre funktionelle Bedeutung unklar bleibt. Diese Markierung wird von der Suv4-20h-Methyltransferase gesetzt, die zumindest teilweise vom Heterochromatin-Protein 1 rekrutiert wird. [67]

Bivalente Promotoren Bearbeiten

Die Analyse von Histon-Modifikationen in embryonalen Stammzellen (und anderen Stammzellen) ergab viele Genpromotoren, die sowohl H3K4Me3 als auch H3K27Me3 tragen, mit anderen Worten, diese Promotoren zeigen gleichzeitig aktivierende und reprimierende Markierungen. Diese eigentümliche Kombination von Modifikationen markiert Gene, die zur Transkription bereit sind, die in Stammzellen nicht benötigt werden, aber nach der Differenzierung in einige Linien schnell benötigt werden. Sobald die Zelle mit der Differenzierung beginnt, werden diese bivalenten Promotoren abhängig von der gewählten Abstammungslinie entweder in aktive oder repressive Zustände aufgelöst. [69]

Andere Funktionen Bearbeiten

DNA-Schaden Bearbeiten

Das Markieren von DNA-Schädensstellen ist eine wichtige Funktion für Histonmodifikationen. Es schützt auch die DNA vor Zerstörung durch ultraviolette Strahlung der Sonne.

Phosphorylierung von H2AX an Serin 139 (γH2AX) Phosphoryliertes H2AX (auch bekannt als Gamma H2AX) ist ein Marker für DNA-Doppelstrangbrüche [70] und ist Teil der Reaktion auf DNA-Schäden. [25] [71] H2AX wird früh nach dem Nachweis eines DNA-Doppelstrangbruchs phosphoryliert und bildet eine Domäne, die sich auf beiden Seiten des Schadens um viele Kilobasen erstreckt. [70] [72] [73] Gamma H2AX fungiert als Bindungsstelle für das Protein MDC1, das wiederum wichtige DNA-Reparaturproteine ​​rekrutiert [74] (dieses komplexe Thema ist in [75] gut besprochen) und als solches Gamma H2AX ist ein wesentlicher Bestandteil der Maschinerie, die die Genomstabilität gewährleistet. Acetylierung von H3-Lysin 56 (H3K56Ac) H3K56Acx ist für die Genomstabilität erforderlich. [76] [77] H3K56 wird durch den p300/Rtt109-Komplex acetyliert, [78] [79] [80] wird jedoch schnell um DNA-Schäden herum deacetyliert. Die H3K56-Acetylierung ist auch erforderlich, um blockierte Replikationsgabeln zu stabilisieren und gefährliche Replikationsgabeln zusammenzubrechen. [81] [82] Obwohl Säugetiere im Allgemeinen Histon-Modifikationen weitaus stärker nutzen als Mikroorganismen, spielt H3K56Ac eine wichtige Rolle bei der DNA-Replikation nur in Pilzen, und dies ist zu einem Ziel für die Entwicklung von Antibiotika geworden. [83]

DNA-Reparatur Bearbeiten

H3K36me3 besitzt die Fähigkeit, den MSH2-MSH6 (hMutSα)-Komplex des DNA-Mismatch-Reparaturwegs zu rekrutieren. [84] Entsprechend akkumulieren Regionen des menschlichen Genoms mit hohen H3K36me3-Spiegeln weniger somatische Mutationen aufgrund der Mismatch-Reparaturaktivität. [85]

Chromosomenkondensation Bearbeiten

Sucht Bearbeiten

Epigenetische Modifikationen von Histonschwänzen in bestimmten Hirnregionen sind bei Suchterkrankungen von zentraler Bedeutung. [91] [92] [93] Sobald bestimmte epigenetische Veränderungen auftreten, scheinen sie lang anhaltende "molekulare Narben" zu sein, die für die Persistenz von Süchten verantwortlich sein können. [91]

Zigarettenraucher (ca. 15% der US-Bevölkerung) sind normalerweise nikotinsüchtig. [94] Nach 7-tägiger Nikotinbehandlung von Mäusen war die Acetylierung von Histon H3 und Histon H4 am FosB-Promotor im Nucleus accumbens des Gehirns erhöht, was zu einer 61%igen Erhöhung der FosB-Expression führte. [95] Dies würde auch die Expression der Spleißvariante Delta FosB erhöhen. Im Nucleus accumbens des Gehirns fungiert Delta FosB als "anhaltender molekularer Schalter" und "Hauptkontrollprotein" bei der Entwicklung einer Sucht. [96] [97]

Etwa 7% der US-Bevölkerung ist alkoholabhängig. Bei Ratten, die bis zu 5 Tage Alkohol ausgesetzt waren, kam es zu einem Anstieg der Histon-3-Lysin-9-Acetylierung im Pronociceptin-Promotor im Amygdala-Komplex des Gehirns. Diese Acetylierung ist ein Aktivierungsmarker für Pronociceptin. Das Nociceptin/Nociceptin-Opioidrezeptorsystem ist an der verstärkenden oder konditionierenden Wirkung von Alkohol beteiligt. [98]

Methamphetaminsucht tritt bei etwa 0,2% der US-Bevölkerung auf. [99] Chronischer Methamphetaminkonsum verursacht eine Methylierung des Lysins in Position 4 von Histon 3, das sich an den Promotoren des c-fos und der C-C-Chemokin-Rezeptor 2 (ccr2) Gene, die diese Gene im Nucleus accumbens (NAc) aktivieren. [100] c-fos ist bekanntermaßen wichtig bei Suchterkrankungen. [101] Die ccr2 Gen ist auch bei der Sucht wichtig, da eine Mutationsinaktivierung dieses Gens die Sucht beeinträchtigt. [100]

Der erste Schritt der Chromatinstrukturduplikation ist die Synthese von Histonproteinen: H1, H2A, H2B, H3, H4. Diese Proteine ​​werden während der S-Phase des Zellzyklus synthetisiert. Es gibt verschiedene Mechanismen, die zur Erhöhung der Histonsynthese beitragen.

Hefe Bearbeiten

Hefe trägt eine oder zwei Kopien jedes Histon-Gens, die nicht geclustert, sondern über die Chromosomen verstreut sind. Die Transkription von Histon-Genen wird durch mehrere Genregulationsproteine ​​kontrolliert, wie beispielsweise Transkriptionsfaktoren, die an Histon-Promotor-Regionen binden. In knospender Hefe ist das Kandidatengen für die Aktivierung der Histon-Genexpression SBF. SBF ist ein Transkriptionsfaktor, der in der späten G1-Phase aktiviert wird, wenn er von seinem Repressor Whi5 dissoziiert. Dies tritt auf, wenn Whi5 von Cdc8 phosphoryliert wird, das ein G1/S-Cdk ist. [102] Die Unterdrückung der Histon-Genexpression außerhalb der S-Phase hängt von Hir-Proteinen ab, die eine inaktive Chromatinstruktur am Ort der Histon-Gene bilden, wodurch Transkriptionsaktivatoren blockiert werden. [103] [104]

Metazoan Bearbeiten

Bei Metazoen ist die Erhöhung der Histonsyntheserate auf die Zunahme der Prozessierung von prä-mRNA zu ihrer reifen Form sowie auf die Abnahme des mRNA-Abbaus zurückzuführen, was zu einer Zunahme der aktiven mRNA für die Translation von Histonproteinen führt. Es wurde festgestellt, dass der Mechanismus für die mRNA-Aktivierung die Entfernung eines Segments des 3'-Endes des mRNA-Strangs ist und von der Assoziation mit dem Stamm-Schleifen-Bindungsprotein (SLBP) abhängt. [105] SLBP stabilisiert auch Histon-mRNAs während der S-Phase, indem es den Abbau durch die 3'hExo-Nuklease blockiert. [106] SLBP-Spiegel werden durch Zellzyklusproteine ​​kontrolliert, was dazu führt, dass sich SLBP ansammelt, wenn Zellen in die S-Phase eintreten und abgebaut werden, wenn Zellen die S-Phase verlassen. SLBP sind für den Abbau durch Phosphorylierung an zwei Threoninresten durch Cyclin-abhängige Kinasen, möglicherweise Cyclin A/cdk2, am Ende der S-Phase markiert. [107] Metazoen haben auch mehrere Kopien von Histon-Genen, die auf Chromosomen geclustert sind, die in Strukturen lokalisiert sind, die Cajal-Körper genannt werden, wie durch genomweite Chromosomen-Konformations-Einfang-Analyse (4C-Seq) bestimmt wird. [108]

Verbindung zwischen Zellzykluskontrolle und Synthese Bearbeiten

Nuklearprotein Ataxia-Telangiektasie (NPAT), auch bekannt als Nuklearprotein-Koaktivator der Histon-Transkription, ist ein Transkriptionsfaktor, der die Histon-Gen-Transkription auf den Chromosomen 1 und 6 menschlicher Zellen aktiviert. NPAT ist auch ein Substrat von Cyclin E-Cdk2, das für den Übergang zwischen G1-Phase und S-Phase benötigt wird. NPAT aktiviert die Histon-Genexpression erst, nachdem es in der frühen S-Phase durch das G1/S-Cdk-Cyclin E-Cdk2 phosphoryliert wurde. [109] Dies zeigt eine wichtige regulatorische Verbindung zwischen der Kontrolle des Zellzyklus und der Histonsynthese.

Histone wurden 1884 von Albrecht Kossel entdeckt. [110] Das Wort „histone“ stammt aus dem späten 19. Jahrhundert und leitet sich vom deutschen Wort ab "Histon", ein Wort selbst ungewisser Herkunft - vielleicht aus dem Griechischen histanai oder histos.

In den frühen 1960er Jahren, bevor die Arten von Histonen bekannt waren und bekannt war, dass Histone in taxonomisch unterschiedlichen Organismen hoch konserviert sind, begannen James F. Bonner und seine Mitarbeiter mit der Untersuchung dieser Proteine, von denen bekannt war, dass sie eng mit der DNA in der Kern höherer Organismen. [111] Bonner und sein Postdoktorand Ru Chih C. Huang zeigten, dass isoliertes Chromatin die RNA-Transkription im Reagenzglas nicht unterstützt, aber wenn die Histone aus dem Chromatin extrahiert wurden, konnte RNA von der verbleibenden DNA transkribiert werden. [112] Ihre Arbeit wurde zu einem Zitierklassiker. [113] Paul T'so und James Bonner hatten 1964 einen Weltkongress für Histonchemie und -biologie einberufen, bei dem deutlich wurde, dass es keinen Konsens über die Anzahl der Histonarten gab und niemand wusste, wie sie sich vergleichen würden wenn aus verschiedenen Organismen isoliert. [114] [111] Bonner und seine Mitarbeiter entwickelten dann Methoden, um jeden Histontyp zu trennen, einzelne Histone zu reinigen, Aminosäurezusammensetzungen desselben Histons aus verschiedenen Organismen zu vergleichen und Aminosäuresequenzen desselben Histons aus verschiedenen Organismen in Zusammenarbeit zu vergleichen mit Emil Smith von der UCLA. [115] Sie fanden beispielsweise heraus, dass die Histon-IV-Sequenz zwischen Erbsen und Kalbsthymus hoch konserviert ist. [115] Ihre Arbeiten zu den biochemischen Eigenschaften einzelner Histone zeigten jedoch nicht, wie die Histone untereinander oder mit DNA, an die sie fest gebunden waren, wechselwirkten. [114]

Ebenfalls in den 1960er Jahren hatten Vincent Allfrey und Alfred Mirsky auf der Grundlage ihrer Histonanalysen vorgeschlagen, dass die Acetylierung und Methylierung von Histonen einen transkriptionellen Kontrollmechanismus bieten könnte, hatten jedoch keine detaillierte Analyse zur Verfügung, die spätere Forscher durchführen konnten um zu zeigen, wie eine solche Regulation genspezifisch sein könnte. [116] Bis in die frühen 1990er Jahre wurden Histone von den meisten als inertes Verpackungsmaterial für eukaryontische Kern-DNA abgetan, eine Ansicht, die teilweise auf den Modellen von Mark Ptashne und anderen beruhte, die glaubten, dass die Transkription durch Protein-DNA und Protein-Protein aktiviert wird Wechselwirkungen auf weitgehend nackten DNA-Templaten, wie dies bei Bakterien der Fall ist.

In den 1980er Jahren zeigten Yahli Lorch und Roger Kornberg [117], dass ein Nukleosom auf einem Kernpromotor die Initiation der Transkription in vitro verhindert, und Michael Grunstein [118] zeigte, dass Histone die Transkription in vivo unterdrücken, was zur Idee des Nukleosoms als ein allgemeiner Genrepressor. Es wird angenommen, dass die Befreiung von der Repression sowohl die Histonmodifikation als auch die Wirkung von Chromatin-Umbaukomplexen umfasst. Vincent Allfrey und Alfred Mirsky hatten zuvor eine Rolle der Histonmodifikation bei der Transkriptionsaktivierung vorgeschlagen, [119] die als molekulare Manifestation der Epigenetik angesehen wird. Michael Grunstein [120] und David Allis [121] fanden Unterstützung für diesen Vorschlag in der Bedeutung der Histonacetylierung für die Transkription in Hefe und der Aktivität des Transkriptionsaktivators Gcn5 als Histonacetyltransferase.

Die Entdeckung des Histons H5 scheint auf die 1970er Jahre zurückzugehen, [122] und wird heute als Isoform des Histons H1 angesehen. [2] [4] [5] [6]


8.2 Binärspaltung

Der Prozess der binären Spaltung in Bakterien umfasst die folgenden Schritte. Zuerst wird die DNA der Zelle repliziert. Die replizierten DNA-Kopien wandern dann in einem energieabhängigen Prozess zu entgegengesetzten Polen der Zelle. Die Zelle verlängert sich. Dann verengt und trennt die Äquatorebene der Zelle die Plasmamembran, sodass jede neue Zelle genau das gleiche genetische Material hat.

Genauer gesagt laufen folgende Schritte ab:

  1. Die DNA ist eng gewickelt.
  2. Die DNA wird abgewickelt und dupliziert.
  3. Die DNA wird zu den separaten Polen des Bakteriums gezogen, während sie sich vergrößert, um sich auf die Aufspaltung vorzubereiten.
  4. Das Wachstum einer neuen Zellwand beginnt das Bakterium zu trennen
  5. Die neue Zellwand entwickelt sich vollständig, was zur vollständigen Spaltung des Bakteriums führt.
  6. Die neuen Tochterzellen haben eng gewundene DNA-Stäbchen, Ribosomen und Plasmide – das sind jetzt brandneue Organismen.

Die binäre Spaltung ist im Allgemeinen schnell, obwohl ihre Geschwindigkeit zwischen den Arten variiert. Unter optimalen Bedingungen, E coli, Zellen teilen sich bei 37 °C etwa alle 20 Minuten. Da die neuen Zellen wiederum einer binären Spaltung unterzogen werden, ist die Zeit, die die binäre Spaltung benötigt, auch die Zeit, die die Bakterienkultur benötigt, um die Anzahl der darin enthaltenen Zellen zu verdoppeln. Diese Zeitspanne wird daher als Verdopplungszeit bezeichnet. Einige Stämme von Mycobacterium tuberculosis haben Verdopplungszeiten von fast 100 Stunden. Das Bakterienwachstum wird durch die Nährstoffverfügbarkeit und -dichte begrenzt, so dass die binäre Spaltung in Bakterienkulturen mit viel geringeren Raten auftritt, sobald sie in die stationäre Wachstumsphase eintreten.

Einige Organellen in eukaryotischen Zellen reproduzieren sich durch binäre Spaltung. Mitochondriale Spaltung tritt häufig innerhalb der Zelle auf, auch wenn die Zelle nicht aktiv mitoset, und ist notwendig, um den Stoffwechsel der Zelle zu regulieren. Alle Chloroplasten und einige Mitochrondrien (nicht bei Tieren), beides Organellen, die aus der Endosymbiose von Bakterien stammen, verwenden ebenfalls FtsZ in bakterienähnlicher Weise. Der Zellteilungszyklus ist ein lebenswichtiger Prozess, bei dem sich eine einzellige befruchtete Eizelle zu einem reifen Organismus entwickelt, sowie der Prozess, bei dem Haare, Haut, Blutzellen und einige innere Organe erneuert werden. Nach der Zellteilung beginnt jede der Tochterzellen die Interphase eines neuen Zyklus. Obwohl die verschiedenen Phasen der Interphase normalerweise morphologisch nicht unterscheidbar sind, weist jede Phase des Zellzyklus einen eigenen Satz spezialisierter biochemischer Prozesse auf, die die Zelle auf die Initiierung der Zellteilung vorbereiten.


Mehrfachauswahl

Mit welchem ​​der folgenden Paare ist Cytosin verbunden?

[reveal-answer q=�″]Antwort anzeigen[/reveal-answer]
[hidden-answer a=�″]1[/hidden-answer]

Prokaryoten enthalten ein ________ Chromosom und Eukaryoten enthalten ________ Chromosomen.

  1. einsträngig kreisförmig einsträngig linear
  2. einsträngig linear einsträngig kreisförmig
  3. doppelsträngig kreisförmig doppelsträngig linear
  4. doppelsträngig linear doppelsträngig kreisförmig

[reveal-answer q=�″]Antwort anzeigen[/reveal-answer]
[hidden-answer a=�″]3[/hidden-answer]


Inhalt

Die Transkriptionsregulation des Genoms wird hauptsächlich in der Präinitiationsstufe durch Bindung der Kernproteine ​​der Transkriptionsmaschinerie (nämlich RNA-Polymerase, Transkriptionsfaktoren und Aktivatoren und Repressoren) an die Kernpromotorsequenz auf der kodierenden Region der DNA kontrolliert. Die DNA wird jedoch im Kern mit Hilfe von Verpackungsproteinen, hauptsächlich Histonproteinen, fest verpackt, um sich wiederholende Einheiten von Nukleosomen zu bilden, die sich weiter bündeln, um eine kondensierte Chromatinstruktur zu bilden. Eine solche kondensierte Struktur schließt viele regulatorische DNA-Regionen ein und erlaubt ihnen nicht, mit Proteinen der Transkriptionsmaschinerie zu interagieren und die Genexpression zu regulieren. Um dieses Problem zu überwinden und einen dynamischen Zugang zu kondensierter DNA zu ermöglichen, verändert ein Prozess, der als Chromatin-Remodeling bekannt ist, die Nukleosomenarchitektur, um DNA-Regionen für die Transkriptionsregulation freizulegen oder zu verbergen.

Von Definition, Chromatin-Remodeling ist der enzymunterstützte Prozess, um den Zugang zu nukleosomaler DNA durch Remodellierung der Struktur, Zusammensetzung und Positionierung von Nukleosomen zu erleichtern.

Der Zugang zu nukleosomaler DNA wird durch zwei Hauptklassen von Proteinkomplexen geregelt:

Kovalente histonmodifizierende Komplexe Bearbeiten

Spezifische Proteinkomplexe, bekannt als histonmodifizierende Komplexe, katalysieren die Addition oder Entfernung verschiedener chemischer Elemente an Histonen. Diese enzymatischen Modifikationen umfassen Acetylierung, Methylierung, Phosphorylierung und Ubiquitinierung und treten hauptsächlich an N-terminalen Histonschwänzen auf. Solche Modifikationen beeinflussen die Bindungsaffinität zwischen Histonen und DNA und lösen oder straffen somit die kondensierte DNA, die um Histone gewickelt ist, z die DNA, die zur Genrepression führt. Im Gegensatz dazu entspannt die Histonacetylierung die Chromatinkondensation und setzt die DNA für die TF-Bindung frei, was zu einer erhöhten Genexpression führt. [3]

Bekannte Änderungen Bearbeiten

Zu den gut charakterisierten Modifikationen von Histone gehören: [4]

Es ist bekannt, dass sowohl Lysin- als auch Argininreste methyliert sind. Methylierte Lysine sind die am besten verstandenen Kennzeichen des Histon-Codes, da spezifisches methyliertes Lysin gut mit Genexpressionszuständen übereinstimmt. Die Methylierung der Lysine H3K4 und H3K36 korreliert mit der transkriptionellen Aktivierung, während die Demethylierung von H3K4 mit der Stilllegung der genomischen Region korreliert. Die Methylierung der Lysine H3K9 und H3K27 korreliert mit der Transkriptionsrepression. [5] Insbesondere H3K9me3 korreliert stark mit konstitutivem Heterochromatin. [6]

Acetylierung definiert tendenziell die „Offenheit“ von Chromatin, da acetylierte Histone nicht so gut zusammengepackt werden können wie deacetylierte Histone.

Es gibt jedoch noch viel mehr Histonmodifikationen, und empfindliche Massenspektrometrieansätze haben den Katalog in letzter Zeit stark erweitert. [7]

Histon-Code Hypothese Bearbeiten

Die Histon-Code ist eine Hypothese, dass die Transkription von genetischer Information, die in der DNA kodiert ist, teilweise durch chemische Modifikationen an Histonproteinen, hauptsächlich an ihren unstrukturierten Enden, reguliert wird. Zusammen mit ähnlichen Modifikationen wie der DNA-Methylierung ist es Teil des epigenetischen Codes.

Kumulative Beweise deuten darauf hin, dass ein solcher Code von bestimmten Enzymen geschrieben wird, die (zum Beispiel) DNA methylieren oder acetylieren können („Writer“), von anderen Enzymen mit Demethylase- oder Deacetylase-Aktivität („Radiergummis“) entfernt und schließlich leicht von Proteinen identifiziert werden können („Eraser“). Leser'), die an solche Histon-Modifikationen rekrutiert werden und über spezifische Domänen, zB Bromodomäne, Chromodomäne, binden. Diese dreifache Wirkung von „Schreiben“, „Lesen“ und „Löschen“ schafft die günstige lokale Umgebung für die Transkriptionsregulation, die Reparatur von DNA-Schäden usw. [8]

Das kritische Konzept der Histon-Code-Hypothese besteht darin, dass die Histonmodifikationen dazu dienen, andere Proteine ​​durch spezifische Erkennung des modifizierten Histons über für solche Zwecke spezialisierte Proteindomänen zu rekrutieren, anstatt einfach die Interaktion zwischen Histon und der zugrunde liegenden DNA zu stabilisieren oder zu destabilisieren. Diese rekrutierten Proteine ​​wirken dann, um die Chromatinstruktur aktiv zu verändern oder die Transkription zu fördern.

Eine sehr grundlegende Zusammenfassung des Histon-Codes für den Genexpressionsstatus ist unten gegeben (histone wird die Nomenklatur beschrieben):

Art der
Änderung
Histon
H3K4 H3K9 H3K14 H3K27 H3K79 H4K20 H2BK5
Monomethylierung Aktivierung [9] Aktivierung [10] Aktivierung [10] Aktivierung [10] [11] Aktivierung [10] Aktivierung [10]
Dimethylierung Unterdrückung [5] Unterdrückung [5] Aktivierung [11]
Trimethylierung Aktivierung [12] Unterdrückung [10] Unterdrückung [10] Aktivierung, [11]
Unterdrückung [10]
Unterdrückung [5]
Acetylierung Aktivierung [12] Aktivierung [12]

ATP-abhängiges Chromatin-Remodeling Bearbeiten

ATP-abhängige Chromatin-Remodeling-Komplexe regulieren die Genexpression, indem sie Nukleosomen entweder bewegen, ausstoßen oder umstrukturieren. Diese Proteinkomplexe haben eine gemeinsame ATPase-Domäne und die Energie aus der Hydrolyse von ATP ermöglicht es diesen Remodeling-Komplexen, Nukleosomen entlang der DNA neu zu positionieren (oft als "Nukleosomengleiten" bezeichnet), Histone an/von der DNA auszustoßen oder zu assemblieren oder den Austausch von Histonen zu erleichtern Varianten und dadurch die Schaffung nukleosomenfreier DNA-Regionen für die Genaktivierung. [13] Außerdem haben mehrere Remodeler eine DNA-Translokationsaktivität, um spezifische Remodellierungsaufgaben auszuführen. [14]

Alle ATP-abhängigen Chromatin-Remodeling-Komplexe besitzen eine Untereinheit der ATPase, die zur SNF2-Superfamilie von Proteinen gehört. In Verbindung mit der Identität der Untereinheit wurden für diese Proteine ​​zwei Hauptgruppen klassifiziert. Diese sind als SWI2/SNF2-Gruppe und die imitierte SWI (ISWI)-Gruppe bekannt. Die kürzlich beschriebene dritte Klasse von ATP-abhängigen Komplexen enthält eine Snf2-ähnliche ATPase und zeigt ebenfalls Deacetylase-Aktivität. [fünfzehn]

Bekannte Chromatin-Remodeling-Komplexe Bearbeiten

Es gibt mindestens fünf Familien von Chromatin-Remodelern in Eukaryoten: SWI/SNF, ISWI, NuRD/Mi-2/CHD, INO80 und SWR1, wobei die ersten beiden Remodeler bisher sehr gut untersucht wurden, insbesondere im Hefemodell. Obwohl alle Remodeler eine gemeinsame ATPase-Domäne haben, sind ihre Funktionen spezifisch und basieren auf mehreren biologischen Prozessen (DNA-Reparatur, Apoptose usw.). Dies liegt daran, dass jeder Remodeler-Komplex einzigartige Proteindomänen (Helicase, Bromodomäne usw.) in seiner katalytischen ATPase-Region und auch unterschiedliche rekrutierte Untereinheiten aufweist.

Spezifische Funktionen Bearbeiten

  • Mehrere In-vitro-Experimente deuten darauf hin, dass ISWI-Remodeler Nukleosomen in die richtige Bündelform organisieren und gleiche Abstände zwischen Nukleosomen erzeugen, während SWI/SNF-Remodeler Nukleosomen durcheinanderbringen.
  • Es wurde gezeigt, dass die Remodeler der ISWI-Familie eine zentrale Rolle beim Chromatinaufbau nach der DNA-Replikation und dem Erhalt von Chromatinstrukturen höherer Ordnung spielen.
  • Die Remodeler der INO80- und SWI/SNF-Familie nehmen an der Reparatur von DNA-Doppelstrangbrüchen (DSB) und der Nukleotidexzisionsreparatur (NER) teil und spielen dadurch eine entscheidende Rolle bei der TP53-vermittelten DNA-Schadensantwort.
  • NuRD/Mi-2/CHD-Remodeling-Komplexe vermitteln primär die Transkriptionsrepression im Zellkern und werden für die Aufrechterhaltung der Pluripotenz embryonaler Stammzellen benötigt. [13]

Bei normalen biologischen Prozessen Bearbeiten

Das Chromatin-Remodeling spielt eine zentrale Rolle bei der Regulation der Genexpression, indem es der Transkriptionsmaschinerie einen dynamischen Zugang zu einem ansonsten eng gepackten Genom ermöglicht. Darüber hinaus ist die Nukleosomenbewegung durch Chromatin-Remodeler für mehrere wichtige biologische Prozesse essentiell, einschließlich Chromosomenzusammenbau und -segregation, DNA-Replikation und -Reparatur, Embryonalentwicklung und Pluripotenz sowie Zellzyklus-Progression. Die Deregulierung des Chromatin-Remodeling führt zu einem Verlust der Transkriptionsregulation an diesen kritischen Kontrollpunkten, die für die richtigen Zellfunktionen erforderlich sind, und verursacht somit verschiedene Krankheitssyndrome, einschließlich Krebs.

Reaktion auf DNA-Schäden Bearbeiten

Die Chromatinrelaxation ist eine der frühesten zellulären Reaktionen auf DNA-Schäden. [16] Die Relaxation scheint von PARP1 eingeleitet zu werden, dessen Akkumulation bei DNA-Schäden 1,6 Sekunden nach Auftreten der DNA-Schädigung halbvoll ist. [17] Darauf folgt schnell die Akkumulation des Chromatin-Remodelers Alc1, der eine ADP-Ribose-bindende Domäne besitzt, wodurch er schnell an das Produkt von PARP1 angezogen werden kann. Die maximale Rekrutierung von Alc1 erfolgt innerhalb von 10 Sekunden nach DNA-Schädigung. [16] Etwa die Hälfte der maximalen Chromatinrelaxation, vermutlich aufgrund der Wirkung von Alc1, tritt nach 10 Sekunden auf. [16] Die PARP1-Wirkung an der Stelle eines Doppelstrangbruchs ermöglicht die Rekrutierung der beiden DNA-Reparaturenzyme MRE11 und NBS1. Die halbmaximale Rekrutierung dieser beiden DNA-Reparaturenzyme dauert 13 Sekunden für MRE11 und 28 Sekunden für NBS1. [17]

Ein weiterer Prozess der Chromatinrelaxation nach Bildung eines DNA-Doppelstrangbruchs verwendet γH2AX, die phosphorylierte Form des H2AX-Proteins. Die Histonvariante H2AX macht etwa 10 % der H2A-Histone im menschlichen Chromatin aus. [18] γH2AX (phosphoryliert an Serin 139 von H2AX) wurde 20 Sekunden nach der Bestrahlung der Zellen (mit Bildung von DNA-Doppelstrangbrüchen) nachgewiesen, und die halbmaximale Akkumulation von γH2AX erfolgte in einer Minute. [18] Die Chromatinmenge mit phosphoryliertem γH2AX beträgt etwa zwei Millionen Basenpaare an der Stelle eines DNA-Doppelstrangbruchs. [18]

γH2AX selbst verursacht keine Chromatin-Dekondensation, aber innerhalb von Sekunden nach der Bestrahlung bindet das Protein „Mediator of the DNA Damage Checkpoint 1“ (MDC1) spezifisch an γH2AX. [19] [20] Dies wird begleitet von einer gleichzeitigen Akkumulation des RNF8-Proteins und des DNA-Reparaturproteins NBS1, die an MDC1 binden, während MDC1 an γH2AX bindet. [21] RNF8 vermittelt durch seine nachfolgende Wechselwirkung mit dem CHD4-Protein, [22] einer Komponente des Nucleosomen-Remodeling- und Deacetylase-Komplexes NuRD, eine umfassende Chromatin-Dekondensation. Die Akkumulation von CHD4 an der Stelle des Doppelstrangbruchs erfolgt schnell, wobei die halbmaximale Akkumulation 40 Sekunden nach der Bestrahlung auftritt. [23]

Der schnellen anfänglichen Chromatinrelaxation nach DNA-Schädigung (mit rascher Initiierung der DNA-Reparatur) folgt eine langsame Rekondensation, wobei das Chromatin in ∼ 20 min einen Verdichtungszustand nahe seines Vorschädigungsniveaus wiedererlangt. [16]

Krebs Bearbeiten

Das Chromatin-Remodeling bietet eine Feinabstimmung bei entscheidenden Zellwachstums- und Teilungsschritten, wie dem Fortschreiten des Zellzyklus, der DNA-Reparatur und der Chromosomensegregation, und übt daher eine tumorsuppressorische Funktion aus. Mutationen in solchen Chromatin-Remodelern und deregulierte kovalente Histon-Modifikationen begünstigen möglicherweise die Selbstversorgung beim Zellwachstum und entkommen wachstumsregulierenden Zellsignalen – zwei wichtige Kennzeichen von Krebs. [24]

  • Inaktivierende Mutationen in SMARCB1, früher bekannt als hSNF5/INI1 und eine Komponente des humanen SWI/SNF-Remodeling-Komplexes, wurden in einer großen Anzahl von Rhabdoidtumoren gefunden, die häufig pädiatrische Patienten betreffen. [25] Ähnliche Mutationen finden sich auch bei anderen Krebsarten im Kindesalter, wie dem Plexus-Aderhaut-Karzinom, dem Medulloblastom und bei einigen akuten Leukämien. Darüber hinaus unterstützen Maus-Knock-out-Studien SMARCB1 stark als Tumorsuppressorprotein. Seit der ursprünglichen Beobachtung von SMARCB1-Mutationen in Rhabdoid-Tumoren wurden mehrere weitere Untereinheiten des humanen SWI/SNF-Chromatin-Remodeling-Komplexes in einer Vielzahl von Neoplasmen mutiert gefunden. [26]
  • Die SWI/SNF-ATPase BRG1 (oder SMARCA4) ist die am häufigsten mutierte Chromatin-Remodeling-ATPase bei Krebs. [27] Mutationen in diesem Gen wurden zuerst in menschlichen Krebszelllinien entdeckt, die aus der Nebenniere [28] und der Lunge stammen. [29] Bei Krebs zeigen Mutationen in BRG1 eine ungewöhnlich hohe Präferenz für Missense-Mutationen, die auf die ATPase-Domäne abzielen. [30][27] Mutationen werden an hochkonservierten ATPase-Sequenzen angereichert, [31] die auf wichtigen funktionellen Oberflächen wie der ATP-Tasche oder DNA-bindenden Oberfläche liegen. [30] Diese Mutationen wirken in genetisch dominanter Weise, um die regulatorische Funktion des Chromatins an Enhancern [30] und Promotoren zu verändern. [31]
  • Das PML-RAR-Fusionsprotein rekrutiert bei akuter myeloischer Leukämie Histondeacetylasen. This leads to repression of gene responsible for myelocytes to differentiate, leading to leukemia.
  • Tumor suppressor Rb protein functions by the recruitment of the human homologs of the SWI/SNF enzymes BRG1, histone deacetylase and DNA methyltransferase. Mutations in BRG1 are reported in several cancers causing loss of tumor suppressor action of Rb. [32]
  • Recent reports indicate DNA hypermethylation in the promoter region of major tumor suppressor genes in several cancers. Although few mutations are reported in histone methyltransferases yet, correlation of DNA hypermethylation and histone H3 lysine-9 methylation has been reported in several cancers, mainly in colorectal and breast cancers.
  • Mutations in Histone Acetyl Transferases (HAT) p300 (missense and truncating type) are most commonly reported in colorectal, pancreatic, breast and gastric carcinomas. Loss of heterozygosity in coding region of p300 (chromosome 22q13) is present in large number of glioblastomas.
  • Further, HATs have diverse role as transcription factors beside having histone acetylase activity, e.g., HAT subunit, hADA3 may act as an adaptor protein linking transcription factors with other HAT complexes. In the absence of hADA3, TP53 transcriptional activity is significantly reduced, suggesting role of hADA3 in activating TP53 function in response to DNA-damage.
  • Similarly, TRRAP, the human homolog to yeast Tra1, has been shown to directly interact with c-Myc and E2F1 - known oncoproteins.

Cancer genomics Edit

Rapid advance in cancer genomics and high-throughput ChIP-chip, ChIP-Seq and Bisulfite sequencing methods are providing more insight into role of chromatin remodeling in transcriptional regulation and role in cancer.

Therapeutic intervention Edit

Epigenetic instability caused by deregulation in chromatin remodeling is studied in several cancers, including breast cancer, colorectal cancer, pancreatic cancer. Such instability largely cause widespread silencing of genes with primary impact on tumor-suppressor genes. Hence, strategies are now being tried to overcome epigenetic silencing with synergistic combination of HDAC inhibitors or HDI and DNA-demethylating agents. HDIs are primarily used as adjunct therapy in several cancer types. [33] [34] HDAC inhibitors can induce p21 (WAF1) expression, a regulator of p53's tumor suppressoractivity. HDACs are involved in the pathway by which the retinoblastoma protein (pRb) suppresses cell proliferation. [35] Estrogen is well-established as a mitogenic factor implicated in the tumorigenesis and progression of breast cancer via its binding to the estrogen receptor alpha (ERα). Recent data indicate that chromatin inactivation mediated by HDAC and DNA methylation is a critical component of ERα silencing in human breast cancer cells. [36]

    Approved usage:
      was licensed by the U.S. FDA in October 2006 for the treatment of cutaneous T cell lymphoma (CTCL). (trade name Istodax) was licensed by the US FDA in Nov 2009 for cutaneous T-cell lymphoma (CTCL).
      (LBH589) is in clinical trials for various cancers including a phase III trial for cutaneous T cell lymphoma (CTCL). (as Mg valproate) in phase III trials for cervical cancer and ovarian cancer.
      (PXD101) has had a phase II trial for relapsed ovarian cancer, and reported good results for T cell lymphoma.

    Current front-runner candidates for new drug targets are Histone Lysine Methyltransferases (KMT) and Protein Arginine Methyltransferases (PRMT). [37]

    Other disease syndromes Edit

      (α-thalassemia X-linked mental retardation) and α-thalassemia myelodysplasia syndrome are caused by mutations in ATRX, a SNF2-related ATPase with a PHD. , an autosomal dominant disorder, has been linked recently to haploinsufficiency of CHD7, which encodes the CHD family ATPase CHD7. [38]

    Senescence Edit

    Chromatin architectural remodeling is implicated in the process of cellular senescence, which is related to, and yet distinct from, organismal aging. Replicative cellular senescence refers to a permanent cell cycle arrest where post-mitotic cells continue to exist as metabolically active cells but fail to proliferate. [39] [40] Senescence can arise due to age associated degradation, telomere attrition, progerias, pre-malignancies, and other forms of damage or disease. Senescent cells undergo distinct repressive phenotypic changes, potentially to prevent the proliferation of damaged or cancerous cells, with modified chromatin organization, fluctuations in remodeler abundance, and changes in epigenetic modifications. [41] [42] [39] Senescent cells undergo chromatin landscape modifications as constitutive heterochromatin migrates to the center of the nucleus and displaces euchromatin and facultative heterochromatin to regions at the edge of the nucleus. This disrupts chromatin-lamin interactions and inverts of the pattern typically seen in a mitotically active cell. [43] [41] Individual Lamin-Associated Domains (LADs) and Topologically Associating Domains (TADs) are disrupted by this migration which can affect cis interactions across the genome. [44] Additionally, there is a general pattern of canonical histone loss, particularly in terms of the nucleosome histones H3 and H4 and the linker histone H1. [43] Histone variants with two exons are upregulated in senescent cells to produce modified nucleosome assembly which contributes to chromatin permissiveness to senescent changes. [44] Although transcription of variant histone proteins may be elevated, canonical histone proteins are not expressed as they are only made during the S phase of the cell cycle and senescent cells are post-mitotic. [43] During senescence, portions of chromosomes can be exported from the nucleus for lysosomal degradation which results in greater organizational disarray and disruption of chromatin interactions. [42]

    Chromatin remodeler abundance may be implicated in cellular senescence as knockdown or knockout of ATP-dependent remodelers such as NuRD, ACF1, and SWI/SNP can result in DNA damage and senescent phenotypes in yeast, C. elegans, mice, and human cell cultures. [45] [42] [46] ACF1 and NuRD are downregulated in senescent cells which suggests that chromatin remodeling is essential for maintaining a mitotic phenotype. [45] [46] Genes involved in signaling for senescence can be silenced by chromatin confirmation and polycomb repressive complexes as seen in PRC1/PCR2 silencing of p16. [47] [48] Specific remodeler depletion results in activation of proliferative genes through a failure to maintain silencing. [42] Some remodelers act on enhancer regions of genes rather than the specific loci to prevent re-entry into the cell cycle by forming regions of dense heterochromatin around regulatory regions. [48]

    Senescent cells undergo widespread fluctuations in epigenetic modifications in specific chromatin regions compared to mitotic cells. Human and murine cells undergoing replicative senescence experience a general global decrease in methylation however, specific loci can differ from the general trend. [49] [44] [42] [47] Specific chromatin regions, especially those around the promoters or enhancers of proliferative loci, may exhibit elevated methylation states with an overall imbalance of repressive and activating histone modifications. [41] Proliferative genes may show increases in the repressive mark H3K27me3 while genes involved in silencing or aberrant histone products may be enriched with the activating modification H3K4me3. [44] Additionally, upregulating histone deacetylases, such as members of the sirtuin family, can delay senescence by removing acetyl groups that contribute to greater chromatin accessibility. [50] General loss of methylation, combined with the addition of acetyl groups results in a more accessible chromatin conformation with a propensity towards disorganization when compared to mitotically active cells. [42] General loss of histones precludes addition of histone modifications and contributes changes in enrichment in some chromatin regions during senescence. [43]


    How are histones important to the expression of genes?

    Thus, acetylation of Histone is known to increase the Ausdruck von Gene durch Transkription Aktivierung. By deacetylating the histon tails, the DNA becomes more tightly wrapped around the histon cores, making it harder for Transkription factors to bind to the DNA.

    Beside above, what is a histone gene? Gen group hierarchy map. Histon In der Biologie, Histone are highly alkaline proteins found in eukaryotic cell nuclei that package and order the DNA into structural units called nucleosomes. They are the chief protein components of chromatin, acting as spools around which DNA winds, and play a role in Gen Verordnung.

    Subsequently, one may also ask, why are histones important to DNA?

    Histone are proteins that are critical in the packing of DNA into the cell and into chromatin and chromosomes. They're also very wichtig for regulation of genes. So they turn out to have very wichtig functions, not only structurally, but also in the regulation of gene function in expression.

    How does histones affect DNA yield?

    In eukaryotes, multiple genes encode histon proteins that package genomic deoxyribonucleic acid (DNA) and regulate its accessibility. Because of their positive charge, 'free' (non-chromatin associated) histones can bind non-specifically to the negatively charged DNA und beeinflussen its metabolism, including DNA repair.


    Schau das Video: MITOSIS, CYTOKINESIS, AND THE CELL CYCLE (Kann 2022).