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Welche Online-Datenbanken kann ich durchsuchen, um die Synthesewege von Lignin, Cellulose und GAX zu finden?

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Ich versuche, die Pfadinformationen für die Synthese von Lignin, GAX und Cellulose in Sorghum zu erhalten. Ich bin ziemlich neu in Biologie und Genetik (EE-Hintergrund). Ich wäre Ihnen dankbar, wenn Sie mir einige Websites oder Bücher zur Verfügung stellen könnten, auf denen solche Informationen möglicherweise verfügbar sind. Ich habe schon in KEGG geschaut. Vielen Dank.


Die andere große Stoffwechseldatenbank neben Kegg ist MetaCyc, die sicherlich auf die Suche nach Lignin und Cellulose reagiert.

Das Problem mit Lignin besteht darin, dass es ein sehr komplexes Molekül ist, sodass sowohl in Kegg als auch in MetaCyc viele Reaktionen an seiner Synthese beteiligt sind. Cellulose ist weniger komplex und ich habe trotz Internetrecherche keine Ahnung, was GAX ist. Wenn Sie so neu in biochemischen Reaktionen und Stoffwechselwegen sind, dass Sie mit den Ergebnissen einer MetaCyc-Suche zu Lignin nicht umgehen können, sollten Sie leicht Artikel finden, die sich speziell auf Cellulose und Lignin beziehen, vielleicht mit Wikipedia als Ausgangspunkt.


Nanostrukturiertes Lignin als grünes Antioxidans und UV-schützender Inhaltsstoff für Sonnenschutzanwendungen

1 Department of Ecology and Biology, University of Tuscia, San Camillo De Lellis, 01100 Viterbo, Italien [email protected] (EC) [email protected] (ET) [email protected] ( SG) [email protected] (VG)

Eliana Capecchi

1 Department of Ecology and Biology, University of Tuscia, San Camillo De Lellis, 01100 Viterbo, Italien [email protected] (EC) [email protected] (ET) [email protected] ( SG) [email protected] (VG)

Elisabetta Tomaino

1 Department of Ecology and Biology, University of Tuscia, San Camillo De Lellis, 01100 Viterbo, Italien [email protected] (EC) [email protected] (ET) [email protected] ( SG) [email protected] (VG)

Sofia Gabellone

1 Department of Ecology and Biology, University of Tuscia, San Camillo De Lellis, 01100 Viterbo, Italien [email protected] (EC) [email protected] (ET) [email protected] ( SG) [email protected] (VG)

Valeria Gigli

1 Department of Ecology and Biology, University of Tuscia, San Camillo De Lellis, 01100 Viterbo, Italien [email protected] (EC) [email protected] (ET) [email protected] ( SG) [email protected] (VG)

Daniele Avitabile

2 IDI Farmaceutici, Via dei Castelli Romani 73/75, 00071 Pomezia, Italien [email protected]

Raffaele Saladino

1 Department of Ecology and Biology, University of Tuscia, San Camillo De Lellis, 01100 Viterbo, Italien [email protected] (EC) [email protected] (ET) [email protected] ( SG) [email protected] (VG)


2. Mechanismus der Sekundärwandbiosynthese

2.1. Holzbildung

Holz wird durch die Aktivität des vaskulären Kambiums produziert und erfordert ein komplexes Entwicklungsprogramm, das die Proliferation von vaskulären Kambiumzellen, die Differenzierung und Expansion von Xylemzellen, die Bildung des SCW, die Verholzung und den programmierten Zelltod und schließlich das reife sekundäre Xylem (einschließlich Xylemparenchymzellen, Gefäße, Luftröhrenelemente und et al.) Bildung [15,16]. Die spezifischen Verfahren zur Holzbildung sind wie folgt.

Die frühesten (primären) Meristeme sind embryonalen Ursprungs. Diese Meristeme produzieren den primären Pflanzenkörper, einschließlich des primären Gefäßsystems. Meristematische Zellen sind klein, zytoplasmatisch und undifferenziert. Während sich diese Zellen teilen, werden die äußersten Zellen vom Meristem weggedrückt, wo sie die Teilung einstellen, eine turgorgetriebene Zellexpansion initiieren und sich in spezialisierte Zelltypen differenzieren [17]. Das Wachstum von sekundärem Xylem hängt von der Zellteilung im Gefäßkambium ab. Genomweites Expressionsprofil der Xylem- und Phloembildungsschichten in Arabidopsis Wurzelhypokotyle weisen darauf hin, dass die G2-ähnlichen, NAC, AP2, MADS (MCM1, AGAMOUS, DEFICIENS, SRF) und MYB TF-Familien eine wichtige Rolle bei der Differenzierung und Aktivierung von Xylem- und Phloemzellen spielen [18]. In der Endphase der Holzentwicklung durchlaufen die Trachealelemente und die Fibrozyten den programmierten Zelltod. Dies geht einher mit dem Abbau von Protoplasten und einigen nicht verholzten Sekundärwänden [19].

Die Lignifizierung ist der letzte Schritt der Xylemzelldifferenzierung. Lignifizierung bezieht sich auf einen biologischen Prozess, bei dem Lignin durch die oxidative Polymerisation von Ligninmonomeren gebildet wird. Lignin wird nach dem Ende des radialen Wachstums der Xylemzellen hauptsächlich an den Zellwänden der Trachealkomponenten und Fasern von Pflanzen abgelagert. Dieser Prozess wird in zellautonome Lignifizierung und nicht-zellautonome Lignifizierung unterteilt [20,21]. Bei der zellautonomen Lignifizierung werden Ligninmonomere produziert und in den differenzierten Zellen eingelagert. Während bei der nicht-zellautonomen Lignifizierung Ligninmonomere von benachbarten nicht-lignifizierten Zellen produziert, transportiert und an der Zellwand abgelagert werden. Unter Verwendung histochemischer und fluoreszenzmikroskopischer Techniken zur Untersuchung der Ligninablagerung in der Dreischichtstruktur (S1, S2 und S3) in der sekundären Xylemzellwand während der Pappelentwicklung wurde festgestellt, dass es drei Stufen der Verholzung gibt. Zuerst wird Lignin in der primären Ecke und mesialen Schicht abgelagert. Zweitens polymerisieren die Mikrofibrillen unter Beteiligung von Pektin und anderen Faktoren weiter, um die S1- und S2-Schichten zu bilden, und Lignin beginnt, sich von der Ecke zur Mehrschichtstruktur der Sekundärwand und anderen Regionen der interzellulären Schicht auszudehnen. Drittens, wenn sich S3 zu bilden beginnt, wird Lignin schnell an der Zellwand abgelagert [22]. Holz im Reifezustand ist im Wesentlichen die Überreste von Sekundärwänden, daher kann das Verständnis der Biosynthese von Sekundärwandkomponenten als genetisches Werkzeug zur Entwicklung von Holz verwendet werden ( Abbildung 1 ).

Entwicklungsstadien der Holzbildung und charakteristische Merkmale jedes Stadiums. Hinweis: PIN1, Auxin-Eux-Träger PIN-FORMED1-Protein MP/ARF5, der Auxin-responsive Transkriptionsfaktor (TF) AUXIN RESPONSE FACTOR 5/MONOPTEROS AtHB8, ARABIDOPSIS THALIANA HOMEOBOX 8 AHP6, ein Auxin, das die Expression eines CK .-Inhibitors positiv reguliert signalisiert RVE, eines von fünf HD-ZIP III-Genen in Arabidopsis thaliana KNAT7, KNOTTED-LIKE HOMEOBOX OF ARABIDOPSIS THALIANA 7 ACAULIS5 (ACL5), kodiert für eine Thermospermin-Synthase. Durchgezogene Pfeile und flache Pfeile repräsentieren positive bzw. negative Transkriptionsregulation. Bezogen auf [23,24,25,26].

2.2. Ligninproduktion und -abscheidung

Die Ligninproduktion und -ablagerung umfassen die Ligninmonomersynthese im Zytoplasma, den Ligninmonomertransport durch die Zellmembran und die oxidative Polymerisation von Ligninmonomeren an der Zellwand [27]. Im Folgenden finden Sie unsere detaillierte Einführung in die drei Prozesse.

2.2.1. Biosynthese von Ligninmonomeren

In den meisten Pflanzen erfolgt die Biosynthese von Ligninpolymeren hauptsächlich über den Phenylpropan-Weg und den Lignin-spezifischen Weg. Die mehrverzweigten Pfade des Phenylpropan-Pfads erzeugen eine Vielzahl von Verbindungen, die beispielsweise strukturelle Unterstützung bieten und die Zell- und Stammfestigkeit und Biegefestigkeit erhöhen [28,29]. Im Phenylalanin-Stoffwechselweg findet eine Reihe von Hydroxylierungs-, Methylierungs- und Reduktionsreaktionen statt, die eine Reihe kontinuierlicher enzymatischer Reaktionen beinhalten. Die Gene, die für diese Single-Lignol-Biosyntheseenzyme kodieren, wurden identifiziert und ihre Funktionen in vielen Arten charakterisiert [30]. Der Stoffwechselweg von Phenylalanin umfasst drei Hauptschritte. Der erste ist der Phenylpropan-Weg, der Phenylalanin-Ammoniak-Lyase (PAL), Cinnamat-4-Hydroxylase (C4H) und 4-Cumarat-CoA-Ligase (4CL) umfasst. Der Phenylpropan-Lignin-Syntheseweg beginnt mit der Bildung von Zimtsäure durch PAL-Phenylalanin. C4H ist eine der am besten charakterisierten Cytochrom-P450-Hydroxylasen in höheren Pflanzen und katalysiert die Umwandlung von Zimtsäure in p-Cumarsäure. Als nächstes wird p-Cumarsäure durch 4CL zu 4-Cumaroyl-Coenzym A (CoA) aktiviert. Außerdem katalysiert 4CL die Umwandlung von Ferulasäure und Erucasäure in Ferulyl-CoA und Erucyl-CoA. Die Bildung von Ferulasäure und Erucasäure basiert jedoch auf einer einstufigen Monomer-Methylierungsreaktion mit Koffein-O-Methyltransferase (COMT) und Ferulasäure-5-Hydroxylase (F5H). Der dritte Schritt ist die Monomersynthese, bei der Cinnamoyl-CoA-Reduktase (CCR) und Cinnamylalkohol-Dehydrogenase (CAD) an der Bildung der Monomere p-Cumarol, Coniferylalkohol und Erucylalkohol beteiligt sind. Die drei Monomere werden durch Laccase (LAC) und Peroxidase (POX) in p-Hydroxyphenyllignin, Guaiacyllignin und Syringyllignin umgewandelt [31]. MYB-TFs spielen eine wichtige Rolle bei der Biosynthese von Lignin. Beispiel: PAL (MYB8, [32] MYB15, [33] MYB46, [34] MYB58 und MYB63, [35]), C4H (MYB15, [33] MYB46, [34]), 4CL (MYB15, [33] MYB46, [34] MYB58 und MYB63, [35]), HCT (MYB46, [34]), C3H (MYB46, [34] MYB58 und MYB63, [35]), CCoAOMT (MYB46, [34] MYB58 und MYB63, [35]), F5H (MYB103, [35,36,37]), CCR (MYB46, [34] MYB58 und MYB63, [35]) und CAD (MYB15, [33] MYB46, [34] MYB58 und MYB63 , [35]).

Als Modellpflanze, Arabidopsis hat Vorteile, die andere Pflanzen nicht ersetzen können, wie zum Beispiel: kurzer Wachstumszyklus kleines Genom nur fünf Chromosomen mit allen Eigenschaften von zweikeimblättrigen Pflanzen effektiver Agrobacterium-vermittelter Transformationsweg, leicht zu erhalten eine große Anzahl von Mutanten und Genomressourcen geringe Größe, kann gepflanzt werden in großen Mengen und mehr Samen. Analyse des regulatorischen Netzwerks von MYB-Transkriptionsfaktoren bei der Bildung des Arabidopsis Sekundärwand kann verwandte Forschung in anderen Pflanzen fördern. Das haben auch zahlreiche Studien bewiesen Arabidopsis ist ein gutes Material zum Studium der Bildung von Sekundärwänden [5,6,33,35,37]. Daher nehmen wir Arabidopsis als Beispiel und zeichnen Sie Abbildung 1, damit Sie die wichtige Rolle des MYB-Transkriptionsfaktors im Prozess der Ligninsynthese intuitiver verstehen.

2.2.2. Transport von Ligninmonomeren

Die Lignin-Monomer-Synthese erfolgt im Zytoplasma oder in der Nähe des endoplasmatischen Retikulums und nicht an der Zellwand [38]. Daher durchqueren Ligninmonomere die Zellmembran vom Ort der zytoplasmatischen Synthese und dringen in die sich entwickelnde Zellwand ein, was eine Reihe von Transportmechanismen beinhaltet und durch passive Diffusion, vesikelvermittelte extrazelluläre Sekretion oder ATP-abhängigen Transport durch ABC-Transporter erfolgen kann oder protonengekoppelte Antitransporter [39,40,41]. Letzterer Mechanismus ist derzeit nur hypothetisch. ABCG11, ABCG22, ABCG29, und ABCG36 kann mit ausgedrückt werden MYB58 im differenzierten Arabidopsis tubuläres molekulares Zellkultursystem, um gemeinsam die Expression von Lignin-Monomer-Synthese-Genen zu regulieren [42]. Schließlich werden die Ligninmonomere als einzelne Ligninglykoside durch die UDP-Glucosyltransferase transportiert. Der Mechanismus, durch den Ligninmonomere an die Lignifizierungsstelle in der Zellwand transportiert werden, ist unklar und muss weiter erforscht werden.

2.2.3. Oxidative Polymerisation und Abscheidung von Ligninmonomeren

Das Ligninmonomer bewegt sich frei in der Zelle, und die immobilisierte Oxidase stoppt seine Bewegung und bestimmt die Position der Ligninpolymerbildung. LAC und Typ III POX katalysieren die oxidative Polymerisation von Ligninmonomeren. POX und LAC übernehmen die oxidative Polymerisation von Monolignol zu folgenden Lignin-Polymeren: p-Hydroxybenzol-Lignin (H-Monolinol), Guajak-Lignin (G-Monolinol) und Syringyl-Lignin (S-Monolignol) ( Abbildung 2 ) [43]. Die Monolignol-Polymerisation ist teilweise nicht zellautonom und tritt hauptsächlich nach dem programmierten Zelltod auf [44]. Ein Arabidopsis Doppelmutante zeigte, dass LAC an der Biosynthese von Lignin beteiligt ist. Von den 17 bekannten Genen der LAC-Familie werden acht im Stamm exprimiert und vier (LAC4, LAC11, LAC15, und LAC17) spielen eine Rolle bei der Ligninbiosynthese [45]. Der Ligningehalt in der Samenschale des LAC15-Mangels tt10 Arabidopsis Mutante war 30% niedriger als die des Wildtyps [46]. Andere Studien haben bestätigt, dass die Koexpression von LAC4 und LAC17 mit dem CesA Gen [47] und die CAD-Gene CAD-C und CAD-D ist an der Biosynthese von Monoxyphenol beteiligt [48]. Zhouet al. [35] stellten fest, dass MYB58 und MYB63 Transkriptionsaktivatoren der Ligninbiosynthese sind und MYB58 LAC4 direkt aktiviert. EIN lac11 Single-Knockout-Mutante zeigte eine normale Ligninablagerung, aber lac11 lac4 und lac11 lac17 Doppel-Knockout-Mutanten zeigten nur eine geringe Verringerung des Ligninspiegels. Die gleichzeitige Zerstörung von LAC4, LAC11 und LAC17 beseitigte jedoch fast vollständig Ligninablagerungen, was zu schweren Schäden führte. SND1 und MYB46 sind Transkriptionsaktivatoren des LAC11-Promotors, und MYB58 ist ein weniger effizienter Aktivator des LAC11-Promotors ( 2 ) [49]. Nachdem LAC die oxidative Polymerisation initiiert hat, bildet POX starre Querverbindungen zwischen Lignin, Hemicellulose und Extensin, was wiederum die Verholzung beeinflusst [50]. Eine einzelne oder doppelte Protrusion von AtPRX2, AtPRX71 und AtPRX25 reduziert die Ansammlung von Lignin, ohne die Pflanzenhöhe zu beeinträchtigen [51,52]. Die Verholzung von röhrenförmigen Xylemmolekülen und -fasern hängt von AtLAC4, AtLAC11 und AtLAC17 ab [45]. Daher beeinflussen LAC und POX unabhängig und voneinander abhängig verholzte Gewebe.

Phenylpropan-Lignin-Biosyntheseweg in Arabidopsis. In diesem Modell kontrollieren MYB-Transkriptionsfaktoren die Expression von Genen im Lignin-Syntheseweg. MYB58 und MYB63, MYB4 können fast alle Enzyme im Lignin-Syntheseweg aktivieren/inhibieren. Alle TFs erscheinen in der Figur in Ovalen. Durchgezogene Pfeile und flache Pfeile repräsentieren eine positive bzw. negative Transkriptionsregulation zwischen Transkriptionsfaktoren und Enzymen. Die anderen durchgezogenen Pfeile repräsentieren die Richtung des Regulierungsnetzwerks. Hinweis: PAL, Phenylalanin-Ammoniak-Lyase 4CL, 4-Cumarat-CoA-Ligase C4H, Cinnamat-4-Hydroxylase CCR, Cinnamyl-CoA-Reduktase CAD, Cinnamylalkohol-Dehydrogenase C3H, p-Cumarsäure-3-Hydroxylase COMT, Catechol-O-Methyltransferase F5H, Ferulasäure 5-Hydroxylase POX, Peroxidase LAC, Laccase.


Modelle zur Untersuchung sekundärer Zellwände

Ein großer Teil unseres Verständnisses von SCWs stammt aus drei Hauptmodellsystemen: Arabidopsis-Leitbündeln, die Xylem in holzigen Pappelstämmen entwickeln, und SCW-Bildung, die in Zellkultursystemen induziert wird ( Turner et al., 2007) ( Abb. 1A–F). Arabidopsis diente wie so viele andere Prozesse als Modellpflanze für das Verständnis von Zellwänden. Das Arabidopsis-Gefäßsystem weist im Blütenstandsstamm von oben nach unten einen Entwicklungsgradienten auf, wobei Xylemzellen eine stärker ausgeprägte sekundäre Wandverdickung an der Basis des Stammes aufweisen. Unter Ausnutzung dieses Gradienten haben die Forscher Kandidatengene für die SCW-Bildung identifiziert ( Brown et al., 2005 Ehlting et al., 2005). Darüber hinaus können vorwärts genetische Screens für Phänotypen wie unregelmäßiges Xylem (irx) und zerbrechliche Faser (fra) haben wichtige Gene für die Zellulose- und Hemizellulose-Biosynthese identifiziert. Arabidopsis-Gefäßgewebe in sich entwickelnden Wurzeln haben sich auch als ideal für die Untersuchung von SCW-Proteinen unter Verwendung von Live-Cell-Imaging erwiesen (Wightman und Turner, 2008 Wightman et al., 2009). Bäume sind die größten Produzenten von SCWs. Ein Querschnitt durch einen Baumstamm zeigt eine hochgeordnete Anordnung von Zellen, die die verschiedenen Stadien der SCW-Ablagerung widerspiegelt ( Abb. 1F). Es wurde ein hochauflösender Probenahmeansatz entwickelt, um verschiedene Zelltypen zu beproben ( Uggla et al., 1996), und dieser Ansatz wurde für groß angelegte transkriptomische, proteomische und metabolomische Studien verwendet. Schließlich wurden in Suspension kultivierte Zellen einiger Arten, Zinnie und Arabidopsis können zum Beispiel zur Bildung von SCWs induziert werden ( Fig. 1E). Dies kann entweder durch Pflanzenhormone (Fukuda, 1997) oder genetisch (Yamaguchi .) erfolgen et al., 2010). Während sich die ersten Studien auf die Trans-Differenzierung von Zinnie Zellen, Arabidopsis und Tabakkulturen wurden in letzter Zeit verwendet.

Modellsysteme zur Untersuchung sekundärer Zellwände. (A) Querschnitt eines Arabidopsis-Stammes. (B) Kollabiertes Xylem einer Arabidopsis irx Mutant. (A) und (B) zeigen die Gesamtanatomie der Zellen, die zur Identifizierung von Mutanten der SCW-Bildung verwendet wurde. Xylemzellen in einer intakten gerodeten Arabidopsis-Wurzel (C) sind ein gutes Modell zum Studium der Zellbiologie der sekundären Zellwände. (D) Arabidopsis-Faserzellen. (E) TE induziert aus Blattzellen von Zinnie. (F) Entwicklung von Holz aus Pappel.

Modellsysteme zur Untersuchung sekundärer Zellwände. (A) Querschnitt eines Arabidopsis-Stammes. (B) Kollabiertes Xylem einer Arabidopsis irx Mutant. (A) und (B) zeigen die Gesamtanatomie der Zellen, die zur Identifizierung von Mutanten der SCW-Bildung verwendet wurde. Xylemzellen in einer intakten gerodeten Arabidopsis-Wurzel (C) sind ein gutes Modell zum Studium der Zellbiologie der sekundären Zellwände. (D) Arabidopsis-Faserzellen. (E) TE induziert aus Blattzellen von Zinnie. (F) Entwicklung von Holz aus Pappel.

Es gibt zahlreiche Beweise dafür, dass Arabidopsis als ausgezeichnetes Modell für viele Aspekte der SCW-Bildung und der Holzbildung dient ( Zhang et al., 2011 Strabala und MacMillan, 2013). Während Bäume, wie Pappeln, selbst ausgezeichnete experimentelle Systeme sind ( Mellerowicz et al., 2001 Jansson und Douglas, 2007), fehlen ihnen die molekulargenetischen Werkzeuge, die für Arabidopsis verfügbar sind. Diese Werkzeuge haben maßgeblich dazu beigetragen, viele der Hauptakteure und Biosynthesewege zu definieren, die an der SCW-Biosynthese beteiligt sind. Folglich wird die SCW-Bildung in Arabidopsis, teilweise aus Platzgründen, im Mittelpunkt dieses Reviews stehen.


Diskussion

Als eine der bekanntesten traditionellen chinesischen Medizin G. lucidum hat eine lange Erfolgsgeschichte der sicheren Anwendung und viele pharmazeutische Verbindungen wurden in diesem medizinischen Makropilz gefunden. Das Verständnis der grundlegenden Biologie von G. lucidum ist noch sehr eingeschränkt. Hier präsentieren wir die Genomsequenz von G. lucidum generiert durch Next-Generation-Sequencing (NGS) und optische Mapping-Technologien. Die hohe Genauigkeit der Genomsequenz wurde mit zwei Fosmidsequenzen validiert, die mit der Sanger-Sequenzierungstechnologie gewonnen wurden. Mit Hilfe der chromosomweiten optischen Karte für jeden G. lucidum Chromosom wurden die aus NGS-Reads zusammengestellten Sequenzgerüste effektiv geordnet und auf den optischen Kartengerüsten ausgerichtet, was die Konstruktion von chromosomweiten Sequenz-Pseudomolekülen stark erleichtert hat. Somit stellt die Kombination von optischem Mapping und NGS einen effektiven Ansatz für de novo Sequenzierung des gesamten Genoms ohne Klonen oder genetische Kartierung.

Unsere Genomsequenzanalyse ergab eine große Auswahl an Genen und Genclustern, die möglicherweise am Sekundärstoffwechsel und seiner Regulation beteiligt sind. Insbesondere die G. lucidum Genom enthält einen der reichsten Sätze (sowohl im Überfluss als auch in der Vielfalt) von CYP-Genen, die unter den sequenzierten Pilzgenomen bekannt sind. CYPs spielen im Allgemeinen eine wichtige Rolle im Primär- und Sekundärstoffwechsel. Neben anderen Polyporales-Genomen, P. chrysosporium hat 148 CYP-Gene und 10 CYP-Pseudogene in 33 Familien und Postia placenta hat 186 CYP-Gene und 5 CYP-Pseudogene in 42 Familien. G. lucidum hat 22 Familien gemeinsam mit P. chrysosporium und 28 gemeinsam mit P. Plazenta. Einige der CYP-Familien werden erweitert. Zum Beispiel hat die CYP512-Familie 23 Gene in G. lucidum im Vergleich zu 14 Zoll P. chrysosporium und 14 Zoll P. Plazenta (Ergänzungstabelle S13). Darüber hinaus wurden 11 linienspezifische CYP-Familien in identifiziert G. lucidum. Die Erweiterung gemeinsamer gemeinsamer CYP-Familien und das Aufkommen neuer CYP-Familien weisen auf die Erweiterung der biochemischen Funktionen von CYPs in G. lucidum. Die Entdeckung neuer CYP-Familien scheint die Vervollständigung jeder neuen Pilzgenomsequenz zu begleiten, außer in den Genomen mit einer ungewöhnlich kleinen Anzahl von CYPs. Selbst unter den filamentösen Pilzen, die für die Sequenzierung stark beprobt wurden, wie z Fusarium und Aspergillus Arten, neu sequenzierte Genome offenbaren weiterhin neue CYP-Familien. Dieses Phänomen kann auf einen größeren Pool von CYP-Genen in einem gemeinsamen Vorfahren zurückzuführen sein, mit anschließendem Genverlust bei einigen Arten. Darüber hinaus kann ein lateraler Gentransfer zwischen Pilzen auftreten. Eine dritte Möglichkeit beinhaltet die Evolution von CYPs aus einer bestehenden Familie und ihre schnelle Divergenz begleitet von Neofunktionalisierungen 42 .

Triterpenoide sind eine sehr vielfältige Gruppe von Naturstoffen, die in Eukaryoten weit verbreitet sind, und viele Triterpenoide haben positive Eigenschaften für die menschliche Gesundheit. Zu unserem Wissen, G. lucidum hat den vielfältigsten und reichlichsten Triterpenoidgehalt aller untersuchten Pilze. Alle Triterpenoide isoliert aus G. lucidum bis heute stammen aus dem gleichen Lanosterol-Skelett. Daher ist die in beobachtete Triterpenoid-Diversität G. lucidum stammt wahrscheinlich von verschiedenen Modifikationen und/oder der geringen Substratspezifität mehrerer Tailoring-Enzyme in diesem Stoffwechselweg. G. lucidum Triterpenoide werden über den MVA-Weg synthetisiert, der in allen Eukaryoten konserviert ist (Ergänzende Abb. S5). Verglichen mit den gut untersuchten vorgeschalteten katalytischen Schritten ist wenig darüber bekannt, wie Lanosterol modifiziert wird, um die verschiedenen Triterpenoide zu ergeben, die in G. lucidum. CYPs spielen eine zentrale Rolle bei Lanosterol-Modifikationen im vorgeschlagenen Triterpenoid-Biosyntheseweg. Eine Echtzeit-PCR-Analyse zeigte, dass 78 CYP-Gene mit LSS, was auf ihre mögliche Rolle in der Triterpenoid-Biosynthese hindeutet. Kürzlich wurde eine umfassende Funktionsanalyse von CYPs aus P. chrysosporium und P. Plazenta wurde unter Verwendung einer Vielzahl von Verbindungen als Substrate 9,15 durchgeführt. Interessanterweise fanden wir heraus, dass mehrere CYPs die Hydroxylierung von Testosteron katalysieren können, was darauf hindeutet, dass ihre natürlichen Substrate strukturell mit den Steroiden verwandt sind. Zu diesen CYPs gehören CYP512 (C1, E1, F1, G2), CYP5136 (A1, A3), CYP5141C1, CYP5144J1, CYP5147A3 und CYP5150A2 in P. chrysosporium und CYP512 (N6, P1, P2), CYP5139D2 und CYP5150D1 in P. Plazenta. Von diesen CYPs weisen jedoch CYP5136 (A1, A3), CYP5141C1, CYP5147A3, CYP5150 (A2, D1) und CYP5139D2 eine geringe Substratspezifität auf, da sie mehrere andere Verbindungen wie Biphenyl, Carbazol usw. wirksam modifizieren können. Daher ist es weniger wahrscheinlich, dass diese Enzyme Steroide als ihre natürlichen Substrate verwenden. Im Gegensatz dazu sind die Enzyme aus den Familien CYP512 und CYP5144 höchstwahrscheinlich an der Steroidmodifikation bei beiden Spezies beteiligt. In G. lucidum, fanden wir 15 Gene aus der CYP512-Familie und ein Gen aus der CYP5144-Familie, die mit coexprimiert werden LSS (Ergänzende Abb. S6). Aufgrund struktureller Ähnlichkeiten zwischen Steroiden und den G. lucidum Triterpenoiden, katalysieren diese Enzyme eher Hydroxylierungsreaktionen an den cyclischen Gerüsten der Triterpenoide in G. lucidum.

Interessanterweise fanden wir zusätzlich zu den Genen, die an der Biosynthese von Triterpenoiden und Polysacchariden beteiligt sind, Gene, die an der Biosynthese von NRPs, PKs und anderen Arten von Terpenen beteiligt sein könnten. Diese Verbindungen wurden bisher nicht aus isoliert G. lucidum, was darauf hindeutet, dass ihre Synthese streng reguliert sein könnte. Dieses Beispiel zeigt, dass Genomanalysen Aufschluss über das komplette chemische Profil eines Organismus geben können. Einige der in diesem Genom kodierten Synthesewege könnten zu den therapeutischen Aktivitäten von G. lucidum.

Zusammenfassend lässt sich sagen, dass die Aufklärung der G. lucidum Genom macht es zu einem überzeugenden Modellsystem für die Untersuchung der Biosynthese der pharmakologisch aktiven Verbindungen, die von Heilpilzen produziert werden. Die Identifizierung zahlreicher Ligninabbauenzyme wird die Entdeckung vollständiger Ligninabbauwege beschleunigen, die für die strategische Nutzung dieser Enzyme in industriellen Umgebungen notwendig sind. Daher ist das umfassende Verständnis der G. lucidum Genom wird den Weg für seine zukünftige Rolle in pharmakologischen und industriellen Anwendungen ebnen.


Schlussfolgerungen

Bisherige Arbeiten haben gezeigt, dass E. lignolyticus SCF1 verfügt über eine Reihe von Membranpumpen, die eine Toleranz gegenüber hohen Konzentrationen von Salz und ionischen Flüssigkeiten verleihen, die als alternative Vorbehandlung für die Ligninentfernung aus pflanzlichem Ausgangsmaterial verwendet werden (Khudyakov et al., 2012). Wir wissen auch, dass SCF1 aus einer feuchten tropischen Waldbodenumgebung stammt, die durch niedrige und schwankende Redoxbedingungen sowie sehr schnelle Abfallzersetzungsraten gekennzeichnet ist (Parton et al., 2007 Silver et al., im Druck). Das zeigt diese Arbeit E. lignolyticus SCF1 ist in der Lage, Lignin sowohl auf assimilatorischen als auch auf dissimilatorischen Wegen zu verwenden, wobei die Assimilationswege die Glykolyse und der Pentosephosphatweg sind und die dissimilatorische Reduktion durch oxidative Phosphorylierung über die Elektronentransportkette zu erfolgen scheint. Die dissimilative Reduktion von Lignin-Modellverbindungen und Aromaten ist gut etabliert (Harwood und Parales, 1996), ebenso wie die Fähigkeit einer Reihe von Bakterien, Elektronen über Chinone und lösliche Huminstoffe zu transportieren (Newman und Kolter, 2000). Es ist auch bemerkenswert, dass SCF1 in der Lage ist, in Gegenwart von Lignin so gut zu wachsen, das viele lösliche Produkte enthält, die sich als wachstumshemmend für viele andere Organismen erwiesen haben, einschließlich beliebter Modellorganismen für das Metabolic Engineering, wie z E coli. Während es viele Studien gibt, die den Abbau von Lignin für Assimilationswege belegen (Bugg et al., 2011a), ist dies die erste, die sowohl eine assimilatorische als auch eine dissimilatorische Reduktion des komplexen heteropolymeren Pflanzenlignins durch ein Bodenbakterium zeigt.


Vergleichende Analyse des Transkriptom-Profiling zur Identifizierung von Genen, die an der gewölbten Oberfläche von Birnenfrüchten beteiligt sind (Pyrus bretschneideri Rehd. Lebenslauf. Yuluxiangli)

Birne (Pyrus spp.) gehört zur Gattung Pyrus, in der Familie Rosaceae. Einige Birnenfruchtsorten weisen eine gewölbte Oberfläche auf, die die Qualität und den Warenwert der Birnenfrucht stark beeinträchtigt. In dieser Studie führten wir anatomische, physiologische und transkriptomische Analysen durch, um den Mechanismus von Paclobutrazol (PBZ) auf der gewölbten Oberfläche von Birnenfrüchten zu untersuchen. Die Leitbündel des Fleisches waren gleichmäßiger verteilt und die Fruchtzellen waren kompakter angeordnet und kleiner, mit PBZ behandelt. Der Auxin (IAA)-Gehalt des Fleisches war jedoch in der behandelten Gruppe verringert. Darüber hinaus zeigte die GO- und KEGG-Analyse von differentiell exprimierten Genen (DEGs), dass Auxin, Phenylpropanoid-Stoffwechselwege und Transkriptionsfaktorgene auf der entlasteten Wölbung der Birnenfrucht signifikant angereichert waren. Und es wurde analysiert, dass einige Gene Auxin-reagierte cis-Elemente aus den ausgewählten DEGs in der Promotorregion enthielten. Wir schließen daraus, dass PBZ durch die Beteiligung von Auxin-verwandten Genen eine negative Rolle bei der Zellteilung, Zellverlängerung und Gefäßbündelentwicklung auf der gewölbten Oberfläche von Birnenfrüchten spielt. Diese Studie wird eine theoretische Grundlage für die Regulierung der gewölbten Oberfläche von Birnenfrüchten durch ein wachstumshemmendes Mittel liefern.

Dies ist eine Vorschau von Abonnementinhalten, auf die Sie über Ihre Institution zugreifen können.


Sequenzstudien von Alphaproteobakterien-Stämmen

Novosphingobium sp. Stamm MBES04: Laut Ohta u.a (2015) Novosphingobium sp. Stamm MBES04 war ein Meeresstamm, der aus versunkenem Holz isoliert wurde. Es wurde festgestellt, dass dieser Stamm eine breite Palette von Lignin-verwandten Verbindungen depolymerisiert [42, 50–52]. Studien zur Genomsequenzierung wurden von Ohta Y . durchgeführt u.a um die zugrunde liegenden Mechanismen zu verstehen, die hinter seiner Fähigkeit, pflanzliche Verbindungen als vollständige Energiequelle zu nutzen, stehen [42, 53]. Entwurf des Genoms von Novosphingobium sp. Stamm MBES04 besteht aus 5.361.448 Nukleotiden mit einem G+C-Gehalt von 65,4%. Basierend auf den genomischen Daten wurden 4.728 Gencodierungssequenzen (CDSs) erhalten. Der Entwurf der Genomsequenz des Stamms MBES04 zeigte die Existenz eines Benzoat-abbauenden Genclusters und auch von Genen, die für Benzoat-Transporterproteine, 2-Chlorbenzoat-1, 2-Dioxygenase und für den Catechol-Zweig des Ketoadipat-Weges kodieren. Genomsequenz von MBES04 enthüllten auch Informationen über die Gene, die am Abbau aromatischer Verbindungen beteiligt sind, wie p-Hydroxybenzoat-3-Monooxygenase und Vanillat-Monooxygenase. Der MBES04-Stamm zeigte auch drei Kopien der Protocatechuat-4, 5-Dioxygenase α und β Untereinheiten, die für den Meta-Spaltungsweg von Protocatechuat erforderlich sind, das eine wichtige Verbindung in Lignin-verwandten Abbauwegen aromatischer Verbindungen ist [42].

Studien zur vollständigen Genomsequenzierung verschiedener Bakterienstämme

StammBakterielle BelastungSequenzierungsplattformLayoutEinreichung und Referenz
AktinobakterienArthrobacter sp. Rue61a454 PyrosequenzierungSECP003203 CP003205 [37]
Amycolatopsis sp. Stamm ATCC 39116Beleuchtung,
454 Pyrosequenzierung
SPORTAFWY00000000[41]
α-ProteobakterienNovosphingobium sp. Stamm MBES04454 Pyrosequenzierung, Ion Torrent PGMMPEBBNP00000000 [42]
Rhizobium sp. Stamm YS-1rIllumina MiSeqSPORTJPYQ00000000 [43]
β-ProteobakterienBurkholderia sp. Stamm LIG30Illumina MiSeqSPORTJGVW00000000 [44]
Cupriavidus basilensis B-8Illumina HiSeqSPORTAKXR00000000 [45]
γ-ProteobakterienHalomonas sp. Stamm KO116Illumina MiSeq PacBio RSIISPORTCP011052 [46]
Pseudomonas sp. Stamm YS-1pIllumina MiSeqSPORTPYP00000000 [43]
Klebsiella sp. Stamm BRL6-2Beleuchtung,
PacBio-Sequenzierung
MPEARVT00000000 [47]
Raoultella ornithinolytica Stamm S12Illumina MiSeq,
454 Pyrosequenzierung
SPORTCP010557 [48]

Rhizobium sp. Stamm YS-1r: Laut Prabhakaran et.al. Rhizobium sp. Stamm YS-1r wurde aus einer verrottenden Holzprobe aus einem Thermalteich im Yellowstone-Nationalpark, Wyoming, isoliert. Das Hauptziel von Prabhakaran u.a Die Studie bestand darin, Bakterien zu isolieren und zu charakterisieren, die Lignin und seine Derivate als vollständige Kohlenstoffquelle für ihr Wachstum und ihren Stoffwechsel nutzen können. Rhizobium sp. Stamm YS-1r Genomsequenzierung wurde durchgeführt, um die molekularen Grundlagen des Ligninabbaus zu verstehen. Die Sequenzanalyse ergab, dass YS-1r mehrere Gene exprimiert, die für Enzyme wie Laccase, DyP-Peroxidase, β-Etherase, Vanillat-O-Demethylase, Feruloylesterase, Carboxylesterase, Cytochrom P450 und Chlorperoxidase kodieren, die am Abbau beteiligt sind von Lignin und seinen abgeleiteten aromatischen Verbindungen. Der YS-1r-Stamm kodiert auch für Enzyme wie Phenol-2-Monooxygenase, 4-Hydroxybenzoat-3-Monooxygenase, Catechol-2,3-Dioxygenase, Protocatechuat-3,4-Dioxygenase und Gentisat-1,2-Dioxygenase, die am aromatischen Ring beteiligt sind. Oxidations- und Ringspaltungsreaktionen [43].


1. Einleitung

Die Übernutzung der Ressourcen unseres Planeten hat unsere Umwelt verschlechtert, die heute mehr denn je unter dem Klimawandel leidet. Erhöhte Gasemissionen, der Treibhauseffekt und die globale Erwärmung haben alle zur Suche nach erneuerbaren Quellen beigetragen, die im Einklang mit dem weltweiten Energiebedarf stehen. Lignozellulose-Biomasse ist eine nachhaltige Alternative, die biobasierte Chemikalien der neuen Generation wie Biokraftstoffe, Lebensmittelzusatzstoffe, Enzyme und andere herstellt [1,2,3]. Lignocellulosehaltige Biomasse umfasst alle Arten von landwirtschaftlichen Abfällen, forstwirtschaftlichen Reststoffen und Rohstoffen sowie Meeresalgen und kann auf einer großen Plattform aus allen Arten von Materialien bereitgestellt werden [4,5]. Im Allgemeinen bestehen lignocellulosehaltige Biomassen aus Lignin, Cellulose und Hemicellulosen, einigen organischen Extrakten und anorganischen Bestandteilen, die nach der Verbrennung in Asche umgewandelt werden. All diese Komponenten machen lignozellulosehaltige Biomasse zu einer komplexen Gruppe von Polymeren, die von Natur aus gegen eine enzymatische Umwandlung resistent sind. Lignocellulosic biomass materials are constituted of renewable substrates used for bioethanol production, where such materials play a role in contributing to environmental sustainability [6]. Lignocellulosic biomass consists mostly of polymer sugars (celluloses and hemicelluloses) and lignin [7,8]. It can be broken down into simple sugars by enzymatic hydrolysis or chemically by sulfuric or other acids [9].

Due to the process that requires less energy in mild conditions, enzymatic hydrolysis is becoming a more suitable pathway in biomass hydrolysis [10]. It is an important step in converting cellulose to glucose in pretreated biomass, which is carried out by cellulose enzymes in temperature range from 40 to 50 ଌ, with a pH range from 4 to 5 [11]. The degree of pretreated biomass, such as lignin removal, enzyme loading, and duration of hydrolysis is highly dependent on the enzymatic hydrolysis efficiency, since the process is also highly affected by cellulose crystalline structure [12].

The enhancement of the enzymatic hydrolysis process is possible by adding non-ionic surfactants, which can change the surface properties of cellulose, as well as reduce enzyme loading. Such non-ionic surfactant is found to be polyethylene glycol (PEG), which can reportedly increase the convertability of lignocellulosic biomass for more than 30% [11,13,14]. Biofuels based on biomass have many advantages over fossil fuels: besides contributing to fuel diversity, different biofuels are accessible by different common biomass sources, have an environmentally friendly impact and potential, and provide many benefits in terms of economy and environment for all users of biofuels. Such biofuels are biodegradable and immensely contribute to sustainability. In addition, biofuels add value to migrating greenhouse gas (GHG) emissions, which provide a cleaner and more sustainable energy source with reduced air pollution. By using biomass feedstocks for bioethanol production, such actions of biomass usage enable the emerging development of rural areas in different countries, as well as increase of agricultural income. Such developing countries have more available land with favorable climate conditions and therefore minimum or at least lower labor costs. Another advantage with large-scale biofuel production for developing countries is the reduction of its oil import dependence, which contributes to international competitiveness. When referring to the production of “good” bioethanol (bioethanol being the most commonly used biofuel for transportation worldwide) in terms of reducing the GHG emissions, it is important to replace polluting fossil fuels with more environmentally friendly lignocellulosic biomass. To ensure beneficial properties of biofuels, all kinds of by-products in the production process should be properly and efficiently utilized in order to minimize the GHG effect, as well as maximize their energy. In addition, emissions (such as carbon dioxide and nitrous oxide) should be kept to a minimum in terms of pollution and fertilizers, respectively. Moreover, biofuels such as bioethanol can help reduce the carbon dioxide escalation by replacing the fossil fuels and recycling the carbon dioxide being released when combusted as fuel [15]. However, in the ever-growing biofuel industry, sustainable energy systems and energy efficiency have an important decisive part, especially when renewable energy potentials compete with high energy demands. Many different sustainability assessments have been performed over the years, describing various schemes, such as emergy, exergy, techno-economic analysis, energy accounting, and life cycle assessments (LCA). Such schemes are being employed in all biofuel production and consumption systems [16]. As fossil fuels are massive energy sources around the globe, increasing the atmospheric concentration of GHG is still a threat contributed by fossil fuels, which result in global warming and climate change. Many renewable energy policies have been in progress to reduce the carbon-intensive energy carriers. Future low-carbon strategies support different renewable energy resources many also use industrial waste heat. As many barriers exist for the incorporation of industrial waste heat into district heating systems, Renewable Energy Directive 2018/2001/EU (RED-II) was established to address such issues, which suggest the simplification of market entries and accesses to district heating networks for third parties [17,18]. The advanced exergy analysis-based methods are most promising for the development of sustainable biofuel systems, especially its extensions, such as exergoeconomic and exergoenvironmental approaches, which provide more details about economic, environmental, and technical features of energy conversion systems. On the other hand, the emergy concept quantifies the energy available previously in direct and indirect forms. More details about such analysis are presented in an opinion paper by Tabatabaei et al. [16].

As a result of the potential that biomass is offering, many technologies are developing toward biomass conversion into biofuels, which have the great advantages of lowering carbon emissions as well as oil dependency due to its production from renewable and organic sources [19]. As seen from Figure 1 , the USA produces more than 50% of all bioethanol, while Europe’s share represents only 6% also, each country’s share is less than 5%, while Brazil is the second largest bioethanol-producing country.

Worldwide bioethanol production.

Bioethanol is the most commonly used biofuel, which is an alternative to fossil fuel and is mainly produced by the hydrolysis of cellulose from lignocellulosic biomass and by the fermentation of sugars of different lignocellulosic sources. The biodegradability and reduced toxicity of bioethanol, for which biomass is used as a primary substrate as well, are its main advantages over fossil fuels [11,15].

Advanced criteria divide the liquid biofuels based on four generation biofuels, depending on the feedstock material being used and utilized for its production ( Figure 2 ). The primary source used for first-generation biofuels is mostly food crops, which were prepared from alcohol. The crop feedstocks used were starchy sourced materials, such as sugar cane and others. However, such feedstock presented some obstacles in the form of high market prices, since they require more chemical fertilizers to increase the biofuel yield. Second-generation biofuels are based on non-edible lignocellulosic biomasses, including whole parts of plants, such as leaves, steam, or bark, but they include also wood chips, different grasses, saw dust, paper pulp, organic wastes, and different forestry and agricultural residues. Polymeric substances, as well as cellulosic substances, are advanced sugar molecules that are found in lots of plants. Grain alcohol is obtained from these substances and is a by-product that can be used as a biofuel. The technology used for the production of second-generation-based biofuels was designed and adjusted to overcome limitations that occurred in first-generation biofuels, since they were also used and utilized as food supplements—meaning, decreasing the production of grain-based alcohol and maximizing the amount of biofuels so they can rival the competitive prices of fossil fuels. In comparison, more gas emissions are saved with lignocellulosic starch alcohol than in first-generation fuels. Considering the existing problem with land biomass feedstocks for the production of biofuels, third-generation biofuel production finds its resources in marine biomass. Such biomass requires much less land area and is good at decreasing the greenhouse emissions into the environment. For such purposes, algal biomass cultivation and farming has increased, since they give additional resources for demanding biofuel production. Improvements in the metabolic production of such biofuels enable the removal of non-fuel components as well as decrease the production costs. However, fourth-generation biofuels are the result of research and development in the fields of biotechnology, biochemistry, plant biology, geosynthesis, and its applications in metabolic and genetic engineering, as they try to cover carbon capture and storage techniques by developing advanced methods for the production of biofuels. Therefore, different bio or genetically engineered biomass feedstocks, such as algae, trees, and plants are developed that are capable of storing and managing carbon release. Thermal energy and power is being utilized by sustainable resources in form of wind, solar, geothermal and hydro energy [20,21,22]. Photobiological solar and electrofuels, which are breaking innovative ground with the straightforward conversion of solar energy to biofuels, are also considered as fourth-generation biofuels. Resources for such biofuel production are cheap and available and are a product of the developmental progress of engineered crops through genetic engineering and the emerging field of synthetic biology [23].

This review paper presents an overview of very recent bioethanol production processes by enzymatic hydrolysis from different lignocellulosic biomass sources, such as marine algae, agricultural residues, and forest feedstocks.


Danksagung

We thank John Toy, Sarah Finegan, Stephanie Thompson, Steven Masterson and Dylan Oates for technical assistance, Dr. Robert Mitchell for beneficial suggestions and Pat O’Neill for statistical support. This research was supported by the United States Department of Agriculture—National Institute of Food and Agriculture AFRI grant number 2011-67009-30026 (SES, TEC, and DLF-H) and additional funding from USDA-ARS, CRIS projects 3042-21220-032-00D (SES and DLF-H) and 3042-21000-030-00D (GS). The University of Nebraska DNA Sequencing Core receives partial support from the National Institute for General Medical Science (NIGMS) INBRE—P20GM103427-14 and COBRE - 1P30GM110768-01 grants as well as The Fred & Pamela Buffett Cancer Center Support Grant—P30CA036727. This publication’s contents are the sole responsibility of the authors and do not necessarily represent the official views of the NIH or NIGMS. The US Department of Agriculture, Agricultural Research Service, is an equal opportunity/affirmative action employer and all agency services are available without discrimination. Mention of commercial products and organizations in this manuscript is solely to provide specific information. It does not constitute endorsement by USDA-ARS over other products and organizations not mentioned.