Information

2.5: Gen und Operon - Biologie

2.5: Gen und Operon - Biologie



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Gene

Die gesamte Nukleinsäuresequenz, die für die Synthese eines funktionellen Polypeptids oder RNA-Moleküls notwendig ist. Somit enthält ein Gen zusätzliche Sequenzinformationen über die hinaus, die für die Aminosäuren in einem Protein oder die Nukleotide in einem RNA-Molekül kodieren. Das Gen enthält auch die DNA, die erforderlich ist, um ein bestimmtes Transkript herzustellen.

Transkriptionskontrollregionen können von der kodierenden Region entfernt sein (in der Größenordnung von Kb oder 10 Kb entfernt).

Die meisten prokaryotischen Gene fehlen Introns (intervenierende DNA-Sequenz). In Prokaryoten bilden sich Gene, die Proteine ​​mit Verwandtschaftsbeziehungen in einem Stoffwechselweg kodieren Operons - die produzieren polycistronische mRNAs.

Definitionen: Operon und Promoter

  • Ein Operon befindet sich in bakterieller DNA, einem Cluster von zusammenhängenden Genen, die von einem Promotor transkribiert werden, was zu einer polycistronischen mRNA führt.
  • Ein Promoter ist eine DNA-Sequenz, an die die RNA-Polymerase vor der Transkriptionsinitiation bindet – normalerweise direkt stromaufwärts der Transkriptionsstartstelle eines Gens zu finden

z.B. Trp Operon - beteiligt an der Biosynthese der Aminosäure Tryptophan:

Abbildung 2.5.1: Chemischer Weg des trp-Operons

Abbildung 2.5.2: Trp-Operon in DNA/RNA

Eine Folge der Anordnung von Bakteriengenen in Operons ist, dass der mRNA-Spiegel für jedes der Gene im Operon ist genau gleich.

Ribosomen transkribieren vom Anfang jedes Gens, nicht nur vom ersten Gen.

Eine weitere Folge der Anordnung von Bakteriengenen in Operons besteht darin, dass eine stromaufwärts gelegene Mutation (d. h. möglicherweise die Transkription hemmt) verhindern kann, dass "stromabwärts gelegene" Gene transkribiert und exprimiert werden. Die meisten eukaryotischen Transkriptionseinheiten produzieren monocistronisch mRNAs (d. h. sie kodieren nur ein Protein). Es gibt einen grundlegenden Unterschied in den Translationsprozessen von Prokaryoten und Eukaryoten:

  1. In Prokaryoten können Ribosomen an spezifischen Erkennungssequenzen irgendwo innerhalb der mRNA binden (genannt Ribosomenbindungsstellen oder "Shine-Dalgarno"-Stellen).
  2. In Eukaryoten binden Ribosomen über die Wechselwirkung mit speziell modifizierte 5'-Region (sogenannt 5' Kappenseite) von mRNA-Molekülen.
  3. Die meisten eukaryotischen mRNAs sind daher monocistronisch.
  • Mutationen in einfachen eukaryotischen Transkriptionseinheiten beeinflussen nur ein Protein.

Komplexe eukaryotische Transkriptionseinheiten

Das von komplexen Transkriptionseinheiten kodierte primäre RNA-Transkript kann gespleißtauf mehr als eine Weise. Aufgrund der unterschiedlichen Verarbeitungsmöglichkeiten ist die Exons (kodierende Regionen) in einer einzigen komplexen Transkriptionseinheit können auf alternative Weise verknüpft werden, um verschiedene mRNAs und verschiedene Proteine.

Abbildung 2.5.3: Komplexe Transkriptionseinheiten

Transkriptionelle Regulierung

Erfolgreiches Überleben erfordert Anpassungsfähigkeit und Wirtschaftlichkeit:

  1. Die Fähigkeit, von einem Substrat zum anderen zu wechseln, wenn sich die Umweltressourcen ändern
  2. Es wäre eine energetische Verschwendung, Enzyme für einen Stoffwechselweg zu produzieren, der nicht benötigt wird.

Induktion versus Repression der Enzymsynthese

In E coli Bestimmte Enzyme werden nur produziert, wenn die Zellen auf bestimmten Substraten gezüchtet werden. Dieser Effekt wird Enzym genannt Induktion. Zum Beispiel, wenn Zellen in Abwesenheit einer Zuckerart gezüchtet werden, die als a . bekannt ist b Galaktosid (z.B. Laktose) die Zellen enthalten sehr wenige Moleküle (~5 pro Zelle) des Enzyms b-Galactosidase (das Laktose in Glukose und Galaktose spaltet).

  • In Abwesenheit von Laktose ist dieses Enzym nicht erforderlich.
  • Wenn Laktose hinzugefügt wird E coli, in kürzester Zeit sind es ca. 5000 Moleküle von b-Galactosidase pro Zelle (ungefähr ~1000-fache Induktion).
  • Wenn Laktose aus den Medien entfernt wird Synthese von b-Galactosidase stoppt.

Ein ähnliches aber gegenteilige Situation tritt bei der Synthese von Tryptophan auf (die biosynthetischen Enzyme sind in der trp Operon). In diesem Fall ist die Produktion der Enzyme für die Tryptophan-Biosynthese schnell ausschalten wenn Tryptophan ist gegenwärtig, in einem Prozess namens Repression. Die Repression ist ein transkriptionaler Regulationsmechanismus für häufig benötigte Genprodukte. Die Induktion ist ein transkriptionaler Regulationsmechanismus für Genprodukte, der in ungewöhnlichen oder seltenen Situationen erforderlich sein kann.


Die Zyl Gene enthüllen die biosynthetischen und evolutionären Ursprünge der Gruppe B Streptokokken Hämolytisches Lipid, Granadaen

Gruppe B Streptokokken (GBS) ist ein β-hämolytisches, grampositives Bakterium, das häufig den unteren Genitaltrakt der Frau besiedelt und mit fetalen Verletzungen, Frühgeburten, Spontanaborten und neonatalen Infektionen in Verbindung gebracht wird. Ein Hauptfaktor, der die GBS-Virulenz fördert, ist das β-Hämolysin/Cytolysin, das für mehrere Wirtszellen zytotoxisch ist. Wir haben kürzlich gezeigt, dass das Ornithin-Rhamnolipid-Pigment Granadaene, das von den Genprodukten der Zyl Operon, ist hämolytisch. Hier zeigen wir, dass die heterologe Expression des GBS Zyl Operon verlieh Hämolyse, Pigmentierung und Zytotoxizität Lactococcus lactis, ein nicht-hämolytisches grampositives Modellbakterium. In ähnlicher Weise gereinigtes Pigment aus L. lactis ist hämolytisch, zytolytisch und in der Struktur identisch mit Granadaene, das aus GBS extrahiert wurde, was darauf hindeutet, dass Zyl Operon ist für die Granadaen-Produktion in einem heterologen Wirt ausreichend. Mithilfe einer systematischen Untersuchung phyletischer Muster und kontextueller Assoziationen der Zyl Gene identifizieren wir Homologe der Zyl Operon in physiologisch vielfältigen Gram-positiven Bakterien und schlagen unbeschriebene Funktionen von Zyl Genprodukte bzw. Zusammengenommen führen diese Ergebnisse zu einem besseren Verständnis der Biosynthese und der evolutionären Grundlagen eines wichtigen GBS-Virulenzfaktors und legen nahe, dass solche potenziell toxischen Lipide von anderen Bakterien kodiert werden könnten.

Schlüsselwörter: Gram-positive Bakterien Gruppe B Streptococcus bakterielles Toxin mikrobielle Evolution Virulenzfaktor.

Copyright © 2020 Armistead, Whidbey, Iyer, Herrero-Foncubierta, Quach, Haidour, Aravind, Cuerva, Jaspan und Rajagopal.

Figuren

Ergänzung von L. lactis mit…

Ergänzung von L. lactis mit pcylX-K, aber nicht leerer Plasmidvektor, pEmpty, verliehen…

Pigment extrahiert und gereinigt aus…

Pigment extrahiert und gereinigt aus L. lactis P cylX-K ist identisch mit Granadaene…

Die phyletische Analyse legt nahe, dass Zyl…

Die phyletische Analyse legt nahe, dass Zyl Operon entwickelte sich vor der Diversifizierung von Gram-positiven…


Ein GATA-abhängiges nkx-2.5-regulatorisches Element aktiviert die frühe kardiale Genexpression in transgenen Mäusen

nkx-2.5 ist eines der ersten Gene, die im sich entwickelnden Herzen von Wirbeltierembryonen im Frühstadium exprimiert werden. Die kardiale Expression von nkx-2,5 wird während der gesamten Entwicklung aufrechterhalten und nkx-2,5 wird auch in den sich entwickelnden Rachenbögen, Milz, Schilddrüse und Zunge exprimiert. Genomische Sequenzen, die das Maus-nkx-2.5-Gen flankieren, wurden auf frühe entwicklungsregulierende Aktivität in transgenen Mäusen analysiert. Ungefähr 3 kb der 5'-flankierenden Sequenz reichen aus, um die Genexpression in der Herzsichel bereits bei E7.25 und in begrenzten Regionen des sich entwickelnden Herzens in späteren Stadien zu aktivieren. Eine Expression wurde auch in der sich entwickelnden Milzanlage mindestens 24 Stunden vor dem frühesten berichteten Milzmarker und in den Rachentaschen und ihren Derivaten einschließlich der Schilddrüse nachgewiesen. Das beobachtete Expressionsmuster des -3 kb-Konstrukts stellt eine Untergruppe des endogenen nkx-2.5-Expressionsmusters dar, was ein Beweis für kompartimentspezifische nkx-2.5-regulatorische Module ist. Es wurde ein 505 bp großes regulatorisches Element identifiziert, das mehrere GATA-, NKE-, bHLH-, HMG- und HOX-Konsensus-Bindungsstellen enthält. Dieses Element ist ausreichend für die Genaktivierung im Herzhalbmond und im Herzausflusstrakt, Rachen und Milz, wenn es direkt an lacZ gebunden oder neben dem hsp68-Promotor positioniert ist. Die Mutation gepaarter GATA-Stellen innerhalb dieses Elements eliminiert die Genaktivierung in den Herz-, Rachen- und Milzprimordien transgener Embryonen. Die Abhängigkeit dieser nkx-2. 5 regulatorisches Element an GATA-Sites für die Genaktivität ist ein Beweis für einen GATA-abhängigen regulatorischen Mechanismus, der die nkx-2.5-Genexpression steuert. Das Vorhandensein von Konsensus-Bindungsstellen für andere entwicklungspolitisch wichtige regulatorische Faktoren innerhalb des 505 bp-distalen Elements legt nahe, dass kombinatorische Wechselwirkungen zwischen mehreren regulatorischen Faktoren für die anfängliche Aktivierung von nkx-2.5 in den Herz-, Schilddrüsen- und Milzprimordien verantwortlich sind.


2.5: Gen und Operon - Biologie

Die Beobachtung, dass die n-terminale 23 Reste von β-Galactosidase können durch andere Aminosäuren ersetzt werden, ohne die enzymatische Aktivität zu beeinträchtigen ermöglicht die Herstellung von Fusionen zwischen den lacI und lacZ Gene, die ein Hybridprotein mit sowohl Lac-Repressor- als auch β-Galactosidase-Aktivität ergaben. Dies ebnete den Weg für den Bau einer Vielzahl von lac Fusionen, die zur Bildung von Hybridgenen führen, die Hybridproteine ​​spezifizieren. Heutzutage gibt es eine Reihe von kommerziell erhältlichen Vektoren zur Konstruktion von lacZ Fusionen in vitro existieren. Der sensitive Nachweis der β-Galactosidase-Aktivität mit einem farblosen, löslichen Substrat, 5-Brom-4-chlor-3-indolyl-β-d-galactosid (X-Gal), das bei Hydrolyse einen unlöslichen blauen Farbstoff bildet, hat lacZ Gen eines der am häufigsten verwendeten in vivo Reportergene. Es bietet eine empfindliche Methode zum Nachweis von Genen, die spezifischen regulatorischen Signalen unterliegen, zur Untersuchung der Lokalisation eines Proteins in einem bestimmten Zellkompartiment und zur Analyse von entwicklungsregulierten Genen, Transgenexpression, gewebespezifischer Expression und anderen Aspekten, die an der Embryogenese oder der Entwicklung beteiligt sind Biologie. Die Regulation, Identifizierung und Lokalisierung vieler Proteine ​​unterschiedlicher Herkunft wurde durch die Verwendung der β-Galactosidase-Aktivität von Fusionsproteinen als Marker aufgedeckt.

In den letzten Jahrzehnten wurden transgene Mäuse mit lacZ Reportergene wurden ausgiebig verwendet, um Genexpressionsmuster während der Entwicklungsstadien des Lebenszyklus in verschiedenen Geweben zu analysieren. Um transgene Mäuse zu erhalten, lacZ Gen wird mit dem Promotor eines Zielgens fusioniert, dann wird DNA präpariert und in befruchtete Mauseier mikroinjiziert. Die Expression des Transgens mit β-Galactosidase-Aktivität kann leicht visualisiert werden vor Ort in Gewebeschnitten unter Verwendung des chromogenen Substrats X-Gal oder der kürzlich eingeführten verschiedenen fluorogenen Substrate, die eine empfindliche und präzise Lokalisation ermöglichen.

Die Explosion der Genomsequenzdaten zeigte, dass ein großer Teil der offenen Leserahmen, die von diesen Genomen kodiert werden, keine bekannte biologische Funktion hat. Eine große Herausforderung bleibt die Suche nach effizienten neuen Techniken zur Untersuchung der Funktion dieser Gene, ein Ansatz, der als „funktionelle Genomik“ bekannt ist und die Analyse von Protein-Protein-Wechselwirkungen umfasst, die für die meisten biologischen Prozesse von zentraler Bedeutung sind. Der derzeit leistungsstärkste Ansatz zur Selektion oder Screening auf Protein-Protein-Wechselwirkungen basiert auf Zwei-Hybrid-Methoden. Ursprünglich von Fields und Song im Jahr 1989 entwickelt, sind derzeit im Allgemeinen mehrere Hefe- oder Bakterien-Zwei-Hybrid-Systeme beschrieben, bei denen die beiden mutmaßlichen Proteinpartner an zwei interagierende Polypeptide, wie Transkriptionsfaktoren oder komplementäre Domänen eines spezifischen Proteins, fusioniert sind. In den meisten Systemen ist das Auslesen der Hybridproteinassoziation an selektierbare oder selektierbare Phänotypen gekoppelt, wobei einer der empfindlichsten die LacZ-Expression ist. Siehe auch Gentechnik: Reportergene und Proteindomänenfusion

Α-Komplementierung

Die vielleicht am weitesten verbreitete Eigenschaft von β-Galactosidase ist das Phänomen, das als α-Komplementation bezeichnet wird. Diese Komplementierung beinhaltet die nichtkovalente Reassoziation von komplementären Fragmenten der β-Galactosidase-Untereinheit-Polypeptidkette, die sich dann wieder zu einer enzymatisch aktiven tetrameren Struktur zusammenbauen. Bei der α-Komplementation kommt es zur Wiederherstellung der Enzymaktivität, wenn die n-terminale 60 Reste von β-Galactosidase interagieren in vivo oder in vitro mit einem inaktiven lacZ Mutante (α-Akzeptor), der die Codons 11–41 fehlen. Dieses Phänomen wurde verwendet, um 1977 neue Klonierungsvektoren zur Identifizierung von Bakterienkolonien zu entwickeln, die rekombinante DNA enthalten lac regulatorische Region und die 60 ersten Codons des lacZ Gen wurden in die DNA des Phagen M13 eingefügt. Bakterien, die das α-Akzeptorprotein produzieren, liefern bei Infektion mit dem Phagen durch Komplementation aktive β-Galactosidase und bilden in Gegenwart von X-Gal blaue Plaques. Die Insertion fremder DNA in die α-Region von M13 stört die α-Komplementation und führt zu Rekombinanten, die farblose Plaques bilden. Dieser einfache Test hat das Klonen in M13 zu einem Routineverfahren gemacht.

Intracistronische Ergänzung der lacZ Gen wurde kürzlich zur Verwendung in eukaryontischen Zellen angepasst. Ergänzung relevanter lacZ Es wurde gezeigt, dass Mutanten in Säugerzellen die Analyse der Zellfusion und den Nachweis von kolokalisierten interagierenden Proteinen innerhalb einzelner intakter Zellen ermöglichen. Die intracistronische Komplementierung von β-Galactosidase wurde auch zur direkten Bewertung spezifischer Proteindimerisierungsinteraktionen in einem biologisch relevanten Kontext verwendet. Siehe auch Verwendung tierischer Zellen und Darstellungsmethoden zur Herstellung von humanen monoklonalen Antikörpern

Lac Repressor als Werkzeug

Die Fähigkeit des Lac-Repressors, effizient an den Operator zu binden und von diesem durch einen Induktor freigesetzt zu werden, wurde häufig verwendet, um die Genexpression zu modulieren oder homozygote negative Mutanten in eukaryotischen Zellen zu selektieren. Die modulare Struktur des Lac-Repressors ermöglicht die Bildung von Fusionsproteinen, einschließlich eukaryontischer Kernlokalisierungsdomänen und transkriptionaler Aktivierungsdomänen für beide n- und C-Terminus des Repressors ohne signifikante Unterbrechung der spezifischen DNA-Bindung. Diese Eigenschaft des Lac-Repressors wurde verwendet, um komplexe Peptidbibliotheken auf eine direkte Wechselwirkung mit einem gegebenen Rezeptor zu screenen. Die Peptide fusioniert mit dem C-Terminus des Lac-Repressors kann immer noch mit hoher Effizienz an den Operator binden. Diese Verknüpfung ermöglicht die Anreicherung spezifischer Peptidliganden in der zufälligen Population von Peptiden durch Affinitätsreinigung der Peptid-Repressor-Operator-Komplexe mit einem immobilisierten Rezeptor.

Das kommerziell erhältliche Big Blue-System zum Nachweis transgener Mäusemutationen bietet einen leistungsstarken Ansatz für die direkte Analyse spontaner und chemisch induzierter Mutationen in vivo . Die Big Blue-Maus ist für drei genetische Elemente des Lactose-Operons transgen: die lacI Gen, der Operator und die lacZ Gen. Die lacI Gen ist das Ziel der Mutagenese. Zellen mit einem mutierten lacI Gen produzieren einen defekten Lac-Repressor, daher wird β-Galactosidase synthetisiert und kann leicht nachgewiesen werden. Zellen mit unmutiertem lacI Gen produzieren aktiven Repressor und es wird keine β-Galactosidase produziert. Dieses System ist weit verbreitet, um die Auswirkungen chemischer Karzinogene auf die Mutationshäufigkeit zu untersuchen. Siehe auch Experimentelle Organismen, die in der Genetik verwendet werden, und Proteine: Affinitäts-Tags

Angesichts des breiten Anwendungsspektrums, für das die lac Operon assoziiert wurde, kann man davon ausgehen, dass weitere Entwicklungen zu unserem Verständnis vieler Funktionen der zellulären Regulation und Organisation beitragen werden.


Inhalt

Der Begriff "Operon" wurde erstmals 1960 in einem kurzen Artikel in den Proceedings of the French Academy of Science vorgeschlagen. [9] Aus diesem Artikel wurde die sogenannte allgemeine Theorie des Operons entwickelt. Diese Theorie legte nahe, dass in allen Fällen Gene innerhalb eines Operons durch einen Repressor negativ kontrolliert werden, der an einem einzelnen Operator vor dem ersten Gen agiert. Später wurde entdeckt, dass Gene positiv reguliert werden können und auch in Schritten, die der Transkriptionsinitiation folgen. Daher kann nicht von einem allgemeinen Regulationsmechanismus gesprochen werden, da verschiedene Operons unterschiedliche Mechanismen haben. Heute wird das Operon einfach als ein Cluster von Genen definiert, die in ein einzelnes mRNA-Molekül transkribiert werden. Dennoch gilt die Entwicklung des Konzepts als Meilenstein in der Geschichte der Molekularbiologie. Das erste beschriebene Operon war das lac-Operon in E coli. [9] Der Nobelpreis für Physiologie und Medizin wurde 1965 an François Jacob, André Michel Lwoff und Jacques Monod für ihre Entdeckungen zur Operon- und Virussynthese verliehen.

Operonen kommen hauptsächlich in Prokaryoten vor, aber auch in einigen Eukaryoten, einschließlich Nematoden wie C. elegans und die Fruchtfliege, Drosophila melanogaster. rRNA-Gene kommen oft in Operons vor, die in einer Reihe von Eukaryoten, einschließlich Chordaten, gefunden wurden. Ein Operon besteht aus mehreren Strukturgenen, die unter einem gemeinsamen Promotor angeordnet sind und von einem gemeinsamen Operator reguliert werden. Es ist definiert als ein Satz benachbarter Strukturgene plus die angrenzenden regulatorischen Signale, die die Transkription der Strukturgene beeinflussen. 5 [11] Die Regulatoren eines gegebenen Operons, einschließlich Repressoren, Korepressoren und Aktivatoren, werden nicht unbedingt von diesem Operon kodiert. Die Lage und der Zustand der Regulatoren, des Promotors, des Operators und der strukturellen DNA-Sequenzen können die Auswirkungen häufiger Mutationen bestimmen.

Operons sind mit Regulonen, Stimlonen und Modulonen verwandt, während Operons eine Reihe von Genen enthalten, die von demselben Operator reguliert werden, Regulone eine Reihe von Genen enthalten, die durch ein einzelnes regulatorisches Protein reguliert werden, und Stimlone eine Reihe von Genen enthalten, die durch einen einzelnen Zellstimulus reguliert werden . Der Begriff „Operon“ leitet sich nach Angaben seiner Autoren vom Verb „operieren“ ab. [12]

Ein Operon enthält ein oder mehrere Strukturgene, die im Allgemeinen in eine polycistronische mRNA (ein einzelnes mRNA-Molekül, das für mehr als ein Protein kodiert) transkribiert werden. Die Definition eines Operons erfordert jedoch nicht, dass die mRNA polycistronisch ist, obwohl dies in der Praxis normalerweise der Fall ist. [5] Stromaufwärts der Strukturgene liegt eine Promotorsequenz, die eine Stelle für die RNA-Polymerase bereitstellt, um zu binden und die Transkription zu initiieren. In der Nähe des Promotors liegt ein DNA-Abschnitt namens an Operator.

Alle Strukturgene eines Operons werden aufgrund eines einzelnen Promotors und Operators stromaufwärts von ihnen zusammen EIN oder AUS geschaltet, aber manchmal ist mehr Kontrolle über die Genexpression erforderlich. Um diesen Aspekt zu erreichen, befinden sich einige bakterielle Gene nahe beieinander, aber es gibt für jedes von ihnen einen spezifischen Promotor, dies wird als Gen-Clustering bezeichnet. Normalerweise kodieren diese Gene Proteine, die auf demselben Weg, wie einem Stoffwechselweg, zusammenarbeiten. Genclustering hilft einer prokaryotischen Zelle, Stoffwechselenzyme in der richtigen Reihenfolge zu produzieren. [13]

Ein Operon besteht aus 3 grundlegenden DNA-Komponenten:

    – eine Nukleotidsequenz, die die Transkription eines Gens ermöglicht. Der Promotor wird von der RNA-Polymerase erkannt, die dann die Transkription initiiert. Bei der RNA-Synthese geben Promotoren an, welche Gene für die Bildung von Boten-RNA verwendet werden sollen – und steuern damit, welche Proteine ​​die Zelle produziert.
  • Operator – ein DNA-Segment, an das ein Repressor bindet. Es wird im lac-Operon klassischerweise als Segment zwischen dem Promotor und den Genen des Operons definiert. [14] Der Hauptoperator (O1) im lac Operon befindet sich etwas stromabwärts des Promotors zwei zusätzliche Operatoren, O2 und O3, befinden sich bei -82 bzw. +412. Im Falle eines Repressors hindert das Repressorprotein die RNA-Polymerase physikalisch daran, die Gene zu transkribieren. – die Gene, die vom Operon mitreguliert werden.

Nicht immer im Operon enthalten, aber wichtig in seiner Funktion ist ein regulatorisches Gen, ein ständig exprimiertes Gen, das für Repressorproteine ​​kodiert. Das regulatorische Gen muss sich nicht in, neben oder sogar in der Nähe des Operons befinden, um es zu kontrollieren. [fünfzehn]

Ein Induktor (kleines Molekül) kann einen Repressor (Protein) von der Operatorstelle (DNA) verdrängen, was zu einem ungehemmten Operon führt.

Alternativ kann ein Corepressor an den Repressor binden, um seine Bindung an die Operatorstelle zu ermöglichen. Ein gutes Beispiel für diese Art der Regulierung ist das trp-Operon.

Die Kontrolle eines Operons ist eine Art der Genregulation, die es Organismen ermöglicht, die Expression verschiedener Gene in Abhängigkeit von Umweltbedingungen zu regulieren. Die Operonregulation kann durch Induktion oder Repression entweder negativ oder positiv sein. [14]

Die Negativkontrolle beinhaltet die Bindung eines Repressors an den Operator, um die Transkription zu verhindern.

  • In negativ induzierbare Operons, wird normalerweise ein regulatorisches Repressorprotein an den Operator gebunden, das die Transkription der Gene auf dem Operon verhindert. Wenn ein Induktormolekül vorhanden ist, bindet es an den Repressor und ändert seine Konformation, so dass es nicht in der Lage ist, an den Operator zu binden. Dies ermöglicht die Expression des Operons. Die lac Operon ist ein negativ kontrolliertes induzierbares Operon, bei dem das Induktormolekül Allolactose ist.
  • In negativ unterdrückbare Operons, findet normalerweise die Transkription des Operons statt. Repressorproteine ​​werden von einem Regulatorgen produziert, können aber nicht in ihrer normalen Konformation an den Operator binden. Bestimmte Moleküle, die als Corepressoren bezeichnet werden, werden jedoch vom Repressorprotein gebunden, was eine Konformationsänderung des aktiven Zentrums verursacht. Das aktivierte Repressorprotein bindet an den Operator und verhindert die Transkription. Die trp Operon, das an der Synthese von Tryptophan beteiligt ist (das selbst als Corepressor fungiert), ist ein negativ kontrolliertes reprimierbares Operon.

Operonen können auch positiv gesteuert werden. Bei der Positivkontrolle stimuliert ein Aktivatorprotein die Transkription durch Bindung an DNA (normalerweise an einer anderen Stelle als dem Operator).

  • In positiv induzierbare Operons, Aktivatorproteine ​​sind normalerweise nicht in der Lage, an die entsprechende DNA zu binden. Wenn ein Induktor durch das Aktivatorprotein gebunden wird, erfährt er eine Konformationsänderung, so dass er an die DNA binden und die Transkription aktivieren kann.
  • In positiv unterdrückbare Operons, werden die Aktivatorproteine ​​normalerweise an das zugehörige DNA-Segment gebunden. Wenn jedoch ein Inhibitor durch den Aktivator gebunden wird, wird er daran gehindert, die DNA zu binden. Dies stoppt die Aktivierung und Transkription des Systems.

Die lac Operon des Modellbakteriums Escherichia coli war das erste entdeckte Operon und liefert ein typisches Beispiel für die Funktion eines Operons. Es besteht aus drei benachbarten Strukturgenen, einem Promotor, einem Terminator und einem Operator. Die lac Operon wird durch mehrere Faktoren reguliert, einschließlich der Verfügbarkeit von Glukose und Laktose. Es kann durch Allolactose aktiviert werden. Lactose bindet an das Repressorprotein und verhindert, dass es die Gentranskription unterdrückt. Dies ist ein Beispiel für das derepressible (von oben: negativ induzierbare) Modell. Es handelt sich also um ein negativ induzierbares Operon, das durch die Anwesenheit von Lactose oder Allolactose induziert wird.

Das 1953 von Jacques Monod und Kollegen entdeckte trp-Operon in E coli war das erste reprimierbare Operon, das entdeckt wurde. Während das lac-Operon durch eine Chemikalie (Allolactose) aktiviert werden kann, wird das Tryptophan (Trp)-Operon durch eine Chemikalie (Tryptophan) gehemmt. Dieses Operon enthält fünf Strukturgene: trp E, trp D, trp C, trp B und trp A, das für Tryptophan-Synthetase kodiert. Es enthält auch einen Promotor, der an RNA-Polymerase bindet, und einen Operator, der die Transkription blockiert, wenn er an das Protein gebunden ist, das durch das Repressorgen (trp R), das an den Operator bindet, synthetisiert wird. Im lac-Operon bindet Lactose an das Repressorprotein und verhindert, dass es die Gentranskription unterdrückt, während im trp-Operon Tryptophan an das Repressorprotein bindet und es ihm ermöglicht, die Gentranskription zu unterdrücken. Ebenfalls anders als das lac-Operon enthält das trp-Operon ein Leader-Peptid und eine Attenuatorsequenz, die eine abgestufte Regulation ermöglicht. [16] Dies ist ein Beispiel für das kopressible Modell.

Die Anzahl und Organisation von Operons wurde am kritischsten untersucht in E coli. Als Ergebnis können Vorhersagen basierend auf der Genomsequenz eines Organismus gemacht werden.

Eine Vorhersagemethode verwendet den intergenischen Abstand zwischen Leserahmen als primären Prädiktor für die Anzahl der Operons im Genom. Die Trennung verändert lediglich den Rahmen und garantiert ein effizientes Durchlesen. Es gibt längere Strecken, wo Operons beginnen und aufhören, oft bis zu 40–50 Basen. [17]

Ein alternatives Verfahren zur Vorhersage von Operons basiert auf dem Auffinden von Genclustern, bei denen die Genreihenfolge und -orientierung in zwei oder mehr Genomen konserviert ist. [18]

Die Operonvorhersage ist noch genauer, wenn man die Funktionsklasse der Moleküle berücksichtigt. Bakterien haben ihre Leserahmen zu Einheiten zusammengefasst, die durch Co-Beteiligung an Proteinkomplexen, gemeinsamen Signalwegen oder gemeinsamen Substraten und Transportern sequestriert werden. Somit würde eine genaue Vorhersage all diese Daten beinhalten, was in der Tat eine schwierige Aufgabe ist.

Das Labor von Pascale Cossart war das erste, das experimentell alle Operons eines Mikroorganismus identifizierte. Listeria monocytogenes. Die 517 polycistronischen Operons sind in einer Studie aus dem Jahr 2009 aufgeführt, die die globalen Veränderungen der Transkription beschreibt, die in L. monocytogenes unter unterschiedlichen Bedingungen. [19]


2.5: Gen und Operon - Biologie

Bakterien wie z E coli brauchen Aminosäuren zum Überleben. Tryptophan ist eine solche Aminosäure, die E coli aus der Umwelt aufnehmen können. E coli kann Tryptophan auch mithilfe von Enzymen synthetisieren, die von fünf Genen kodiert werden. Diese fünf Gene liegen nebeneinander in der sogenannten Tryptophan (trp) Oper (Abbildung 1). Wenn Tryptophan in der Umwelt vorhanden ist, dann E coli muss es nicht synthetisieren und der Schalter, der die Aktivierung der Gene im trp Operon ist ausgeschaltet. Wenn jedoch die Verfügbarkeit von Tryptophan gering ist, wird der Schalter, der das Operon steuert, eingeschaltet, die Transkription wird initiiert, die Gene werden exprimiert und Tryptophan wird synthetisiert.

Abbildung 1. Die fünf Gene, die zur Synthese von Tryptophan in benötigt werden E coli befinden sich nebeneinander im trp Operon. Wenn Tryptophan reichlich vorhanden ist, binden zwei Tryptophanmoleküle das Repressorprotein an der Operatorsequenz. Dadurch wird die RNA-Polymerase physikalisch daran gehindert, die Tryptophan-Gene zu transkribieren. Wenn Tryptophan fehlt, bindet das Repressorprotein nicht an den Operator und die Gene werden transkribiert.

Die trp Operon umfasst drei wichtige Regionen: die kodierende Region, die trp Betreiber und die trp Promoter. Die kodierende Region umfasst die Gene für die fünf Tryptophan-Biosyntheseenzyme. Kurz vor der kodierenden Region befindet sich die Transkriptionsstartseite . Die Promotorsequenz, an die die RNA-Polymerase bindet, um die Transkription zu initiieren, befindet sich vor oder "stromaufwärts" der Transkriptionsstartstelle. Zwischen dem Promotor und der Transkriptionsstartstelle befindet sich die Operatorregion.

Die trp Operator enthält den DNA-Code, zu dem die trp Repressorprotein kann binden. Der Repressor allein kann jedoch nicht an den Operator binden. Wenn Tryptophan in der Zelle vorhanden ist, binden zwei Tryptophanmoleküle an die trp Repressor, der die Form des Repressorproteins in eine Form ändert, die an die trp Operator. Die Bindung des Tryptophan-Repressor-Komplexes an den Operator verhindert physikalisch, dass die RNA-Polymerase an den Promotor bindet und die nachgeschalteten Gene transkribiert.

Wenn Tryptophan in der Zelle nicht vorhanden ist, bindet der Repressor selbst nicht an den Operator, die Polymerase kann die Enzymgene transkribieren und Tryptophan wird synthetisiert. Da das Repressorprotein aktiv an den Operator bindet, um die Gene ausgeschaltet zu halten, trp Operon heißt negativ reguliert und die Proteine, die an den Operator binden, um zum Schweigen zu kommen trp ausdruck sind negative Regulatoren .


Klonierung und Strukturanalyse des zytoletalen Distending Toxins (cdt)-Genoperons voller Länge von Campylobacter lari

Polymerase-Kettenreaktion (PCR)-Amplikons (ca. 2,5 kbp), die für ein cdt-Genoperon und zwei partielle und mutmaßliche offene Leseraster (ORFs) kodieren, wurden in sechs Urease-negativen (UN) Campylobacter-lari-Isolaten unter Verwendung eines neuen PCR-Primerpaars, das in silico konstruiert wurde, identifiziert . Im Operon wurden drei nahe beieinander liegende und mutmaßliche ORFs für cdtA, cdtB und cdtC, zwei mutmaßliche Promotoren und ein hypothetisch intrinsischer p-unabhängiger Transkriptionsterminator gefunden. Jeder ORF begann mit einem ATG-Startcodon und endete mit einem TGA-Stoppcodon für cdtA und cdtB und einem TAA für cdtC. Interessanterweise wurde eine Überlappung von vier Nukleotiden zwischen cdtA und cdtB und der nicht-kodierenden Region von sechs Basenpaaren zwischen cdtB und cdtC nachgewiesen. Den Startcodons für die drei cdt-Gene gingen Shine-Dalgarno-Sequenzen voraus. Obwohl Nukleotidsequenzunterschiede an sieben Loci im cdtA-Gen, sechs in cdtB und zwei in cdtC unter den sieben Isolaten (einschließlich C. lari RM2100) identifiziert wurden, traten keine polymorphen Stellen in den mutmaßlichen Promotoren, dem hypothetisch intrinsischen Transkriptionsterminator und den drei Ribosomen auf Bindungsstellen zwischen den sieben Isolaten. Alle neun Aminosäurereste, die sowohl für Escherichia coli-cdtB als auch für Säuger-DNase I spezifisch sind, waren im cdtB-Genlocus in den 26 C. lari-Isolaten sowie in C. jejuni und C. coli vollständig konserviert. Mit Urease-positiven thermophilen Campylobacter (UPTC n=10) wurden unter Verwendung des Primerpaares keine PCR-Amplikons erzeugt.


Arsengehalt und seine Biotransformation in der Meeresumwelt

Kiran Kalia, Devang B. Khambholja, in Handbook of Arsenic Toxicology, 2015

28.6.2 Meeresbakterien

Der mikrobenvermittelte Arsenstoffwechsel hat eine wichtige Rolle in der Ökologie von Arsen gespielt, die die Parameter Mobilität und Bioverfügbarkeit sowie Toxizität in der Meeresumwelt beeinflusst. Bakterien, die an den Prozessen der Biotransformation beteiligt sind, metabolisieren leicht Arsen und nehmen an verschiedenen Stoffwechselfunktionen teil, einschließlich Entgiftung, anaerobe Atmung, Methylierung und Assimilation. Meeresbakterien haben die Fähigkeit, anorganische Arsenspezies in verschiedene methylierte und/oder komplexe organische Arsenformen umzuwandeln [47] und haben auch die Fähigkeit, komplexe Organoarsenika in anorganisches Arsen zu zersetzen [75] . Um mit Arsenverbindungen in ihrer Umgebung zu überleben, haben Mikroben mehrere Stoffwechselwege entwickelt, die durch ihre genetische Ausstattung und ihre Produkte vermittelt werden [88] . Die Gene, die an der Arsenbiotransformation beteiligt sind, sind aox/aos Gene (Arsenit-Oxidation, kürzlich benannt aio Gene), arr Gene (anaerobe Arsenatatmung) und ar Gene (Reduktion und Methylierung). Das schematische Modell der Arsenbiotransformation in Bakterienzellen ist in Abbildung 28–3 zusammengefasst [3] . Da Arsenat und Arsenit als Analoga von Phosphat bzw. Glycerin wirken können, gelangen sie über Phosphat (Pst/Pit)-Transporter bzw. Glyceroporin (Glp)-Membranproteine ​​in die mikrobiellen Zellen [88]. Eine zelluläre Arsenitaufnahme wurde auch über Hexosetransporter [90] oder Glucosepermease GLUT1 [91] beobachtet. Das intrazelluläre Arsenit dient als Induktor zur Bindung des regulatorischen Proteins ArsR (kodiert durch arsR Gen), was zu seiner Konformationsänderung und Entfernung des zuvor gebundenen regulatorischen Proteins an der Operatorstelle des ar Operon ( Abbildung 28-3 ). Die Entfernung des regulatorischen Proteins ArsR führt zur Transkription von ar Gene. Der am besten charakterisierte Mechanismus der Arsen-Entgiftung bei Bakterien beinhaltet die Reduktion von Arsenat zu Arsenit, vermittelt durch die Arsenat-Reduktase, die durch die arsC Gen. Arsenit wird weiter durch eine membranassoziierte Effluxpumpe extrudiert, die durch das arsB Gen oder in den intrazellulären Kompartimenten sequestriert. Andere Gene wie arsD und arsA (kodiert für ATPase) werden zusammen mit gefunden arsC und arsB bei den meisten Prokaryonten [92] . Der Arsen-Toleranz-Mechanismus wird durch die ars Operon, das sich bei verschiedenen Bakterienarten entweder auf einem Plasmid oder einem Chromosom befindet. Bakterien aus den Gattungen Halomonas und Acinetobacter isoliert von Mandovi- und Zuari-Mündungswassersystemen im Goan-Territorium, Indien, haben sich als Hafen erwiesen arsA, arsB, und arsC Gene auf ihrem Plasmid [93] . Arsenit wird durch Reduktion von Arsenat gebildet, das entweder aus der Zelle ausgeschieden oder methyliert wird, um verschiedene methylierte Arsene zu bilden, die durch ArsM (S-Adenosylmethyltransferase) vermittelt werden arsM Gen, die von einem unbekannten Transporter weiter aus der Zelle gepumpt werden.

Abbildung 28–3 . Arsenbiotransformation in prokaryontischen Zellen. (A) Respiratorische Arsenatreduktase (Arr) ist an der Reduktion von As(V) beteiligt. (B) Arsenitoxidase (Aso/Aox) ist für die Oxidation von As(III) verantwortlich. (C) S-adenosylmethyltransferase (ArsM) is responsible for methylation of As(III) to produce methylated arsenicals as the end product. (D) Genes (arsRDABC) and proteins involved in the uptake of As(III) and As(V) (GlpF and Pst/Pit transporter), reduction of As(V) (ArsC), extrusion of As(III) (ArsAB), regulation (ArsRD) by arsenic-resistant organisms.

Thioarsenicals, structural analogues of oxyarsenicals in which sulfur replaces oxygen, are formed by exposure of oxyarsenicals to hydrogen sulfide [94] . Arsenic species reported to form thio species include MMA, DMA, arsenosugars, dimethylarsinoyl ethanol, and dimethylarsinoyl acetate. These species are thought to be formed in the presence of hydrogen sulfide during anaerobic degradation of seaweed [65] . Studies have shown that anaerobic microflora from human feces or mouse cecum and gastrointestinal tracts of marine organisms may convert DMA(V) into thiolated arsenic compounds such as dimethylthioarsenate and trimethylarsine sulfide [95–97] . Marine sediments and hydrothermal waters are rich in sulfur, where the reducing conditions and relatively high pH may favor the formation of thiomethylated arsenicals by anaerobic sedimentary bacteria. So far none of the bacterial species in the marine environment have been identified for their ability to synthesize thiomethylated arsenicals, either from inorganic arsenic or from methylated forms.

Oxidation of arsenite to arsenate mediated by arsenite oxidase, encoded by aox/aos/aoi genes, was observed in bacteria and archaeans as the detoxification mechanism. The toxicity of arsenic depends on its oxidation state, while arsenite is 100 times more toxic than arsenate in most biological systems [98] . Acinetobacter junii SeaH-As6s and Marinobacter sp. SeaH-As6w, isolated from coastal sediment and sea water, respectively, from Gwangyang Bay, Republic of Korea, were found to oxidize arsenite to arsenate.

Apart from the operon-mediated detoxification mechanism, Bazillus sp. strain XZM002 has shown an additional arsenic tolerance mechanism by changing its shape to reduce its surface area to survive in the presence of high arsenic concentrations in its environment. The initial rod shape was altered to oval and then to circular form with gradual increase in extracellular arsenic concentration. The circular form will have the least surface area for arsenic uptake and thus will exhibit less toxicity [99] .

Marine bacteria have the main role in the biogeochemical arsenic cycle of decomposing complex organoarsenicals into their simple organic forms or even into inorganic arsenic forms [75,100] . Two bacterial strains of the group Vibrio/Aeromonas were isolated from coastal sediments, and efficiently decomposed arsenobetaine in aerobic conditions to dimethylarsinic acid. The addition of sediment itself in the media, as the source of arsenobetaine-decomposing microorganisms, has shown the decomposition pattern of arsenobetaine to trimethylarsine to inorganic arsenic [75] . The oxidation and demethylation of methylated arsenicals by bacteria has been studied in marine waters [101] .

Arsenic mobility in the environment was significantly enhanced by bacterial cell-mediated arsenate reduction. Two different pathways for arsenate reduction were observed in microorganisms encoded by ars und arr Systeme. The arsenate reductase encoded by ars genes encodes cytoplasmic arsenate reductase associated with a detoxification mechanism, whereas membrane/periplasmic arsenate reductase encoded by arr genes were associated with cellular respiration [102–104] .


Operon

Unsere Redakteure prüfen, was Sie eingereicht haben, und entscheiden, ob der Artikel überarbeitet werden soll.

Operon, genetic regulatory system found in bacteria and their viruses in which genes coding for functionally related proteins are clustered along the DNA. This feature allows protein synthesis to be controlled coordinately in response to the needs of the cell. By providing the means to produce proteins only when and where they are required, the operon allows the cell to conserve energy (which is an important part of an organism’s life strategy).

A typical operon consists of a group of structural genes that code for enzymes involved in a metabolic pathway, such as the biosynthesis of an amino acid. These genes are located contiguously on a stretch of DNA and are under the control of one promoter (a short segment of DNA to which the RNA polymerase binds to initiate transcription). A single unit of messenger RNA (mRNA) is transcribed from the operon and is subsequently translated into separate proteins.

The promoter is controlled by various regulatory elements that respond to environmental cues. One common method of regulation is carried out by a regulator protein that binds to the operator region, which is another short segment of DNA found between the promoter and the structural genes. The regulator protein can either block transcription, in which case it is referred to as a repressor protein or as an activator protein it can stimulate transcription. Further regulation occurs in some operons: a molecule called an inducer can bind to the repressor, inactivating it or a repressor may not be able to bind to the operator unless it is bound to another molecule, the corepressor. Some operons are under attenuator control, in which transcription is initiated but is halted before the mRNA is transcribed. This introductory region of the mRNA is called the leader sequence it includes the attenuator region, which can fold back on itself, forming a stem-and-loop structure that blocks the RNA polymerase from advancing along the DNA.

The operon theory was first proposed by the French microbiologists François Jacob and Jacques Monod in the early 1960s. In their classic paper they described the regulatory mechanism of the lac operon of Escherichia coli, a system that allows the bacterium to repress the production of enzymes involved in lactose metabolism when lactose is not available.