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Konkurrenzhemmung - v vs S - Biologie

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Konkurrenzhemmung - v vs S

Wettbewerbshemmung

Wettbewerbshemmung ist die Unterbrechung eines chemischen Weges, weil eine chemische Substanz die Wirkung einer anderen hemmt, indem sie mit ihr um Bindung oder Bindung konkurriert. Jedes metabolische oder chemische Botenstoffsystem kann potenziell von diesem Prinzip beeinflusst werden, aber mehrere Klassen der kompetitiven Hemmung sind in der Biochemie und Medizin besonders wichtig, einschließlich der kompetitiven Form der Enzymhemmung, der kompetitiven Form des Rezeptorantagonismus, der kompetitiven Form der Antimetabolitenaktivität, und die kompetitive Form der Vergiftung (die jede der oben genannten Arten umfassen kann).


Reversible Enzymhemmung | Mikrobiologie

Das Hauptmerkmal der kompetitiven Hemmung besteht darin, dass sie durch Erhöhung der Substratkonzentration in einer Reaktionsmischung, die sowohl das Substrat als auch den Inhibitor enthält, rückgängig gemacht werden kann. Der Grad der Hemmung hängt von den relativen Konzentrationen des Substrats und des Inhibitors ab. Wenn die Substratkonzentration erhöht wird, während die Inhibitorkonzentration konstant gehalten wird, nimmt der Grad der Hemmung der Enzymaktivität ab.

Ein gegenteiliger Effekt wird beobachtet, wenn die Inhibitorkonzentration erhöht wird, wobei die Substratkonzentration konstant gehalten wird. Dies geschieht, weil das Substrat und der Inhibitor aufgrund einer Ähnlichkeit in der Struktur des Substrats und des Inhibitors beide an das gleiche katalytische Zentrum des Enzyms binden. Somit konkurrieren das Substrat und der Inhibitor miteinander um die Besetzung derselben aktiven Stelle oder Stellen eines Enzymmoleküls.

Aufgrund der strukturellen Ähnlichkeit kann das Enzymmolekül nicht zwischen dem richtigen Substrat und dem falschen Substrat unterscheiden, das der Inhibitor ist. Ein oft zitiertes Beispiel für eine kompetitive Hemmung ist die Hemmung der Bernsteinsäuredehydrogenase durch Malonsäure. Im TCA-Zyklus wird Bernsteinsäure durch Bernsteinsäuredehydrogenase zu Fumarsäure dehydriert, wobei FAD als H-Akzeptor wirkt. In Gegenwart von Malonsäure kann sich das Enzym mit dem Inhibitor verbinden, es jedoch nicht dehydrieren.

Die Strukturen von Bernstein- und Malonsäure sind dargestellt:

Ein weiteres bekanntes Beispiel für eine kompetitive Hemmung mit klinischer Bedeutung ist das von Sulfanilamid und p-Aminobenzoesäure. Sulfanilamid bildet den Kern aller Sulfonamide, die als Chemotherapeutika gegen eine Vielzahl von bakteriell verursachten Infektionen eingesetzt werden. Par-Amino-Benzoesäure (p-ABA) ist ein essentielles Vitamin, das von vielen Bakterien für die Synthese von Folsäure benötigt wird, die als Coenzym fungiert.

Das Enzym, das auf p-ABA einwirkt, um es in das nächste Zwischenprodukt der Biosynthese von Folsäure umzuwandeln, wird durch Sulfanilamid kompetitiv gehemmt, da p-ABA eine strukturelle Ähnlichkeit mit dem Inhibitor aufweist. Den Bakterien wird Folsäure entzogen und sie können nicht wachsen.

Die Strukturen der beiden Verbindungen sind unten gezeigt:

Nicht-kompetitive Hemmung:

Eine nicht-kompetitive Hemmung kann durch Erhöhung der Substratkonzentration nicht rückgängig gemacht werden, da der Inhibitor nicht am gleichen aktiven Zentrum wie das normale Substrat an das Enzymprotein bindet, sondern an einer anderen Stelle. Daher gibt es keine Konkurrenz zwischen dem Substrat und dem Inhibitor.

Die Hemmung kann durch eine Änderung der Form der Substratstelle aufgrund der Bindung des Inhibitors an dasselbe Enzymmolekül, jedoch an einer anderen Stelle, verursacht werden. Diese Art der nichtkompetitiven Hemmung wird auch als allosterische Hemmung bezeichnet und wurde gesondert behandelt.

Die häufigere Art der nicht-kompetitiven Hemmung wird durch die Schwermetallionen ausgeübt, die reversibel an die Sulfhydrylgruppe (-SH) von Cysteinresten von Enzymproteinen binden. Für viele Enzyme sind die freien -SH-Gruppen für die katalytische Aktivität essentiell, da sie oft an der Aufrechterhaltung der korrekten dreidimensionalen Konfiguration des Enzymproteins beteiligt sind, das für seine katalytische Funktion erforderlich ist. Schwermetallionen wie Hg ++ und Ag ++ binden reversibel an die -SH-Gruppen von Enzymproteinen und verursachen eine nicht-kompetitive Hemmung.

Eine nicht-kompetitive Hemmung kann auch auf einige Mittel zurückzuführen sein, die anorganische Cofaktoren binden, die von bestimmten Apoenzymen benötigt werden, um funktionelle Holoenzyme zu bilden. Diese anorganischen Co-Faktoren sind normalerweise zweiwertige Metallionen, wie Mg ++ , Ca ++ , Fe ++ usw. Die Inhibitoren, die solche Metallionen binden, umfassen Cyanid, das Fe ++ oder Fe +++ bindet, Fluorid, das Ca + . bindet + oder Mg ++ , Ethylendiaminotetraessigsäure (EDTA), die Mg ++ und andere zweiwertige Metallionen bindet usw.

Ob ein Inhibitor kompetitiv oder nicht kompetitiv wirkt, lässt sich an seiner Kinetik erkennen. Lineweaver-Burk-Plots mit unterschiedlichen Konzentrationen des Inhibitors und einer festen Konzentration des Substrats zeigen den Unterschied zwischen einem kompetitiven und einem nicht-kompetitiven Inhibitor. Im Falle einer kompetitiven Hemmung erzeugen Diagramme von 1/v gegen 1/[S] gerade Linien unterschiedlicher Steigung, die die 1/v-Achse an einem gemeinsamen Punkt schneiden.

Die Kurven zeigen, dass Vmax wird durch die Anwesenheit des Inhibitors nicht verändert, aber die Km ist. In Gegenwart des Inhibitors Km hat einen höheren Wert (Abb. 8.39 A). Bei nichtkompetitiver Hemmung zeigen die Geraden dagegen auch bei unterschiedlichen Konzentrationen des Inhibitors unterschiedliche Steigungen, schneiden aber die 1/v-Achse nicht an der gleichen Stelle wie bei kompetitiver Hemmung.

Vielmehr treffen sich die Linien an einem gemeinsamen Punkt auf der -1/[S]-Achse. Dies weist darauf hin, dass eine steigende Konzentration des Inhibitors eine Abnahme von V . verursachtmax die durch Erhöhung der Substratkonzentration nicht wiederhergestellt wird. Das Km, bleibt jedoch unverändert, da Substrat und Inhibitor nicht an dieselbe Stelle des Enzyms binden (Abb. 8.39B).


Regulation der Enzymaktivität durch Aktivierung oder Hemmung | Biochemie

Im Zusammenhang mit dem Tryptophan-Operon kann ein Überschuss an Tryptophan zu einer Repression der Gene dieses Operons führen, was zu einem Stillstand der Synthese der für die Tryptophan-Bildung notwendigen Enzyme führt.

Neben dieser Möglichkeit der Verdrängung gibt es sehr oft eine Rückkopplungshemmung, dh die Möglichkeit für einen essentiellen Metaboliten (Aminosäure, Nukleotid etc.), der das Endprodukt einer Reihe von biosynthetischen Reaktionen ist, die Aktivität eines katalysierenden Enzyms zu hemmen eine der ersten Reaktionen dieser Serie.

Das inhibierte Enzym ist im Allgemeinen dasjenige, das die erste Reaktion katalysiert, die spezifisch zum Endprodukt führt, und kein Enzym, das eine Reaktion katalysiert, die mehreren Stoffwechselwegen gemeinsam ist, es ist das Enzym, das sich an einer strategischen Verbindungsstelle befindet, dessen Aktivität durch das Endprodukt gehemmt wird.

Diese Art der Regulation zeichnet sich insbesondere dadurch aus, dass der Effektor (der Stoff, der das Enzym aktiviert oder hemmt) und das Substrat dieses Enzyms in der Regel nicht isosterisch sind, dh keine strukturelle Analogie aufweisen (im Gegensatz zur kompetitiven Hemmung). durch Analoga des Substrats). Deshalb werden sie allosterische Effektoren genannt, während der Begriff allosterische Enzyme die Enzyme bezeichnet, bei denen diese Art der Kontrolle beobachtet wird.

1. Allgemeine Eigenschaften allosterischer Enzyme:

Im Zusammenhang mit der Aspartat-Transcarbamylase einige wichtige Merkmale der Regulation auf der Ebene allosterischer Enzyme, aber es ist hier von Interesse, die Haupteigenschaften zu betrachten.

A. Kinetik von Reaktionen, die durch allosterische Enzyme katalysiert werden:

Im Allgemeinen haben allosterische Enzyme besondere kinetische Eigenschaften, und wenn man die Geschwindigkeitsänderung in Abhängigkeit von der Substratkonzentration untersucht, erhält man nicht wie bei den meisten Enzymen einen Ast einer gleichseitigen Hyperbel, sondern eine sigmoidale Kurve. Diese S-förmige Kurve spiegelt einen kooperativen Effekt wider, d. h. die Tatsache, dass mindestens 2 Substratmoleküle mit dem Enzym interagieren und dass die Bindung des ersten Moleküls die des zweiten erleichtert.

Sehr oft manifestiert sich ein solcher kooperativer Effekt auch in der Bindung allosterischer Effektoren (siehe Abb. 8-13), was darauf hindeutet, dass die Bindung des ersten allosterischen Aktivator- (oder Inhibitor-) Moleküls die Bindung des zweiten begünstigt. Diese Ergebnisse legen bereits nahe, dass es mehr als ein katalytisches Zentrum und mehr als ein allosterisches Zentrum pro Enzymmolekül gibt und implizieren die polymere oder oligomere Natur allosterischer Enzyme.

Wir haben nicht angegeben, wo der allosterische Effektor bindet, aber unser Wissen über die Spezifität der Enzym-Substrat-Wechselwirkung und unsere Beobachtungen über das Fehlen jeglicher struktureller Ähnlichkeit zwischen Substrat und Effektor legen nahe, dass die allosterischen Effektoren nicht an die aktiven Zentren binden, sondern an verschiedene Seiten, die allosterische Seiten genannt werden.

In Anbetracht der sigmoiden Natur der Kurven, die die enzymatische Aktivität als Funktion des Substrats oder des allosterischen Inhibitors ausdrücken (siehe Abb. 8-13), hat man daher einen Schwelleneffekt, wenn die Inhibitorkonzentration ansteigt oder wenn die Substratkonzentration ansteigt.

Unterhalb der Schwelle bewirkt eine Erhöhung von [S] (siehe Abb. 2-12) oder [I] keine signifikante Änderung der Geschwindigkeit, aber jenseits der Schwelle variiert die Geschwindigkeit erheblich für eine relativ kleine Erhöhung von [S] oder [I ]. Dies ermöglicht es der Zelle, die enzymatische Aktivität gemäß relativ kleinen Variationen von [S] oder [I] einzustellen, die jedoch in einer Zone kritischer Konzentration auftreten, die den intrazellulären Konzentrationen der beteiligten Metaboliten entspricht.

B. Wirkung allosterischer Effektoren:

Es gibt verschiedene Typen von allosterischen Inhibitoren und unter Verwendung des Lineweaver-Burk-Diagramms wird beobachtet, dass einige allosterische Inhibitoren vom kompetitiven Typ sind und andere vom nicht-kompetitiven Typ. Aber im Gegensatz zu dem, was wir bei der Untersuchung der kompetitiven Hemmung konventioneller Enzyme gesehen haben, gibt es – im Fall allosterischer Enzyme – keine Konkurrenz zwischen S und I um das aktive Zentrum des Enzyms (da sie keine strukturelle Analogie haben).

Die beiden Arten von Inhibitoren binden an allosterische Zentren, die sich von den aktiven Zentren unterscheiden, wie durch Experimente zur Desensibilisierung und Fraktionierung von Untereinheiten gezeigt wurde. Im Fall eines nicht-kompetitiven al­losterischen Inhibitors kann die Bindung von I an die allosterische Stelle eines Enzyms zu E — I somit eine Konformationsänderung bewirken, die immer noch die Bindung von S zu E —S —I erlaubt, aber 1/Vmax wird daher erhöht Vmax ist tiefer.

Bei der Bindung eines kompetitiven Inhibitors an das allosterische Zentrum kommt es zu einer Konformationsänderung, einem allosterischen Übergang, der Rückwirkungen auf das aktive Zentrum verursacht, an das S nicht mehr binden kann. Es gibt eine Abnahme von -1/Km, d. h. eine Erhöhung von Km, also eine Abnahme der Affinität des Enzyms für S. Es existiert eine Art gemischte Hemmung, gekennzeichnet durch eine Zunahme von 1/Vmax d.h. eine Abnahme von Vmax, sowie eine Erhöhung von Km, d.h. eine Abnahme der Affinität des Enzyms für S.

Wir haben gesehen, wie der durch die Bindung eines Aktivators verursachte allosterische Übergang die Bindung des Substrats begünstigt. Diese Konformationsänderung des Enzyms bewirkt eine Abnahme von Km, d. h. eine Zunahme der Affinität zu S.

Die Kurve, die die Reaktionskinetik darstellt, kann sich von der sigmoiden Form in die hyperbolische Form ändern (siehe Kurve 2 in Abbildung 2-12), aber man muss sehr vorsichtig sein, da in einigen Fällen gezeigt wurde, dass diese Änderung der Ordnung der Reaktion war nur scheinbar (sie war auf eine Ungenauigkeit im ersten Teil der Kurve zurückzuführen, die den sigmoiden Charakter nicht zeigte).

C. Desensibilisierung und Dissoziation allosterischer Enzyme:

Allosterische Enzyme können gegenüber allosterischen Effektoren unempfindlich gemacht werden, entweder nach einer Mutation oder in vitro durch eine physikalische oder chemische Behandlung: Variation von pH, Temperatur, Ionenstärkewirkung von Harnstoff, Quecksilber, proteolytischen Enzymen usw.

Diese Desensibilisierung beeinflusst im Allgemeinen die katalytische Aktivität nicht, was die Hypothese von getrennten katalytischen und allosterischen Zentren unterstützt. Dies spiegelt sich oft in einer Modifikation der Kinetik wider, die sich von der sigmoiden Form in die hyperbolische “Michaelian”-Form ändert. Die Tatsache, dass das Enzym eine katalytische Aktivität beibehält, aber nicht mehr empfindlich gegenüber dem allosterischen Zentrum ist, wurde zuerst als Zeichen einer Veränderung des allosterischen Zentrums (durch das Desensibilisierungsmittel) interpretiert, die das katalytische Zentrum nicht beeinflusst.

Damit sich die regulatorischen Effekte manifestieren können, müssen nicht nur die allosterischen Stellen intakt sein und die Effektoren in der Lage sein, an diese Stellen zu binden, sondern auch eine Konformation des Enzyms muss erhalten bleiben, die den allosterischen Übergang und insbesondere die Rückwirkung ermöglicht — at die katalytische Stelle – eines Ereignisses, das die allosterische Stelle beeinflusst.

Tatsächlich wurde in einigen Fällen beobachtet, dass der Effektor nach der Desensibilisierung immer noch an das allosterische Zentrum binden kann, im Gegenteil, aufgrund einer Veränderung der räumlichen Struktur des Enzyms verschwinden die kooperativen Wechselwirkungen zwischen den verschiedenen katalytischen Zentren des gleichen Enzymmoleküls, zwischen seinen verschiedenen allosterischen Zentren und zwischen seinen katalytischen und allosterischen Zentren, wodurch der allosterische Übergang verhindert wird.

Dieser allosterische Übergang besteht in einer Modifikation der Bindungen, die die Promotoren miteinander verbinden, was den Übergang des Enzyms aus einem entspannten Zustand in einen eingeschränkten Zustand oder umgekehrt ermöglicht (siehe Abb. 8-14).

Die Existenz getrennter Stellen für Substrat und Inhibitor, die in zahlreichen Fällen exhyperimental bestätigt wurden, ist besonders offensichtlich, wenn es möglich ist, ein allosterisches Enzym in verschiedene Untereinheiten zu dissoziieren, von denen einige die katalytischen Zentren und andere die allosterischen Zentren tragen.

Dies ist beispielsweise bei der durch CTP gehemmten und durch ATP aktivierten Aspartat-Transcarbamylase der Fall, die durch Hitze oder Harnstoff desensibilisiert, aber auch durch Quecksilber dissoziiert werden kann: Das native Enzym (Molekulargewicht = 310.000) besteht aus 6 Polypeptidketten mit katalytischer Aktivität (Molekulargewicht = 33 000) und mit jeweils einer Stelle für die Bindung des Substrats und 6 regulatorischen Ketten (Molekulargewicht = 17 000), die die Bindung von 6 CTP ermöglichen.

Bei der Isolierung der katalytischen Untereinheiten wird beobachtet, dass deren spezifische Aktivität (Menge des pro Zeiteinheit umgewandelten Substrats, bezogen auf die Proteinmenge) größer ist als die des nativen Enzyms, was nicht verwunderlich ist, da die Elimination der regulatorischen Untereinheiten -Einheiten – inaktiv im Katalyseprozess – ist in gewisser Weise eine Reinigung des Enzyms, wenn man nur den katalytischen Gesichtspunkt betrachtet.

D. Modell von Monod, Wyman und Changeux:

Um die bei der Untersuchung allosterischer Enzyme beobachteten Phänomene zu erklären, schlugen diese Autoren ein Modell vor, dessen wichtige Eigenschaften wie folgt sind:

1. Die allosterischen Enzyme sind Oligomere, deren Protomeren so verbunden sind, dass das Molekül mindestens eine Symmetrieachse umfasst (das Protomer ist definiert als die Struktur, die für jeden Liganden, dh für jede bindungsfähige Substanz – also Substrat . eine Bindungsstelle besitzt , Aktivator und Inhibitor — und darf nicht mit der Untereinheit verwechselt werden, die aus der Dissoziation des Enzyms resultiert und — wie im Fall der Aspartat-Transcarbamylase — nur eine katalytische oder allosterische Stelle enthalten kann)

2. Jedes Protomer besitzt nur eine Stelle, die die Bildung eines spezifischen Komplexes mit jeder Ligandenkategorie ermöglicht

3. Das allosterische Enzym kann unterschiedliche, aber ineinander umwandelbare Konformationen aufweisen. Man spricht oft von Relaxed State und Constrained State. Diese Zustände befinden sich im Gleichgewicht und unterscheiden sich entweder durch die Verteilung und Energie der Bindungen zwischen den Protomeren (die die Beschränkungen auferlegten Ölprotomeren bestimmen) oder durch die Affinität der verschiedenen Stellen für die entsprechenden Liganden.

Abbildung 8-14 zeigt ein einfaches Diagramm – mit nur 2 Protomern – zur Veranschaulichung des Modells. Zunächst besteht ein Gleichgewicht zwischen der entspannten und der eingeschränkten Form, wenn einer der Liganden (z. B. das Substrat) eine größere Affinität zu einer dieser beiden Formen hat, ermöglicht eine relativ geringe Konzentration dieses Liganden die Bindung eines Substrats Molekül zu einem Protomer der betrachteten Form, das das Gleichgewicht zugunsten dieser Form verschiebt und die Bindung des Substrats erleichtert.

Aber eine Erhöhung der Konzentration eines antagonistischen Liganden (hier des Inhibitors) reicht aus, um das Gleichgewicht in die umgekehrte Richtung zu verschieben. Allosterische Phänomene sind reversibel und hängen von den Konzentrationen der verschiedenen Liganden ab. Ein solches Modell erklärt die Tatsache, dass eine Sigmoidkurve erhalten wird, wenn die Geschwindigkeit als Funktion von [S] oder [I] ausgedrückt wird.

Das Diagramm von Abb. 8-14 gilt für ein allosterisches Enzym vom K-Typ. In diesem Fall ist bei Abwesenheit von Substrat das Gleichgewicht zugunsten der Form mit einer geringen Affinität zum Substrat. Aber wie oben beobachtet, verschiebt sich das Gleichgewicht zu Gunsten der Form mit einer größeren Affinität zu S, wenn [S] zunimmt.

Umgekehrt wird das Gleichgewicht durch den Inhibitor zugunsten der Form mit geringer Affinität zu S verschoben und der allosterische Übergang besteht genau in dieser Gleichgewichtsänderung. Daher verringert der Inhibitor die Affinität des Enzyms für S (Ks steigt) und umgekehrt verringert das Substrat die Affinität des Enzyms für den Inhibitor (K, erhöht), daher der Name K-Typ-Enzym.

Andere Modelle wurden vorgeschlagen, um die kinetischen Eigenschaften allosterischer Proteine ​​zu erklären. Nach dem von Koshland, Nemethy und Filmer vorgeschlagenen Modell der induzierten Anpassung gibt es in Abwesenheit des Liganden nur eine Konfiguration für das Protein Untereinheiten und verändert die katalytischen Eigenschaften.

Es scheint, dass die Konformation eines enzymatischen Proteins, die wir Tertiär- und Quartärstruktur genannt haben, nicht ausschließlich durch die Primärstruktur bestimmt wird. Tatsächlich wird beobachtet, dass kleine Moleküle (Substrate, Aktivatoren, Inhibitoren) durch Bindung an spezifische Stellen in der Lage sind, geringfügige Veränderungen der räumlichen Struktur des Proteins zu bewirken.

2. Hauptmodi der Verordnung:

1. Die Rückkopplungshemmung besteht in der Hemmung des ersten Enzyms einer Reaktionsreihe durch den Metaboliten, der das Endprodukt dieser Reihe ist. Die intrazelluläre Konzentration dieses Metaboliten steuert daher die Geschwindigkeit seiner eigenen Biosynthese. Im Folgenden betrachten wir die Rückkopplungshemmung in geraden und verzweigten Reaktionsreihen.

2. Aktivierung eines Enzyms durch eine Vorstufe des Substrats oder durch das Substrat selbst.

3. Aktivierung durch ein Abbauprodukt des terminalen Metaboliten, der einen erneuten Anstieg der Konzentration dieses Metaboliten verursacht (bei dem es sich beispielsweise um eine Substanz mit hohem Energiepotential handeln kann).

4. Aktivierung eines Enzyms einer metabolischen Reihe, die zu einem Metaboliten A führt, durch einen Metaboliten B, der von einer unabhängigen Reihe synthetisiert wird, wenn A und B beide für die Synthese der gleichen Makromoleküle notwendig sind, was eine koordinierte Produktion von Vorstufen ermöglicht (im Fall von Nukleotiden).

Die Aktivität eines allosterischen Enzyms kann durch mehrere dieser Regulationsmodi kontrolliert werden. So wird Aspartat-Transcarbamylase, das erste Enzym des Synthesewegs, der zur Synthese von Pyrimidin-Nukleotiden führt, durch ein terminales Produkt (CTP) rückgekoppelt, durch das Substrat aktiviert und auch durch ATP aktiviert, ein Ribonukleosidtriphosphat, das zusammen mit – erforderlich ist UTP und CTP – für die Biosynthese von RNAs.

3. Rückkopplungshemmung in geraden und verzweigten Reaktionsketten:

A. Rückkopplungshemmung in geraden Reaktionsketten:

In geraden Stoffwechselsequenzen ist es im Allgemeinen das erste Enzym (E1), das das regulatorische Enzym ist, d. h. das Enzym, das einer Kontrolle des allosterischen Typs unterliegt. Unter “erstes Enzym” muss man allgemein das Enzym verstehen, das die erste spezifische Reaktion der betrachteten Stoffwechselwege katalysiert.

Bei der Biosynthese von Pyrimidin-Ribo­nukleotiden beispielsweise unterliegt die Aspartat-Transcarbamylase der Rückkopplungssteuerung und kein Enzym, das die Synthese von Carbamyl-Phosphat oder Aspartat ermöglicht Carbamyl-Aspartat zu geben ist wirklich die erste Reaktion, die spezifisch zu Pyrimidin-Nukleotiden führt. Das erste Enzym der Kette ist im Allgemeinen das einzige, das durch das Endprodukt gehemmt wird, dessen Aktivität daher das Funktionieren der gesamten Reaktionsfolge bestimmt.

Die Hemmung dieses Enzyms durch das Endprodukt der Reaktionskette ist von offensichtlichem Interesse. Wenn dieses Endprodukt im Überschuss vorhanden ist, verringert die hemmende Wirkung, die es auf das erste Enzym ausübt, die Geschwindigkeit dieser ersten Reaktion und schränkt folglich dessen eigene Biosynthese ein. Da die Abfolge biosynthetischer Reaktionen in der Regel Energie benötigt, ermöglicht dieser Regulationsprozess der Zelle, Energie zu sparen.

Diese Ökonomie ist jedoch geringer als die durch den Repressionsprozess: Wenn eine Substanz X im Überschuss vorhanden ist, ermöglicht die Repression der Zelle, nicht nur auf die Biosynthesereaktionen von X zu verzichten, sondern auch auf die Transkription von Genen in mRNA und die Translation der polycistronische mRNA in die für die Biosynthese von X benötigten Enzyme um, während bei der Rückkopplungshemmung die benötigten Enzyme vorhanden sind, aber nicht funktionieren.

Im Gegenteil, die Rückkopplungshemmung erscheint als schnellerer Prozess als die Verdrängung. Ein Überschuss einer Substanz X kann sofort das erste Enzym der zu X führenden Reaktionskette hemmen, während die Wirkung der Repression erst nach dem Verschwinden – durch Katabolismus – der in der Zelle vorhandenen Enzym- und mRNA-Moleküle (und welche werden nicht ersetzt, da die Expression der entsprechenden Gene blockiert ist).

Die Feed&Shyback-Hemmung, die – wie oben erwähnt – auf dem Phänomen des allosterischen Übergangs, also der Verschiebung eines Gleichgewichtszustandes zugunsten einer der beiden Konformationen des Enzyms, beruht, ist ein leicht umkehrbarer Prozess, der sehr empfindlich auf kleine Variationen von die Ligandenkonzentrationen über einen bestimmten Schwellenwert hinaus und zeichnet sich daher durch eine große Flexibilität aus.

B. Rückkopplungshemmung in verzweigten Reaktionsketten:

Besondere Probleme bereitet die Rückkopplungshemmung bei verzweigten Reaktionsketten, bei denen man a priori befürchten könnte, dass der Überschuss des Endprodukts einer der Verzweigungen – wenn er das erste Enzym der Kette hemmt – die Synthese von Stoffen zum Stillstand bringt von den anderen Verzweigungen produziert, Stoffe, die nicht unbedingt im Überschuss vorhanden sind.

Um diese Probleme zu untersuchen, nehmen wir das Beispiel der Biosynthese von Aminosäuren aus Aspartat, die es uns ermöglichen, ihre Regulation mit Hilfe eines vereinfachten Diagramms zu untersuchen.

a) Rückkopplungshemmung beschränkt auf Verzweigungen:

Wie in Abbildung 8-15 gezeigt, kann die Aminosäure, die das Endprodukt einer Verzweigung ist, den ersten Schritt der Reaktionssequenz, die nur zu ihrer Biosynthese führt, hemmen. Die Biosynthese anderer Aminosäuren wird daher nicht beeinflusst. Lysin hemmt, Dihydro-Dipicolinatsynthetase, Threonin hemmt die Homoserinkinase (HK), Methionin hemmt die Succinylierung von Homoserin und Isoleucin hemmt die Threonindeaminase (TD).

b) Isoenzymatische Kontrolle:

In E.coli wurden drei Aspartokinasen (AK) identifiziert, von denen jede einer Regulation durch einen spezifischen Repressionsmechanismus und zwei einer ebenfalls spezifischen Rückkopplungshemmung unterliegt.

Darüber hinaus gibt es noch 2 Homoserin-Dehydrogenasen (HSDH), deren Regulation mit der der ersten beiden Aspartokinasen identisch ist, wie die folgende Tabelle zeigt:

Es hat sich gezeigt, dass die beiden katalytischen Aktivitäten AK I und HSDH I von ein und derselben Polypeptidkette getragen werden, gleiches gilt für die Aktivitäten AK II und HSDH II. Es liegt auf der Hand, dass beispielsweise bei der Aspartokinase die Existenz von 3 Isoenzymen, deren Synthese und Aktivität durch unterschiedliche Endprodukte gesteuert wird, die Zelle — im Falle einer Repression der Biosynthese oder Hemmung der Aktivität einer der Aspartokinasen aufgrund einer hohen Konzentration einer Aminosäure — die anderen Aminosäuren, die sich aus Aspartat ableiten, dank der anderen beiden nicht betroffenen Aspartokinasen weiter zu synthetisieren. Die Existenz von 3 Isoenzymen zur Katalyse dieser ersten Reaktion erlaubt eine unabhängige Regulation durch die verschiedenen Endprodukte (Abb. 8-16).

c) Konzertierte oder multivalente Rückkopplungshemmung:

In einigen Organismen der Gattung Rhodopseudomonas oder Bacillus gibt es nur eine Aspartokinase, die durch den Überschuss nur eines der Endprodukte (Lys, Thr, Ile) nicht beeinflusst wird, die jedoch bei einem Überschuss an Lysin und Threonin die Rückkopplung gehemmt wird . Diese konzertierte Rückkopplungshemmung ist jedoch nicht vollständig, was die Synthese von Methionin ermöglicht.

In dieser verzweigten Kette der Biosynthese von Aminosäuren, die aus Aspartat stammen, bestehen bei einigen Organismen andere Kontrollmöglichkeiten. Wir können nicht alle untersuchen, aber die von uns untersuchten Regulationsarten zeigen, dass die Lebewesen im Laufe der Evolution unterschiedliche Mechanismen gewählt haben, um die besonderen Probleme der Regulation der verzweigten Stoffwechselwege zu lösen.


Wettbewerbshemmung

  • Beigetragen von Henry Jakubowski
  • Professor (Chemie) am College of St. Benedict/St. Johns Universität

Eine kompetitive Hemmung tritt auf, wenn Substrat ((S)) und Inhibitor ((I)) beide an dieselbe Stelle des Enzyms binden. Tatsächlich konkurrieren sie um das aktive Zentrum und binden sich gegenseitig aus. Dies wird in den folgenden chemischen Gleichungen und dem molekularen Cartoon veranschaulicht.

Es gibt eine andere Art von Hemmung, die die gleichen kinetischen Daten liefern würde. Wenn (S) und (I) an verschiedene Stellen gebunden sind und (S) an (E) gebunden und eine Konformationsänderung in (E) erzeugt wird, so dass (I) nicht bind (und umgekehrt), dann würde sich die Bindung von (S) und (I) gegenseitig ausschließen, das heißt allosterische kompetitive Hemmung.

Hemmungsstudien werden normalerweise bei mehreren festen und nicht sättigenden Konzentrationen von (I) und variierenden (S)-Konzentrationen durchgeführt. Die wichtigsten zu verstehenden kinetischen Parameter sind Vm und (K_m). Nehmen wir zur Vereinfachung der Ableitung der Gleichung an, dass I reversibel und mit schnellem Gleichgewicht an E mit einer Dissoziationskonstanten Kis bindet. Das "" in dem tiefgestellten "" "" zeigt an, dass sich die Steigung des 1/v vs. 1/S Lineweaver Burk-Diagramms ändert, während der y-Achsenabschnitt konstant bleibt. Kis wird auch K . genanntichc wobei der tiefgestellte Index "c" für die kompetitive Hemmungskonstante steht.

Die wichtigsten zu verstehenden kinetischen Parameter sind (V_m) und (K_m). Nehmen wir zur Vereinfachung der Gleichungsableitung an, dass (I) reversibel und mit schnellem Gleichgewicht an (E) bindet, mit einer Dissoziationskonstante (K_). Ein Blick auf den Top-Mechanismus zeigt, dass selbst in Gegenwart von (I), wenn (S) ins Unendliche ansteigt, alle (E) in (ES) umgewandelt werden. Das heißt, es gibt kein freies (E), an das (I) binden könnte. Jetzt erinnere dich daran

[V_m= k_E_o.] Unter diesen Bedingungen gilt [ES = E_o] und [v = V_m.] Somit wird (V_m) nicht geändert, aber die ersichtlich (K_m) ( (K_)) Wille.

Um dies zu verstehen, können wir das Prinzip von Le Châ telier verwenden. Wenn (I) nur an (E) und nicht an ES bindet, verschiebt es das Gleichgewicht von (E + S ightleftharpoons ES) nach links, was den Effekt einer Erhöhung des (K_) (d. h. es scheint, dass die Affinität von (E) und (S) abgenommen hat.). Der doppelte reziproke Plot (Lineweaver Burk-Plot) bietet eine gute Möglichkeit, die Hemmung zu visualisieren. In Gegenwart von (I) ändert sich (V_m) nicht, aber (K_m) scheint zuzunehmen. Daher wird (1/K_m), der x-Achsenabschnitt auf dem Diagramm kleiner und näher an 0. Daher bestehen die Diagramme aus einer Reihe von Linien mit demselben y-Achsenabschnitt ((1_/V_m) ), und die x-Intecepts ((-1/K_m)) nähern sich der 0 mit zunehmendem (I) immer näher. Diese sich überschneidenden Plots sind das Markenzeichen der kompetitiven Hemmung.

Beachten Sie, dass in den ersten drei in diesem Abschnitt besprochenen Hemmungsmodellen die Linienweber-Burk Plots sind in Gegenwart und Abwesenheit von Inhibitor linear. Dies legt nahe, dass Diagramme von (v) vs. (S) in jedem Fall hyperbolisch sind und der üblichen Form der Michaelis-Menton-Gleichung entsprechen, jede mit potenziell unterschiedlichen scheinbaren (V_m) und (K_m ) Werte.

Eine Gleichung, die im obigen Diagramm gezeigt ist, kann abgeleitet werden, die den Einfluss des kompetitiven Inhibitors auf die Reaktionsgeschwindigkeit zeigt. Die einzige Änderung besteht darin, dass der (K_m)-Term mit dem Faktor (1+I/K_). Daher (K_ = K_m(1+I/K_)). Dies zeigt, dass das scheinbare (K_m) wie von uns vorhergesagt zunimmt. (K_) ist die Dissoziationskonstante des Inhibitors, bei der der Inhibitor die Steigung der doppelten reziproken Auftragung beeinflusst.

Wolfram Mathematica CDF Player - Competitive Inhibition v vs S (kostenloses Plugin erforderlich)

4/6/14Wolfram Mathematica CDF Player - Wettbewerbshemmung - Lineweaver Burk (kostenloses Plugin erforderlich)

Wenn die Daten als (v_o) vs. (log S) aufgetragen würden, wären die Diagramme sigmoidal, wie wir für die Diagramme von (ML) vs. (log,L) in . gesehen haben Kapitel 5B. Im Fall eines kompetitiven Inhibitors würde die Auftragung von ( v_o) vs/ (log, S) in Gegenwart verschiedener fester Inhibitorkonzentrationen aus einer Reihe von sigmoidalen Kurven bestehen, jede mit dem gleichen ( V_m), aber mit unterschiedlichen scheinbaren (K_m)-Werten (wobei (K_ = K_m(1+I/K_)), nach und nach nach rechts verschoben. Kinetische Daten von Enyzme werden selten auf diese Weise aufgetragen, aber einfache Bindungsdaten für das (M + L ightleftharpoons ML)-Gleichgewicht in Gegenwart unterschiedlicher Inhibitorkonzentrationen schon.

Überdenken Sie unsere Diskussion des einfachen Bindungsgleichgewichts (M + L ightleftharpoons ML). Als wir wissen wollten, wie viel gebunden ist, oder die fraktionale Sättigung, als Funktion des log L, haben wir drei Beispiele betrachtet.

  1. (L = 0,01 K_d) (d. h. (L ll K_d)), was impliziert, dass (K_d = 100L). Dann ist [Y = dfrac<[K_d+L]>= dfrac<[100L + L]>&asymp1/100.] Dies impliziert, dass unabhängig vom tatsächlichen [L], wenn (L = 0,01 K_d), dann Y &asymp0,01.
  2. (L = 100 K_d) (d. h. (L gg K_d)), was impliziert, dass (K_d = L/100). Dann ist [Y = dfrac<[K_d+L]>= dfrac<[(L/100) + L]>= dfrac<100L><101L>&asymp 1.] Dies impliziert, dass unabhängig vom tatsächlichen ([L]), falls (L = 100 K_d), dann (Y &asymp1).
  3. (L = K_d), dann (Y = 0.5.)

Diese Szenarien zeigen, dass wenn L über 4 Größenordnungen variiert ((0,01 K_d < K_d < 100K_d)) oder logarithmisch von

[-2 + log, K_d < log, K_d< 2 + log, K_d) ,]

unabhängig von der Größe von (K_d), variiert Y von ungefähr 0 - 1.

Mit anderen Worten, Y variiert von 0-1, wenn L von log (K_d) um +2 abweicht. Daher würden Diagramme von (Y) vs. (log L) für eine Reihe von Bindungsreaktionen mit zunehmend höherem (K_d) (niedrigere Affinität) eine Reihe identischer sigmoidaler Kurven zeigen, die progressiv nach rechts verschoben sind , Wie nachfolgend dargestellt.

The same would be true of (v_o) vs. (S) in the presence of different concentration of a competitive inhibitor, for initial flux, (J_o) vs. ligand outside, in the presence of a competitive inhibitor, or (ML) vs. (L) (or (Y) vs. (L)) in the presence of a competitive inhibitor.

Wolfram Mathematica CDF Player - Competitive Inhibition v vs logS (free plugin required)

In many ways plots of v0 vs lnS are easier to visually interpret than plots of v0 vs S . As noted for simple binding plots, textbook illustrations of hyperbolas are often misdrawn, showing curves that level off too quickly as a function of [S] as compared to plots of v0 vs lnS, in which it is easy to see if saturation has been achieved. In addition, as the curves above show, multiple complete plots of v0 vs lnS at varying fixed inhibitor concentration or for variant enzyme forms (different isoforms, site-specific mutants) over a broad range of lnS can be made which facilitates comparisons of the experimental kinetics under these different conditions. This is especially true if Km values differ widely.

Now that you are more familiar with binding, flux, and enzyme kinetics curves, in the presence and absence of inhibitors, you should be able to apply the above analysis to inhibition curves where the binding, initial flux, or the initial velocity is plotted at varying competitive inhibitor concentration at different fixed concentration nonsaturating concentrations of ligand or substrate. Consider the activity of an enzyme. Lets say that at some reasonable concentration of substrate (not infinite), the enzyme is approximately 100% active. If a competitive inhibitor is added, the activity of the enzyme would drop until at saturating (infinite) (I), no activity would remain. Graphs showing this are shown below.

Figure: Inhibition of Enzyme Activity - % Activity vs log [Inhibitor]

A special case of competitive inhibition: the specificity constant: In the previous chapter, the specificity constant was defined as kcat /KM which we also described as the second order rate constant associated with the bimolecular reaction of (E) and (S) when (S ll K_M). It also describes how good an enzyme is in differentiating between different substrates. If has enzyme encounters two substrates, one can be considered to be a competitive inhibitor of the other. The following derivation shows that the ratio of initial velocities for two competing substrates at the same concentration is equal to the ratio of their (k_/K_M) values.


Advances in Radiation Biology

B Specific Binding of RNA Polymerase to Various DNA Templates Is Not Affected Even at Very High UV Doses

Competitive inhibition of synthesis to RNA from nonirradiated DNA by the presence of UV-irradiated DNA was utilized as a measure of the binding of RNA polymerase to UV-irradiated T4 DNA ( Sauerbier et al., 1970 ). These studies employed the following concept: The rate of RNA synthesis with a mixture of DNA templates, one-half of which is nonirradiated and the other half irradiated, should be one-half the sum of the individual rates of RNA synthesis with either template, (RÖ + RUV)/2, provided that UV irradiation has not altered the binding of RNA polymerase to DNA and that the reaction is saturated with each template. Reduced polymerase binding to UV-irradiated DNA would be indicated by resultant rates higher than (RÖ + RUV)/2. (Here, RÖ stands for the rate of RNA synthesis with the nonirradiated DNA template and RUV for the rate observed with the irradiated template.) As Fig. 2 shows, binding of E coli RNA polymerase to DNA of bacteriophage T4 is not measurably affected by UV doses up to approximately 1000 ergs/mm 2 . This dose is equivalent to about 150 lethal hits to T4vx ( Harm, 1963 ), or about 220 thymine dimers in the early region of the T4 genome ( Sauerbier, 1964 Sauerbier et al., 1970 ), or about three to four phage-lethal hits per T4 scripton comprised of an average of three to four genes ( Stahl et al., 1970 Sauerbier et al., 1970 Hercules and Sauerbier, 1973 O⟺rrell and Gold, 1973 ). Clearly, loss of binding of RNA polymerase to UV-irradiated DNA contributes little, if at all, to the loss of viability of T4.

Abb. 2 . In vitro rates of RNA synthesis with nonirradiated T4 DNA, UV-irradiated T4 DNA and mixtures of nonirradiated and UV-irradiated T4 DNA. Curve A: (•) kinetics of [ 3 H] ATP incorporation with 34 μg/ml unirradiated T4 DNA (○) with 34 μg/ml DNA present at the onset of incubation and additional 34 μg/ml added 8 min later. Curve B: (▪) same as curve A (•) but with 940 ergs/mm 2 irradiated T4 DNA (□) same as curve A (○) but with 940 ergs/mm 2 irradiated T4 DNA. Curve E: one-half the sum of the rates of synthesis with unirradiated (A) and with 940 ergs/mm 2 irradiated T4 DNA (B). Curve C: (Δ) RNA synthesis with 34 μg/ml unirradiated DNA present at the onset of incubation and 34 μg/ml of 940 ergs/mm 2 unirradiated DNA added 8 min later. Curve D: (▴) same as curve C, except that 34 μg/ml of 940 ergs/mm 2 irradiated DNA were added first and the unirradiated 34 Mg/ml were added 8 min later. The specific activity of [ 3 H] ATP was 1 Ci/mole, and the concentration of RNA polymerase 10.15 μg/ml. Ordinate gives the nmoles ATP incorporated in 0.2-ml aliquots. Abscissa gives the time of incubation at 37°C.

From Sauerbier et al. (1970) with permission of Elsevier Publishing Company. Copyright © 1970

Inspection of Fig. 2 shows a resultant rate of RNA synthesis that is actually less than one-half the sum of the rates with either template. This has been interpreted as a slowdown in release of RNA polymerase from the UV-irradiated template DNA and not as an increased binding to UV-irradiated DNA ( Sauerbier et al., 1970 ). Since this interpretation agrees with other observations on the transcription of UV-irradiated DNA [no loss of RNA polymerase binding ( Ishihama and Kameyama, 1967 Chamberlin and Ring, 1970 ), no effect on the rate of RNA chain initiation during the first 10 min of polymerization ( Sauerbier et al., 1970 ), and effective recycling of RNA polymerase ( Michalke and Bremer, 1969 Sauerbier et al., 1970 )], it seems to be correct.

No loss of binding of E coli RNA polymerase to E coli DNA has been reported by Ishihama and Kameyama (1967) and no loss of T7 RNA polymerase binding to T7 DNA up to 80,000 ergs/mm 2 was reported by Chamberlin and Ring (1973) . These latter authors argued that the number of polymerase binding sites does not increase as a consequence of UV irradiation to T7 DNA. In contrast to the observations made with UV-irradiated bacterial and bacteriophage DNA, formation of new, unproductive binding sites for E coli RNA polymerase by UV irradiation of calf thymus DNA has been repeatedly reported ( Hagen et al., 1964 Zimmermann et al., 1965 ). Since the initiation of transcription on calf thymus DNA occurs nonspecifically ( Burgess et al., 1969 ) at single-strand breaks ( Hagen et al., 1970 ), the UV effects on binding of polymerase and on RNA chain initiation with this particular template should not be generalized.

Systematic investigations of RNA polymerase binding to UV-irradiated DNA templates, involving several types of RNA polymerase and several types of DNA templates and covering a wide dose range, are still lacking, although the DNA binding assay to nitrocellulose filters via RNA polymerase ( Jones and Berg, 1966 Hagen et al., 1970 ) should make direct binding observations experimentally quite feasible (at least for RNA polymerases which bind strongly to the DNA template).


Advances in Radiation Biology

B Specific Binding of RNA Polymerase to Various DNA Templates Is Not Affected Even at Very High UV Doses

Competitive inhibition of synthesis to RNA from nonirradiated DNA by the presence of UV-irradiated DNA was utilized as a measure of the binding of RNA polymerase to UV-irradiated T4 DNA ( Sauerbier et al., 1970 ). These studies employed the following concept: The rate of RNA synthesis with a mixture of DNA templates, one-half of which is nonirradiated and the other half irradiated, should be one-half the sum of the individual rates of RNA synthesis with either template, (RÖ + RUV)/2, provided that UV irradiation has not altered the binding of RNA polymerase to DNA and that the reaction is saturated with each template. Reduced polymerase binding to UV-irradiated DNA would be indicated by resultant rates higher than (RÖ + RUV)/2. (Here, RÖ stands for the rate of RNA synthesis with the nonirradiated DNA template and RUV for the rate observed with the irradiated template.) As Fig. 2 shows, binding of E coli RNA polymerase to DNA of bacteriophage T4 is not measurably affected by UV doses up to approximately 1000 ergs/mm 2 . This dose is equivalent to about 150 lethal hits to T4vx ( Harm, 1963 ), or about 220 thymine dimers in the early region of the T4 genome ( Sauerbier, 1964 Sauerbier et al., 1970 ), or about three to four phage-lethal hits per T4 scripton comprised of an average of three to four genes ( Stahl et al., 1970 Sauerbier et al., 1970 Hercules and Sauerbier, 1973 O⟺rrell and Gold, 1973 ). Clearly, loss of binding of RNA polymerase to UV-irradiated DNA contributes little, if at all, to the loss of viability of T4.

Abb. 2 . In vitro rates of RNA synthesis with nonirradiated T4 DNA, UV-irradiated T4 DNA and mixtures of nonirradiated and UV-irradiated T4 DNA. Curve A: (•) kinetics of [ 3 H] ATP incorporation with 34 μg/ml unirradiated T4 DNA (○) with 34 μg/ml DNA present at the onset of incubation and additional 34 μg/ml added 8 min later. Curve B: (▪) same as curve A (•) but with 940 ergs/mm 2 irradiated T4 DNA (□) same as curve A (○) but with 940 ergs/mm 2 irradiated T4 DNA. Curve E: one-half the sum of the rates of synthesis with unirradiated (A) and with 940 ergs/mm 2 irradiated T4 DNA (B). Curve C: (Δ) RNA synthesis with 34 μg/ml unirradiated DNA present at the onset of incubation and 34 μg/ml of 940 ergs/mm 2 unirradiated DNA added 8 min later. Curve D: (▴) same as curve C, except that 34 μg/ml of 940 ergs/mm 2 irradiated DNA were added first and the unirradiated 34 Mg/ml were added 8 min later. The specific activity of [ 3 H] ATP was 1 Ci/mole, and the concentration of RNA polymerase 10.15 μg/ml. Ordinate gives the nmoles ATP incorporated in 0.2-ml aliquots. Abscissa gives the time of incubation at 37°C.

From Sauerbier et al. (1970) with permission of Elsevier Publishing Company. Copyright © 1970

Inspection of Fig. 2 shows a resultant rate of RNA synthesis that is actually less than one-half the sum of the rates with either template. This has been interpreted as a slowdown in release of RNA polymerase from the UV-irradiated template DNA and not as an increased binding to UV-irradiated DNA ( Sauerbier et al., 1970 ). Since this interpretation agrees with other observations on the transcription of UV-irradiated DNA [no loss of RNA polymerase binding ( Ishihama and Kameyama, 1967 Chamberlin and Ring, 1970 ), no effect on the rate of RNA chain initiation during the first 10 min of polymerization ( Sauerbier et al., 1970 ), and effective recycling of RNA polymerase ( Michalke and Bremer, 1969 Sauerbier et al., 1970 )], it seems to be correct.

No loss of binding of E coli RNA polymerase to E coli DNA has been reported by Ishihama and Kameyama (1967) and no loss of T7 RNA polymerase binding to T7 DNA up to 80,000 ergs/mm 2 was reported by Chamberlin and Ring (1973) . These latter authors argued that the number of polymerase binding sites does not increase as a consequence of UV irradiation to T7 DNA. In contrast to the observations made with UV-irradiated bacterial and bacteriophage DNA, formation of new, unproductive binding sites for E coli RNA polymerase by UV irradiation of calf thymus DNA has been repeatedly reported ( Hagen et al., 1964 Zimmermann et al., 1965 ). Since the initiation of transcription on calf thymus DNA occurs nonspecifically ( Burgess et al., 1969 ) at single-strand breaks ( Hagen et al., 1970 ), the UV effects on binding of polymerase and on RNA chain initiation with this particular template should not be generalized.

Systematic investigations of RNA polymerase binding to UV-irradiated DNA templates, involving several types of RNA polymerase and several types of DNA templates and covering a wide dose range, are still lacking, although the DNA binding assay to nitrocellulose filters via RNA polymerase ( Jones and Berg, 1966 Hagen et al., 1970 ) should make direct binding observations experimentally quite feasible (at least for RNA polymerases which bind strongly to the DNA template).


Inhibitors (Competitive and Non-Competitive)

Enzyme is the digestive system to break down the big molecules to small so it can be used by the cell. Enzyme inhibitors are so important especially in medicine to prevent the molecules to be processed and create bad clinical manifestation for example like allergy

Antworten:

competitive inhibitors compete with the actual ligand for the binding site in protein whereas non-competitive inhibitors do not.

Erläuterung:

inhibitors
is a substance that reduces or decreases the activity of an enzyme. It inhibits the proper functioning of enzyme.

Competitive inhibitors
competitive inhibitors are those which mimics the shape of the actual substrate and binds to the active site.

Figure below explains the functioning, substrate comes and binds to enzyme undergoes product formation and releases the site, making it available for new substrate to come and bind.

when a competitive inhibitor is present which mimics the substrate and binds with the enzyme but is not converted to any product and competes for the enzyme active site with actual substrate.


in simple terms enzymes activity decrease in presence of Competitive inhibitor

in the figure below the enzyme kinetics is low at low concentration of substrate but as the substrate amount increases its activity also reaches back to its normal

Non-competitive inhibitors
Non-competitive inhibitors do not compete for the active site with substrate but does not allow substrate to bind at the active site.

These are actually of two types
1. Allosteric as shown in first figure BELOW, they bind at different position but actually causes change in the active site so new substrate moity cannot bind.
2. in the second figure BELOW the substrate is sterically hindered, blocking the active site so as substrate can not interact with the enzyme.


Abbildung 1

Figure 2 (sorry couldn't find any better resolution)

in simple terms Non-Competitive Inhibitors do not allow the substrate to bind at the active site.

in the figure below the enzyme activity is low at low concentration of substrate but as the substrate amount increases its activity cannot reach the normal level unlike the competitive inhibitor.


Pharmacodynamics

Elaine M Aldred BSc (Hons), DC, Lic Ac, Dip Herb Med, Dip CHM , . Kenneth Vall , in Pharmacology , 2009

Enzyme Inhibition

Most enzyme receptor sites are not completely specific (there is some structural leeway given the number of combinations possible and the mobility of the protein) and a relatively similarly shaped molecule might be able to achieve a ‘close fit’. This creates competition for molecules of a similar shape and the original molecule might find itself unable to find a binding site because it is already occupied. Many drugs are designed to take advantage of this phenomenon.

The various ways in which enzyme function can be affected are not dissimilar to the ways receptor function can be affected. These principles are worth bearing in mind when looking at chemicals that act directly on receptor sites.

• Competitive Inhibition

Competitive inhibition [ Figure 19.2(i) ] is reversible: another molecule competes with the normal substrate and takes its place in the site.

However, when the normal substrate concentration exceeds that of the competing molecule, the situation is more favourable and the normal substrate replaces the competing molecule.

While the competing molecule is in place it blocks the normal action of the enzyme.

Competitive inhibition can be reversed by increasing the substrate concentration.

• Non-competitive Inhibition

Non- competitive inhibition [ Figure 19.2(ii) ] is reversible.

The inhibitor, which is not a substrate, attaches itself to another part of the enzyme, thereby changing the overall shape of the site for the normal substrate so that it does not fit as well as before, which slows or prevents the reaction taking place.

This type of inhibition decreases the turnover rate of an enzyme rather than interfering with the amount of substrate binding to the enzyme. The reaction is slowed rather than stopped. Non-competitive inhibition, therefore, cannot be increased by increasing the substrate.

• Irreversible Inhibition

The inhibitor becomes covalently linked or bound to the enzyme so tightly that is very difficult to detach it from the enzyme [ Figure 19.2(iii) see Chapter 3 ‘Bonds found in biological chemistry’, p. 13 ].


Schau das Video: animus Tutorials: Enzyme - Katalysatoren des Stoffwechsels (Juni 2022).