Information

Gehirnaktivität während der Exposition gegenüber nicht sichtbarem Licht

Gehirnaktivität während der Exposition gegenüber nicht sichtbarem Licht



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Unsere Augen können nur Licht innerhalb eines bestimmten Spektrums wahrnehmen. Mein Verständnis ist, dass bestimmte Frequenzen bestimmte Zellen in unseren Augen energetisieren, von denen jede für eine andere "Farbe" verantwortlich ist. Wenn diese Zellen mit Energie versorgt werden, geben sie jeweils eine angemessene Menge ihres chemischen Transmitters frei, um weitere Zellen zu stimulieren und die Wahrnehmung des Objekts zu erzeugen, von dem die Fotos stammen.

An welchem ​​Punkt findet dieser Vorgang bei nicht sichtbarem Licht nicht statt?

Mit anderen Worten, sehen wir nicht sichtbares Licht nicht, weil unseren Augen die Rezeptoren für andere Frequenzen fehlen, oder empfängt unser Gehirn Signale, die es einfach abgibt, weil es sich nicht entwickelt hat, um die Informationen zu verarbeiten?

Gab es Experimente, bei denen ein Gehirnscan durchgeführt wurde, während man nicht sichtbarem Licht ausgesetzt war?


[D]o sehen wir nicht sichtbares Licht nicht, weil unseren Augen die Rezeptoren für andere Frequenzen fehlen, oder empfängt unser Gehirn Signale, die es einfach abgibt, weil es sich nicht entwickelt hat, um die Informationen zu verarbeiten?

Das liegt daran, dass unseren Augen die Rezeptoren für andere Frequenzen fehlen.

Der Mensch hat 3 „Farbrezeptoren“, die Zapfenzellen genannt werden. Wir haben drei Arten von Zapfenzellen, die jeweils für einen bestimmten Wellenlängenbereich empfindlich sind. Hier ist ein Diagramm der Empfindlichkeit jeder dieser drei Arten von Zapfenzellen.

Wie Sie sehen, haben wir keine Rezeptoren für Wellenlängen unter 390 nm oder über 700 nm, unserem sichtbaren Spektrum.


Das Sehen basiert auf einer Proteinwechselwirkung mit einem Molekül namens Retinal aus Vitamin A.

Lichtwellenlängen im visuellen Bereich bewirken eine Photoisomerisierung von Retinal (a cis- zu trans- Veränderung), die von dem Protein wahrgenommen wird, das sich an der Netzhaut "festhält".

Wellenlängen, die diese Photoisomerisierung nicht verursachen, können von den Photorezeptoren der Netzhaut nicht wahrgenommen werden, daher wird kein Signal erzeugt, das an das Gehirn weitergeleitet wird.

Es gibt jedoch eine gewisse Filterung durch die Augenlinse. Ohne die Linse können Menschen (und andere Tiere) weiter in den UV-Bereich sehen. Dieses UV-Licht schädigt jedoch auch die Netzhaut, daher ist es am besten, die Linse intakt zu halten.

Beachten Sie, dass das Bild in der Antwort von @Remi.b tatsächlich aus einem psychometrischen Experiment stammt, sodass die Linse intakt ist. Die Reaktionen dort sind tatsächlich die menschliche Wahrnehmungsempfindlichkeit gegenüber Licht für jeden Zapfen. Ohne die Linse würde die blaue Kurve noch etwas weiter in den 300nm-Bereich nach links gehen. Die Versuchspersonen bevorzugen jedoch wahrscheinlich das Experiment so wie es ist.

Sie würden dieses UV-Licht jedoch nicht viel anders wahrnehmen als eine tiefviolette Farbe, denn Unterschiede zwischen verschiedenen Zapfen sind für das Farbsehen notwendig, und an diesem Ende des Spektrums reagieren nur die Zapfen, die auf die kürzesten Wellenlängen reagieren, überhaupt.


Gehirnaktivität während der Exposition gegenüber nicht sichtbarem Licht - Biologie

Pflanzen haben eine Reihe von ausgeklügelten Anwendungen für Licht, die weit über ihre Fähigkeit hinausgehen, niedermolekularen Zucker nur mit Kohlendioxid, Licht und Wasser zu photosynthetischen zu synthetisieren. Photomorphogenese ist das Wachstum und die Entwicklung von Pflanzen als Reaktion auf Licht. Es ermöglicht Pflanzen, ihre Licht- und Raumnutzung zu optimieren. Photoperiodismus ist die Fähigkeit, Licht zu verwenden, um die Zeit zu verfolgen. Pflanzen können die Tages- und Jahreszeit erkennen, indem sie verschiedene Wellenlängen des Sonnenlichts wahrnehmen und verwenden. Phototropismus ist eine gerichtete Reaktion, die es Pflanzen ermöglicht, auf Licht zu oder sogar davon weg zu wachsen.

Die Wahrnehmung von Licht in der Umwelt ist für Pflanzen wichtig und kann für Wettbewerb und Überleben entscheidend sein. Die Reaktion von Pflanzen auf Licht wird durch verschiedene Photorezeptoren vermittelt, die aus einem Protein bestehen, das kovalent an ein lichtabsorbierendes Pigment namens a . gebunden ist Chromophor. Beide zusammen werden als Chromoprotein bezeichnet.

Die roten/dunkelroten und violettblauen Bereiche des sichtbaren Lichtspektrums lösen bei Pflanzen die strukturelle Entwicklung aus. Sensorische Photorezeptoren absorbieren Licht in diesen bestimmten Bereichen des sichtbaren Lichtspektrums aufgrund der Qualität des im Tageslichtspektrum verfügbaren Lichts. In terrestrischen Lebensräumen erreicht die Lichtabsorption durch Chlorophylle Spitzen im blauen und roten Bereich des Spektrums. Da das Licht durch den Baldachin filtert und die blauen und roten Wellenlängen absorbiert werden, verschiebt sich das Spektrum zum dunkelroten Ende und verschiebt die Pflanzengemeinschaft zu den Pflanzen, die besser auf dunkelrotes Licht reagieren. Blaulichtrezeptoren ermöglichen es Pflanzen, die Richtung und Fülle des Sonnenlichts zu messen, das reich an blaugrünen Emissionen ist. Wasser absorbiert rotes Licht, was die Erkennung von blauem Licht für Algen und Wasserpflanzen unerlässlich macht.


Warum sind Blätter nicht schwarz?

Licht muss absorbiert werden, damit Nährstoffe durch die Photosynthese erzeugt werden können. Warum also das Grün reflektieren und den gesamten mittleren Teil des Spektrums verschwenden? Laut Moore et al. ist dies eine lange Geschichte, in der Tat eine alte Geschichte!

Es sieht so aus, als ob Chlorophyll den Teil des Spektrums einnimmt, den Bakteriorhodopsin nicht einnimmt. Bacteriorhodopsin ist ein lila Pigment, das dem lichtempfindlichen Pigment in unseren Augen ähnelt.

Nach heutigem Verständnis waren die frühesten photosynthetischen Organismen Wasserbakterien, von denen einige noch heute existieren. Eines davon, Halobacterium halobium, wächst in extrem salzhaltigem Wasser. Es nutzt das Bakteriorhodopsin-Pigment. Das Chlorophyll-System wurde entwickelt, um das verfügbare Licht zu nutzen, als ob es sich in Schichten unterhalb der Purpurbakterien entwickeln würde und alles nutzen müsste, was es bekommen konnte.

Aber wie sieht es mit der Entwicklung von Landpflanzen aus? Warum sind sie grün geblieben? Die Gedanken sind, dass sie viel Licht hatten und nicht unter Druck gesetzt wurden, eine effizientere Lichtsammlung zu entwickeln. Das heißt, das Licht war nicht die limitierende Ressource bei der Photosynthese für Pflanzen.

Davon abgesehen gibt es bei Beta-Carotin und anderen Pigmenten eine gewisse Erweiterung in Richtung der Mitte des Spektrums.


Antibakterielle Wirkung von Blaulicht gegen nosokomiale Wunderreger, die planktonisch und als reife Biofilme wachsen

Die blauen Wellenlängen innerhalb des sichtbaren Lichtspektrums sind intrinsisch antimikrobiell und können die Zellen eines breiten Spektrums von Bakterien (Gram-positiv und -negativ) und Pilzen photodynamisch inaktivieren. Darüber hinaus ist blaues Licht sowohl gegen arzneimittelempfindliche als auch -resistente Mitglieder der Zielspezies gleichermaßen wirksam und für Säugerzellen weniger schädlich als UV-Strahlung. Blaues Licht wird derzeit zur Behandlung von Akne-vulgaris- und Helicobacter-pylori-Infektionen verwendet, der Nutzen zur Dekontamination und Behandlung von Wundinfektionen steckt noch in den Kinderschuhen. Darüber hinaus wurden nur begrenzte Studien zu bakteriellen Biofilmen durchgeführt, dem wichtigsten Wachstumsmodus von Bakterien, die an klinischen Infektionen beteiligt sind. Hier berichten wir über die Ergebnisse einer multizentrischen In-vitro-Studie, die durchgeführt wurde, um die antimikrobielle Aktivität von 400-nm-Blaulicht gegen Bakterien sowohl im Plankton- als auch im Biofilm-Wachstumsmodus zu bewerten. Blaues Licht wurde gegen ein Panel von 34 Bakterienisolaten (klinische und Typstämme) getestet, bestehend aus Acinetobacter baumannii, Enterobacter cloacae, Stenotrophomonas maltophilia, Pseudomonas aeruginosa, Escherichia coli, Staphylococcus aureus, Enterococcus faecium, Klebsiella pneum menktoniae und Elizabethking-Bakterien waren anfällig für Blaulichtbehandlung, wobei die Mehrheit (71%) eine Abnahme der Lebensfähigkeit um ≥5-log10 nach 15 bis 30 Minuten Exposition zeigte (54 J/cm(2) bis 108 J/cm(2)). Bakterielle Biofilme waren auch sehr anfällig für blaues Licht, wobei für alle Isolate bei allen Expositionsstufen eine signifikante Verringerung der Aussaat beobachtet wurde. Diese Ergebnisse rechtfertigen eine weitere Untersuchung von Blaulicht als neuartige Dekontaminationsstrategie für die nosokomiale Umgebung sowie weitere breitere Dekontaminationsanwendungen.

Bedeutung: Blaues Licht ist als neuartige Dekontaminationsstrategie für die nosokomiale Umgebung sowie als zusätzliche breitere Dekontaminationsanwendungen (z. B. Wundverschluss während einer Operation) vielversprechend. Dies rechtfertigt weitere Untersuchungen.

Figuren

Überleben planktonischer Bakterien nach…

Überleben planktonischer Bakterien nach Einwirkung von 400-nm-Blaulicht. (A) Acinetobacter baumannii…

Vergleich Blaulicht LD…

Vergleich von Blaulicht LD 90 Werte zwischen Stämmen und Arten. Jeder Einzelne…

(A) Korrelation zwischen dem Überleben von…

(A) Korrelation zwischen dem Überleben von planktonischen S. aureus-Stämmen nach Blaulicht-Exposition…

Grafiken, die die Biofilm-Aussaat zeigen…

Grafiken, die die Ergebnisse der Biofilm-Aussaat für alle Isolate zeigen. Optische Dichte auf der…


Trichromatische Codierung

Es gibt drei Arten von Zapfen (mit unterschiedlichen Photopsinen), die sich in der Wellenlänge unterscheiden, auf die sie am stärksten reagieren, wie in Abbildung 17.21 gezeigt. Einige Zapfen reagieren maximal auf kurze Lichtwellen von 420 nm, daher werden sie S-Zapfen ("S" für "kurz") genannt, andere reagieren maximal auf Wellen von 530 nm (M-Zapfen, für "mittel") eine dritte Gruppe reagiert maximal auf Licht längerer Wellenlängen bei 560 nm (L oder „lange“ Zapfen). Mit nur einem Zapfentyp wäre das Farbsehen nicht möglich, und ein Zweikegel-(dichromatisches) System hat Einschränkungen. Primaten verwenden ein Drei-Kegel-System (trichromatisch), was zu einem vollen Farbsehen führt.

Die Farbe, die wir wahrnehmen, ergibt sich aus dem Aktivitätsverhältnis unserer drei Zapfenarten. Die Farben des visuellen Spektrums, das vom langwelligen Licht bis zum kurzen Licht reicht, sind Rot (700 nm), Orange (600 nm), Gelb (565 nm), Grün (497 nm), Blau (470 nm), Indigo (450 ). nm) und Violett (425 nm). Der Mensch hat eine sehr empfindliche Farbwahrnehmung und kann etwa 500 Helligkeitsstufen, 200 verschiedene Farbtöne und 20 Sättigungsstufen oder etwa 2 Millionen verschiedene Farben unterscheiden.

Abbildung 17.21.
Menschliche Stäbchenzellen und die verschiedenen Arten von Zapfenzellen haben jeweils eine optimale Wellenlänge. Es gibt jedoch eine beträchtliche Überlappung bei den detektierten Wellenlängen des Lichts.


Verweise

Van der Horst, M. & Hellingwerf, K. Photorezeptorproteine, „Star-Akteure der Neuzeit“: ein Überblick über die funktionelle Dynamik in der Struktur repräsentativer Mitglieder von sechs verschiedenen Photorezeptorfamilien. Gem. Chem.-Nr. Res. 37, 13–20 (2004).

Conrad, K.S., Manahan, C.C. & Crane, B.R. Photochemie von Flavoprotein-Lichtsensoren. Nat. Chem.-Nr. Biol. 10, 801–809 (2014).

Pathak, G., Vrana, J. &. Tucker, C.L. Optogenetische Kontrolle der Zellfunktion unter Verwendung konstruierter Photorezeptoren. Biol. Zelle 105, 59–72 (2012).

Liu, Q. & Tucker, C. L. Engineering genetisch codierter Werkzeuge zur optogenetischen Kontrolle der Proteinaktivität. Curr. Meinung. Chem.-Nr. Biol. 40, 17–23 (2017).

Krueger, D. et al. Prinzipien und Anwendungen der Optogenetik in der Entwicklungsbiologie. Entwicklung 146, dev175067 (2019).

Ozgen, F. F., Runda, M. E. & Schmidt, S. Photo-biokatalytische Kaskaden: Kombination chemischer und enzymatischer Transformationen, die durch Licht angetrieben werden. ChemBioChem https://doi.org/10.1002/cbic.202000587 (2020).

Bottecchia, C. &. Noel, T. Photokatalytische Modifikation von Aminosäuren, Peptiden und Proteinen. Chem.-Nr. EUR. J. 25, 26–42 (2019).

Shi, X., Zhang, C., Gao, J. &. Wang, Z. Jüngste Fortschritte in der photodynamischen Therapie bei Krebs und Infektionskrankheiten. Wiley interdisziplinär. Rev. Nanomed. Nanobiotechnologie. 11, e1560 (2019).

Rodger, A. in Enzyklopädie der Biophysik (Hrsg. Roberts, G.C.K.) 2714-2718 (Springer, 2013).

Rovio, S., Yli-Kauhaluoma, J. & Siren, H. Bestimmung von neutralen Kohlenhydraten durch CZE mit direkter UV-Detektion. Elektrophorese 28, 3129–3135 (2007).

Ghosch, S. Photokatalyse mit sichtbarem Licht: Design, Mechanismen und Anwendungen nanostrukturierter Katalysatoren (Wiley, 2018).

Strieth-Kalthoff, F., James, M. J., Teders, M., Pitzer, L. & Glorius, F. Energietransferkatalyse durch sichtbares Licht vermittelt: Prinzipien, Anwendungen, Richtungen. Chem.-Nr. Soz. Rev. 47, 7190–7202 (2018).

Kwiatkowski, S. et al. Photodynamische Therapie - Mechanismen, Photosensibilisatoren und Kombinationen. Biomed. Apotheker. 106, 1098–1107 (2018).

Baptista, M. S. et al. Photosensibilisierte Typ-I- und Typ-II-Oxidationsreaktionen: Richtlinien und mechanistische Wege. Photochem. Photobiol. 93, 912–919 (2017).

Laustriat, G. Molekulare Mechanismen der Photosensibilisierung. Biochemie 68, 771–778 (1986).

Kriska, T. et al. Photosensibilisierung Typ III: Versuch einer Quantifizierung und ein Weg zu neuen Sensibilisatoren. Proz. SPIE 3563, 11–17 (1999).

Prier, C. K., Rankic, D. A. & MacMillan, D. W. C. Photoredoxkatalyse mit sichtbarem Licht mit Übergangsmetallkomplexen: Anwendungen in der organischen Synthese. Chem.-Nr. Rev. 113, 5322–5363 (2013).

Close, D. M. & Wardman, P. Berechnung der Standardreduktionspotentiale von Aminosäureradikalen und der Wirkungen von Wasser und Einbau in Peptide. J.Phys. Chem.-Nr. EIN 122, 439–445 (2018).

Kitaguchi, H., Ohkubo, K., Ogo, S. & Fukuzumi, S. Elektronentransfer-Oxidationseigenschaften ungesättigter Fettsäuren und mechanistische Einblicke in Lipoxygenasen. J.Phys. Chem.-Nr. EIN 110, 1718–1725 (2006).

Lakhno, V. D. Sequenzabhängige Lochentwicklung in DNA. J. Biol. Phys. 30, 123–138 (2004).

Di Mascio, P. et al. Singulett-Molekularsauerstoffreaktionen mit Nukleinsäuren, Lipiden und Proteinen. Chem.-Nr. Rev. 119, 2043–2086 (2019).

Moller, K.I., Kongshoj, B., Philipsen, P.A., Thomsen, V.O. & Wulf, H.C. How Finsen’s light cured lupus vulgaris. Photodermatol. Photoimmunol. Fotomed. 21, 118–124 (2005).

Dolmans, D.E., Fukumura, D. & Jain, R.K. Photodynamische Therapie bei Krebs. Nat. Rev. Krebs 3, 380–387 (2003).

Castano, A. P., Mroz, P. & Hamblin, M. R. Photodynamische Therapie und Anti-Tumor-Immunität. Nat. Rev. Krebs 6, 535–545 (2006).

Allison, R. R. et al. Photosensibilisatoren in der klinischen PDT. Photodiagnose Photodyn. Da. 1, 27–42 (2004).

Baskaran, R., Lee, J. & Yang, S.G. Klinische Entwicklung photodynamischer Mittel und therapeutischer Anwendungen. Biomaterial. Res. 22, 25 (2018).

Dougherty, T. J. Strahlentherapie zur Behandlung von malignen Tumoren. Krebs Res. 38, 2628–2635 (1978).

Gullin, P. M. Die interstitielle Flüssigkeit solider Tumoren. Krebs Res. 24, 780–797 (1964).

Thistletiiwait, A.J. pH-Verteilung in humanen Tumoren. Int. J. Rad. Onkol. Biol. Phys. 11, 1647–1652 (1985).

Peng, Q. Die Wirkung der Glukose-Verabreichung auf die Aufnahme von Photofrin II in einem menschlichen Tumor-Xenotransplantat. Krebs Lett. 58, 29–35 (1991).

Spikes, J. D. Photodynamische Therapie von Tumoren und anderen Krankheiten mit Porphyrinen. Laser Med. Wissenschaft 2, 3–15 (1987).

Kou, J. Porphyrin-Photosensibilisatoren in der photodynamischen Therapie und ihre Anwendungen. Oncotarget 8, 81603 (2017).

Ronn, A. M. Humane Gewebespiegel und Plasmapharmakokinetik von Temoporfin (Foscan®, mTHPC). Laser Med. Wissenschaft 11, 267–272 (1996).

Azzouzi, A. R., Lebdai, S., Benzaghou, F. &. Stief, C. Vascular-targeted photodynamic therapy mit TOOKAD® Soluble bei lokalisiertem Prostatakrebs: Standardisierung des Verfahrens. Welt J. Urol. 33, 937–944 (2015).

Kornman, K., Page, R. & Tonetti, M. Die Wirtsantwort auf die mikrobielle Herausforderung bei Parodontitis: die Spieler zusammenbauen. Paridontologie 2000 14, 33–53 (1997).

Alvarenga, L.H. et al. Parameter für die antimikrobielle photodynamische Therapie an der Parodontaltasche – randomisierte klinische Studie. Photodiagnose Photodyn. Da. 27, 132–136 (2019).

Shrestha, A., Hamblin, M. R. & Kishen, A. Charakterisierung eines Konjugats zwischen Rose Bengal und Chitosan für gezielte Antibiofilm- und Gewebestabilisierungseffekte als potenzielle Behandlung von infiziertem Dentin. Antimikrob. Agenten Chemother. 56, 4876–4884 (2012).

Dovigo, L.N. et al. Fungizide Wirkung der photodynamischen Therapie gegen Fluconazol-resistente Candida albicans und Candida glabrata. Mykosen 54, 123–130 (2011).

Asilian, A. & Davami, M. Vergleich zwischen der Wirksamkeit der photodynamischen Therapie und topischem Paromomycin bei der Behandlung der kutanen Leishmaniose der Alten Welt: eine placebokontrollierte, randomisierte klinische Studie. Klin. Erw. Dermatol. 31, 634–637 (2006).

Borelli, C. et al. In-vivo-Porphyrin-Produktion durch P. Akne bei unbehandelten Aknepatienten und deren Modulation durch Aknebehandlung. Acta Derm. Venereol. 86, 316–319 (2006).

Papageorgiou, D. Phototherapie mit blauem (415 nm) und rotem (660 nm) Licht bei der Behandlung von Akne vulgaris. Gebr. J. Dermatol. 142, 973–978 (2000).

Tegos, G.P.et al. Proteasestabile polykationische Photosensibilisator-Konjugate zwischen Polyethylenimin und Chlorin(e6) zur antimikrobiellen Breitspektrum-Photoinaktivierung. Antimikrob. Agenten Chemother. 50, 1402–1410 (2006).

Valduga, G. Wirkung von extrazellulär erzeugtem Singulett-Sauerstoff auf grampositive und gramnegative Bakterien. J. Photochem. Photobiol. 21, 81–86 (1993).

Soukos, N. S. Photodynamische Wirkungen von Toluidinblau auf humane orale Keratinozyten und Fibroblasten und Streptococcus sanguis in vitro ausgewertet. Laser Surg. Med. 18, 253–259 (1996).

Zhang, J. et al. Ein aktualisierter Überblick über die Entwicklung neuer Photosensibilisatoren für die photodynamische Krebstherapie. Acta Pharm. Sünde. B 8, 137–146 (2018).

Zhang, Q. et al. Schnelle Synthese von γ-Halogenid/Pseudohalogenid-substituierten Cyaninsensoren mit programmierter Erzeugung von Singulett-Sauerstoff. Org. Lette. 21, 2121–2125 (2019).

Zhao, X. et al. Ein von Cyanin abgeleiteter Photosensibilisator mit verbesserter Photostabilität für die auf Mitochondrien ausgerichtete photodynamische Therapie. Chem.-Nr. Komm. 55, 13542–13545 (2019).

Birchler, M. Selektives Targeting und Photokoagulation der okulären Angiogenese, die durch ein von Phagen abgeleitetes humanes Antikörperfragment vermittelt wird. Nat. Biotechn. 17, 984–988 (1999).

Li, D.H., Diao, J.L., Yu, K.G. & Zhou, C.H. Synthese und Antikrebsaktivitäten von porphyrininduzierten Antikrebsmitteln. Kinn. Chem.-Nr. Lette. 18, 1331–1334 (2007).

Brunner, H. & Gruber, N. Carboplatin-enthaltende Porphyrin-Platin-Komplexe als zytotoxische und phototoxische Antitumormittel. Anorganica Chim. Acta 357, 4423–4451 (2004).

Huang, H., Banerjee, S. & Sadler, P.J. Jüngste Fortschritte beim Design gezielter Iridium(III)-Photosensibilisatoren für die photodynamische Therapie. ChemBioChem 19, 1574–1589 (2018).

Wang, C., Tao, H., Cheng, L. &. Liu, Z. Nahinfrarotlicht induzierte in vivo photodynamische Therapie von Krebs auf der Grundlage von Upconversion-Nanopartikeln. Biomaterialien 32, 6145–6154 (2011).

Wang, Z. et al. Nahinfrarot-photokontrollierte therapeutische Freisetzung über Upconversion-Nanokomposite. J. Kontrolle. rel. 324, 104–123 (2020).

Cates, E. L., Cho, M. & Kim, J. H. Konvertieren von sichtbarem Licht in UVC: Mikrobielle Inaktivierung durch Pr 3+ -aktivierte Hochkonversionsmaterialien. Umgebung. Wissenschaft techn. 45, 3680–3686 (2011).

Fan, W. et al. Ein intelligentes Aufkonversions-basiertes mesoporöses Siliciumdioxid-Nanotheranostiksystem für die synergetische Chemo-/Radio-/photodynamische Therapie und gleichzeitige MR-/UCL-Bildgebung. Biomaterialien 35, 8992–9002 (2014).

Fan, W. et al. Intranukleare Biophotonik durch intelligentes Design von nuklearen Targeting-Photo-/Radio-Sensibilisatoren mit gleichzeitig geladenen Upconversion-Nanopartikeln. Biomaterialien 69, 89–98 (2015).

Zhang, Z. et al. Upconversion-Superballs zur programmierbaren Photoaktivierung von Therapeutika. Nat. Komm. 10, 4586 (2019).

Harris, A. L. Hypoxie – ein wichtiger regulatorischer Faktor für das Tumorwachstum. Nat. Rev. Krebs 2, 38–47 (2002).

Zhang, W. et al. Verbesserte photodynamische Therapie durch reduzierte Konzentrationen von intrazellulärem Glutathion, erhalten durch den Einsatz eines Nano-MOF mit Cu(II) als aktivem Zentrum. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 57, 4891–4896 (2018).

Suzuki, S. et al. Prinzipien der aggregationsinduzierten Emission: Design von Deaktivierungswegen für fortgeschrittene AIEgens und Anwendungen. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 59, 9856–9867 (2020).

Zhu, D.et al. Tumor-exozytierte Exosom-/Aggregations-induzierte Luminogen-Hybrid-Nanovesikel ermöglichen eine effiziente Tumorpenetration und photodynamische Therapie. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 132, 13940–13947 (2020).

Cai, X. et al. Multifunktionales Liposom: ein helles AIEgen-Lipid-Konjugat mit starker Photosensibilisierung. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 57, 16396–16400 (2018).

Wang, S. et al. Polymerisationsverstärkte Zwei-Photonen-Photosensibilisierung für eine präzise photodynamische Therapie. ACS Nano 13, 3095–3105 (2019).

Fang, L. et al. Ein inneres Licht integriertes photodynamisches Therapiesystem mit metallorganischem Gerüst zur effektiven Beseitigung tief sitzender Tumorzellen. J. Festkörperchem. 276, 205–209 (2019).

Lu, K., He, C. & Lin, W. Nanoskaliges Metall-organisches Gerüst für die hochwirksame photodynamische Therapie von resistentem Kopf-Hals-Karzinom. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 136, 16712–16715 (2014).

Lu, K., He, C. & Lin, W. Ein chlorinbasiertes nanoskaliges metall-organisches Gerüst für die photodynamische Therapie von Dickdarmkrebs. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 137, 7600–7603 (2015).

Park, J., Jiang, Q., Feng, D., Mao, L. & Zhou, H. C. Größenkontrollierte Synthese von porphyrinischen Metall-organischen Gerüsten und Funktionalisierung für eine gezielte photodynamische Therapie. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 138, 3518–3525 (2016).

Lan, G. et al. Nanoskaliges metall-organisches Gerüst überwindet Hypoxie für eine photodynamische Therapie grundierte Krebsimmuntherapie. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 140, 5670–5673 (2018).

Cheng, Y. et al. Perfluorkohlenstoff-Nanopartikel erhöhen den reaktiven Sauerstoffgehalt und die Hemmung des Tumorwachstums bei der photodynamischen Therapie. Nat. Komm. 6, 8785 (2015).

Scheer, A., Kirsch, M. & Ferenz, K. B. Perfluorcarbone in der photodynamischen und photothermischen Therapie. J. Nanosci. Nanomed. 1, 21–27 (2017).

Chang, K. et al. Einbau von Porphyrin in das π-konjugierte Rückgrat für die Polymerpunkt-sensibilisierte photodynamische Therapie. Biomakromoleküle 17, 2128–2136 (2016).

Meng, Z. et al. Therapeutische Überlegungen und konjugierte polymerbasierte Photosensibilisatoren für die photodynamische Therapie. Makromol. Schnelle Komm. 39, 1700614 (2018).

U. Sah, K. Sharma, N. Chaudhri, M. Sankar und P. Gopinath Staphylococcus aureus. Kolloide surfen. B Biointerfaces 162, 108–117 (2018).

Wang, L. et al. Photodynamischer Effekt funktionalisierter einwandiger Kohlenstoffnanoröhren: ein potenzieller Sensibilisator für die photodynamische Therapie. Nanoskala 6, 4642–4651 (2014).

Huang, H. et al. Gezielte Photoredoxkatalyse in Krebszellen. Nat. Chem.-Nr. 11, 1041–1048 (2019).

Pattison, D.I., Rahmanto, A.S. & Davies, M.J. Photo-Oxidation of Proteins. Photochem. Photobiol. Wissenschaft 11, 38–53 (2012).

Liu, J. Q., Shatskiy, A., Matsuura, B. S. & Karkas, M. D. Jüngste Fortschritte in der Photoredoxkatalyse ermöglichten die Funktionalisierung von α-Aminosäuren und Peptiden: Konzepte, Strategien und Mechanismen. Synthese 51, 2759–2791 (2019).

Rahman, M. et al. Neuere Fortschritte bei diversen decarboxylierenden Reaktionen von Aminosäuren. Erw. Synth. katal. 361, 2161–2214 (2019).

Sato, S. &. Nakamura, H. Ligandengerichtete selektive Proteinmodifikation basierend auf lokaler Einzelelektronentransferkatalyse. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 52, 8681–8684 (2013).

Ichiishi, N. et al. C‐H‐Trifluormethylierung von Peptiden durch freie Radikale durch Schutzgruppen. Chem.-Nr. Wissenschaft 9, 4168–4175 (2018).

Yu, Y.et al. Chemoselektive Peptidmodifikation über photokatalytische Tryptophan-β-Position-Konjugation. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 140, 6797–6800 (2018).

Lee, M., Neukirchen, S., Cabrele, C. &. Reiser, O. Photoredox-katalysierte Entschwefelung von Thiol- und Disulfid-enthaltenden Aminosäuren und kleinen Peptiden durch sichtbares Licht. J.Pept. Wissenschaft 23, 556–562 (2017).

Gao, X.F., Du, J.J., Liu, Z. &, Guo, J. Visible-light-induzierte spezifische Entschwefelung von Cysteinylpeptid und Glycopeptid in wässriger Lösung. Org. Lette. 18, 1166–1169 (2016).

Bottecchia, C., Wei, X. J., Kuijpers, K. P. L., Hessel, V. & Noel, T. Visible light-induzierte Trifluormethylierung und Perfluoralkylierung von Cysteinresten im Batch- und kontinuierlichen Fluss. J. Org. Chem.-Nr. 81, 7301–7307 (2016).

DeForest, C. A. & Anseth, K. S. Photoreversible Musterung von Biomolekülen in klickbasierten Hydrogelen. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 51, 1816–1819 (2012).

Bottecchia, C. et al. Durch sichtbares Licht vermittelte selektive Arylierung von Cystein in Batch und Flow. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 56, 12702–12707 (2017).

Vara, B.A. et al. Skalierbare Thioarylierung ungeschützter Peptide und Biomoleküle unter Ni/Photoredox-Katalyse. Chem.-Nr. Wissenschaft 9, 336–344 (2018).

Choi, H., Kim, M., Jang, J. & Hong, S. Durch sichtbares Licht induzierte Cystein-spezifische Biokonjugation: biokompatible Thiol-En-Klickchemie. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 59, 22514–22522 (2020).

Chen, X. et al. Histidin-spezifische Peptidmodifikation durch durch sichtbares Licht geförderte C-H-Alkylierung. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 141, 18230–18237 (2019).

Wang, C. et al. Durch sichtbares Licht gesteuerte, kupferkatalysierte decarboxylierende C(sp 3 )-H-Alkylierung von Glycin und Peptiden. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 57, 15841–15846 (2018).

Wang, C. et al. Durch sichtbares Licht geförderte C(sp 3 )-H-Alkylierung durch intermolekularen Ladungstransfer: Herstellung nichtnatürlicher α-Aminosäuren und späte Modifikation von Peptiden. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 59, 7461–7466 (2020).

Taylor, M. T., Nelson, J. E., Suero, M. G. & Gaunt, M. J. Eine Proteinfunktionalisierungsplattform basierend auf selektiven Reaktionen an Methioninresten. Natur 562, 563–568 (2018).

Jori, G., Galiazzo, G., Marzotto, A. &. Scoffone, E. Farbstoff-sensibilisierte selektive Photooxidation von Methioxin. Biochem. Biophys. Acta 154, 1–9 (1968).

Clarke, A. K., Parkin, A., Taylor, R. J. K., Unsworth, W. P. & Rossi-Ashton, J. A. Photokatalytische Desoxygenierung von Sulfoxiden mit sichtbarem Licht: mechanistische Untersuchungen und synthetische Anwendungen. ACS-Katal. 10, 5814–5820 (2020).

Aycock, R. A., Pratt, C. J. & Jui, N. T. Aminoalkylradikale als leistungsstarke Zwischenprodukte für die Synthese nichtnatürlicher Aminosäuren und Peptide. ACS-Katal. 8, 9115–9119 (2018).

de Bruijn, A. D. & Roelfes, G. Chemische Modifikation von dehydratisierten Aminosäuren in natürlichen antimikrobiellen Peptiden durch Photoredoxkatalyse. Chem.-Nr. EUR. J. 24, 11314–11318 (2018).

Josephson, B. et al. Lichtgetriebene posttranslationale Installation reaktiver Proteinseitenketten. Natur 585, 530–537 (2020).

Talla, A. et al. Metallfreie photokatalytische aerobe Oxidation von Thiolen zu Disulfiden im Batch- und Continuous-Flow. Erw. Synth. katal. 357, 2180–2186 (2015).

Bottecchia, C. et al. Batch- und Flow-Synthese von Disulfiden durch durch sichtbares Licht induziertes TiO2 Photokatalyse. ChemSusChem 9, 1781–1785 (2016).

Lee, H. et al. Photoredox-Ni-katalysierte Peptid-C(sp 2 )-O-Kreuzkupplung: von intermolekularen Reaktionen bis zur Seitenketten-Schwanz-Makrocyclisierung. Chem.-Nr. Wissenschaft 10, 5073–5078 (2019).

Olson, R. A., Korpusik, A. B. & Sumerlin, B. S. Erleuchtende Fortschritte in der Polymerbiokonjugatchemie: lichtbasierte Techniken zum Pfropfen auf und von Biomakromolekülen. Chem.-Nr. Wissenschaft 11, 5142–5156 (2020).

Malins, L. R. Peptidmodifikation und Cyclisierung durch Übergangsmetallkatalyse. Curr. Meinung. Chem.-Nr. Biol. 46, 25–32 (2018).

Garreau, M., Le Vaillant, F. &. Waser, J. C-terminale Biokonjugation von Peptiden durch photoredoxkatalysierte decarboxylierende Alkinylierung. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 58, 8182–8186 (2019).

Bloom, S. et al. Decarboxylierende Alkylierung zur ortsselektiven Biokonjugation nativer Proteine ​​über Oxidationspotentiale. Nat. Chem.-Nr. 10, 205–211 (2018).

Goodnow, R. A. Jr., Dumelin, C. E. & Keefe, A. D. DNA-encoded Chemistry: Ermöglichung der tieferen Abtastung des chemischen Raums. Nat. Rev. Drug Discovery. 16, 131–147 (2017).

Kölmel, D.K., Loach, R.P., Knauber, T. &. Flanagan, M.E. Einsatz von Photoredoxkatalyse für DNA-kodierte Chemie: decarboxylierende Alkylierung von α-Aminosäuren. ChemMedChem 13, 2159–2165 (2018).

Kölmel, D.K. et al. Decarboxylierende Arylierung auf der DNA: Verschmelzung von Photoredox mit Nickelkatalyse in Wasser. ACS-Kamm. Wissenschaft 21, 588–597 (2019).

Kölmel, D.K. et al. Photokatalytische [2 + 2]-Cycloaddition in der DNA-kodierten Chemie. Org. Lette. 22, 2908–2913 (2020).

Phelan, J.P.et al. Open-Air-Alkylierungsreaktionen in der photoredoxkatalysierten DNA-kodierten Bibliothekssynthese. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 141, 3723–3732 (2019).

Badir, S.O.et al. Multifunktionale Bausteine, die mit Photoredox-vermittelter Alkylierung kompatibel sind, für die DNA-kodierte Bibliothekssynthese. Org. Lette. 22, 1046–1051 (2020).

Fancy, D. A. & Kodadek, T. Chemie zur Analyse von Protein-Protein-Wechselwirkungen: schnelle und effiziente Vernetzung, ausgelöst durch langwelliges Licht. Proz. Natl Acad. Wissenschaft Vereinigte Staaten von Amerika 96, 6020–6024 (1999).

DuRoux-Richard, I. et al. Durch ein Rutheniumchelat photosensibilisierte Vernetzung als Werkzeug zur Markierung und topographischen Untersuchung von G-Protein-gekoppelten Rezeptoren. Chem.-Nr. Biol. 12, 15–24 (2005).

Kim, K., Fancy, D.A., Carney, D. &. Kodadek, T. Photoinduzierte Proteinvernetzung vermittelt durch Palladiumporphyrine. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 121, 11896–11897 (1999).

Preston, G. W. & Wilson, A. J. Photo-induzierte kovalente Vernetzung zur Analyse biomolekularer Wechselwirkungen. Chem.-Nr. Soz. Rev. 42, 3289–3301 (2013).

Sato, S., Tsushima, M. & Nakamura, H. Zielproteinselektive Inaktivierung und Markierung mit einem oxidativen Katalysator. Org. Biomol. Chem.-Nr. 16, 6168–6179 (2018).

Bitan, G. & Teplow, D. B. Rapid photochemical cross-linking – ein neues Werkzeug für die Untersuchung metastabiler, amyloidogener Proteinaggregate. Gem. Chem.-Nr. Res. 37, 357–364 (2004).

Bitan, G., Lomakin, A. & Teplow, D. B. Amyloid-β-Protein-Oligomerisierung: Pränukleations-Wechselwirkungen, die durch photoinduzierte Vernetzung von unmodifizierten Proteinen gezeigt werden. J. Biol. Chem.-Nr. 276, 35176–35184 (2001).

Clerico, E. M., Szymanska, A. & Gierasch, L. M. Erforschung der Wechselwirkungen zwischen Signalsequenzen und E coli SRP durch zwei verschiedene und komplementäre Vernetzungsmethoden. Biopolymere 92, 201–211 (2009).

Lin, H. J. & Kodadek, T. Photoinduzierte oxidative Vernetzung als Methode zur Bewertung der Spezifität von Protein-Ligand-Wechselwirkungen. J.Pept. Res. 65, 221–228 (2005).

Tong, M.H.et al. Herstellung von Protein-Mikromustern mit kontrollierbaren mechanischen Eigenschaften auf der Grundlage einer photochemischen Multiphotonen-Vernetzung für Einzelzell-Zugkraftmessungen. Wissenschaft Repräsentant 6, 20063 (2016).

Basu, S. &. Campagnola, P.J. Properties of Crosslinked Protein Matrices for Tissue Engineering Applications, synthetisiert durch Multiphotonen-Anregung. J. Biomed. Mater. Res. EIN 71, 359–368 (2004).

Pitts, J. D. et al. Neue Photoaktivatoren für Multiphotonen-angeregte dreidimensionale Submikron-Vernetzung von Proteinen: Rinderserumalbumin und Typ-1-Kollagen. Photochem. Photobiol. 76, 135–144 (2002).

Pitts, J. D., Campagnola, P. J., Epling, A. & Goodman, S. L. Submikron-Multiphotonen-Freiformherstellung von Proteinen und Polymeren: Studien zu Reaktionseffizienzen und Anwendungen bei verzögerter Freisetzung. Makromoleküle 33, 1514–1523 (2000).

Carrette, L. L., Gyssels, E., De Laet, N. & Madder, A. Furan-Oxidationsbasierte Vernetzung: ein neuer Ansatz für die Untersuchung und das Targeting von Nukleinsäure- und Protein-Wechselwirkungen. Chem.-Nr. Komm. 52, 1539–1554 (2016).

Favre, A. et al. 4-Thiouridin photosensibilisierte RNA-Protein-Vernetzung in Säugerzellen. Biochem. Biophys. Res. Komm. 141, 847–854 (1986).

Stevens, K. et al. Durch Furan-Oxidation ausgelöste induzierbare DNA-Vernetzung: azyklische versus zyklische Furan-haltige Bausteine ​​– zugunsten der Wiederherstellung des zyklischen Zuckerrückgrats. Chem.-Nr. EUR. J. 17, 6940–6953 (2011).

Stevens, K. &. Madder, A. Furan-modifizierte Oligonukleotide für schnelle, ertragreiche und ortsselektive DNA-Inter-Strang-Quervernetzung mit nicht-modifizierten Komplementen. Nukleinsäuren Res. 37, 1555–1565 (2009).

Op de Beeck, M. &. Madder, A. Sequenzspezifische DNA-Vernetzung, ausgelöst durch sichtbares Licht. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 134, 10737–10740 (2012).

De Laet, N. &. Madder, A. Synthese und Bewertung von Methylenblau-Oligonukleotid-Konjugaten für die DNA-Interstrang-Quervernetzung. J. Photochem. Photobiol. Ein Chem. 318, 64–70 (2016).

Llamas, E. M., Tome, J. P. C., Rodrigues, J. M. M., Torres, T. &. Madder, A. Porphyrin-based Photosensitizers and their DNA Conjugates for Singulett-Sauerstoff-induzierter Nucleinsäure-Interstrang-Crosslinking. Org. Biomol. Chem.-Nr. 15, 5402–5409 (2017).

Schmidt, M. J. & Summerer, D. Rotlicht-kontrollierte Protein-RNA-Vernetzung mit einem genetisch kodierten Furan. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 52, 4690–4693 (2013).

Liu, Z., Wilkie, A., Clemens, M. & Smith, C. Nachweis von doppelsträngigen RNA-Protein-Wechselwirkungen durch Methylenblau-vermittelte Photovernetzung. RNA 2, 611–621 (1996).

Ja, S. et al. Rotlicht-initiierte Vernetzung von NIR-Sonden mit zytoplasmatischer RNA: eine innovative Strategie für verlängerte Bildgebung und unerwartete Tumorsuppression. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 142, 21502–21512 (2020).

Ark, M., Cosman, P.H., Boughton, P. & Dunstan, C.R. Review: Photochemical Tissue Bonding (PTB) Methoden für nahtlose Gewebeadhäsion. Int. J. klebt. Klebt 71, 87–98 (2016).

Shen, H., Spikes, J., Kopecekova, P. &. Kopecek, J. Photodynamic crosslinking of proteines. I. Modellstudien unter Verwendung von Histidin- und Lysin-enthaltenden N-(2-Hydroxypropyl)methacrylamid-Copolymeren. J. Photochem. Photobiol. B Biol. 34, 203–210 (1995).

Spikes, J., Shen, H., Kopecekova, P. &. Kopecek, J. Photodynamic crosslinking of proteines. III. Kinetik der FMN- und Bengalrosen-sensibilisierten Photooxidation und intermolekularen Vernetzung von Modelltyrosin-haltigen N-(2-Hydroxypropyl)methacrylamid-Copolymeren. Photochem. Photobiol. 70, 130–137 (1999).

Shen, H., Spikes, J., Smith, CJ & Kopecek, J. Photodynamische Vernetzung von Proteinen: V. Natur der Tyrosin-Tyrosin-Bindungen gebildet in der FMN-sensibilisierten intermolekularen Vernetzung von N-Acetyl-l -Tyrosin. J. Photochem. Photobiol. Ein Chem. 133, 115–122 (2000).

Shen, H., Spikes, J., Smith, C. J. & Kopecek, J. Photodynamic crosslinking of proteines: IV. Natur der His-His-Bindung(en), die bei der mit Bengalrosa photosensibilisierten Vernetzung von N-Benzoyl-L-histidin gebildet wird. J. Photochem. Photobiol. Ein Chem. 130, 1–6 (2000).

Vanerio, N., Stijnen, M., de Mol, B. & Kock, L.M. Biomedical applications of photo- and sono-activated Rose Bengal: a review. Photobiomodul. Fotomed. Laser-Surg. 37, 383–394 (2019).

Bekesi, N. et al. Biomechanische Veränderungen nach In-vivo-Kollagenvernetzung mit Bengalrosa-Grünlicht und Riboflavin-UVA. Investieren. Ophthalmol. Vis. Wissenschaft 58, 1612–1620 (2017).

Jeon, E.Y.et al. Schnell lichtaktivierbarer chirurgischer Proteinkleber, inspiriert von Muscheladhäsion und Insektenstrukturvernetzung. Biomaterialien 67, 11–19 (2015).

Wertheimer, C.M.et al. Verbesserung der photosensibilisierten Proteinvernetzung von Bengalrosa in der Hornhaut. Investieren. Ophthalmol. Vis. Wissenschaft 60, 1845–1852 (2019).

Fuentes-Lemus, E. et al. Die Bindung von Bengalrosa an Lysozym moduliert die Photooxidation und Vernetzungsreaktionen mit Tyrosin und Tryptophan. Freies Radikal. Biol. Med. 143, 375–386 (2019).

Alarcon, E. I. et al. Rose Bengal-Bindung an Kollagen und Gewebe-Photobonding. ACS Omega 2, 6646–6657 (2017).

Mancini, M., Edwards, AM, Becker, AI, de Ioannes, A. &, Silva, E. Reaktivität von monoklonalen Antikörpern gegen ein Tryptophan-Riboflavin-Addukt gegenüber bestrahlten und nicht bestrahlten Rinder-Augenlinsen-Proteinfraktionen: ein Indikator für in vivo durch sichtbares Licht vermittelte Phototransformationen. Photochem. Photobiol. B Biol. 55, 9–15 (2000).

Keutemeyer, K. et al. Zwei-Photonen-induzierte Kollagenvernetzung in bioartifiziellem Herzgewebe. Opt.-Nr. ausdrücken 19, 15996–16007 (2011).

Redmond, R. W. &. Kochevar, I. E. Medical applications of Rose Bengal- und Riboflavin-photosensitized protein crosslinking. Photochem. Photobiol. 95, 1097–1115 (2019).

Vashi, A. V., Werkmeister, J. A., Vuocolo, T., Elvin, C. M. & Ramshaw, J. A. Stabilisierung von Kollagengeweben durch Photovernetzung. J. Biomed. Mater. Res. EIN 100, 2239–2243 (2012).

Sando, L. et al. Die photochemische Vernetzung von löslichen Wollkeratinen erzeugt ein mechanisch stabiles Biomaterial, das die Zelladhäsion und -proliferation unterstützt. J. Biomed. Mater. Res. EIN 95, 901–911 (2010).

Elvin, C.M.et al. Bewertung von photovernetztem Fibrinogen als schneller und starker Gewebekleber. J. Biomed. Mater. Res. EIN 93, 687–695 (2010).

Bjork, J. W., Johnson, S. L. & Tranquillo, R. T. Ruthenium-catalyzed photo crosslinking of fibrin-based engineering Tissue. Biomaterialien 32, 2479–2488 (2011).

Bahney, C. S. et al. Photoinitiierung durch sichtbares Licht von mesenchymalen Stammzellen-beladenen bioresponsiven Hydrogelen. EUR. Zelle. Mater. 22, 43–55 (2016).

Ellis-Davies, G. C. Caged-Verbindungen: Photorelease-Technologie zur Kontrolle der Zellchemie und -physiologie. Nat. Methoden 4, 619–628 (2007).

Ryu, K. A. et al. Lichtgesteuerte in-vivo-Aktivierung von angeborenen Immunzellen mit photoaktivierbarem TLR 2/6-Agonisten. Wissenschaft Repräsentant 7, 8074 (2017).

Ryu, K. A., Stutts, L., Tom, J. K., Mancini, R. J. & Esser-Kahn, A. P. Stimulation of annate immuno cells by light-activated TLR7/8 agonists. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 136, 10823–10825 (2014).

Peterson, J. A. et al. Familie von BODIPY-Photokäfigen, die durch einzelne Photonen des sichtbaren/nahen Infrarotlichts gespalten werden. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 140, 7343–7346 (2018).

Sitkowska, K. et al. Rotlichtempfindliche BODIPY-Lichtschutzgruppen für Amine und ihre biologische Anwendung bei der Kontrolle des Herzrhythmus. Chem.-Nr. Komm. 56, 5480–5483 (2020).

Slanina, T. et al. Auf der Suche nach dem perfekten Photokäfig: Struktur-Reaktivitäts-Beziehungen in meso-Methyl BODIPY photoentfernbare Schutzgruppen. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 139, 15168–15175 (2017).

Kim, K. T., Angerani, S., Chang, D. &. Winssinger, N. Coupling of DNA Circuit and Template-gestützte Reaktionen für quadratische Amplifikation und Freisetzung funktioneller Moleküle. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 141, 16288–16295 (2019).

Sadhu, K. K., Eierhoff, T., Romer, W. &. Winssinger, N. Photoreduktive Freilegung von Fluorophoren als Reaktion auf Protein-Oligomere durch templatgesteuerte Reaktion in vitro und in Zellulo. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 134, 20013–20016 (2012).

Rothlingshofer, M., Gorska, K. & Winssinger, N. Nukleinsäure-Templatfreisetzung von Fluorophoren unter Verwendung von Ru-katalysierter Photoreduktion mit sichtbarem Licht. Org. Lette. 14, 482–485 (2012).

Holtzer, L. et al. Nukleinsäure-gesteuerte chemische Reaktion in einem lebenden Wirbeltier. ACS Cent. Wissenschaft 2, 394–400 (2016).

Sadhu, K. K. & Winssinger, N. Nachweis von miRNA in lebenden Zellen durch Verwendung von templatgestützten Ru II -katalysierten Demaskierung eines Fluorophors. Chem.-Nr. EUR. J. 19, 8182–8189 (2013).

Lindberg, E., Angerani, S., Anzola, M. &. Winssinger, N. Luciferase-induzierte photoreduktive Freisetzung von niedermolekularen Effektoren. Nat. Komm. 9, 3539 (2018).

Klausen, M., Dubois, V., Verlhac, J. B. & Blanchard-Desce, M. Tandemsysteme für die Zwei-Photonen-Freisetzung bioaktiver Moleküle. ChemPlusChem 84, 589–598 (2019).

Korzycka, K. A. et al. Zweiphotonenempfindliche Schutzgruppen, die über intramolekularen Elektronentransfer wirken: Entkämmung von GABA und Tryptophan. Chem.-Nr. Wissenschaft 6, 2419–2426 (2015).

Gorka, A. P. & Schnermann, M. J. Nutzung der Cyanin-Photooxidation: von der Verlangsamung des Photobleichens bis zum Uncaging im nahen IR. Curr. Meinung. Chem.-Nr. Biol. 33, 117–125 (2016).

Nani, R.R. et al. In-vivo-Aktivierung von Duocarmycin-Antikörper-Konjugaten durch Nahinfrarotlicht. ACS Cent. Wissenschaft 3, 329–337 (2017).

Nani, R. R., Gorka, A. P., Nagaya, T., Kobayashi, H. & Schnermann, M. J. Nah-IR-Licht-vermittelte Spaltung von Antikörper-Wirkstoff-Konjugaten unter Verwendung von Cyanin-Photokäfigen. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 54, 13635–13638 (2015).

Arian, D., Kovbasyuk, L. &. Mokhir, A. 1,9-Dialkoxyanthracen als 1 O2-empfindlicher Linker. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 133, 3972–3980 (2011).

Meyer, A. & Mokhir, A. RNA-Interferenz, gesteuert durch Licht variabler Wellenlänge. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 53, 12840–12843 (2014).

Patil, S.P. et al. Supramolekulare Selbstorganisation von Histidin-verkapptem Dialkoxy-Anthracen: eine durch sichtbares Licht ausgelöste Plattform für den einfachen siRNA-Transport. Chem.-Nr. EUR. J. 22, 13789–13793 (2016).

Wang, H. et al. Die Photokatalyse ermöglicht die Freisetzung bioaktiver Moleküle in lebenden Zellen durch sichtbares Licht. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 58, 561–565 (2019).

Klan, P. et al. Photoentfernbare Schutzgruppen in Chemie und Biologie: Reaktionsmechanismen und Wirksamkeit. Chem.-Nr. Rev. 113, 119–191 (2013).

Smirnova, J., Woll, D., Pfleiderer, W. & Steiner, U. E. Synthese von Käfignukleosiden mit photoentfernbaren Schutzgruppen, die an intramolekulare Antennen gebunden sind. Helv. Chim. Acta 88, 891–904 (2005).

Woll, D., Smirnova, J., Pfleiderer, W. & Steiner, U. E. Hocheffiziente photolabile Schutzgruppen mit intramolekularem Energietransfer. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 45, 2975–2978 (2006).

Woll, D. et al. Intramolekulare Sensibilisierung der Photospaltung der photolabilen 2-(2-Nitrophenyl)propoxycarbonyl (NPPOC)-Schutzgruppe: Photoprodukte und Photokinetik der Freisetzung von Nukleosiden. Chem.-Nr. EUR. J. 14, 6490–6497 (2008).

Röthlingshöfer, M., Gorska, K. & Winssinger, N. Nukleinsäure-gestützter Energietransfer, der zu einer Photofreisetzungsreaktion führt, und ihre Anwendung auf ein System, das eine nichtlineare Reaktion zeigt. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 133, 18110–18113 (2011).

Papageorgiou, D., Ogden, D. & Corrie, J.E.T. Ein antennensensibilisiertes 1-Acyl-7-nitroindolin, das gute Löslichkeitseigenschaften in Gegenwart von Calciumionen aufweist und zur Verwendung als Käfig-l-Glutamat in der Neurowissenschaft geeignet ist. Photochem. Photobiol. Wissenschaft 7, 423–432 (2008).

Gug, S. et al. Molekulares Engineering photoentfernbarer Schutzgruppen für die Zwei-Photonen-Freisetzung. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 47, 9525–9529 (2008).

Picard, S. et al. Tandem-Triadensysteme basierend auf FRET zur Zweiphotonen-induzierten Freisetzung von Glutamat. Chem.-Nr. Komm. 49, 10805–10807 (2013).

Cueto Diaz, E. et al. Kooperative Veratryl- und Nitroindolin-Käfige für die Zwei-Photonen-Freisetzung im NIR. Chem.-Nr. EUR. J. 22, 10848–10859 (2016).

Yang, Y. et al. In-vitro- und In-vivo-Freisetzung und Biolumineszenz-Bildgebung unter Verwendung von photoaktivierbaren Upconversion-Nanopartikeln. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 51, 3125–3129 (2012).

Chu, H., Zhao, J., Mi, Y., Zhao, Y. & Li, L. Nahinfrarotlicht-initiierte Hybridisierungskettenreaktion zur räumlich und zeitlich aufgelösten Signalverstärkung. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 58, 14877–14881 (2019).

Yang, Y., Liu, F., Liu, X. & Xing, B. NIR-Licht-kontrollierte Photofreisetzung von siRNA und ihre gezielte intrazelluläre Abgabe basierend auf Upconversion-Nanopartikeln. Nanoskala 5, 231–238 (2013).

Zhao, L. et al. Nahinfrarot-photoregulierte Wirkstofffreisetzung in lebendem Tumorgewebe über Dotterschalen-Upconversion-Nanokäfige. Erw. Funktion Mater. 24, 363–371 (2013).

Yanai, N. & Kimizuka, N. Neue Triplett-Sensibilisierungsrouten für die Photonen-Hochkonversion: thermisch aktivierte verzögerte Fluoreszenzmoleküle, anorganische Nanokristalle und Singulett-zu-Triplett-Absorption. Gem. Chem.-Nr. Res. 50, 2487–2495 (2017).

Huang, L. et al. Erweiterung der Anti-Stokes-Verschiebung in der Aufwärtskonversion der Triplett-Triplett-Annihilation für die In-vivo-Aktivierung von Antikrebs-Prodrugs. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. 56, 14400–14404 (2017).

Budayeva, H. G. & Kirkpatrick, D. S. Überwachung von Proteingemeinschaften und ihrer Reaktionen auf Therapeutika. Nat. Rev. Drug Discovery. 19, 414–426 (2020).

Budayeva, H. G. & Cristea, I. M. in Fortschritte der Massenspektrometrie in der biomedizinischen Forschung (Hrsg. Woods, A.G. &. Darie, C.C.) 263–282 (Springer, 2014).

Kim, D.I. & Roux, K.J. Filling the void: Proximity-based labeling of Proteins in living cells. Trends Zellbiol. 26, 804–817 (2016).

Sato, S., Hatano, K., Tsushima, M. &. Nakamura, H. 1-Methyl-4-aryl-urazol (MAURa) markiert Tyrosin in der Nähe von Ruthenium-Photokatalysatoren. Chem.-Nr. Komm. 54, 5871–5874 (2018).

Bart, H. A. et al. Photokatalytische Proximity-Markierung von MCL-1 durch einen BH3-Liganden. Komm. Chem.-Nr. 2, 133 (2019).

Tsushima, M., Sato, S., Niwa, T., Taguchi, H. &. Nakamura, H. Chemische Markierung von Katalysator-Nähe-Proteinen auf Affinitätsperlen, die auf endogene Lektine abzielen. Chem.-Nr. Komm. 55, 13275–13278 (2019).

T.L. et al. Photoaktivierbare Proteinmarkierung durch Singulett-Sauerstoff-vermittelte Reaktionen. Bioorg Med. Chem.-Nr. Lette. 26, 3359–3363 (2016).

Jacobson, K., Rajfur, Z., Vitriol, E. & Hahn, K. Chromophor-unterstützte Laserinaktivierung in der Zellbiologie. Trends Zellbiol. 18, 443–450 (2008).

McLean, M.A. et al. Mechanismus der chromophorunterstützten Laserinaktivierung bei Verwendung fluoreszierender Proteine. Anal. Chem.-Nr. 81, 1755–1761 (2009).

Sano, Y., Watanabe, W. & Matsunaga, S. Chromophor-unterstützte Laserinaktivierung – hin zu einer räumlich-zeitlichen-funktionellen Analyse von Proteinen und der Ablation von Chromatin, Organellen und Zellfunktionen. J. Cell Sci. 127, 1621–1629 (2014).

Jay, D. G. Selektive Zerstörung der Proteinfunktion durch Chromophor-unterstützte Laserinaktivierung. Proz. Natl Acad. Wissenschaft Vereinigte Staaten von Amerika 85, 5454–5458 (1988).

Lepock, J. R., Thompson, J. E. &. Kruuv, J. Photoinduzierte Vernetzung von Membranproteinen durch Fluoresceinisothiocyanat. Biochem. Biophys. Res. Komm. 85, 344–350 (1978).

Liao, J. &. Jay, D. G. Chromophor-unterstützte Laserinaktivierung von Untereinheiten des T-Zell-Rezeptors in lebenden Zellen ist räumlich begrenzt. Photochem. Photobiol. 62, 923–929 (1995).

Wang, F., Wolenski, J., Cheney, R., Mooseker, M. & Jay, D.G. Function of Myosin-V in filopodial extension of neuronal growth cones. Wissenschaft 273, 660–663 (1996).

Buchstaller, A. & Jay, D.G. Mikroskalige Chromophor-unterstützte Laserinaktivierung von Nervenwachstumskegelproteinen. Mikrosc. Res. Technik. 48, 97–106 (2000).

Lee, J. S., Lee, B. I. & Park, C. B. Photoinduzierte Hemmung der Alzheimer-β-Amyloid-Aggregation in vitro durch Bengalrosen. Biomaterialien 38, 43–49 (2015).

Leshem, G. et al. Photoaktives Chlorin e6 ist ein multifunktionaler Modulator der Amyloid-β-Aggregation und -Toxizität über spezifische Wechselwirkungen mit seinen Histidinresten. Chem.-Nr. Wissenschaft 10, 208–217 (2019).

Lee, B. I., Suh, Y. S., Chung, Y. J., Yu, K. & Park, C. B. Licht in die Alzheimer-β-Amyloidose: Photosensibilisiertes Methylenblau hemmt die Selbstorganisation von β-Amyloid-Peptiden und zersetzt ihre Aggregate. Wissenschaft Repräsentant 7, 7523 (2017).

Ni, J. et al. Nahinfrarot photoaktivierbare Oxygenierungskatalysatoren von Amyloidpeptiden. Chem 4, 807–820 (2018).

Horstkotte, E. et al. Zum Verständnis des Mechanismus der Chromophor-unterstützten Laserinaktivierung – ein Beweis für die primären photochemischen Schritte. Photochem. Photobiol. 81, 358–366 (2005).

Sato, S., Morita, K. &. Nakamura, H. Regulation des Zielprotein-Knockdowns und Markierung mit ligandengesteuertem Ru(bpy)3-Photokatalysator. Biokonjug. Chem.-Nr. 26, 250–256 (2015).

Lee, J., Udugamasooriya, D.G., Lim, H.S. &. Kodadek, T. Potente und selektive Photoinaktivierung von Proteinen mit Peptoid-Ruthenium-Konjugaten. Nat. Chem.-Nr. Biol. 6, 258–260 (2010).

Davies, M. J. Singulett-sauerstoffvermittelte Schädigung von Proteinen und ihre Folgen. Biochem. Biophys. Res. Komm. 305, 761–770 (2003).

Wang, F. &. Jay, D. G. Chromophor-assisted Laser Inactivation (CALI): Untersuchung der Proteinfunktion in situ mit hoher räumlicher und zeitlicher Auflösung. Trends Zellbiol. 6, 442–445 (1996).

Yasueda, Y. et al. Eine Reihe von Organellen-lokalisierbaren reaktiven Molekülen für die mitochondriale chemische Proteomik in lebenden Zellen und Hirngeweben. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 138, 7592–7602 (2016).

Fujisawa, A., Tamura, T., Yasueda, Y., Kuwata, K. &. Hamachi, I. Chemisches Profiling des endoplasmatischen Retikulum-Proteoms unter Verwendung von Designer-Markierungsreagenzien. Marmelade. Chem.-Nr. Soz. 140, 17060–17070 (2018).

Tamura, T., Takato, M., Shiono, K. &. Hamachi, I. Entwicklung einer photoaktivierbaren Proximity-Markierungsmethode zur Identifizierung von Kernproteinen. Chem.-Nr. Lette. 49, 145–148 (2020).

Couzens, A. L. et al. Das Proteininteraktionsnetzwerk des Säugetier-Hippo-Signalwegs enthüllt Mechanismen von Kinase-Phosphatase-Wechselwirkungen. Wissenschaft Signal. 6, rs15 (2013).

Loh, K.H. et al. Proteomische Analyse unbegrenzter Zellkompartimente: synaptische Spalten. Zelle 166, 1295–1307 (2016).

Phelan, J. D. et al. Ein Multiprotein-Superkomplex, der die onkogene Signalübertragung bei Lymphomen steuert. Natur 560, 387–391 (2018).

Geri, J.B.et al. Mikroumgebungskartierung über Dexter-Energietransfer auf Immunzellen. Wissenschaft 367, 1091–1097 (2020).


Anzeichen und Symptome einer Zerebralparese

Das Erreichen der erwarteten Entwicklungsmaßstäbe des Säuglings- und Kindesalters – Sitzen, Rollen, Krabbeln, Stehen und Gehen – bereitet den Eltern große Freude, aber was ist, wenn sich der Entwicklungsplan eines Kindes verzögert? Es gibt viele verräterische Anzeichen dafür, dass ein Kind eine Zerebralparese haben kann, aber diese Faktoren können auf viele Erkrankungen hinweisen.

Anzeichen und Symptome von Zerebralparese

Die Anzeichen einer Zerebralparese unterscheiden sich von den Symptomen einer Zerebralparese.

Anzeichen sind klinisch identifizierbare Auswirkungen von Hirnverletzungen oder Fehlbildungen, die eine Zerebralparese verursachen. Ein Arzt wird während der Untersuchung und des Tests Anzeichen eines gesundheitlichen Problems feststellen.

Symptome hingegen sind Wirkungen, die das Kind fühlt oder äußert, die Symptome sind nicht unbedingt sichtbar.

Beeinträchtigungen, die aus einer Zerebralparese resultieren, variieren im Schweregrad, normalerweise in Korrelation mit dem Grad der Verletzung des Gehirns. Da es sich bei Zerebralparese um eine Gruppe von Erkrankungen handelt, variieren die Anzeichen und Symptome von Person zu Person.

Die Hauptwirkung der Zerebralparese ist eine Beeinträchtigung des Muskeltonus, der Grob- und Feinmotorik, des Gleichgewichts, der Kontrolle, der Koordination, der Reflexe und der Körperhaltung. Eine orale motorische Dysfunktion wie Schluck- und Fütterschwierigkeiten, Sprachstörungen und ein schlechter Tonus der Gesichtsmuskulatur können ebenfalls auf eine Zerebralparese hinweisen.

Assoziative Zustände wie Sinnesstörungen, Krampfanfälle und Lernbehinderungen, die nicht auf dieselbe Hirnverletzung zurückzuführen sind, treten bei Zerebralparese häufig auf. Wenn vorhanden, können diese assoziativen Zustände zu einer klinischen Diagnose einer Zerebralparese beitragen.

Viele Anzeichen und Symptome sind bei der Geburt nicht sofort sichtbar, außer in einigen schweren Fällen, und können innerhalb der ersten drei bis fünf Lebensjahre auftreten, wenn sich Gehirn und Kind entwickeln.

In diesen Fällen ist das offensichtlichste frühe Anzeichen einer Zerebralparese eine Entwicklungsverzögerung. Verzögerungen beim Erreichen wichtiger Wachstumsmeilensteine, wie zum Beispiel Rollen, Sitzen, Krabbeln und Gehen, geben Anlass zur Sorge. Die Praktizierenden werden auch nach Anzeichen wie abnormalem Muskeltonus, ungewöhnlicher Körperhaltung, anhaltenden Säuglingsreflexen und einer frühen Entwicklung der Handpräferenz suchen.

Wenn die Entbindung traumatisch war oder während der Schwangerschaft oder Geburt signifikante Risikofaktoren aufgetreten sind, können Ärzte sofort eine Zerebralparese vermuten. Bei mittelschweren bis leichten Fällen von Zerebralparese bemerken die Eltern oft zuerst, ob sich das Kind nicht planmäßig entwickelt. Wenn Eltern beginnen, Zerebralparese zu vermuten, werden sie wahrscheinlich ihren Arzt bitten wollen, ihr Kind auf Zerebralparese zu untersuchen.

Die meisten Experten sind sich einig, je früher die Diagnose einer Zerebralparese gestellt werden kann, desto besser.

Einige warnen jedoch davor, eine zu frühe Diagnose zu stellen, und warnen davor, dass andere Erkrankungen zuerst ausgeschlossen werden müssen. Da Zerebralparese das Ergebnis einer Hirnverletzung ist und sich das Gehirn in den ersten Lebensjahren weiter entwickelt, können frühe Tests die Erkrankung möglicherweise nicht erkennen. Später kann derselbe Test jedoch das Problem tatsächlich aufdecken.

Je früher eine Diagnose gestellt wird, desto früher kann ein Kind in Frühinterventionsprogramme und Behandlungsprotokolle aufgenommen werden. Frühe Interventionen und Therapien haben bewiesen, dass sie einem Kind helfen, sein zukünftiges Potenzial zu maximieren. Eine frühzeitige Diagnose hilft Familien auch, sich für staatliche Leistungsprogramme zu qualifizieren, um solche Maßnahmen zu bezahlen.

Acht klinische Anzeichen einer Zerebralparese

Da Zerebralparese am häufigsten in den ersten Lebensjahren diagnostiziert wird, wenn ein Kind zu jung ist, um seine Symptome effektiv zu kommunizieren, sind Anzeichen die wichtigste Methode, um die Wahrscheinlichkeit einer Zerebralparese zu erkennen.

Zerebralparese ist eine neurologische Erkrankung, die hauptsächlich orthopädische Beeinträchtigungen verursacht. Zerebralparese wird durch eine Hirnverletzung oder eine Hirnanomalie verursacht, die die Gehirnzellen stört, die für die Kontrolle von Muskeltonus, -kraft und -koordination verantwortlich sind. Wenn ein Kind heranwächst, wirken sich diese Veränderungen auf die Skelett- und Gelenkentwicklung aus, was zu Beeinträchtigungen und möglicherweise Deformitäten führen kann.

Die acht klinischen Symptome umfassen Muskeltonus, Bewegungskoordination und -kontrolle, Reflexe, Körperhaltung, Gleichgewicht, Grobmotorik, Feinmotorik und Mundmotorik. Diese werden im Folgenden detailliert beschrieben.


Muskeltonus
Das auffälligste Zeichen der Zerebralparese ist die Beeinträchtigung des Muskeltonus – die Fähigkeit der Muskeln, durch Aufrechterhaltung des richtigen Widerstands zusammenzuarbeiten. Muskeln koordinieren sich mit anderen Muskeln, oft paarweise. Da sich einige Muskeln zusammenziehen, müssen sich andere entspannen. Sogar etwas so Einfaches wie Sitzen erfordert die Koordination vieler Muskeln, von denen einige sich beugen, während andere sich entspannen. Die Hirnverletzung oder Fehlbildung, die die Zerebralparese verursacht hat, beeinträchtigt die Fähigkeit des Zentralnervensystems, die Muskelbewegung zu koordinieren.

Muskeltonus

Der richtige Muskeltonus ermöglicht es den Gliedmaßen, sich ohne Schwierigkeiten zu beugen und zusammenzuziehen, sodass eine Person ohne Hilfe sitzen, stehen und die Haltung beibehalten kann. Ein falscher Muskeltonus tritt auf, wenn die Muskeln nicht miteinander koordinieren.

Dabei können sich die paarweise arbeitenden Muskeln – zum Beispiel Bizeps und Trizeps – gleichzeitig anspannen oder entspannen, was Bewegung und Koordination behindert. Die Rumpfmuskulatur kann sich zu sehr entspannen, was es schwierig macht, einen straffen Kern aufrechtzuerhalten. Dies kann zu einer beeinträchtigten Körperhaltung und einer Unfähigkeit führen, zu sitzen oder sich von einer sitzenden in eine stehende Position zu bewegen.

Ein Kind mit Zerebralparese kann jede Kombination dieser Anzeichen zeigen. Verschiedene Gliedmaßen können von unterschiedlichen Beeinträchtigungen betroffen sein. Die beiden häufigsten Anzeichen für einen abnormalen Muskeltonus sind Hypotonie und Hypertonie, aber der Tonus kann auch auf andere Weise definiert werden:

  • Hypotonie – verminderter Muskeltonus oder Muskelspannung (schlaffe, entspannte oder schlaffe Gliedmaßen)
  • Hypertonie – erhöhter Muskeltonus oder Muskelspannung (steife oder starre Gliedmaßen)
  • Dystonie – schwankender Muskeltonus oder -spannung (manchmal zu locker und mal zu fest)
  • Gemischt – der Rumpf des Körpers kann hypotonisch sein, während die Arme und Beine hypertonisch sind
  • Muskelkrämpfe – manchmal schmerzhafte, unwillkürliche Muskelkontraktion
  • Feste Gelenke – Gelenke, die effektiv miteinander verschmolzen sind und die richtige Bewegung verhindern
  • Abnormaler Hals- oder Rumpfton – verminderte Hypotonie oder erhöhte Hypertonie, je nach Alter und Zerebralparese-Typ
  • Klonus – Muskelkrämpfe mit regelmäßigen Kontraktionen
    • Knöchel-/Fußklonus – krampfartige Fehlbewegungen des Fußes
    • Handgelenkklonus – krampfhafte Bewegung der Hand


    Bewegung, Koordination und Kontrolle
    Die Beeinträchtigung des Muskeltonus betrifft die Gliedmaßen und den Körper eines Kindes auf unterschiedliche Weise, obwohl alle Kinder mit Zerebralparese wahrscheinlich eine gewisse Wirkung auf die Muskelkontrolle und -koordination spüren werden. Verschiedene Beeinträchtigungen der Muskelkontrolle können dazu führen, dass sich Gliedmaßen ständig strecken, zusammenziehen, sich ständig in rhythmischen Mustern bewegen oder spastisch zucken.

    Bewegung, Koordination und Kontrolle

    Einige Anzeichen werden deutlicher, wenn das Kind unter Stress steht. Einige können aufgabenbezogen sein, wie zum Beispiel das Greifen nach einem Objekt. Manchmal scheinen die Anzeichen zu verschwinden, wenn das Kind schläft und die Muskeln entspannt sind.

    Es ist üblich, dass ein Kind verschiedene Arten von beeinträchtigter Muskelkontrolle in gegenüberliegenden Gliedmaßen erlebt. Koordination und Kontrolle können ebenfalls in jeder Gliedmaße unterschiedlich beeinflusst werden.

    Die Beeinträchtigungen der Koordination und Kontrolle fallen unter die folgenden Arten:

    • Spastische Bewegungs – hypertone Bewegungen, bei denen die Muskeln zu straff sind, was zu Muskelkrämpfen, Scheren der Beine, Klonus, Kontrakturen, festen Gelenken und überbeugten Gliedmaßen führt
    • Athetoide oder dyskinetische Bewegungen – schwankender Muskeltonus, der unkontrollierte, manchmal langsame, sich windende Bewegungen verursacht, die sich bei Stress verschlechtern können
    • Ataktische Bewegungen – schlechte Koordination und Gleichgewichtsübungen – wie Schreiben, Zähneputzen, Hemden zuknöpfen, Schuhe binden und Schlüssel in Schlitze stecken – schwierig
    • Gemischte Bewegungen – eine Mischung aus Bewegungsstörungen, am häufigsten eine Kombination aus spastischen und athetoiden Typen, die verschiedene Gliedmaßen betreffen
    • Gangstörungen – Kontrollbeeinträchtigungen, die die Art und Weise, wie ein Kind geht, beeinflussen

    Zu den Gangstörungen zählen:

    • In-Toeing – Zehen anwinkeln oder nach innen drehen
    • Nach außen – Zehen winkeln oder nach außen drehen
    • Hinken – Auf einen Fuß wird mehr Gewicht gelegt als auf den anderen, was zu einem eintauchenden oder welligen Schritt führt
    • Zehen gehen – das Gewicht liegt ungleichmäßig auf den Zehen
    • Treibender Gang – ein Kind geht gebückt in steifer Haltung mit vorgebeugtem Kopf und Schultern
    • Spastischer und Scherengang – die Hüften beugen sich leicht, so dass es aussieht, als würde das Kind kauern, während Knie und Oberschenkel wie eine Schere aneinander vorbeigleiten
    • Spastischer Gang – ein Bein zieht durch Muskelspastik
    • Steppage-Gang – Zehen ziehen, weil der Fuß schleift
    • watschelnder Gang – Entenähnliches Laufmuster, das später im Leben auftreten kann

    Reflex

    Bestimmte abnorme Reflexe können auch auf eine Zerebralparese hinweisen. Hyperreflexie sind übermäßige Reflexreaktionen, die Zuckungen und Spastik verursachen. Unterentwickelte oder fehlende Haltungs- und Schutzreflexe sind Warnzeichen für eine abnormale Entwicklung, einschließlich Zerebralparese.


    Reflex
    Reflexe sind unwillkürliche Bewegungen des Körpers als Reaktion auf einen Reiz. Bestimmte primitive Reflexe sind bei oder kurz nach der Geburt vorhanden, verschwinden jedoch in vorhersehbaren Entwicklungsstadien, wenn das Kind wächst. Spezifische Reflexe, die nicht nachlassen – oder solche, die sich im Laufe des Wachstums des Kindes nicht entwickeln – können ein Zeichen für eine Zerebralparese sein.

    Abnormale primitive Reflexe funktionieren bei Kindern mit Zerebralparese möglicherweise nicht richtig oder sie verschwinden zu bestimmten Zeitpunkten der Entwicklung nicht, wie dies bei Kindern ohne Beeinträchtigung der Fall ist.

    Häufige primitive Reflexe, die nicht richtig funktionieren oder bestehen bleiben können, sind unter anderem:

    • Asymmetrischer tonischer Reflex – Wenn sich der Kopf dreht, strecken sich die Beine auf der gleichen Seite und die gegenüberliegenden Gliedmaßen ziehen sich wie in einer Fechtpose zusammen. Der asymmetrische tonische Reflex sollte im Alter von etwa sechs Monaten verschwinden.
    • Symmetrischer tonischer Nackenreflex – der Säugling nimmt bei gestrecktem Kopf eine Kriechstellung ein. Der symmetrische tonische Nackenreflex sollte zwischen 8 und 11 Monaten verschwinden.
    • galante Reflexe der Wirbelsäule – Wenn das Kind auf dem Bauch liegt, drehen sich die Hüften zur berührten Körperseite. Die galanten Reflexe der Wirbelsäule sollten zwischen drei und neun Monaten verschwinden.
    • Tonischer Labyrinthreflex – Wenn der Kopf nach hinten geneigt ist, wölbt sich der Rücken, die Beine strecken sich und die Arme beugen sich. Der tonische Labyrinthreflex sollte im Alter von dreieinhalb Jahren verschwinden.
    • Palmer-Greifreflex – Beim Stimulieren der Handfläche beugt sich die Hand in einer Greifbewegung. Der Palmer-Greifreflex sollte nach etwa vier bis sechs Monaten verschwinden.
    • Platzierungsreflex – Wenn ein Säugling aufrecht gehalten wird und der Fußrücken die Oberfläche berührt, werden die Beine gebeugt. Der Platzierungsreflex sollte nach fünf Monaten verschwinden.
    • Moro (Erschrecken) Reflex – Wenn das Kind so geneigt ist, dass seine Beine über dem Kopf sind, werden die Arme gestreckt. Der Moro-Reflex sollte nach sechs Monaten verschwinden.

    Eine frühe Handpräferenz kann auch auf mögliche Beeinträchtigungen hinweisen. Ein Kind entwickelt normalerweise im zweiten Lebensjahr eine Handpräferenz. Da dies ein breiter Zeitrahmen und ein grober Durchschnitt ist, gibt die Entwicklung der Handpräferenz, insbesondere wenn es sich um eine frühe Präferenz handelt, Anlass zur Sorge. Verschiedene Quellen geben an, dass die frühe Handpräferenz zwischen 6 und 18 Monaten liegt.


    Haltung

    Haltung

    Die Zerebralparese beeinflusst die Körperhaltung und das Gleichgewicht. Anzeichen können auftreten, wenn ein Säugling beginnt, sich aufzurichten und sich zu bewegen. Normalerweise wird eine symmetrische Haltung erwartet. Zum Beispiel hat ein Baby in einer sitzenden Position normalerweise beide Beine vorn. Wenn sie gebogen werden, werden sie zu Spiegelbildern voneinander.

    Eine asymmetrische Haltung bedeutet, dass sich die rechten und linken Gliedmaßen nicht spiegeln. Die Hüftgelenke sind ein Bereich, in dem dies bei Zerebralparese häufig auffällt. Ein Bein wird an der Hüfte nach innen gebeugt und das andere nach außen.

    Ähnlich wie Reflexe sind Haltungsreaktionen erwartete Reaktionen, wenn ein Baby in bestimmte Positionen gebracht wird. Sie treten typischerweise während der Entwicklung des Babys auf. Eine Beeinträchtigung kann möglich sein, wenn sich die Reaktionen nicht entwickeln oder wenn sie asymmetrisch sind.

    Ähnlich wie Reflexe sind Haltungsreaktionen erwartete Reaktionen, wenn ein Baby in bestimmte Positionen gebracht wird. Sie treten typischerweise während der Entwicklung des Babys auf. Eine Beeinträchtigung kann möglich sein, wenn sich die Reaktionen nicht entwickeln oder wenn sie asymmetrisch sind.

    Häufige Haltungsreaktionen sind:

    • Traktion
    • Landau-Reflex – Wenn das Kind in liegender Position gestützt wird, bewirkt das Herunterdrücken des Kopfes das Senken der Beine und das Anheben des Kopfes das Anheben der Beine. Diese Reaktion tritt im Alter von etwa vier oder fünf Monaten auf.
    • Fallschirmreaktion – Wenn das Kind mit dem Kopf zum Boden gerichtet ist, sollte es instinktiv greifen, als ob es sich auf einen Aufprall abstützen würde. Diese Reaktion tritt im Alter von etwa 8 bis 10 Monaten auf.
    • Kopf aufrichten – Wenn ein Säugling hin und her geschaukelt wird, bleibt sein Kopf gerade. Diese Reaktion tritt im Alter von etwa vier Monaten auf.
    • Rumpfaufrichten – Wenn ein sitzendes Kind schnell zur Seite geschoben wird, widersteht das Kind der Kraft und stützt sich mit der gegenüberliegenden Hand und dem Arm gegen den Aufprall ab. Diese Reaktion tritt im Alter von etwa acht Monaten auf.


    Gleichgewicht

    Gleichgewicht

    Die Beeinträchtigung der Grobmotorik kann die Gleichgewichtsfähigkeit des Kindes beeinträchtigen. Anzeichen werden erkennbar, wenn ein Kind lernt zu sitzen, aus einer sitzenden Position aufzustehen und zu krabbeln oder zu gehen. Säuglinge müssen ihre Hände oft benutzen, wenn sie diese Fähigkeiten erlernen. Sie entwickeln die Kraft, Koordination und das Gleichgewicht, um die Aufgabe zu bewältigen, wenn sie sie ohne den Einsatz ihrer Hände meistern.

    Die Unfähigkeit eines Kindes, ohne Unterstützung zu sitzen, kann ein Zeichen für eine Zerebralparese sein. Das Grobmotorik-Funktions-Klassifizierungssystem oder GMFCS, ein Fünf-Stufen-System, das häufig zur Klassifizierung von Funktionsstufen verwendet wird, verwendet das Gleichgewicht beim Sitzen als Teil seines Schweregrad-Systems.

    Zu den Anzeichen, auf die Sie achten sollten, wenn ein Kind sitzt, gehören:

    • Benötigen Sie beide Hände zur Unterstützung
    • Schwierigkeiten beim Balancieren, wenn die Hände nicht zur Unterstützung verwendet werden
    • Kann nicht sitzen, ohne die Hände zur Unterstützung zu verwenden

    Andere Zeichen, nach denen Sie suchen sollten, sind unter anderem:

    • Schwanken im Stehen
    • Unruhig beim Gehen
    • Schwierigkeiten bei schnellen Bewegungen
    • Benötigen Sie Hände für Aktivitäten, die Balance erfordern
    • Gehen mit abnormalem Gang

    Das Gleichgewicht ist oft gleich, egal ob die Augen eines Kindes geöffnet oder geschlossen sind. Gleichgewichtsstörungen sind am häufigsten mit ataktischer und in geringerem Maße mit spastischer Zerebralparese verbunden.


    Grobmotorische Funktion
    Wenn sich ein Kind entwickelt, können Anzeichen einer beeinträchtigten oder verzögerten Grobmotorik erkennbar sein. Die Fähigkeit, große, koordinierte Bewegungen mit mehreren Gliedmaßen und Muskelgruppen auszuführen, wird als grobmotorische Funktion angesehen.

    Grobmotorische Funktion

    Die grobmotorische Funktion kann durch einen abnormalen Muskeltonus, insbesondere Hypertonie oder Hypotonie, beeinträchtigt sein.

    Zum Beispiel können hypertone Gliedmaßen zu eng oder unflexibel sein, um eine angemessene Beugung und Bewegung zu ermöglichen, während hypotone Gliedmaßen zu locker sein können, um die Bewegungen eines Kindes richtig zu unterstützen.

    Wenn sich das Gehirn und der Körper eines Babys entwickeln, wird erwartet, dass es Entwicklungsmeilensteine ​​​​erreicht. Das Erreichen des Meilensteins später als erwartet oder das Erreichen, aber mit geringer Bewegungsqualität (z. B. Bevorzugung einer Seite beim Krabbeln), sind mögliche Anzeichen einer Zerebralparese.

    • Beeinträchtigung der grobmotorischen Funktionen – eingeschränkte Fähigkeit, allgemeine körperliche Fähigkeiten wie Gehen, Laufen, Springen und Gleichgewicht zu halten.
    • Verzögerte grobmotorische Funktionen – Körperliche Fähigkeiten, die später als erwartet entwickelt wurden, werden oft in Verbindung mit Entwicklungsmeilensteinen für vorhersehbare Entwicklungsstadien verwendet.

    Wichtige Meilensteine ​​der Grobmotorik sind:

    • Rollen
    • Aufsitzen
    • Krabbeln
    • Stehen
    • Gehen
    • Auswuchten

    Diese sollten überwacht werden, um festzustellen, wann das Baby den Meilenstein erreicht und die Bewegungsqualität.


    Feinmotorische Funktion

    Feinmotorische Funktion

    Die Ausführung präziser Bewegungen definiert die Kategorie der Feinmotorik. Feinmotorische Kontrolle umfasst viele erlernte Aktivitäten und erfordert eine Kombination von sowohl mentalen (Planung und Argumentation) als auch physischen (Koordination und Wahrnehmung) Fähigkeiten, die es zu meistern gilt.

    Eine eingeschränkte oder verzögerte Feinmotorik ist ein Indikator für eine mögliche Zerebralparese. Absichtsbeben, bei dem eine Aufgabe schwieriger wird, je näher sie der Fertigstellung kommt, ist ein solches Zeichen.

    Beispiele für die Entwicklung der Feinmotorik sind:

    • Greifen von kleinen Gegenständen
    • Gegenstände zwischen Daumen und Zeigefinger halten
    • Gegenstände sanft ablegen
    • Buntstifte verwenden
    • Umblättern von Seiten in einem Buch


    Mundmotorische Funktion

    Mundmotorische Funktion

    Schwierigkeiten bei der Verwendung von Lippen, Zunge und Kiefer weisen auf eine beeinträchtigte orale Motorik hin. Dies ist ein Zeichen, das bei bis zu 90 % der Kinder im Vorschulalter mit diagnostizierter Zerebralparese auftreten kann. Anzeichen einer Beeinträchtigung der oralen motorischen Funktion umfassen, sind aber nicht beschränkt auf Schwierigkeiten mit:

    • Apropos
    • Schlucken
    • Füttern/Kauen
    • Sabbern

    Sprache erfordert eine angemessene intellektuelle und körperliche Entwicklung. Die Zerebralparese beeinträchtigt die körperlichen Aspekte des Sprechens, indem sie die zum Sprechen erforderlichen Muskeln nicht richtig kontrolliert. Eine Beeinträchtigung der Mundmotorik kann folgende Auswirkungen haben:

    • Atmung – die Lunge und insbesondere die Muskeln, die das Ein- und Ausatmen kontrollieren, die für ein korrektes Sprachmuster erforderlich sind. Das Zwerchfell und die Bauchmuskeln sind wichtig für den richtigen Luftstrom und die richtige Körperhaltung.
    • Artikulieren – Muskeln, die Gesicht, Rachen, Mund, Zunge, Kiefer und Gaumen kontrollieren, müssen zusammenarbeiten, um die richtige Form zu bilden, die für die Aussprache von Wörtern und Silben erforderlich ist.
    • Stimme – Stimmbänder werden von Muskeln gesteuert, die im Wesentlichen die Stimmlippen zwischen zwei Knorpelregionen strecken.

    Apraxie, eine Unfähigkeit des Gehirns, die richtigen Signale effektiv an die beim Sprechen verwendeten Muskeln zu übertragen, ist eine Art von Sprachbeeinträchtigung, die bei Zerebralparese häufig ist. Es ist in zwei Arten unterteilt:

    • Verbale Apraxie – wirkt sich auf die Artikulationsmuskulatur aus, insbesondere im Hinblick auf den spezifischen Bewegungsablauf, der für die richtige Aussprache erforderlich ist. Es ist bei Kindern mit Hypotonie häufig.
    • Orale Apraxie – beeinträchtigt die Fähigkeit, nicht sprechende Bewegungen des Mundes auszuführen, ist aber nicht nur auf das Sprechen bezogen. Beispiele für orale Apraxie sind die Unfähigkeit, die Lippen zu lecken oder die Wangen aufzublasen.

    Dysarthrie ist eine weitere Sprachstörung, die bei Zerebralparese häufig ist. Wie Apraxie handelt es sich um eine neurologische Beeinträchtigung im Gegensatz zu einer muskulären Erkrankung. Es wird oft bei Zerebralparese gefunden, die zu Hypertonie und Hypotonie führt. Dysarthrie wird in die folgenden Untergruppen unterteilt:

    • Ataktische Dysarthrie – langsame, unregelmäßige, unartikulierte Sprache durch schlechte Atmung und Muskelkoordination
    • Schlaffe Dysarthrie – nasale, weinerliche, gehauchte Sprache, die durch die Unfähigkeit der Stimmbänder verursacht wird, sich richtig zu öffnen und zu schließen. Bei Konsonanten kann es zu Schwierigkeiten kommen.
    • Spastische Dysarthrie – langsames, anstrengendes, monotones Sprechen und Schwierigkeiten mit Konsonanten
    • Gemischte Dysarthrie – alle drei können vorhanden sein.

    Sabbern ist ein weiteres Zeichen von Zerebralparese, das darauf zurückzuführen ist, dass die Muskeln im Gesicht und im Mund nicht in der Lage sind, die Koordination richtig zu kontrollieren. Einige spezifische Faktoren, die zum Sabbern beitragen können, sind Beeinträchtigungen bei:

    • Schlucken
    • Den Mund schließen
    • Positionierung der Zähne
    • Unfähigkeit, Speichel in den hinteren Teil des Mundes zu bewegen
    • Zungenstoßen

    Bei Zerebralparese können Ernährungsschwierigkeiten auftreten. Sie manifestieren sich typischerweise als verminderte Fähigkeit zu kauen und zu schlucken und können auch Würgen, Husten, Würgen und Erbrechen beinhalten.

    RESSOURCEN

    Anzeichen einer Zerebralparese

    Für andere Quellen mit allgemeinen Informationen zu den Anzeichen und Symptomen von Zerebralparese, MyChild empfiehlt folgendes:

    Nationales Verbreitungszentrum für Kinder mit Entwicklungsstörungen


    Abschluss

    In diesem Manuskript wurde die Wirkung einer mehrfachen Exposition der Haut gegenüber VL auf die Propigmentierungsaktivität untersucht. Interessanterweise konnte eine Mehrfachexposition mit VL eine Pigmentierung in Explantaten induzieren, die aus kaukasischer Haut extrahiert wurden. Weitere Untersuchungen an biologischen Endpunkten legten nahe, dass VL neben der Pigmentbildung aufgrund von Photooxidationsaktivitäten in der Lage war, den gesamten Melanogeneseprozess zu aktivieren. Das klinische Ergebnis der aktuellen Studie bestätigt die Ex-vivo Studien und zeigen, dass VL nach mehrfacher Exposition eine Pigmentierung induzieren kann, was darauf hindeutet, dass eine Vorkonditionierung erforderlich ist, um den Melanogeneseprozess zu aktivieren. Die Ergebnisse stimmen auch sehr gut mit den Ergebnissen von Mahmud et al. überein, da beide Studien zeigen, dass VL mit nur einer VL-Exposition keine anhaltende Pigmentierung erzeugen kann, insbesondere bei Personen mit kaukasischer Haut.

    Zusammengenommen zeigen diese Ergebnisse, dass VL neben UV einen signifikanten Einfluss auf die Erzeugung einer ungleichmäßigen Pigmentierung in der Haut haben kann, die ein Hauptfaktor für die Lichtalterung ist. Darüber hinaus ist dies der erste Bericht, dass eine Vorkonditionierung der Haut mit VL, gefolgt von einer mehrfachen Exposition mit VL, zu einer Pigmentbildung führen kann. Daher sollten Lichtexposition und Lichtschädigung nicht ausschließlich als Ergebnis einer UV-Exposition betrachtet werden, da die Haut ganzen Wellenlängenspektren einschließlich VL ausgesetzt ist und VL Lichtschädigungspfade in ähnlicher Weise wie UV induzieren kann.


    Einführung

    Lichtquellen und Technologie haben in den letzten 15� Jahren eine Revolution erlebt. Lichtquellen und -technologie, insbesondere in nicht-kommerziellen oder industriellen Beleuchtungsanwendungen, haben sich traditionell nur langsam verändert [1]. In den meisten Haushalten waren die Glühbirne und die Edison-Fassung allgegenwärtig. In den letzten 10 Jahren haben wir einen signifikanten Einsatz anderer Technologien wie Kompaktleuchtstofflampen (CFLs) erlebt, die Glühlampen ersetzt haben. Dieser Übergang wurde jedoch oft durch Gesetze vorangetrieben, die sich auf energieeffiziente Quellen konzentriert haben, anstatt auf den Wunsch der Verbraucher nach anderen Lichtquellen. Der allgemeine Benutzer bemerkte schnell den Unterschied in der Qualität der CFL-Quelle, aber nicht unbedingt in den Besonderheiten ihres Leistungsspektrums. Gleichzeitig haben die Entwicklung und Leistungsfähigkeit von Leuchtdioden (LEDs) mit hoher Helligkeit enorme Fortschritte gemacht [2]. Die Kopplung einer Blaulicht-LED mit einem Leuchtstoff wurde auch verwendet, um eine Weißlichtquelle, die Weißlicht-LED, zu erzeugen. Dieses Festkörper-Fluoreszenz-Analogon ist als Festkörperbeleuchtung (SSL) bekannt geworden. Dieser Ansatz gilt heute aufgrund der vielen inhärenten und potenziellen Vorteile gegenüber aktuellen Technologien als die nächste Generation der Beleuchtung.

    Neben der Allgemeinbeleuchtung wurden LEDs schnell zur ersten Wahl für mobile Geräte wie Smartphones [3]. Die geringe Größe der LEDs und die begrenzte Bildschirmgröße machen sie ideal für diese Anwendungen. Auch das Potenzial für den Einsatz von LEDs für hintergrundbeleuchtete Flüssigkristallanzeigen (LCDs) in Laptops wurde schnell erkannt. Dieser Übergang wurde durch die Zerbrechlichkeit der zur Beleuchtung verwendeten Mikrofluoreszenzlampen und den Verbraucherwunsch nach dünneren Bildschirmen vorangetrieben. LEDs sind heute die dominierende Technologie für hintergrundbeleuchtete Tablet-Displays wie iPads und E-Reader und große LCD-Fernseher. Dies bedeutet nun, dass blaues Licht in roten, grünen und blauen (RGB) und SSL-Beleuchtungssystemen vorherrscht, die vor einem Jahrzehnt nicht existierten. Auch die Art und Weise, wie die Menschen lesen, hat sich geändert. Licht wird nun direkt zur Beleuchtung in Smartphones, Tablets und Lesegeräten genutzt, statt zur Reflexion, wie sie für das Lesen von Papier typisch ist.

    Die Weißlicht-LED (dh der gebräuchlichste LED-Typ) ist im Wesentlichen eine bichromatische Quelle, die die Emission einer blauen LED koppelt (Emissionsspitze um 450� nm mit einer Halbwertsbreite von 30� nm). [4] mit einem gelben Leuchtstoff (Emissionspeak um 580 nm mit einer Halbwertsbreite von 160 nm), der für das Auge bei direkter Betrachtung weiß erscheint [5]. Die spezifische Pumpwellenlänge des Leuchtstoffs im Bereich 450� nm hängt entscheidend von den Absorptionseigenschaften des Leuchtstoffs ab. Obwohl die Weißlicht-LED als SSL-Analogon der Fluoreszenzquelle angesehen werden kann, unterscheidet sich das Leistungsspektrum der Weißlicht-LED erheblich von herkömmlichen, fluoreszierenden oder weißglühenden Weißlichtquellen [6] ( Abbildung 1 ).

    Ein Vergleich des Leistungsspektrums einer Standard-Weißlicht-LED, einer dreifarbigen Leuchtstofflampe und einer Glühlampe. Die radikal unterschiedlichen Leistungsspektren können bei direkter Betrachtung mit dem Auge ähnlich aussehen, unabhängig davon, wie viel blaue Emission vorhanden ist.

    Frühen kommerziellen Geräten fehlte es an Ausgereiftheit, da sie die derzeit verfügbare LED-Technologie übernahmen, die klein war, 350󗍐 mm 2 , und mit niedrigen Antriebsströmen, typischerweise 20 mA, betrieben wurde und eine Leistung von 1� mW erzeugte. In den letzten zehn Jahren wurden LEDs auf größere Flächen skaliert, 1൱ μm 2 und höhere Ansteuerströme von 𾍐 mA bei deutlich erhöhter Ausgangsleistung von ϡ.000 mW [2]. Während dieser Zeit wurden LED-Geräte auch für den Einsatz in Beleuchtungsanwendungen optimiert und von einer Oberfläche reflektiert statt direkt emittiert.

    Darüber hinaus degradieren Weißlicht-LEDs im Laufe der Zeit vor allem durch das Ausbleichen von Leuchtstoffen, sodass sie blaues Licht nicht mehr effizient absorbieren [7]. Dadurch verschiebt sich die Farbtemperatur des Geräts im Laufe der Zeit mit einer entsprechenden Änderung des Farbwiedergabeindexes, aber noch wichtiger, einer mit der Zeit zunehmenden blauen Emission des Geräts.

    In diesem Review fassen wir das aktuelle Wissen über die Auswirkungen von blauem Licht auf die Regulierung der physiologischen Funktion und die Auswirkungen von Blaulicht-Exposition auf die Augengesundheit zusammen. Schließlich diskutieren wir die verfügbaren Daten, um festzustellen, ob eine langfristige Exposition gegenüber blauem Licht sicher ist oder ob zusätzliche Studien erforderlich sind, um die Auswirkungen der blauen Lichtexposition auf die Augengesundheit vollständig zu verstehen.

    Nicht bildgebender Fotoempfang

    Bei Säugetieren erfolgt die Photorezeption nur in der Netzhaut [8] durch drei Arten von Photorezeptoren: Zapfen, Stäbchen und die intrinsisch lichtempfindlichen retinalen Ganglienzellen (ipRGCs). Die klassischen Photorezeptoren (z. B. Stäbchen und Zapfen) sind hauptsächlich für das bildgebende Sehen verantwortlich, während die ipRGCs eine wichtige Rolle bei der nicht bildgebenden Photorezeption spielen, d und andere wichtige biologische Funktionen (Abbildung 2).

    Neben den klassischen Photorezeptoren (Stäbchen und Zapfen) sind ipRGCs in der Netzhaut vorhanden. Jüngste Studien haben gezeigt, dass mindestens zwei Arten von intrinsisch lichtempfindlichen retinalen Ganglienzellen (ipRGCs) identifiziert wurden: M1 und M2. Die meisten M1-Zellen projizieren zum suprachiasmatischen Nukleus (SCN) des Hypothalamus, während die Anzahl der M1 und M2, die zum prätektalen Olivenkern (OPN) projizieren, ähnlich ist (55% von M1-Zellen gegenüber 45% von M2-Zellen). Die M1-Zellen sind erheblich kleiner, reagieren aber mit deutlich größeren Depolarisationen und lichtinduzierten Strömen als die M2-Zellen. Andere neuronale Ziele von ipRGCs, die in der Abbildung nicht gezeigt werden, sind der präoptische Bereich, die subparaventrikuläre Zone, der vordere Hypothalamuskern, der laterale Hypothalamus, der mediale Amygdaloidkern, die laterale Habenula, der laterale geknickte Kern (dorsale Teilung), der Bettkern der Stria terminalis, periaquäduktale grau und Colliculus superior. OS=äußere Segmente IS=innere Segmente ONL=äußere Kernschicht OPL=äußere plexiforme Schicht INL=innere Kernschicht IPL=innere plexiforme Schicht GCL=Ganglionzellschicht von [31] mit Genehmigung.

    Die Idee, dass die Netzhaut von Säugetieren zu nicht bildgebender Photorezeption fähig ist, entstand in den 1990er Jahren, als eine Reihe von Studien zeigte, dass Mäusen keine Stäbchen-Photorezeptoren (rd/rd) haben eine normale Phase-Response-Kurve (PRC) für Licht [9] mit einem Aktionsspektrum, das bei etwa 480 nm seinen Höhepunkt erreicht [10]. Dieses Ergebnis deutet darauf hin, dass ein von Rhodopsin verschiedenes Photopigment (λmax 498 nm), kurzwelliges empfindliches Opsin (λmax 460 nm) und mittelwellenlängensensitives Opsin (λmax 508 nm) [11] war für die Mitnahme zirkadianer Rhythmen verantwortlich. Weitere Studien berichteten, dass Mäuse ohne Stäbchen und Zapfen immer noch in der Lage waren, ihre zirkadianen Rhythmen mit Hell-Dunkel-Zyklen zu synchronisieren [12], wodurch gezeigt wurde, dass ein unentdecktes Photopigment/Photorezeptor in der Netzhaut von Säugetieren für die Photomitnahme der zirkadianen Rhythmen verantwortlich war.

    Der wahrscheinlichste Kandidat, der als zirkadianes Retina-Photopigment auftaucht, ist ein Säugetierhomologe von Xenopus Melanopsin (auch bekannt als Opn4) [13-15]. Bei Säugetieren wird Melanopsin-mRNA (und Protein) nur in einer kleinen Population (etwa 3𠄵%) der RGCs [14,16] exprimiert, die direkt lichtempfindlich sind und einen Absorptionspeak bei etwa 470� nm aufweisen [17-19] . Diese RGCs exprimieren das Hypophysen-Adenylatcyclase-aktivierende Polypeptid (PACAP) [20] und bilden den Retinohypothalamus-Trakt (RHT) [16,21]. Das RHT ist für die Übermittlung der Lichtinformationen von RGCs an den Teil des Gehirns verantwortlich, der die zirkadianen Rhythmen im gesamten Körper steuert [22,23]. Die RGCs, die Melanopsin exprimieren, wurden intrinsisch lichtempfindliche RGCs (ipRGCs) genannt, und diese Zellen waren in Melanopsin-Knockout (KO)-Mäusen nicht mehr intrinsisch lichtempfindlich, obwohl die Zellzahl, Morphologie und Projektionen unverändert blieben [24].

    Zusätzliche Studien haben auch gezeigt, dass Melanopsin-KO-Mäuse zu Hell-Dunkel-Photoperioden mitgerissen wurden, obwohl die Reaktion auf Licht bei den KO-Tieren abgeschwächt war, da die Größenordnung der Phasenverschiebung etwa die Hälfte (40%) derjenigen von Wildtyp-Mäusen bei . beträgt jede der drei nicht sättigenden Bestrahlungsstärken [25]. Ein sättigender Weißlichtpuls erzeugte auch bei den KO-Tieren eine verminderte Phasenverschiebung [26]. Bei Melanopsin-KO-Tieren ist die Dauer der Freilaufphase nach der Dauerlichtexposition reduziert (auf ca. 55� % der Kontrollen) [25,26].

    Melanopsin ist auch an der Regulierung des Pupillenlichtreflexes (PLR) beteiligt. Transgene Mäuse ohne Stäbchen- und Zapfen-Photorezeptoren (rdcl) behalten eine PLR, und diese Reaktion wird von einem Photopigment mit einer Spitzenempfindlichkeit von etwa 479 nm angetrieben [27]. Melanopsin-KO-Tiere zeigten bei niedrigen Bestrahlungsstärken eine PLR, die von der der Wildtyp-Mäuse nicht zu unterscheiden war, bei hohen Bestrahlungsstärken war der Reflex jedoch unvollständig. Dieses Ergebnis legt nahe, dass das Melanopsin-assoziierte System und das klassische Stäbchen/Zapfen-System komplementäre Funktionen sind [28,29]. Daher ist die derzeitige Ansicht, dass kein einzelner Photorezeptortyp für die Synchronisation von circadianen Rhythmen mit externen Hell-Dunkel-Zyklen notwendig ist [30,31].

    Schließlich haben Mäuse, bei denen das Melanopsin-Gen nur in ipRGCs ablatiert wurde, eine normale äußere Netzhautfunktion, aber keine bildgebenden visuellen Reaktionen wie zirkadianes Photoentrainment, Lichtmodulation der Aktivität und PLR [32]. Somit repräsentieren die ipRGCs den Ort der Integration von nicht-bildgebenden Photoreaktionen in Säugetieren.

    Weitere Studien haben auch gezeigt, dass die Melanopsin-basierte Photorezeption an der Modulation des Schlafs [33-36] sowie der Stimmung und des Lernens [37] beteiligt ist, und neuere Daten haben auch gezeigt, dass die Melanopsin-basierte Photorezeption an der Regulierung des Stoffwechsels beteiligt sein könnte [ 38].Schließlich wurde berichtet, dass der Verlust des Melanopsin-Gens die zirkadiane Kontrolle bei einigen Parametern des Konus-Elektroretinogramms aufhebt, was zu einer signifikanten Abschwächung der täglichen Variation des Konussehens führt [39]. Die Melanopsin-Signalgebung kann die intraretinale Signalgebung beeinflussen, indem sie auf dopaminerge Neuronen einwirkt [40]. Daher legen diese Daten eine Melanopsin-abhängige Regulierung der visuellen Verarbeitung innerhalb der Netzhaut nahe.

    Melanopsin spielt auch eine wichtige Rolle bei der Vermittlung menschlicher zirkadianer Rhythmen. Mehrere Studien haben berichtet, dass die Wirkungsspektren für die Melatoninsuppression beim Menschen ein Lambda max (λmax) von etwa 460 nm, was darauf hindeutet, dass Melanopsin eine Schlüsselrolle bei der photischen Regulierung des Melatoninspiegels spielt [41-43]. Zusätzliche Studien haben auch gezeigt, dass blaues Licht im Bereich von 460� nm bei der Phasenverschiebung der menschlichen zirkadianen Uhr effektiver ist als monochromatisches Licht von 555 nm [44,45]. Schließlich erweiterte eine kürzlich durchgeführte Studie diese früheren Ergebnisse, indem sie zeigte, dass Licht im 555-nm-Bereich die Synchronisierung des zirkadianen Systems bei Lichtexposition von kurzer Dauer oder geringer Bestrahlungsstärke signifikant beeinflussen kann, während Licht im 460-nm-Bereich in Phase . effektiver ist -Verschiebung des zirkadianen Systems als die Exposition gegenüber Licht von längerer Dauer und höherer Bestrahlungsstärke [46]. Zusätzliche Studien haben auch gezeigt, dass die Exposition gegenüber blauem Licht die Aufmerksamkeit erhöhen kann [47-50] und kognitive Funktionen stimulieren kann [51-53]. Eine aktuelle Studie berichtete, dass die Exposition gegenüber lichtemittierenden E-Readern vor dem Schlafengehen den Schlaf und das zirkadiane System negativ beeinflussen kann [54]. Schließlich kann blaues Licht auch zur Behandlung saisonaler affektiver Störungen eingesetzt werden [55], und Mutationen im Melanopsin-Gen können die Anfälligkeit für die Entwicklung saisonaler affektiver Störungen erhöhen [56,57]. Eine andere Studie berichtete jedoch, dass die Exposition gegenüber blau angereichertem Licht im Vergleich zu Vollspektrumlicht bei der Behandlung saisonaler affektiver Störungen weniger wirksam war [58].

    Mit zunehmendem Alter wird die Linse gelblicher und somit nimmt das Spektrum der blauen Lichtdurchlässigkeit im Laufe der Jahre dramatisch ab. Es wird vermutet, dass ein Grund für Schlafprobleme bei älteren Menschen der Mangel an blauem Licht während des Tages ist. Ayakiet al. [59] berichteten, dass sich die Schlafqualität nach der Kataraktextraktion dramatisch verbesserte, da mehr blaues Licht durch die Intraokularlinse gelangen konnte. Darüber hinaus wurde diskutiert, ob eine klare oder eine gelbe Linse vorzuziehen ist [60]. Natürlich kann die gelbe Linse die Netzhaut schützen, aber die klare Linse liefert tagsüber mehr blaues Licht und sorgt so für eine bessere Schlafqualität [61]. In Übereinstimmung mit diesem Ergebnis haben Sletten et al. [62] berichteten, dass bei älteren Menschen eine akute Exposition gegenüber blauem Licht, aber nicht gegenüber grünem Licht, ihre Wachsamkeit signifikant verringerte und ihren Schlaf sowie die Melatoninproduktion im Vergleich zu jungen Menschen unterdrückte. Eine andere Studie berichtete jedoch, dass bei älteren Patienten mit verminderter Linsentransmission Melatonin nach Blaulichtexposition nicht signifikant unterdrückt wurde [43]. Ob die alterungsbedingte Vergilbung der Linse den nicht bildgebenden Lichtempfang wirklich beeinträchtigt, ist also noch umstritten.

    Lichtinduzierte Schädigung der Netzhaut

    Mehrere Untersuchungen haben gezeigt, dass die Einwirkung von Licht bestimmter Wellenlängen oder Intensität schwere Schäden an der Netzhaut verursachen kann [63,64]. Diese Art von Schaden wird als lichtinduzierter Schaden bezeichnet. Licht kann über drei Mechanismen Schaden anrichten: photomechanisch, photothermisch und photochemisch. Photomechanische Schäden sind auf einen schnellen Anstieg der vom RPE eingefangenen Energiemenge zurückzuführen, was zu irreversiblen Schäden am RPE und zu Schäden an den Photorezeptoren führen kann. Diese Art der Netzhautschädigung hängt von der absorbierten Energiemenge und nicht von der spektralen Zusammensetzung des Lichts ab. Photothermische Schäden treten auf, wenn die Netzhaut und das RPE einem kurzen (100 ms bis 10 s) aber intensiven Licht ausgesetzt werden, das einen signifikanten Temperaturanstieg dieser Gewebe induziert [63,64].

    Eine häufigere Art von Netzhaut-/RPE-Schäden ist die photochemische Schädigung, die auftritt, wenn die Augen Licht hoher Intensität im sichtbaren Bereich (390� nm) ausgesetzt werden. Die aktuelle Ansicht legt nahe, dass es zwei verschiedene Arten von photochemischen Schäden gibt. Der erste Typ ist mit einer kurzen, aber intensiven Lichtexposition verbunden, die das RPE beeinflusst, und der zweite Typ ist mit einer längeren, aber weniger intensiven Lichtexposition verbunden, die das äußere Segment der Photorezeptoren beeinflusst. Eine kurze (bis zu 12 h) Exposition gegenüber blauem Licht kann eine Schädigung des RPE des Rhesusaffen verursachen [65], und es wurde ein klarer Zusammenhang zwischen dem Ausmaß der Schädigung und der Sauerstoffkonzentration gefunden [66,67]. Die Tatsache, dass viele verschiedene Antioxidantien den Schaden reduzieren können, legt nahe, dass diese Art von Schaden mit oxidativen Prozessen verbunden ist [68,69]. Experimentelle Daten deuten darauf hin, dass Lipofuscin der Chromophor ist, der an der Vermittlung von lichtinduzierten Netzhautschäden nach Exposition mit blauem Licht beteiligt ist [70-73].

    Die zweite Art der lichtinduzierten photochemischen Schädigung tritt bei längerer (12� h) aber weniger intensiver Lichtexposition auf. Diese Art von Schädigung wurde zunächst bei Albino-Ratten beobachtet [74], wurde aber auch bei anderen Spezies beobachtet. Die Zapfen scheinen im Vergleich zu den Stäbchen anfälliger zu sein [75]. Mehrere Beweislinien deuten darauf hin, dass die visuellen Photopigmente (z. B. Rhodopsin und Zapfenopsine) an dieser Art von Schäden beteiligt sind. Frühe Studien [76-78] lieferten auch Beweise dafür, dass das Wirkungsspektrum für lichtinduzierte Photorezeptorschäden dem Absorptionsspektrum von Rhodopsin ähnelt, aber spätere Studien zeigten, dass blaues Licht (400� nm) schädlicher sein könnte [79-81 ]. Grimmet al. [82] lieferten eine Erklärung für dieses Phänomen und zeigten, dass in vivo gebleichtes Rhodopsin nicht nur über einen Stoffwechselweg (z mit blauem Licht. Die Photoumkehr des Bleichens erhöht die Fähigkeit von Rhodopsin-Molekülen, Photonen zu absorbieren, um mehrere Größenordnungen, wodurch die Moleküle die kritische Anzahl von Photonen erreichen können, die erforderlich ist, um Schäden in den Netzhautzellen hervorzurufen [84].

    Dieser Prozess kann die potenzielle Produktion von reaktiven Sauerstoffspezies (ROS) weiter erhöhen, so dass die oxidative Schädigung zur Akkumulation und zum Aufbau von Lipofuscin im RPE führen kann. Die Ansammlung von Lipofuscin im RPE kann die Fähigkeit des RPE beeinflussen, den Photorezeptoren Nährstoffe zuzuführen, was die Lebensfähigkeit der Photorezeptoren beeinflusst [85]. Wenn Lipofuscin außerdem blaues Licht absorbiert, wird das Material phototoxisch, was zu weiteren Schäden im RPE und in den Photorezeptoren führen kann [70]. Die Daten aus unserem Labor zeigen, dass bei Albino-Ratten die Exposition gegenüber blauem Licht (λmax 474 nm, 1휐 𢄡 μW/cm 2 ) akut supprimierte Melatoninspiegel [6], während eine 30-tägige Exposition mit blauem Licht für 4 h/Tag keine signifikanten Auswirkungen auf die Lebensfähigkeit der Photorezeptoren hatte (Abbildung 3). Diese Behandlung führte jedoch zu einer geringen (10�%), aber signifikanten Verringerung der Melanopsin- und kurzwelligen Opsin-mRNAs bei Ratten, die weißen oder grünen (λmax513 nm) Licht ( 4 ).

    Oberteile. Die Exposition gegenüber blauem Licht (λmax 474), grünes Licht (λmax 513), oder Fluoreszenzlicht mit einer Intensität von 1휐 𢄡 μW/cm 2 für 4 h/Tag für 30 Tage führte zu keiner signifikanten Veränderung der Zellzahl in den Photorezeptorschichten der Sprague-Dawley Ratten (n=6 siehe [121] für Details zu den Methoden, die verwendet werden, um Zellen in der Photorezeptorschicht zu quantifizieren). Untere Platten. Die Exposition gegenüber blauen oder grünen Leuchtdioden (LEDs) für 4 h zur Mittagszeit führte nicht zur Apoptose. Terminale Desoxynukleotidyltransferase-vermittelte Uridin-5′-Triphosphat-Biotin-Nick-End-Markierung (TUNEL)-Assay: 4 bis 6 Wochen alte Sprague-Dawley-Ratten (n=6) wurden anästhesiert (75 mg/kg Ketamin und 23 mg/kg kg Xylazin), auf Heizkissen gehalten (37 ଌ) und 4 h blauem oder grünem Licht ausgesetzt. Die Pupillen wurden 45 min vor der Lichtexposition mit 1% Atropin und 2,5% Phenylephrin Augentropfen erweitert. Die Ratten wurden dann 16 h nach der Exposition gegenüber blauem Licht oder grünem Licht getötet. Die Augen wurden explantiert und unter Verwendung von frisch zubereitetem 4% Polyformaldehyd in PBS, pH 7,4 für 20 min bei Raumtemperatur fixiert. Sie wurden dreimal mit PBS gewaschen, mit frisch zubereitetem 0,1% Triton X-100 in 0,1% Natriumcitrat für 2 min auf Eis (2𠄸 ଌ) permeabilisiert und dann wurde die TUNEL-Reaktion gemäß den Anweisungen in durchgeführt das Handbuch (In Situ Cell Death Detection Kit). Die Objektträger wurden in einem befeuchteten Behälter 60 min bei 37 ଌ im Dunkeln inkubiert. Die Objektträger wurden dreimal mit PBS gespült und die Proben wurden unter einem Fluoreszenzmikroskop (Zeiss Axioskop) analysiert.

    Verschiedene Lichtbehandlungen hatten keinen Einfluss auf die Rhodopsin-mRNA-Spiegel (einfache ANOVA, pϠ.1). Exposition gegenüber blauem Licht (λmax 474) bei einer Intensität von 1휐 𢄡 μW/cm 2 für 4 h/Tag für 30 Tage zu signifikanten Veränderungen in den mRNA-Spiegeln von kurzwelligem (SW) Opsin, Melanopsin und mittelwelligem Opsin ( * Einweg-ANOVA gefolgt von Holm-Sidak-Tests, pπ.05). Ratten wurden jeden Tag (4 h) 30 Tage lang in der Mitte des Tages (11:00 bis 15:00 Uhr) blauen, grünen oder weißen Leuchtdioden (LEDs) ausgesetzt und kehrten dann zu einer 12 h:12 . zurück h Hell-Dunkel-Zyklus. Die Lichtintensität während der Lichtphase des 12 h:12 h Hell-Dunkel-Zyklus betrug etwa 400� lux. Jeden Tag wurden die Pupillen mit 1 % Atropin und 2,5 % Phenylephrin-Augentropfen 45 min vor der Exposition gegenüber blauen, grünen oder weißen Leuchtdioden (LEDs) erweitert. Nach 30 Tagen wurden die Ratten getötet und die Netzhaut wurde explantiert, sofort eingefroren und bei � ଌ gelagert. Anschließend wurde die mRNA extrahiert und die mRNA-Spiegel mittels quantitativer Echtzeit-PCR gemessen (qPCR siehe [122] für Details zu Primern und qPCR-Bedingungen).

    In diesem Zusammenhang sind zwei neuere Studien zur Wirkung von Blaulichtexposition auf das RPE und zapfenartige Zellen (661W, murine Photorezeptor-derived cells [86]) zu erwähnen. In der ersten Studie haben Arnault et al. [87] berichteten, dass in der primären porcinen RPE eine Lichtexposition mit einer Bestrahlungsstärke ähnlich der des natürlichen Sonnenlichts, d.

    In der zweiten Studie haben Kuse et al. [88] berichteten, dass 661W-Zellen empfindlicher gegenüber lichtinduzierten Schäden sind, wenn sie Licht von blauen (464 nm) LEDs ausgesetzt werden, als wenn sie grünen (522 nm) oder weißen LEDs (Wellenlängenpeak bei 456 und 553 nm) der ausgesetzt werden gleiche Intensität (0,38 mW/cm 2 ). Die Exposition gegenüber blauem Licht führte im Gegensatz zur Exposition gegenüber weißen und grünen LEDs auch zu einem signifikanten Anstieg des ROS und induzierten Zellschäden. Ähnliche Ergebnisse wurden auch bei primären Netzhautzellen beobachtet [88]. Diese Daten unterstützen die Idee, dass die Exposition gegenüber blauem Licht im Bereich von 400� nm (selbst bei geringen Konzentrationen) Photorezeptoren und retinale Pigmentepithelzellen schädigen kann.

    Obwohl sich die meisten Studien auf die akute Wirkung von Lichtexposition konzentriert haben, haben mehrere auch die kumulative Wirkung von Licht untersucht. Zum Beispiel berichtete Noell [89], dass eine einzelne 5-minütige Lichtexposition keine signifikanten Schäden in Photorezeptorzellen hervorrief, wohingegen eine Reihe von 5-minütigen Expositionen zu einer signifikanten Photorezeptorschädigung führte. Darüber hinaus beeinflusst die Zeit zwischen den Expositionen die kumulative Wirkung von Licht [90-92]. In einigen Fällen kann eine intermittierende Lichtexposition sogar noch stärkere Schäden verursachen als eine äquivalente Lichtmenge bei einer einzigen Exposition [93]. Außerdem beeinflusste die Art der Beleuchtung, der die Tiere vor der experimentellen Behandlung ausgesetzt waren, das Ausmaß der Netzhautschädigung nach Lichtexposition. Zum Beispiel zeigten Ratten, die in völliger Dunkelheit aufgezogen wurden, eine größere Anfälligkeit für lichtinduzierte Netzhautschäden [89], und Ratten, die in einem 800 lux Hell-Dunkel-Zyklus aufgezogen wurden, waren resistenter gegenüber lichtinduzierten Netzhautschäden im Vergleich zu Tieren, die in einer 5 lux aufgezogen wurden. x000a0lux Hell-Dunkel-Zyklus [94]. Schließlich nimmt die lichtinduzierte Schädigung von Photorezeptoren mit dem Alter zu. Die Lichtexposition, von der erwachsene Tiere betroffen sein könnten, führt bei Jungtieren möglicherweise nicht zu Netzhautschäden [95]. In diesem Zusammenhang funktionieren Superoxiddismutase 1 (SOD1) und schützende Enzyme mit zunehmendem Alter aufgrund von Zinkmangel nicht mehr so ​​gut. SOD1 funktioniert nicht gut, da die Enzymaktivität durch Zink kontrolliert wird. Imamuraet al. haben gezeigt, dass selbst bei normalem Licht, das etwas blaues Licht enthält, fluoreszierendes Licht die Netzhaut der SOD1-Knockout-Maus, die einer alternden Maus ähnelt, enorm schädigt [96]. Bei der normalen Maus passierte jedoch nichts. Der Schutzmechanismus der Netzhaut ist wichtig. Unter diesem Gesichtspunkt wird auch die Schutzfunktion von Lutein oder Blaublocker auf der Netzhaut berücksichtigt. Ozawaet al. veröffentlichte Forschungsergebnisse, die zeigen, dass bei Gabe von Lutein die Lichtschädigung der Netzhaut gelindert wurde [97].

    Schließlich ändert sich die Schwere der lichtinduzierten Netzhautschädigung mit der Tageszeit [98-102]. Ratten sind beispielsweise nachts (01:00) drei- bis viermal anfälliger für Lichtschäden als tagsüber (09:00 und 17:00). Die zirkadiane Abhängigkeit von lichtinduzierten Photorezeptorschäden scheint Mechanismen zu beinhalten, die die cAMP- und c-fos-Spiegel kontrollieren (siehe [63] für eine Übersicht), die beide unter der Kontrolle der zirkadianen Uhr der Netzhaut stehen [103,104]. Die Exposition gegenüber blauem Licht während der Nacht kann negativere Auswirkungen haben als die gleiche Exposition während des Tages. In diesem Fall basiert diese Annahme jedoch auf experimentellen Daten, die an nachtaktiven Nagetieren gewonnen wurden. Daher ist es schwierig zu bestimmen, ob lichtinduzierte Netzhautschäden beim Menschen einen täglichen Rhythmus haben, und weitere Studien an tagaktiven Tiermodellen (z. B. nicht-menschlichen Primaten) sind erforderlich, um diesen wichtigen Punkt anzugehen.

    Experimentelle Beweise deuten darauf hin, dass Wellenlängen im blauen Teil des Spektrums (400� nm) Schäden in der Netzhaut verursachen können, und obwohl der anfängliche Schaden nach der Exposition gegenüber blauem Licht auf das RPE beschränkt sein kann, führt ein beschädigtes RPE schließlich zum Tod der Photorezeptoren . Obwohl sich die meisten Studien über die Wirkung von blauem Licht auf die Mechanismen konzentriert haben, die für die Schädigung der Photorezeptoren nach einer akuten Exposition gegenüber hochintensivem Licht verantwortlich sind, haben einige Studien berichtet, dass eine unterschwellige Exposition gegenüber blauem Licht auch Schäden an Photorezeptoren verursachen kann [105 -107]. Darüber hinaus haben mehrere Autoren vorgeschlagen, dass die Menge an blauem Licht, die während des gesamten Lebens einer Person empfangen wird, ein wichtiger Faktor bei der Entwicklung der altersbedingten Makuladegeneration (AMD) sein kann. Die Verwendung von Linsen (intra- und extraokular), die blaues Licht blockieren (𠇋lue-blocker”) kann einen gewissen Schutz vor der Entwicklung von AMD bieten [60,108].

    Der Mechanismus, durch den eine langfristige Exposition gegenüber blauem Licht zu Schäden an den Photorezeptoren führen kann, ist größtenteils unbekannt. Mehrere Studien haben gezeigt, dass Lipofuscin (Absorptionspeak bei etwa 450 nm) ein möglicher Mediator des Risikos ist, das mit einer langfristigen Exposition gegenüber Blaulicht-induzierten Netzhautschäden verbunden ist [109,110]. Lipofuscin reichert sich im RPE in Form von Granulaten an, die sich in den Lysosomen des RPE befinden. Die Bildung von Lipofuscin beginnt in den äußeren Segmenten der Photorezeptoren als Nebenprodukt des Abbaus von Stäbchen-Photorezeptorscheiben [105]. Wenn Lipofuscin blaues Licht absorbiert, werden ROS produziert, und diese freien Radikale sind für die oxidativen Schäden in der Netzhaut verantwortlich. Die Zahl der von Lipofuscin produzierten reaktiven Sauerstoffspezies steht in direktem Zusammenhang mit der spektralen Zusammensetzung des Lichts und nimmt von 400 auf 490 nm stetig ab [73]. Die Akkumulation von Lipofuscin im RPE, insbesondere in der Makula, wurde mit dem Absterben von Photorezeptoren und mit AMD in Verbindung gebracht [109]. Darüber hinaus steigt die Menge an Lipofuscin im RPE mit dem Alter an (d. Schließlich wurde berichtet, dass eine chronische Exposition gegenüber blauem Licht die Degeneration der Photorezeptoren in einem Tiermodell bei der Untersuchung der Netzhautdegeneration beschleunigen kann [112].

    Daher deuten experimentelle Beweise aus verschiedenen experimentellen Modellen darauf hin, dass die Exposition gegenüber blauem Licht im Bereich von 470� nm für das Auge weniger schädlich sein kann als blaues Licht im Bereich von 400� nm. Wir glauben, dass die Entwicklung von LEDs mit einer Spitzenemission von etwa 470� nm einen wichtigen Fortschritt in der Sicherheit von LEDs für die Augengesundheit darstellen kann [6] ( Abbildung 3 ).

    Lichtexposition und altersbedingte Makuladegeneration beim Menschen

    Eine Reihe von Studien in vielen Tiermodellen hat gezeigt, dass die Exposition gegenüber blauem Licht ein Risiko für die Entwicklung von AMD oder anderen Netzhauterkrankungen darstellen kann [113,114]. Das tatsächliche Risiko einer Exposition mit künstlichem Licht (weiß oder blau) für den Menschen ist jedoch schwer abzuschätzen, da die Lichttherapie erst seit wenigen Jahren und bei einer kleinen Anzahl von Personen angewendet wird. Darüber hinaus variiert die individuelle Anfälligkeit für Blaulichtschäden von Person zu Person erheblich, was die Bewertung des Risikos im Zusammenhang mit wiederholter Exposition gegenüber blauem Licht bei der Ätiologie der AMD schwierig macht.

    Frühere epidemiologische Studien haben gezeigt, dass die chronische Exposition gegenüber sichtbarem und blauem Licht ein Kofaktor bei der Entwicklung von AMD sein kann [115-117]. Darzin et al. [118] fanden keine signifikanten Zusammenhänge zwischen blauem Licht und der Entstehung von AMD. Okunoet al. [119] bewerteten die Gefahren durch blaues Licht von vielen verschiedenen Lichtquellen und berichteten, dass die Exposition (selbst für weniger als eine Minute) durch blaues Licht der Sonne, Bogenschweißlampen und der Bogen von Entladungslampen für die Netzhaut gefährlich ist , wohingegen die Exposition gegenüber blauem Licht von Leuchtstofflampen oder LEDs keine signifikante Gefahr darstellt.

    Somit ist klar, dass viele verschiedene Faktoren an der Pathogenese der AMD beteiligt sind. Diese Beobachtung, zusammen mit den begrenzten Daten in Bezug auf die Anzahl der Probanden oder die Behandlungsdauer, macht es schwierig, den Zusammenhang zwischen Blaulichtexposition und der Entwicklung von AMD vorherzusagen.

    Schließlich ist ultraviolettes (UV) Licht ein Risikofaktor für die altersbedingte Makuladegeneration. UV wird meist von der Hornhaut oder Linse blockiert, daher kann nur sichtbares Licht das Auge durchdringen und die Netzhaut erreichen. Eine aktuelle Studie von Narimatsu et al. [120], die mit einem Tiermodell durchgeführt wurden, berichteten, dass das Blockieren von UV-Licht und blauem Licht mit gelb getönten Intraokularlinsenmaterialien (400� nm) die Netzhaut schützen könnte [120].Daher kann es für den Schutz der Netzhaut auch wichtig sein, die Menge an blauem Licht, die die Netzhaut im Bereich von 400� nm erreicht, zu reduzieren.


    Wirkung der Gene auf Stimmung und Depression

    Jeder Teil Ihres Körpers, einschließlich Ihres Gehirns, wird von Genen gesteuert. Gene stellen Proteine ​​her, die an biologischen Prozessen beteiligt sind. Im Laufe des Lebens schalten sich verschiedene Gene ein und aus, damit sie – im besten Fall – die richtigen Proteine ​​zur richtigen Zeit herstellen. Aber wenn die Gene etwas falsch machen, können sie Ihre Biologie so verändern, dass Ihre Stimmung instabil wird. Bei einer Person, die genetisch anfällig für Depressionen ist, kann jeder Stress (zum Beispiel ein verpasster Termin bei der Arbeit oder eine Krankheit) dieses System aus dem Gleichgewicht bringen.

    Die Stimmung wird von Dutzenden von Genen beeinflusst, und so wie sich unsere genetische Ausstattung unterscheidet, so unterscheiden sich auch unsere Depressionen. Die Hoffnung ist, dass die Behandlung von Depressionen individualisierter und erfolgreicher werden kann, wenn die Forscher die an affektiven Störungen beteiligten Gene lokalisieren und ihre Funktionen besser verstehen. Die Patienten würden die besten Medikamente für ihre Art der Depression erhalten.

    Ein weiteres Ziel der Genforschung ist natürlich zu verstehen, wie genau die Biologie bestimmte Menschen anfällig für Depressionen macht. Zum Beispiel beeinflussen mehrere Gene die Stressreaktion, so dass wir mehr oder weniger wahrscheinlich als Reaktion auf Probleme depressiv werden.

    Der vielleicht einfachste Weg, die Macht der Genetik zu erfassen, besteht darin, sich Familien anzusehen. Es ist bekannt, dass Depressionen und bipolare Störungen in Familien vorkommen. Der stärkste Beweis dafür stammt aus der Forschung zur bipolaren Störung. Die Hälfte der Menschen mit bipolarer Störung hat einen Verwandten mit einem ähnlichen Muster von Stimmungsschwankungen. Studien an eineiigen Zwillingen, die einen genetischen Bauplan teilen, zeigen, dass, wenn ein Zwilling eine bipolare Störung hat, der andere eine 60- bis 80-prozentige Chance hat, ebenfalls eine bipolare Störung zu entwickeln. Diese Zahlen gelten nicht für zweieiige Zwillinge, die – wie andere biologische Geschwister – nur etwa die Hälfte ihrer Gene teilen. Wenn ein zweieiiger Zwilling eine bipolare Störung hat, hat der andere eine Wahrscheinlichkeit von 20 %, diese zu entwickeln.

    Die Beweise für andere Arten von Depressionen sind subtiler, aber sie sind real. Eine Person, die einen Verwandten ersten Grades hat, der an einer Major Depression litt, hat ein um 1,5% bis 3% erhöhtes Risiko für die Erkrankung.

    Ein wichtiges Ziel der Genforschung – und das gilt für die gesamte Medizin – ist es, die spezifische Funktion jedes Gens zu kennen. Diese Art von Informationen wird uns helfen herauszufinden, wie die Interaktion von Biologie und Umwelt bei manchen Menschen zu Depressionen führt, bei anderen jedoch nicht.

    Temperament prägt das Verhalten

    Genetik bietet eine Perspektive darauf, wie widerstandsfähig Sie angesichts schwieriger Lebensereignisse sind. Aber Sie müssen kein Genetiker sein, um sich selbst zu verstehen. Eine intuitivere Art, Resilienz zu betrachten, besteht vielleicht darin, Ihr Temperament zu verstehen. Das Temperament – ​​zum Beispiel wie erregbar Sie sind oder ob Sie dazu neigen, sich aus sozialen Situationen zurückzuziehen oder sich darauf einzulassen – wird durch Ihre genetische Vererbung und durch die Erfahrungen, die Sie im Laufe Ihres Lebens gemacht haben, bestimmt. Manche Menschen sind in der Lage, bessere Entscheidungen im Leben zu treffen, wenn sie ihre gewohnten Reaktionen auf Menschen und Lebensereignisse verstehen.

    Kognitionspsychologen weisen darauf hin, dass Ihr Blick auf die Welt und insbesondere Ihre uneingestandenen Annahmen über die Funktionsweise der Welt auch Ihre Gefühle beeinflussen. Sie entwickeln frühzeitig Ihren Standpunkt und lernen, bei Verlust, Enttäuschung oder Ablehnung automatisch darauf zurückzugreifen. Zum Beispiel könntest du dich selbst als nicht liebenswert ansehen, also vermeidest du es, dich auf andere einzulassen, anstatt zu riskieren, eine Beziehung zu verlieren. Oder Sie sind so selbstkritisch, dass Sie nicht die geringste Kritik von anderen ertragen können, was Ihren beruflichen Fortschritt verlangsamen oder blockieren kann.

    Obwohl Temperament oder Weltanschauung bei Depressionen eine Rolle spielen können, sind beide nicht unveränderlich. Therapie und Medikamente können im Laufe der Zeit gewachsene Gedanken und Einstellungen verändern.

    Stressige Lebensereignisse

    Fast jeder erlebt irgendwann einmal stressige Lebensereignisse: den Tod eines geliebten Menschen, den Verlust des Arbeitsplatzes, eine Krankheit oder eine nach unten gerichtete Beziehung. Manche müssen mit dem frühen Verlust eines Elternteils, Gewalt oder sexuellem Missbrauch fertig werden. Obwohl nicht jeder, der diesen Belastungen ausgesetzt ist, eine affektive Störung entwickelt – tatsächlich die meisten nicht – spielt Stress eine wichtige Rolle bei Depressionen.

    Wie im vorherigen Abschnitt erläutert, beeinflusst Ihre genetische Ausstattung, wie sensibel Sie auf belastende Lebensereignisse reagieren. Wenn Genetik, Biologie und stressige Lebenssituationen zusammenkommen, kann eine Depression die Folge sein.

    Stress hat seine eigenen physiologischen Folgen. Es löst eine Kette von chemischen Reaktionen und Reaktionen im Körper aus. Wenn der Stress nur von kurzer Dauer ist, kehrt der Körper normalerweise zur Normalität zurück. Aber wenn Stress chronisch ist oder das System auf Hochtouren stecken bleibt, können Veränderungen in Körper und Gehirn langanhaltend sein.

    Wie Stress den Körper beeinflusst

    Stress kann als eine automatische körperliche Reaktion auf jeden Reiz definiert werden, der eine Anpassung an Veränderungen erfordert. Jede reale oder wahrgenommene Bedrohung für Ihren Körper löst eine Kaskade von Stresshormonen aus, die physiologische Veränderungen hervorruft. Wir alle kennen die Empfindungen: Ihr Herz pocht, Ihre Muskeln sind angespannt, die Atmung beschleunigt sich und Schweißperlen treten auf. Dies wird als Stressreaktion bezeichnet.

    Die Stressreaktion beginnt mit einem Signal aus dem als Hypothalamus bekannten Teil Ihres Gehirns. Der Hypothalamus verbindet die Hypophyse und die Nebennieren zu einem Trio, der sogenannten Hypothalamus-Hypophysen-Nebennieren-(HPA)-Achse, die eine Vielzahl von hormonellen Aktivitäten im Körper steuert und auch bei Depressionen eine Rolle spielen kann.

    Wenn eine körperliche oder emotionale Bedrohung droht, schüttet der Hypothalamus das Corticotropin-Releasing-Hormon (CRH) aus, das die Aufgabe hat, Ihren Körper zu wecken. Hormone sind komplexe Chemikalien, die Botschaften an Organe oder Zellgruppen im ganzen Körper übermitteln und bestimmte Reaktionen auslösen. CRH folgt einem Weg zu Ihrer Hypophyse, wo es die Sekretion des adrenokortikotropen Hormons (ACTH) stimuliert, das in Ihren Blutkreislauf pulsiert. Wenn ACTH Ihre Nebennieren erreicht, wird Cortisol freigesetzt.

    Der Cortisolschub bereitet Ihren Körper auf Kampf oder Flucht vor. Ihr Herz schlägt schneller – bis zu fünfmal so schnell wie normal – und Ihr Blutdruck steigt. Ihr Atem beschleunigt sich, wenn Ihr Körper zusätzlichen Sauerstoff aufnimmt. Geschärfte Sinne wie Sehen und Hören machen Sie wacher.

    CRH betrifft auch die Großhirnrinde, einen Teil der Amygdala, und den Hirnstamm. Es wird angenommen, dass es eine wichtige Rolle bei der Koordination Ihrer Gedanken und Ihres Verhaltens, Ihrer emotionalen Reaktionen und unfreiwilligen Reaktionen spielt. Es arbeitet entlang einer Vielzahl von Nervenbahnen und beeinflusst die Konzentration von Neurotransmittern im gesamten Gehirn. Störungen im Hormonsystem können sich daher durchaus auf Neurotransmitter auswirken und umgekehrt.

    Normalerweise ermöglicht eine Rückkopplungsschleife dem Körper, die "Kampf-oder-Flucht"-Abwehr auszuschalten, wenn die Bedrohung vorbei ist. In einigen Fällen schließen die Schleusen jedoch nie richtig und der Cortisolspiegel steigt zu oft oder bleibt einfach hoch. Dies kann zu Problemen wie Bluthochdruck, Immunsuppression, Asthma und möglicherweise Depressionen beitragen.

    Studien haben gezeigt, dass Menschen, die depressiv sind oder an Dysthymie leiden, typischerweise einen erhöhten CRH-Spiegel aufweisen. Antidepressiva und Elektrokrampftherapie sind dafür bekannt, diese hohen CRH-Werte zu senken. Wenn sich der CRH-Spiegel wieder normalisiert, gehen die depressiven Symptome zurück. Die Forschung legt auch nahe, dass Traumata während der Kindheit die Funktion von CRH und der HPA-Achse während des gesamten Lebens negativ beeinflussen können.

    Frühe Verluste und Traumata

    Bestimmte Ereignisse können dauerhafte körperliche sowie emotionale Folgen haben. Forscher haben herausgefunden, dass frühe Verluste und emotionale Traumata Menschen im späteren Leben anfälliger für Depressionen machen können.

    Tiefgreifende frühe Verluste, wie der Tod eines Elternteils oder der Entzug der Zuneigung eines geliebten Menschen, können das ganze Leben lang mitschwingen und sich schließlich als Depression äußern. Wenn eine Person sich der Quelle ihrer Krankheit nicht bewusst ist, kann sie die Depression nicht leicht überwinden. Darüber hinaus können spätere Verluste oder Enttäuschungen ihre Rückkehr auslösen, es sei denn, die Person erlangt ein bewusstes Verständnis der Ursache der Erkrankung.

    Zeitschrift der American Medical Association zeigten, dass Frauen, die als Kinder körperlich oder sexuell missbraucht wurden, extremere Stressreaktionen zeigten als Frauen, die nicht missbraucht wurden. Die Frauen hatten einen höheren Spiegel der Stresshormone ACTH und Cortisol, und ihr Herz schlug schneller, wenn sie stressige Aufgaben wie das Aufstellen mathematischer Gleichungen oder das Sprechen vor Publikum verrichteten.

    Viele Forscher glauben, dass ein frühes Trauma subtile Veränderungen der Gehirnfunktion verursacht, die für Symptome von Depressionen und Angstzuständen verantwortlich sind. Die an der Stressreaktion beteiligten Schlüsselregionen des Gehirns können auf chemischer oder zellulärer Ebene verändert sein. Veränderungen können Schwankungen in der Konzentration von Neurotransmittern oder Schäden an Nervenzellen umfassen. Es sind jedoch weitere Untersuchungen erforderlich, um den Zusammenhang zwischen Gehirn, psychischem Trauma und Depression zu klären.

    Saisonale affektive Störung: Wenn der Winter den Blues bringt

    Viele Menschen fühlen sich traurig, wenn der Sommer zu Ende geht, aber einige entwickeln mit dem Wechsel der Jahreszeit tatsächlich Depressionen. Diese als saisonal-affektive Störung (SAD) bekannte Form der Depression betrifft etwa 1 bis 2 % der Bevölkerung, insbesondere Frauen und junge Menschen.

    SAD scheint durch eine begrenztere Tageslichtexposition ausgelöst zu werden, typischerweise tritt sie in den Herbst- oder Wintermonaten auf und lässt im Frühjahr nach. Die Symptome ähneln einer allgemeinen Depression und umfassen Lethargie, Verlust des Interesses an einst angenehmen Aktivitäten, Reizbarkeit, Konzentrationsschwäche und eine Änderung des Schlafmusters, des Appetits oder beides.

    Um SAD zu bekämpfen, empfehlen Ärzte Bewegung, insbesondere Aktivitäten im Freien während der Tagesstunden. Es kann auch hilfreich sein, sich hellem künstlichem Licht auszusetzen. Bei der Lichttherapie, auch Phototherapie genannt, sitzt man in der Regel jeden Morgen 30 Minuten lang in der Nähe einer speziellen Lichtquelle, die weitaus intensiver ist als normales Innenlicht. Das Licht muss durch Ihre Augen eintreten, um eine wirksame Hautexposition zu erzielen, es wurde nicht nachgewiesen, dass es funktioniert. Manche Menschen fühlen sich nach nur einer leichten Behandlung besser, aber die meisten Menschen benötigen mindestens ein paar Tage Behandlung und einige brauchen mehrere Wochen. Sie können ohne Rezept Boxen kaufen, die die richtige Lichtintensität (10.000 Lux) mit einer minimalen Menge an ultraviolettem Licht emittieren, aber es ist am besten, mit einem Fachmann zusammenzuarbeiten, der Ihre Reaktion überwachen kann.

    Die Lichttherapie hat nur wenige Nebenwirkungen, aber Sie sollten sich der folgenden potenziellen Probleme bewusst sein:

    • Leichte Angstzustände, Nervosität, Kopfschmerzen, frühes Erwachen oder Überanstrengung der Augen können auftreten.
    • Es gibt Hinweise darauf, dass Lichttherapie bei anfälligen Menschen eine manische Episode auslösen kann.
    • Obwohl es keinen Beweis dafür gibt, dass eine Lichttherapie ein Augenproblem verschlimmern kann, sollten Sie jede Augenerkrankung dennoch mit Ihrem Arzt besprechen, bevor Sie mit der Lichttherapie beginnen. Da Hautausschläge auftreten können, informieren Sie Ihren Arzt ebenfalls über alle Hauterkrankungen.
    • Einige Medikamente oder Kräuter (zum Beispiel Johanniskraut) können Sie lichtempfindlich machen.
    • Wenn eine Lichttherapie nicht hilfreich ist, können Antidepressiva Linderung verschaffen.

    Medizinische Probleme

    Bestimmte medizinische Probleme sind mit anhaltenden, erheblichen Stimmungsstörungen verbunden. Tatsächlich können medizinische Krankheiten oder Medikamente die Ursache für bis zu 10 bis 15 % aller Depressionen sein.

    Zu den bekanntesten Schuldigen zählen zwei Schilddrüsenhormon-Ungleichgewichte. Ein Überschuss an Schilddrüsenhormon (Hyperthyreose) kann manische Symptome auslösen. Andererseits führt eine Hypothyreose, eine Erkrankung, bei der Ihr Körper zu wenig Schilddrüsenhormon produziert, oft zu Erschöpfung und Depressionen.

    Herzkrankheiten wurden auch mit Depressionen in Verbindung gebracht, wobei bis zu die Hälfte der Überlebenden eines Herzinfarkts berichteten, sich blau zu fühlen und viele mit einer erheblichen Depression. Depressionen können für Herzpatienten zu Problemen führen: Sie wurden mit einer langsameren Genesung, zukünftigen Herz-Kreislauf-Problemen und einem höheren Sterberisiko innerhalb von etwa sechs Monaten in Verbindung gebracht. Obwohl Ärzte aufgrund ihrer Auswirkungen auf den Herzrhythmus gezögert haben, Herzpatienten ältere Depressionsmedikamente, sogenannte trizyklische Antidepressiva, zu verabreichen, scheinen selektive Serotonin-Wiederaufnahmehemmer für Menschen mit Herzerkrankungen sicher zu sein.

    Die folgenden Erkrankungen wurden auch mit Depressionen und anderen affektiven Störungen in Verbindung gebracht:

    • degenerative neurologische Erkrankungen wie Multiple Sklerose, Parkinson-Krankheit, Alzheimer-Krankheit und Huntington-Krankheit
    • Schlaganfall
    • einige Ernährungsmängel, wie ein Mangel an Vitamin B12
    • andere endokrine Erkrankungen, wie z. B. Probleme mit den Nebenschilddrüsen oder Nebennieren, die dazu führen, dass sie zu wenig oder zu viel von bestimmten Hormonen produzieren
    • bestimmte Erkrankungen des Immunsystems, wie Lupus
    • einige Viren und andere Infektionen, wie Mononukleose, Hepatitis und HIV
    • Krebs
    • erektile Dysfunktion bei Männern.

    Bei der Betrachtung des Zusammenhangs zwischen Gesundheitsproblemen und Depression ist eine wichtige Frage, was zuerst da war, der Gesundheitszustand oder die Stimmungsschwankungen. Es besteht kein Zweifel, dass der Stress bestimmter Krankheiten Depressionen auslösen kann. In anderen Fällen geht eine Depression der medizinischen Erkrankung voraus und kann sogar dazu beitragen. Um herauszufinden, ob die Stimmungsschwankungen allein oder als Folge der Krankheit aufgetreten sind, berücksichtigt ein Arzt die Krankengeschichte einer Person und die Ergebnisse einer körperlichen Untersuchung.

    Wenn eine Depression oder Manie von einem zugrunde liegenden medizinischen Problem herrührt, sollten die Stimmungsschwankungen nach der Behandlung der Erkrankung verschwinden. Wenn Sie beispielsweise eine Hypothyreose haben, nehmen Lethargie und Depression oft ab, sobald die Behandlung den Schilddrüsenhormonspiegel in Ihrem Blut reguliert. In vielen Fällen ist die Depression jedoch ein eigenständiges Problem, was bedeutet, dass die Behandlung, um erfolgreich zu sein, die Depression direkt angehen muss.


    Materialen und Methoden

    Mutagenese und molekulares Klonen

    Synthetische DNA-Oligonukleotide, die für die Klonierung und Bibliothekskonstruktion verwendet wurden, wurden von Integrated DNA Technologies (Coralville, Iowa, Vereinigte Staaten von Amerika) erworben. Die zufällige Mutagenese von NIR-GECO-Varianten wurde unter Verwendung von Taq DNA-Polymerase (New England Biolabs, Ipswich, Massachusetts, USA) mit Bedingungen, die zu einer Mutationshäufigkeit von 1 bis 2 Mutationen pro 1.000 Basenpaare führten. Genfragmente für NIR-GECO-Bibliotheken wurden dann zwischen Restriktionsschnittstellen eingefügt XhoI und HindIII von pcDuex2 zum Ausdruck. Die DNA-Sequenzen, die für miRFP . kodieren1 bis 172, CaM-RS20 (von NIR-GECO1) und miRFP179 bis 311 wurden separat durch PCR-Amplifikation amplifiziert und dann als DNA-Matrizen für den Aufbau von miRFP1 zu 172 – CaM-RS20 – miRFP . verwendet179 bis 311 durch Überlappungsverlängerungs-PCR. Die resultierende DNA-Sequenz wurde dann verdaut und in den pcDNA3.1(-)-Vektor zur Säugetierexpression und in einen pBAD-MycHisC (Invitrogen, Waltham, Massachusetts, USA)-Vektor zur bakteriellen Expression ligiert. Q5 High-Fidelity-DNA-Polymerase (New England Biolabs) wurde für die routinemäßige PCR-Amplifikation und die Überlappungsverlängerungs-PCR verwendet. PCR-Produkte und Produkte von Restriktionsverdaus wurden routinemäßig unter Verwendung von präparativer Agarosegelelektrophorese gereinigt, gefolgt von DNA-Isolierung mit dem GeneJET-Gelextraktionskit (Thermo Fisher Scientific, Waltham, Massachusetts, USA). Restriktionsendonukleasen wurden von Thermo Fisher Scientific bezogen. Ligationen wurden unter Verwendung von T4-Ligase in Rapid Ligation Buffer (Thermo Fisher Scientific) durchgeführt.

    Gene oder Genbibliotheken in Expressionsplasmiden wurden elektroporiert in E. coli Stamm DH10B (Thermo Fisher Scientific). Die transformierten Zellen wurden dann auf 10-cm-Lysogeny-Brühe (LB)-Agar-Petrischalen ausplattiert, die mit 400 &mgr;g/ml Ampicillin (Sigma, St. Louis, Missouri, USA) und 0,0004% (Gew./Vol.) L-Arabinose (Alfa Aesar , Haverhill, Massachusetts, USA) bei 37 °C über Nacht. Für das Screening der Bibliothek wurden helle Bakterienkolonien, die NIR-GECO-Varianten exprimieren, gepickt und kultiviert. Proteine ​​wurden mit B-PER (Thermo Fisher Scientific) aus Übernachtkulturen von Bakterien extrahiert, die in LB-Medien wuchsen, ergänzt mit 100 µg/ml Ampicillin und 0,0016 % L-Arabinose und dann auf Fluoreszenz und Ca 2+ -Antwort in 384-Well-Platten getestet. Varianten mit der höchsten Helligkeit und Ca 2+ -Antwort wurden ausgewählt und die entsprechenden Plasmide wurden gereinigt. HeLa-Zellen wurden mit den ausgewählten Plasmiden transfiziert und Lebendzell-Fluoreszenzbildgebung wurde verwendet, um sowohl die Helligkeit als auch die Ca 2+ -Antwort neu zu bewerten. Die Isolierung von Plasmid-DNA im kleinen Maßstab wurde mit dem GeneJET-Miniprep-Kit (Thermo Fisher Scientific) durchgeführt.

    Zur Konstruktion von Opto-CRAC-EYFP, einem synthetischen doppelsträngigen DNA-Fragment bestehend aus fusionierten EYFP-, LOV2- und STIM1-CT-Fragmenten (Reste 336–486) [16], flankiert von Nicht ich und XhoI Restriktionsstellen, wurde in den pcDNA3.1(-)-Vektor kloniert.

    Proteinreinigung und In-vitro-Charakterisierung

    Die Gene für die miRFP-basierten Ca 2+ -Indikatoren NIR-GECO1, NIR-GECO2 und NIR-GECO2G mit einem Polyhistidin-Tag am C-Terminus wurden von einem pBAD-MycHisC (Invitrogen) Vektor exprimiert, der das Gen enthält von Cyanobakterien Synechozystis HO1 wie zuvor beschrieben [23,24]. Bakterien wurden mit einem Zelldisruptor (Constant Systems, Northants, Vereinigtes Königreich) lysiert und dann bei 15.000 . zentrifugiertg für 30 Minuten und die Proteine ​​wurden durch Ni-NTA-Affinitätschromatographie (Agarose Bead Technologies, Doral, Florida, USA) gereinigt. Der Puffer wurde mit Zentrifugalkonzentratoren (GE Healthcare Life Sciences, Vancouver, British Columbia, Kanada) gegen 10 mM MOPS, 100 mM KCl (pH 7,2) ausgetauscht. Die Spektren des miRFP-basierten Ca 2+ -Indikatorprototyps mit und ohne Ca 2+ wurden in einer 384-Well-Platte gemessen. Kurz gesagt wurden gereinigte Proteine ​​in 384-Well-Platten geladen und dann entweder mit 10 mM EGTA oder 5 mM CaCl&sub2;2 bevor Sie Emissionsspektren messen. Die ECs, QY und pKein für NIR-GECO-Varianten wurden wie zuvor beschrieben bestimmt [8]. Ca 2+ -Titrationen von NIR-GECO-Varianten wurden mit EGTA-gepufferten Ca 2+ -Lösungen durchgeführt. Wir haben Puffer durch Mischen eines CaEGTA-Puffers (30 mM MOPS, 100 mM KCl, 10 mM EGTA und 10 mM CaCl .) hergestellt2) und einem EGTA-Puffer (30 mM MOPS, 100 mM KCl und 10 mM EGTA), um freie Ca 2+ -Konzentrationen im Bereich von 0 nM bis 39 µM bei 25°C zu ergeben. Die Fluoreszenzintensitäten wurden gegen die Ca 2+ -Konzentrationen aufgetragen und durch eine sigmoidale Bindungsfunktion angepasst, um den Hill-Koeffizienten und . zu bestimmen KD. k . bestimmenaus für NIR-GECO-Varianten wurde ein SX20 Stopped-Flow-Spektrometer (Applied Photophysics, Surrey, UK) verwendet. Proteinproben mit 10-μM CaCl2 (30 mM MOPS, 100 mM KCl und pH 7,2) wurden schnell mit 10 mM EGTA (30 mM MOPS, 100 mM KCl und pH 7,2) bei Raumtemperatur gemischt und die Fluoreszenzwachstumskurve wurde gemessen und durch eine einzelne exponentielle Gleichung angepasst .

    Bildgebung eines miRFP-basierten Ca 2+ Indikator-Prototyps in HeLa-Zellen

    HeLa-Zellen (40 % bis 60 % konfluent) auf einer 24-Loch-Glasbodenplatte (Cellvis, Mountain View, Kalifornien, USA) wurden mit 0,5 µg Plasmid-DNA und 2 µl TurboFect (Thermo Fisher Scientific) transfiziert. Nach 2-stündiger Inkubation wurde das Medium auf DEME (Gibco, Waltham, Massachusetts, USA) mit 10 % fötalem Rinderserum (FBS) (Sigma), 2 mM GlutaMax (Thermo Fisher Scientific) und 1 % Penicillin-Streptomycin ( Gibco) und die Zellen wurden 48 Stunden bei 37 °C in einem CO&sub2;2 Inkubator vor der Bildgebung. Vor der Bildgebung wurde das Kulturmedium in Hanks Balanced Salt Solution (HBSS) gewechselt. Die Weitfeld-Bildgebung wurde an einem Nikon Eclipse Ti-Mikroskop durchgeführt, das mit einer 75-W-Nikon-Xenonlampe, einem 16-Bit 512SC QuantEM EMCCD (Photometrics, Tucson, Arizona, USA) und einem 60-fach-Objektiv ausgestattet war und von einem NIS-Elements AR 4.20 Softwarepaket (Nikon, Tokio, Japan). Für die Zeitraffer-Bildgebung wurden HeLa-Zellen mit 4 mM EGTA (mit 5-μM Ionomycin) und dann 10 mM CaCl . behandelt2 (mit 5-μM Ionomycin). Alle 5 Sekunden wurden Bilder unter Verwendung eines Filtersatzes mit 650/60-nm-Anregung und 720/60-nm-Emission aufgenommen.

    Bildgebung von NIR-GECO1 und NIR-GECO2G in HeLa-Zellen mit Opto-CRAC

    HeLa-Zellen wurden mit pcDNA3.1-NIR-GECO1 oder pcDNA3.1-NIR-GECO2 und pcDNA3.1-Opto-CRAC-EYFP unter Verwendung des Transfektionsreagenzes Lipofectamine 3000 (Invitrogen) gemäß den Anweisungen des Herstellers kotransfiziert. Es wurde ein inverses Mikroskop (D1, Zeiss, Oberkochen, Deutschland) verwendet, das mit einem 63×-Objektiv (NA 1.4, Zeiss) und einer Multiwellenlängen-LED-Lichtquelle (pE-4000, CoolLED, Andover, UK) ausgestattet war. Blaue (470 nm) und rote (635 nm) Anregungen wurden verwendet, um Opto-CRAC-EYFP- bzw. NIR-GECO-Varianten zu beleuchten. Der GFP-Filtersatz (BP 470–490, dichroitischer Spiegel T495lpxr und Emissionsfilter HQ525/50) und der NIR-Filtersatz (ET 650/45x, dichroitischer Spiegel T685lpxr und Emissionsfilter ET720/60) wurden verwendet, um den Ausdruck von . zu bestätigen Opto-CRAC-EYFP- und NIR-GECO-Varianten. Der Filtersatz (T685lpxr dichroitischer Spiegel und ET720/60 Emissionsfilter) wurde verwendet, um Opto-CRAC zu stimulieren und Fluoreszenzbildgebung von NIR-GECO1 und NIR-GECO2G zu erhalten. Die optische Stimulation wurde mit dem 470-nm-LED-Licht bei einer Leistungsdichte von 1,9 mW/mm 2 erreicht. Photokonversionstests von NIR-GECO2 und NIR-GECO2G wurden mit 470-nm-LED-Licht bei einer Leistungsdichte von 6,2 mW/mm 2 durchgeführt. Fluoreszenzsignale wurden von einer sCMOS-Kamera (ORCA-Flash4.0LT, Hamamatsu, Hamamatsu City, Japan) aufgezeichnet und von einer Software (HC Image oder NIS-Elements Advanced Research) gesteuert.

    Bildgebung von NIR-GECO2G in humanen iPSC-abgeleiteten Kardiomyozyten

    Humane iPSC-abgeleitete Kardiomyozyten (humane iPSC-Kardiomyozyten – männlich | ax2505) wurden von Axol Bioscience (Cambridge, UK) bezogen. Die Glasbodenplatte mit 96 Vertiefungen wurde zuerst mit Fibronektin und Gelatine (0,5% bzw. 0,1%) bei 37ºC für mindestens 1 Stunde beschichtet. Die Zellen wurden dann ausplattiert und 3 Tage in Axol’s Cardiomyocyte Maintenance Medium kultiviert. IPSC-CMs wurden dann mit pcDNA3.1-NIR-GECO2 mit oder ohne pcDNA3.1-hChR2-EYFP unter Verwendung von Lipofectamine 3000 (Invitrogen) gemäß den Anweisungen des Herstellers transfiziert. Das Medium wurde direkt vor der Bildgebung auf Tyrodes Puffer umgestellt. Die Bildgebung erfolgte mit einem inversen Mikroskop (D1, Zeiss), ausgestattet mit einem 63×-Objektiv (NA 1.4, Zeiss) und einer Multiwellenlängen-LED-Lichtquelle (pE-4000, CoolLED) mit den gleichen Einstellungen wie oben beschrieben.

    Bildgebung von NIR-GECO1, NIR-GECO2, NIR-GECO2G und miRFP720 in kultivierten Neuronen

    Für die Präparation einer dissoziierten Hippocampus-Mausneuronkultur wurden Swiss Webster-Mäuse (Taconic Biosciences, Albany, New York, USA) am Tag 0 oder 1 nach der Geburt wie zuvor beschrieben verwendet [21]. Kurz gesagt wurde seziertes Hippocampusgewebe mit 50 Einheiten Papain (Worthington Biochem, Lakewood, New Jersey, USA) für 6 bis 8 Minuten bei 37 °C verdaut, und die Verdauung wurde durch Inkubieren mit Ovomucoid-Trypsin-Inhibitor (Worthington Biochem) für 4 Minuten gestoppt Minuten bei 37 °C. Gewebe wurde dann vorsichtig mit Pasteur-Pipetten dissoziiert, und dissoziierte Neuronen wurden mit einer Dichte von 20.000 bis 30.000 pro mit Matrigel (BD Biosciences, San Jose, Kalifornien, USA) beschichtetem Deckglas ausplattiert. Neuronen wurden in 100 μl Plattierungsmedium ausgesät, das Minimum Essential Medium (MEM) (Thermo Fisher Scientific), Glucose (33 mM, Sigma), Transferrin (0,01%, Sigma), HEPES (10 mM, Sigma), Glutagro (2 mM, Corning), Insulin (0,13 %, Millipore, Burlington, Massachusetts, USA), B27-Supplement (2%, Gibco) und hitzeinaktiviertes FBS (7,5%, Corning, Corning, New York, USA). Nach der Zelladhäsion wurde zusätzliches Plattierungsmedium zugegeben. AraC (0,002 mM, Sigma) wurde zugegeben, wenn die Gliadichte 50 bis 70 % der Konfluenz betrug. Neuronen wurden bei 37 °C und 5 % CO . gezüchtet2 in einer befeuchteten Atmosphäre.

    Um jede der NIR-GECO-Varianten in primären Hippocampus-Neuronen zu exprimieren und ihre Helligkeit und Photostabilität zu vergleichen, wurde das Gen, das für NIR-GECO(1,2,2G)-T2A-GFP kodiert, unter Verwendung einer Überlappungsverlängerungs-PCR konstruiert, gefolgt von einer Subklonierung in pAAV-CAG Vektor (Addgene Nr. 108420) unter Verwendung von BamHI- und EcoRI-Stellen. Das Gen für miRFP720-P2A-GFP wurde de novo von GenScript basierend auf der berichteten Sequenz [13] synthetisiert und in den pAAV-CAG-Vektor kloniert. Kultivierte Neuronen wurden mit Plasmiden (1,5 μg Plasmid-DNA pro Vertiefung) an 4 bis 5 Tagen in vitro (DIV) unter Verwendung eines kommerziellen Calciumphosphat-Transfektionskits (Thermo Fisher Scientific) wie zuvor beschrieben [21, 25] transfiziert.

    Die Weitfeld-Fluoreszenzmikroskopie von kultivierten Neuronen wurde unter Verwendung eines inversen Epifluoreszenzmikroskops (Eclipse Ti-E, Nikon) mit einer Orca-Flash4.0 V2 sCMOS-Kamera (Hamamatsu) und einer SPECTRA X-Lichtmaschine (Lumencor, Beaverton, Oregon, USA) durchgeführt. VEREINIGTE STAATEN VON AMERIKA). Für die automatisierte Mikroskop- und Kamerasteuerung wurde das NIS-Elements Advanced Research (Nikon) verwendet. Die Zellen wurden mit einem 20× NA 0,75 Luftobjektiv (Nikon) bei Raumtemperatur zur Quantifizierung der Helligkeit oder einem 40× NA 1,15 für Photobleaching-Experimente (Anregung: 631/28 nm Emission: 664 LP) abgebildet.

    Feldstimulation

    Neuronen, die NIR-GECO-Varianten exprimieren (angetrieben durch den CAG-Promotor) wurden in 24-Well-Platten mit 300 &mgr;L Wachstumsmedium in jedem Well bei Raumtemperatur abgebildet und stimuliert. Feldstimuli (83 Hz, 50 V und 1 ms) wurden in Zügen von 1, 2, 3, 5, 10, 20, 40 und 80 über 2 Platinelektroden mit einer Breite von 6,5 mm an Neuronen abgegeben. Neuronen wurden gleichzeitig abgebildet, während sie Feldstimulifolgen mit einer 40 × NA 1,15, einer 631/28-nm-LED (Spectra X Light Engine, Lumencor) lieferten. Die Fluoreszenz wurde durch 664LP unter Verwendung einer sCMOS-Kamera (Orca-Flash4.0, Hamamatsu) bei 2 Hz gesammelt.

    Ethik-Erklärung

    Alle am MIT durchgeführten experimentellen Manipulationen entsprachen den Protokollen, die vom Massachusetts Institute of Technology Committee on Animal Care (Protokollnummer: 1218-100-21) genehmigt wurden, gemäß den Richtlinien, die im US National Institutes of Health Guide for the Care and Use of . beschrieben sind Labortiere. Alle an der McGill University durchgeführten Verfahren entsprachen den Richtlinien des Canadian Council on Animal Care für die Verwendung von Tieren in der Forschung und wurden vom Montreal Neurological Institute Animal Care Committee (Protokollnummer: 2015–7728) genehmigt.

    IUE und akute Brian-Schicht-Bildgebung

    In-utero-Elektroporation (IUE) wurde verwendet, um die DNA, die für NIR-GECO2 und CoChR oder NIR-GECO2G kodiert, an das Mäusegehirn zu liefern. Kurz gesagt wurden am Embryonaltag (E) 15,5 zeitlich trächtige weibliche Swiss Webster (Taconic Biosciences)-Mäuse mit 2% Isofluran tief anästhesiert. Uterushörner wurden freigelegt und periodisch mit warmem sterilem PBS gespült. Eine Mischung der Plasmide pAAV-CAG-NIR-GECO2-WPRE und pCAG-CoChR-mTagBFP2-Kv2.2motif-WPRE oder Plasmid pAAV-CAG-NIR-GECO2G (bei einer Gesamt-DNA-Konzentration von ca. 1 bis 2 µg/µL) wurde in der Seitenventrikel von 1 Gehirnhälfte eines Embryos. Fünf Spannungsimpulse (50 V, 50 ms Dauer und 1 Hz) wurden unter Verwendung von Rundplattenelektroden (ECM TM 830 Elektroporator, Harvard Apparatus, Holliston, Massachusetts, USA) abgegeben. Injizierte Embryonen wurden zurück in die Mutter gesetzt und bis zur Geburt reifen gelassen.

    Akute Hirnschnitte wurden von Swiss Webster (Taconic Biosciences)-Mäusen am postnatalen Tag (P) P11 bis P22 unter Verwendung von Standardtechniken erhalten. Mäuse wurden ohne Rücksicht auf das Geschlecht verwendet. Die Mäuse wurden durch Isofluran-Inhalation anästhesiert, enthauptet und die Gehirnhälften wurden schnell entfernt und in eine kalte Schneidlösung auf Cholinbasis gelegt, die (in mM) 110 Cholinchlorid, 25 NaHCO . bestand3, 2,5 KCl, 7 MgCl2, 0,5 CaCl2, 1,25 NaH2Bestellung4, 25 Glucose, 11,6 Ascorbinsäure und 3,1 Brenztraubensäure (339 bis 341 mOsm/kg pH 7,75 eingestellt mit NaOH) für 2 Minuten, blockiert und in eine Schneidekammer überführt, die eiskalte Schneidlösung auf Cholinbasis enthält. Koronale Scheiben (300 μm dick) wurden mit einer Compresstome VF-300-Schneidemaschine geschnitten und in eine Haltekammer mit künstlicher Zerebrospinalflüssigkeit (ACSF) mit (in mM) 125 NaCl, 2,5 KCl, 25 NaHCO . überführt3, 2 CaCl2, 1 MgCl2, 1,25 NaH2Bestellung4und 11 Glucose (300 bis 310 mOsm/kg, pH 7,35, eingestellt mit NaOH) und für 10 Minuten bei 34 °C gewonnen, gefolgt von weiteren 30 Minuten bei Raumtemperatur. Die Scheiben wurden anschließend bis zur Verwendung bei Raumtemperatur gehalten. Sowohl Schneidlösung als auch ACSF wurden ständig mit 95% O . gesprudelt2 und 5% CO2.

    Einzelne Schnitte wurden in eine Aufnahmekammer überführt, die an einem inversen Mikroskop (Eclipse Ti-E, Nikon) angebracht war, und bei Raumtemperatur kontinuierlich mit ACSF (2 bis 3 ml/min) superfundiert. Zellen wurden durch ein 10× (0,45 NA) oder 20× (0,75 NA) Luftobjektiv mit Epifluoreszenz sichtbar gemacht, um positive Zellen zu identifizieren. Die Fluoreszenz von NIR-GECO2 oder NIR-GECO2G wurde von einer SPECTRA X Light Engine (Lumencor) mit 631/28-nm-Anregung angeregt und durch einen 664LP-Emissionsfilter gesammelt und auf eine Orca-Flash4.0 V2 sCMOS-Kamera abgebildet ( Hamamatsu). Die optische Stimulation von NIR-GECO2 und CoChR exprimierenden Schnitten wurde unter Verwendung einer 470-nm-LED (M470L3, ThorLabs, Newton, New Jersey, USA) bei 0,157 mW/mm 2 durchgeführt. Eine 4-AP-Stimulation wurde durchgeführt, indem 4-AP-Lösung in einer Endkonzentration von 1 mM in die Bildgebungskammer gegeben wurde.

    Bildgebung von NIR-GECO2 in C. elegans

    Würmer wurden nach Standardprotokollen kultiviert und gepflegt [26]. Die Gene von NIR-GECO2, NIR-GECO2G, HO1, CoChR und jGCaMP7s für die Expression in C. elegans wurden mit dem SnapGene Codon-Optimierungstool codon-optimiert und mit GenScript synthetisiert. Transgene Würmer, die NIR-GECO2(G) und jGCaMP7s pan-neuronal oder NIR-GECO2 in AVA und CoChR-GFP in ASH exprimieren, wurden durch Injektion der Plasmide oder NIR-GECO2) und tag-168::NLS-jGCaMP7s oder Plasmide flp-18::NIR-GECO2-T2A-HO1, sra-6::CoChR-SL2-GFP und elt-2::NLS-GFP in N2-Hintergrundwürmer, die diejenigen mit der stärksten Expression grüner Fluoreszenz auswählen (in Neuronen für den pan-neuronalen Stamm und im Darm für den optogenetischen Stamm). Die in diesem Experiment verwendete NLS-Sequenz war PKKKRKV.

    Hermaphrodite transgene Würmer wurden im Entwicklungsstadium L4 gepflückt und 12 bis 24 Stunden vor den Experimenten mit oder ohne 100-μM all-trans-Retinal (ATR) für optogenetische Experimente auf NGM-Platten mit frisch ausgesäten OP50-Rasen gelegt. Würmer wurden auf 2% Agarose-Pads auf Objektträgern montiert, mit 5 mM Tetramisol immobilisiert, mit einem Deckglas bedeckt und unter Verwendung eines Nikon Eclipse Ti invertierten Mikroskops, ausgestattet mit einer konfokalen rotierenden Scheibe (CSU-W1), 40×, 1,15 NA ., abgebildet Wasserimmersionsobjektiv und eine 5,5 Zyla-Kamera (Andor, Belfast, Nordirland), die von der NIS-Elements AR-Software gesteuert wird. Um die in Abb. 3 und S8 Abb. gezeigten Daten zu erfassen, wurde die Fluoreszenz von NIR-GECO2 mit einer 640-nm-Anregung mit einem 41,9-mW-Laser und einem 685/40-nm-Emissionsfilter jGCaMP7s/GFP-Fluoreszenz mit einem 488- nm-Anregung durch einen 59,9-mW-Laser und einen 525/50-nm-Emissionsfilter. Die optogenetische Stimulation wurde mit 488-nm-Beleuchtung bei 20 mW/mm 2 durchgeführt. Für die 200 mM NaCl-Stimulation wurden Würmer unter Verwendung des gleichen optischen Aufbaus wie oben unter Verwendung eines zuvor beschriebenen mikrofluidischen Geräts abgebildet [20].

    Für den Helligkeits- und SBR-Vergleich von NLS-jGCaMP7s und NIR-GECO2, wie in Abb. 4A, 4B und 4D gezeigt, wurden die Plasmide tag168::NLS-jGCaMP7s und tag168::NIR-GECO2-T2A-HO1 in einem Verhältnis von 1 . gemischt :1 vor der Injektion. NLS-jGCaMP7s wurde mit 488-nm-Anregung bei einer Leistung von 17,2 mW/mm 2 und einem 525/50-nm-Emissionsfilter abgebildet. NIR-GECO2 wurde mit 640-nm-Anregung bei einer Leistung von 12,6 mW/mm 2 und einem 660LP-Emissionsfilter abgebildet. Alle anderen Geräteeinstellungen waren für NLS-jGCaMP7s und NIR-GECO2 gleich. Die Helligkeitsdaten von jedem ROI wurden nach ROI-Fläche gemittelt. SBR wurde erhalten, indem die Fluoreszenzintensität von Neuronen durch die gemittelte Autofluoreszenz aus dem Darmbereich geteilt wurde. Die Bildgebungsbedingungen in Fig. 4C und 4E sind die gleichen wie in Fig. 3. Die Daten für das SNR von NLS-jGCaMP7s und NLS-NIR-GECO2 wurden von spontan anspringenden Neuronen quantifiziert. Das SNR wurde berechnet, indem die mit einem Spike verbundene Fluoreszenzänderung durch die Standardabweichung (SD) der Grundlinienfluoreszenz über die 2-Sekunden-Periode unmittelbar vor dem Spike dividiert wurde. Die Bildgebungsbedingungen in S9 Abb sind die gleichen wie in Abb. 4.

    Bildgebung von NIR-GECO2G in Xenopus laevis Kaulquappen

    NIR-GECO2G und GCaMP6s wurden in den pCS2+ Vektor kloniert und das Plasmid wurde mit . linearisiert Nicht ich. Capped mRNA von NIR-GECO2G und GCaMP6s wurde mit dem SP6 mMessageMachine Kit (Ambion, Thermo Fisher Scientific) transkribiert. Die RNA (500 pg jeder Probe) wurde in 1 Blastomer im 2-Zell-Stadium injiziert, was zu Tieren führte, die NIR-GECO2G- und GCaMP6s-Protein in einer seitlichen Hälfte des Tieres exprimierten. Die Tiere wurden bis zum Stadium 47 bei 20 °C gehalten. Unmittelbar vor der Bildgebung wurde die Kaulquappe mit Pancuroniumbromid (1,5 mg/ml in 0,1 × MSBH) gelähmt und in 1 % niedrigschmelzende Agarose eingebettet.

    Die Lichtblatt-Bildgebung wurde auf einem Zeiss Z1 in der McGill Advanced BioImaging Facility durchgeführt. Das Instrument war mit einer sCMOS-Kamera (1920 × 1920 Pixel PCO.Edge, Kelheim, Deutschland), Anregungslasern mit Wellenlängen von 488 nm (75 mW max. Leistung) und 640 nm (50 mW max. Leistung) ausgestattet. Zur Aufnahme haben wir die Probe mit 10 % Intensität jeder Wellenlänge durch 5× LSFM-Anregungsobjektive (NA = 0,1) angeregt, was zu einem 4,53 μm dicken Lichtblatt führte. Für die Detektion verwendeten wir ein Wasserimmersionsobjektiv (Zeiss 10× PLAN APOCHROMAT, NA = 0,5, UV-VIS-IR, ND = 1,336), wodurch die Probe in 0,1× MBSH eingetaucht werden konnte. Die Fluoreszenz wurde über einen dichroitischen Spiegel LBF 405/488/640 nm geleitet und je nach Sonde mit 505- bis 545-nm-Bandpass- oder 660-nm-Langpass-Emissionsfiltern gefiltert.

    Die Bildgebungsdaten (Abb. 5) wurden mit einer Integrationszeit von 50 ms und einer Zykluszeit von 2,39 Sekunden durch das Volumen erfasst. Das Instrument hat eine kurze Totzeit, um die axiale Position zu referenzieren, was zu einer Abtastfrequenz von 3,0 Sekunden für das gesamte Volumen führt. Die Rohdaten wurden mit dem ImageJ-Plugin TurboReg [27] auf Drift und schnelle Bewegung korrigiert. Das Bild in Abb. 5A ist eine Volumenprojektion eines 45 µm dicken Volumens, das die spontanen Ca 2+ -Reaktionen im Riechkolben einfängt. Die Zellen wurden manuell ausgewählt, wenn sie eine spontane Ca 2+ -Antwort zeigten, wie sowohl mit NIR-GECO2G als auch mit GCaMP6s nachgewiesen wurde (Fig. 5B). Die Fluoreszenzantwort wurde als mittlere Fluoreszenzintensität pro Zelle gemessen und mit I . normalisiertNorm = (ichm-ICHMindest)/(ICHmax-ICHMindest). ichm gibt den gemessenen Mittelwert pro Fläche an und Imax und ichMindest der maximale und minimale Wert, der für den spezifischen ROI gemessen wurde. Die normalisierte Reaktion von NIR-GECO2G und GCaMP6s einer Zelle ist im Diagramm in Fig. 5C über die Zeit aufgetragen.

    Daten- und Bildanalyse

    Alle Bilder im Manuskript wurden entweder mit ImageJ (NIH) oder NIS-Elements Advanced Research Software (Nikon) verarbeitet und analysiert. Kurven und Grafiken wurden unter Verwendung von GraphPad-Prisma 8, Origin (OriginLab, Wellesley, Massachusetts, USA) und Matlab erzeugt. Die Daten werden wie angegeben als Mittelwert ± SD oder Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts (SEM) dargestellt.