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Mehrere Transkripte, die für ein Protein kodieren

Mehrere Transkripte, die für ein Protein kodieren



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Der Versuch, den Prozess von DNA zu Proteinen besser zu verstehen.

Wenn wir also ein Gen haben, wird es vom 5'- zum 3'-Ende gelesen und nur die Exons in mRNAs übersetzt. Ein einzelnes Gen kann mehrere Exons haben und alternatives Spleißen verwenden, um verschiedene Transkripte zu erzeugen. Ein Transkript kann zu mRNA (nicht unbedingt richtig? Auch andere Arten von RNA?) führen, die in Aminosäuren übersetzt wird. Schließlich zu einem funktionellen Protein gefaltet.

Meine Frage hier, gibt es verschiedene Transkripte (z. B. in verschiedenen Genen), die für dasselbe Protein kodieren?


Mehrere Transkripte, die für ein Protein kodieren - Biologie

Am Ende dieses Abschnitts können Sie Folgendes tun:

  • Listen Sie die verschiedenen Schritte der prokaryotischen Transkription auf
  • Diskutieren Sie die Rolle von Promotoren bei der prokaryotischen Transkription
  • Beschreiben Sie, wie und wann die Transkription beendet wird

Die Prokaryoten, zu denen Bakterien und Archaea gehören, sind meist einzellige Organismen, denen per Definition membrangebundene Kerne und andere Organellen fehlen. Ein bakterielles Chromosom ist ein geschlossener Kreis, der im Gegensatz zu eukaryotischen Chromosomen nicht um Histonproteine ​​herum organisiert ist. Die zentrale Region der Zelle, in der sich prokaryontische DNA befindet, wird als nukleoide Region bezeichnet. Darüber hinaus verfügen Prokaryonten oft über reichlich Plasmide, bei denen es sich um kürzere, zirkuläre DNA-Moleküle handelt, die möglicherweise nur ein oder wenige Gene enthalten. Plasmide können bei der Zellteilung unabhängig vom bakteriellen Chromosom übertragen werden und tragen oft Merkmale, wie sie bei Antibiotikaresistenzen auftreten.

Die Transkription in Prokaryoten (und in Eukaryoten) erfordert, dass sich die DNA-Doppelhelix im Bereich der mRNA-Synthese teilweise entwindet. Der Abwickelbereich wird als Transkriptionsblase bezeichnet. Die Transkription geht für jedes Gen immer vom gleichen DNA-Strang aus, der als Template-Strang bezeichnet wird. Das mRNA-Produkt ist komplementär zum Matrizenstrang und fast identisch mit dem anderen DNA-Strang, der als Nicht-Templat-Strang oder kodierender Strang bezeichnet wird. Der einzige Nukleotidunterschied besteht darin, dass in mRNA alle T-Nukleotide durch U-Nukleotide ersetzt sind ((Abbildung)). In einer RNA-Doppelhelix kann A U über zwei Wasserstoffbrücken binden, genau wie bei der A-T-Paarung in einer DNA-Doppelhelix.

Abbildung 1. Messenger-RNA ist eine Kopie der proteinkodierenden Information im kodierenden DNA-Strang, wobei T in der kodierenden Sequenz durch U in der RNA ersetzt wird. Neue RNA-Nukleotide bilden jedoch Basenpaare mit den Nukleotiden des Matrizenstrangs. RNA wird in ihrer Richtung 5′-3′ synthetisiert, wobei das Enzym RNA-Polymerase verwendet wird. Beim Lesen der Matrize wird die DNA vor der Polymerase abgewickelt und dann dahinter zurückgespult.

Das Nukleotidpaar in der DNA-Doppelhelix, das der Stelle entspricht, von der das erste 5′ mRNA-Nukleotid transkribiert wird, wird als +1-Stelle oder Initiationsstelle bezeichnet. Nukleotide, die der Initiationsstelle vorangehen, sind mit einem „-“ gekennzeichnet und werden mit bezeichnet Upstream-Nukleotide. Umgekehrt werden Nukleotide, die der Initiationsstelle folgen, mit „+“-Nummerierung bezeichnet und als bezeichnet nachgeschaltete Nukleotide.

Einleitung der Transkription in Prokaryoten

Prokaryonten haben keine membranumschlossenen Kerne. Daher können die Prozesse der Transkription, Translation und des mRNA-Abbaus alle gleichzeitig ablaufen. Die intrazelluläre Ebene eines bakteriellen Proteins kann schnell durch mehrere Transkriptions- und Translationsereignisse amplifiziert werden, die gleichzeitig auf derselben DNA-Matrize stattfinden. Prokaryontische Genome sind sehr kompakt und prokaryontische Transkripte umfassen oft mehr als ein Gen oder Cistron (eine kodierende Sequenz für ein einzelnes Protein). Polycistronische mRNAs werden dann translatiert, um mehr als eine Art von Protein zu produzieren.

Unsere Diskussion hier wird die Transkription veranschaulichen, indem wir diesen Prozess in beschreiben Escherichia coli, eine gut untersuchte eubakterielle Spezies. Obwohl einige Unterschiede zwischen der Transkription in E coli und Transkription in Archaeen, ein Verständnis von E coli Die Transkription kann auf praktisch alle Bakterienarten angewendet werden.

Prokaryotische RNA-Polymerase

Prokaryoten verwenden dieselbe RNA-Polymerase, um alle ihre Gene zu transkribieren. In E coli, besteht die Polymerase aus fünf Polypeptid-Untereinheiten, von denen zwei identisch sind. Vier dieser Untereinheiten, bezeichnet als α, α, β, und β‘, umfassen das Polymerase-Kernenzym. Diese Untereinheiten bauen sich jedes Mal zusammen, wenn ein Gen transkribiert wird, und zerlegen sich, sobald die Transkription abgeschlossen ist. Jede Untereinheit hat eine einzigartige Rolle die beiden α-Untereinheiten sind notwendig, um die Polymerase auf der DNA aufzubauen β-Untereinheit bindet an das Ribonukleosidtriphosphat, das Teil des entstehenden mRNA-Moleküls wird und die β‘-Untereinheit bindet den DNA-Matrizenstrang. Die fünfte Untereinheit, σ, ist nur an der Transkriptionsinitiation beteiligt. Es verleiht eine Transkriptionsspezifität, so dass die Polymerase beginnt, mRNA von einer geeigneten Initiationsstelle zu synthetisieren. Ohne σ, würde das Kernenzym von zufälligen Stellen transkribieren und mRNA-Moleküle produzieren, die Protein-Kauderwelsch spezifizierten. Die aus allen fünf Untereinheiten bestehende Polymerase wird Holoenzym genannt.

Prokaryontische Promotoren

Ein Promotor ist eine DNA-Sequenz, an die die Transkriptionsmaschinerie, einschließlich der RNA-Polymerase, bindet und die Transkription initiiert. In den meisten Fällen existieren Promotoren stromaufwärts der Gene, die sie regulieren. Die spezifische Sequenz eines Promotors ist sehr wichtig, da sie bestimmt, ob das entsprechende Gen ständig, gelegentlich oder selten transkribiert wird. Obwohl sich die Promotoren zwischen den prokaryotischen Genomen unterscheiden, sind einige Elemente in vielen Arten evolutionär konserviert. In den Regionen -10 und -35 stromaufwärts der Initiationsstelle gibt es zwei Promotor-Konsensussequenzen, oder Regionen, die über alle Promotoren und über verschiedene Bakterienarten hinweg ähnlich sind ((Abbildung)). Die -10-Sequenz, die als -10-Region bezeichnet wird, weist die Konsensussequenz TATAAT auf. Die -35-Sequenz hat die Konsensussequenz TTGACA. Diese Konsensussequenzen werden erkannt und gebunden durch σ. Sobald diese Wechselwirkung erfolgt ist, binden die Untereinheiten des Kernenzyms an die Stelle. Die A–T-reiche -10-Region erleichtert das Abwickeln der DNA-Matrize, und es werden mehrere Phosphodiester-Bindungen hergestellt. Die Initiationsphase der Transkription endet mit der Produktion von abortiven Transkripten, bei denen es sich um Polymere von ungefähr 10 Nukleotiden handelt, die hergestellt und freigesetzt werden.

Figur 2. Die σ-Untereinheit der prokaryotischen RNA-Polymerase erkennt Konsensussequenzen, die in der Promotorregion stromaufwärts der Transkriptionsstartstelle gefunden werden. Die σ-Untereinheit dissoziiert von der Polymerase, nachdem die Transkription initiiert wurde.

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Sehen Sie sich diese MolecularMovies-Animation an, um den ersten Teil der Transkription und die Wiederholung der Basensequenz der TATA-Box zu sehen.

Elongation und Termination bei Prokaryoten

Die Transkriptionselongationsphase beginnt mit der Freisetzung des σ Untereinheit von der Polymerase. Die Dissoziation von σ ermöglicht dem Kernenzym, entlang der DNA-Matrize fortzuschreiten und mRNA in der Richtung von 5′ zu 3′ mit einer Geschwindigkeit von ungefähr 40 Nukleotiden pro Sekunde zu synthetisieren. Mit fortschreitender Elongation wird die DNA vor dem Kernenzym kontinuierlich abgewickelt und dahinter wieder aufgewickelt. Die Basenpaarung zwischen DNA und RNA ist nicht stabil genug, um die Stabilität der mRNA-Synthesekomponenten aufrechtzuerhalten. Stattdessen fungiert die RNA-Polymerase als stabiler Linker zwischen der DNA-Matrize und den entstehenden RNA-Strängen, um sicherzustellen, dass die Elongation nicht vorzeitig unterbrochen wird.

Prokaryotische Beendigungssignale

Sobald ein Gen transkribiert ist, muss die prokaryontische Polymerase angewiesen werden, von der DNA-Matrize zu dissoziieren und die neu hergestellte mRNA freizusetzen. Abhängig vom zu transkribierenden Gen gibt es zwei Arten von Terminationssignalen. Einer ist proteinbasiert und der andere ist RNA-basiert. Die Rho-abhängige Termination wird durch das Rho-Protein kontrolliert, das hinter der Polymerase auf der wachsenden mRNA-Kette folgt. Gegen Ende des Gens trifft die Polymerase auf eine Reihe von G-Nukleotiden auf der DNA-Matrize und sie bleibt stehen. Dadurch kollidiert das Rho-Protein mit der Polymerase. Die Interaktion mit Rho setzt die mRNA aus der Transkriptionsblase frei.

Die Rho-unabhängige Termination wird durch spezifische Sequenzen im DNA-Matrizenstrang kontrolliert. Wenn sich die Polymerase dem Ende des zu transkribierenden Gens nähert, trifft sie auf eine Region, die reich an C-G-Nukleotiden ist. Die mRNA faltet sich in sich selbst zurück und die komplementären C-G-Nukleotide binden aneinander. Das Ergebnis ist eine stabile Haarnadelkurve, die die Polymerase zum Stillstand bringt, sobald sie beginnt, eine Region reich an A–T-Nukleotiden zu transkribieren. Die komplementäre U-A-Region des mRNA-Transkripts bildet nur eine schwache Wechselwirkung mit der Template-DNA. Dies, gekoppelt mit der blockierten Polymerase, induziert genügend Instabilität, damit das Kernenzym abbrechen und das neue mRNA-Transkript freisetzen kann.

Nach Beendigung ist der Transkriptionsprozess abgeschlossen. Zum Zeitpunkt der Termination wäre das prokaryontische Transkript bereits verwendet worden, um mit der Synthese zahlreicher Kopien des kodierten Proteins zu beginnen, da diese Prozesse gleichzeitig ablaufen können. Die Vereinheitlichung von Transkription, Translation und sogar mRNA-Abbau ist möglich, weil all diese Prozesse in der gleichen Richtung von 5′ zu 3′ ablaufen und weil es in der prokaryontischen Zelle keine membranöse Kompartimentierung gibt ((Abbildung)). Im Gegensatz dazu schließt das Vorhandensein eines Kerns in eukaryotischen Zellen eine gleichzeitige Transkription und Translation aus.

Figur 3. Mehrere Polymerasen können ein einzelnes bakterielles Gen transkribieren, während zahlreiche Ribosomen gleichzeitig die mRNA-Transkripte in Polypeptide übersetzen. Auf diese Weise kann ein bestimmtes Protein in der Bakterienzelle schnell eine hohe Konzentration erreichen.

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Besuchen Sie diese BioStudio-Animation, um den Prozess der prokaryotischen Transkription zu sehen.

Abschnittszusammenfassung

In Prokaryoten wird die mRNA-Synthese an einer Promotorsequenz auf der DNA-Matrize initiiert, die zwei Konsensussequenzen umfasst, die RNA-Polymerase rekrutieren. Die prokaryontische Polymerase besteht aus einem Kernenzym von vier Proteinuntereinheiten und a σ Protein, das nur bei der Initiation hilft. Elongation synthetisiert mRNA in Richtung 5′ zu 3′ mit einer Geschwindigkeit von 40 Nukleotiden pro Sekunde. Die Termination setzt die mRNA frei und erfolgt entweder durch Rho-Protein-Interaktion oder durch die Bildung einer mRNA-Haarnadel.

Rezensionsfragen

Welche Untereinheit der E coli Polymerase verleiht der Transkription Spezifität?


Mehrere Transkripte, die Neunaugen-Gonadotropin-Releasing-Hormon-I-Vorstufen kodieren

Die cDNA, die Neunauge-Präprogonadotropin-Releasing-Hormon-I (Neunauge GnRH-I) kodiert, wurde isoliert und in einem Agnathan, dem Meerneunauge, Petromyzon marinus, sequenziert. Der Neunauge-GnRH-I-Vorläufer ist der erste, der in einer alten Abstammungslinie von Vertebraten identifiziert wurde und hat die gleiche dreiteilige Gesamtstruktur wie andere Vertebraten-GnRH-Vorläufer. Die Aminosäuresequenz von Neunauge-GnRH-I und die Verarbeitungsstelle (Gly-Lys-Arg) sind während 500 Millionen Jahren Evolution mit 60-70% Identität im Vergleich zu denen von Tetrapoden- und Knochenfisch-GnRH-Vorläufern hochkonserviert. Im Gegensatz dazu sind die GnRH-assoziierten Peptidregionen deutlich divergent, mit weniger als 20 % Identität im Vergleich zu allen identifizierten Vertebraten-Vorläufern. Im Gegensatz zu allen anderen bekannten Vertebraten-GnRH-Vorläufern, die typischerweise ein und in einem einzigen Fall zwei Transkripte aufweisen, wurden in Neunaugen drei verschiedene Transkripte isoliert und sequenziert. Diese Neunaugen-GnRH-I-Transkripte, die als GAP49, GAP50 und GAP58 bezeichnet werden, unterschieden sich in der Länge der GAP-kodierenden Sequenz und es wurde gezeigt, dass sie die Produkte eines einzelnen Gens sind. Die Analyse der Intron-2-Spleißverbindung des Neunauge-GnRH-I-Gens zeigte, dass abwechselndes Spleißen die verschiedenen Neunauge-GnRH-I-Transkripte erzeugt. Neunaugen-GnRH-I ist das erste GnRH-Gen, von dem gezeigt wurde, dass es Spleißsequenzvarianten verwendet, um mehrere Transkripte zu produzieren, die einen regulatorischen Mechanismus der Vorfahren des Gens widerspiegeln könnten.


Diskussion

In der vorliegenden Studie haben wir eine detaillierte Analyse von Maus Tln2 und zeigte, dass es über 400 kb umfasst. Dies ist viel größer als zuvor berichtet, aufgrund der Anwesenheit eines neuen Promotors, der mit einer CpG-Insel assoziiert ist, die sich 236 kb stromaufwärts des ersten kodierenden Exons befindet. Dieser Promotor treibt die Transkription von Tln2 mRNAs, die eine Reihe von 5′-Exons enthalten, die über ∼ 200 kb verstreut sind, von denen keine einen ORF im Leseraster mit dem Rest der . erzeugt Tln2 Kodierungssequenz. Wir schließen daraus, dass es sich um 5′-UTR-Exons handelt. Diese untranslatierten Exons unterliegen einem alternativen Spleißen, und dies erklärt wahrscheinlich, warum mehrere große Tln2 Transkripte können in Northern Blots nachgewiesen werden [12,24]. Das kleinste von der Maus 5′-UTR abgeleitete RT-PCR-Amplikon besteht aus den Exons 𢄧, 𢄥 und 𢄢. Wenn dieses mit der Sequenz verknüpft wird, die das Volllängenprotein kodiert, führt es zu einem 9,2 kb-Transkript, wohingegen a Tln2 Transkript, das alle authentifizierten 5′-UTR-Exons (𢄧, 𢄦, 𢄥, 𢄢 und 0) enthält, wäre etwa 10 kb lang. Diese haben eine ähnliche Größe wie die 9,5-kb- und 10-kb-Transkripte, die in Northern-Blots nachgewiesen wurden [12,24]. Wir müssen jedoch noch das volle Ausmaß des alternativen Spleißens der 5′-UTR-Exons bestimmen. Das Versäumnis, Transkripte mit Exons 𢄤 und 𢄡 in adulten Mausgeweben nachzuweisen (Abb. S1), legt nahe, dass ihr Einschluss gewebespezifisch und/oder entwicklungsreguliert ist. Es stellt sich auch die Frage, ob sie jemals in Tln2 Transkripte, die auf der CpG-Insel beginnen. Interessanterweise sind die Exons 𢄤 und 𢄡 die meisten 5′ Sequenzen in ESTs, die aus Maus-Blastozysten bzw. 13 Tage alten Embryoherzen stammen (Abb. 1A), was darauf hindeutet, dass es alternative Transkriptionsstartstellen in der Nähe geben könnte der Exons 𢄤 und 𢄡.

In Bezug auf den Menschen TLN2, haben frühere Studien angenommen, dass die Transkription an der ersten Base des ersten kodierenden Exons initiiert wird [25]. Wir zeigen jedoch, dass einige der in der Maus beobachteten 5′-UTR-Exons im Menschen konserviert sind TLN2, und so groß TLN2 Transkripte existieren im menschlichen Gewebe. Darüber hinaus entdeckten wir mithilfe von RT-PCR und humanen Fibroblasten- und Herz-mRNAs zusätzliche neue 5′-UTR-Exons, die Exon 𢄧 mit Exon 1 verbinden TLN2 ist ähnlich komplex, obwohl nicht alle 5′-UTR-Exons zwischen Mensch und Maus konserviert sind (Abb. S2). Die Rolle eines solchen Komplexes alternativ gespleißter 5′-UTR ist unklar, obwohl seine Erhaltung zwischen den Arten eine wichtige funktionelle Rolle impliziert. Es könnte beispielsweise die Stabilität der entsprechenden Transkripte auf verschiedenen Ebenen regulieren, entweder intrinsisch oder als Reaktion auf zelluläre Hinweise [38,39].

Unsere Daten in der Maus zeigen, dass ein wichtiger Tln2 Promotor mit der CpG-Insel stromaufwärts dieser 5′-UTR-Exons assoziiert ist und dass diese in allen Säugetieren konserviert ist. Die in silico Die Charakterisierung dieses Promotors basierte auf der Überlegung, dass Polymerase-II-Promotoren normalerweise mehrere TF-Bindungsstellen enthalten, deren räumliche Organisation (Gerüst) die Spezifität des Promotors definiert [28,29]. Mit diesem stringenten Ansatz haben wir einen minimalen Core-Promotor identifiziert, der in Säugetieren konserviert ist und ein gemeinsames Gerüst von Bindungsstellen für die ubiquitär exprimierten TFs Nuclear Respiratory Factor 1, E2F, das cAMP-responsive Element-Bindungsprotein und ETS-1 enthält. Von den oben genannten TFs wurde jedoch zuvor nur ETS-1 über die transkriptionelle Regulation von Metalloproteasen mit der Zelladhäsion in Verbindung gebracht [40]. Es ist klar, dass weitere experimentelle Arbeiten erforderlich sind, um die Rolle dieser TFs bei der Regulierung zu bestätigen Tln2 Ausdruck. Interessanterweise ist beim Menschen die Region, die wir als konservierten Minimalpromotor definiert haben, die einzige TLN2 Sequenz mit Chromatin-Eigenschaften, die für einen Promotor charakteristisch sind [41] (Abb. S4).

Direkter experimenteller Beweis, dass die distale CpG-Region ein großes Tln2 Promotor stammt aus Studien mit Mäusen, die eine Genfallen-Insertion im Intron 𢄣 tragen. Die Ergebnisse belegen, dass der Großteil des in adulten Geweben exprimierten Talins 2 von Transkripten stammt, die stromaufwärts von Exon 𢄣 initiiert werden. Jedoch konnte die Genfallen-Insertion die Talin-2-Expression nicht vollständig aufheben, und die Spiegel von restlichem Talin 2 variierten zwischen den Geweben. Dies kann auf das Spleißen um die Genfalle herum zurückzuführen sein, deren Effizienz von Gewebe zu Gewebe variieren kann, oder auf das Vorhandensein eines oder mehrerer gewebespezifischer Promotoren stromabwärts der Insertion. Tatsächlich ist die Existenz eines muskelspezifischen Promotors im menschlichen TLN2 direkt stromaufwärts des ATG von Exon 1 wurde berichtet [25], obwohl die Autoren nur einzelne TF-Bindungsstellen identifizierten in silico statt konservierter Cluster. Wenn dieser Promotor authentisch ist, zeigen unsere Daten, dass er eindeutig nicht der einzige Promotor ist, der in der Skelettmuskulatur verwendet wird (Abb. 1B, ​, 4D, 4D und S2B).

Die nächste Komplexitätsebene liegt in der Existenz zusätzlicher Tln2 Promoter, die zu Short führen Tln2 Transkripte in bestimmten Geweben, deren Nachweis ursprünglich auf Northern Blots von Hoden und Niere beruhte [12]. Wir haben die Existenz von zwei kurzen Tln2 Transkripte, die auf adulte Hoden beschränkt sind und sich am 5′-Ende aufgrund des alternativen Spleißens des ersten kodierenden Exons (Exon 25c) unterscheiden. Dies sollte zur Expression von zwei kurzen Talin-2-Isoformen führen, die die Reste 1121� und 1153� des Talins voller Länge umfassen 25c ( Abb. 2 und ​ und6). 6). Wir haben durch Western Blotting bestätigt, dass die vorherrschende Talin-2-Isoform in Hoden eine Molekülmasse von ∼ 150 kDa hat und dass ihre Expression mit dem Einsetzen der Pubertät bei Mäusen korreliert. Darüber hinaus zeigte die Analyse des β-Galactosidase–talin-2-Reporters, der durch die Insertion einer Genfalle stromabwärts der testisspezifischen Transkriptionsstartstelle generiert wurde (Intron 28, siehe Abb. 2), dass die Hochregulation von Ts-Talin 2 in der Pubertät korreliert mit dem Auftreten einer starken und lokalisierten X-gal-Färbung im Zytoplasma von früh elongierenden Spermatiden und in entkernten Vesikeln, die an restliche/zytoplasmatische Körper erinnern [37]. Daher schlagen wir vor, dass Ts-Talin 2 eine Schlüsselrolle bei der Regulation der Spermatidenverlängerung und/oder Migration durch das Samenepithel spielen könnte. Es wird angenommen, dass diese Prozesse Zellkontakte zwischen sich verlängernden Spermatiden und den apikalen ektoplasmatischen Spezialisierungen (ESs) der umgebenden Sertoli-Zellen beinhalten. Verschiedene Laminin-Isoformen, Integrin-㬖㬡-Heterodimere, F-Aktin und andere Zytoskelett- und Signalmoleküle wurden auf beiden Seiten der Spermatiden𠄾S-Kreuzung impliziert, obwohl interessanterweise die Linkerproteine ​​zwischen den extrazellulären Lamininen und dem Zytoplasma der Elongierende Spermatiden sind derzeit nicht bekannt [42,43]. Wenn Ts-Talin 2 für die Spermatogenese wichtig ist, würde man vorhersagen, dass die Spermatogenese bei Mäusen, die für die Genfallen-Insertion in Intron 28 homozygot sind, defekt sein sollte, was zu einer dramatischen Verringerung des Ts-Talin-Spiegels führt lebensfähig und fruchtbar [24]. Eine quantitative RT-PCR über die Insertionsstelle und eine sorgfältige Untersuchung der Western-Blots zeigen, dass die Transkription stromabwärts der Genfalle immer noch stattfindet und ein geringer Ts-Talin-2-Spiegel im Hoden dieser Mäuse noch vorhanden ist (Daten nicht gezeigt ). Somit kann die Genfalle eher ein hypomorphes als ein Null-Allel sein, und eine gründlichere Untersuchung des Phänotyps dieser Mäuse ist erforderlich.

Der zweite Kurzfilm Tln2 Das hier identifizierte Transkript enthält ein einzigartiges 5′ nicht-kodierendes Exon (34b) und wurde hauptsächlich, aber nicht ausschließlich in der Niere gefunden. Mittels Western Blotting haben wir bestätigt, dass das entsprechende 90-kDa-Protein in der Niere exprimiert wird, obwohl wir es in embryonalen oder adulten Nierenepithelzelllinien (NRK, HEK-293, Cos-7-Daten nicht gezeigt) oder in anderen Geweben nicht nachgewiesen haben . Die Expression der entsprechenden kurzen Transkripte in anderen Geweben legt jedoch nahe, dass das/die Protein(e) in geringen Mengen vorhanden sein können, möglicherweise in einer Untergruppe von Zellen. Es wird vorhergesagt, dass das Protein die Reste 1608� umspannt und ihm daher die N-terminale Region von Talin 2 voller Länge fehlt ( 6 ).

Jüngste Studien zeigen, dass die N-terminale FERM-Domäne von Talin 1 sowohl für die Integrinaktivierung [44, 45] als auch für die intramolekulare Kopfwechselwirkung wichtig ist, von der angenommen wird, dass sie das zytoplasmatische Talin 1 in der autoinhibierten Form hält, in der das Integrin- Bindungsstellen sind maskiert [46] (BT Goult, N. Bate, NJ Anthis, KL Wegener, AR Gingras, B. Patel, IL Barsukov, ID Campbell, GCK Roberts & DR Critchley, unveröffentlichte Ergebnisse). Offensichtlich sind diese regulatorischen Funktionen sowohl bei den kurzen Talin-2-Isoformen des Hodens als auch der Nieren verloren gegangen, und im Hoden sind diese angesichts der einzigartigen Architektur und molekularen Zusammensetzung der ES-Verbindungen möglicherweise nicht erforderlich [42,43]. Beide Isoformen enthalten jedoch die zweite Integrin-Bindungsstelle im Stäbchen sowie die hochkonservierte C-terminale Aktin-Bindungsstelle und mehrere Vinculin-Bindungsstellen ( 6 ) und behalten daher immer noch das Potenzial, Integrine an die zu binden Aktinzytoskelett.

Vor kurzem wurden Beweise für die Existenz einer microRNA ans Licht gebracht, miR-190, in Sense-Orientierung im Intron 51 der Maus Tln2 ( ensembl , Genome Release 50, Gen ENSMUSG00000076379, Koordinaten Chromosom 9: 67 084 458� 084 542). MiR-190 ist sowohl in der Sequenz als auch in der Position in . hoch konserviert Talin 2 bei allen bisher analysierten Wirbeltieren. Es ist auch präsent und drückt sich durch das Einzigartige aus Talin Gen von Insekten (12 Drosophila Arten [47] und die Honigbiene, Apis mellifera [48]), was die Beziehung zwischen den Vorfahren bestätigt Talin Gen und Talin 2 [13]. Jedoch, miR-190 fehlt in der Caenorhabditis elegans Genom, was darauf hinweist, dass miR-190 erschien zuerst in der Arthropoden-Linie und wurde während der gesamten Chordaten beibehalten. Interessant, miR-190 wird in Maushoden und -nieren exprimiert [49,50], wobei die beiden Tln2 kurze Transkripte werden ebenso wie in verschiedenen menschlichen Zelllinien stark exprimiert [50] und bei Patienten mit primärer Myelofibrose hochreguliert [51]. Wie miR-190, wie viele intronische microRNAs [52], als Teil größerer Primärtranskripte transkribiert wird, ist es möglich, dass eine der Funktionen der kurzen Tln2 Transkripte ist zu erstellen miR-190. Interessanterweise von den 36 miR-190 Zielgene, die mindestens zwei verschiedenen Vorhersagealgorithmen gemeinsam sind und in Säugetieren konserviert sind [51], 12 sind Gene, die an der Zelladhäsion oder verwandten Prozessen beteiligt sind, z. Mitglieder des ARP 2/3 Komplexes (ACTR3 und ARPC5), Cadherine (CDH2, PCDH9), Myosin VA (MYO5A), Dystroglykan- und Attraktin-Vorläufer (DAG1 und ATRN), Neurofaszin (NFASC), Hyalouronan-Synthase (HAS2), und KRAS2. Natürlich wird es wichtig sein, die Herkunft von miR-190 Transkripte und deren Expressionsprofil, Ziele und Funktion.

Neben den kurzen Talin-Isoformen haben wir auch vier alternativ gespleißte Talin 2 Transkripte. Exon 43 wird in einer Variante übersprungen und ein Vergleich der Talin-1- und Talin-2-Sequenzen (74% Identität) zeigt, dass dies die Reste 1912�, äquivalent zu Helix 45 und Helix 46 des Talin-1-Stabs (Proteindatenbank-ID: 2b0h). Helix 46 enthält eine der zahlreichen Vinculin-Bindungsstellen (VBS3 Fig. 6 ) in Talin [10], und es würde vorhergesagt, dass die Deletion dieser Region diese Stelle zerstört. Leider war es nicht möglich, das entsprechende Protein durch Western-Blotting nachzuweisen, da der Unterschied in der Molekularmasse (5,46 kDa) keine Trennung von Talin 2 in voller Länge erlaubt Talin 2 Transkript exprimiert im Gehirn und in geringeren Mengen in anderen Geweben. Die zusätzlichen 15 Aminosäuren, die von Exon 54b kodiert werden, die zwischen Maus und Mensch vollständig konserviert sind [13], werden in die N-terminale Region der Helix 61 des Talinstabs inseriert. In Talin 1 ist diese Helix Teil eines Fünf-Helix-Bündels, das die C-terminale Aktin-Bindungsstelle bildet [53], und daher könnte die Insertion wichtige funktionelle Auswirkungen haben (Abb. 6). Es ist klar, dass ein Antikörper gegen die zusätzliche Aminosäuresequenz erforderlich ist, um festzustellen, ob das entsprechende Protein tatsächlich im Gehirn exprimiert wird.

Zusammenfassend zeigen unsere Ergebnisse die Komplexität des Säugetiers Talin 2 Gen und liefern einen direkten Beweis für die Existenz von mindestens drei verschiedenen Proteinisoformen, die gewebespezifisch exprimiert werden. Darüber hinaus erhöht das Auftreten von vier alternativen Spleißereignissen die Möglichkeit, dass die Zahl der Talin-2-Isoformen tatsächlich viel höher ist. Daher sagen wir derzeit die Existenz von sechs Talin-2-Varianten zusätzlich zu den drei kurzen Proteinisoformen voraus ( 6 ). Dies unterstreicht die Notwendigkeit, nach Möglichkeit isoformspezifische Talin-2-Antikörper für die Immunlokalisierung und biochemische Studien zu verwenden. Die Ergebnisse haben auch wichtige Auswirkungen auf das Design und die Interpretation von Experimenten, die darauf abzielen, den Ausdruck und die Funktion von Talin 2 zu definieren. Erstens gibt es mehrere Tln2 Promotoren, die Verwendung von Genfallen als Reporter von Tln2 Ausdrucksmuster sollten mit Vorsicht betrachtet werden. Zweitens die Tatsache, dass die Tln2 Genfallen können die Talin-2-Expression nicht ablatieren, was darauf hindeutet, dass Exon-Skipping Probleme beim Design verursachen kann Tln2 mutierte Allele. Drittens sollte die Verwendung kleiner interferierender RNAs stromabwärts von Exon 25b oder Exon 34b vermieden werden, da sie die Expression sowohl der vollständigen als auch der kürzeren Variante(n) von Talin 2 beeinflussen 25b, 25c oder 34b) und/oder Promotoren könnten bevorzugt sein. Viertens, das Vorhandensein von microRNA miR-190 innerhalb der 3′-Region der Tln2/TLN2 Gen wirft Fragen über seine Funktion auf, die Rolle des kurzen Tln2 Transkripte und die Proteinisoformen, die sie kodieren, und sollten auch bei der Entwicklung von Knockout-Strategien berücksichtigt werden.


Danksagung

Wir danken dem Saghatelian-Labor für hilfreiche Kommentare und Vorschläge während der gesamten Studie und N. Ingolia für Ratschläge zu den RNase-I-Verdaubedingungen. Wir danken auch M. Ku, N. Hah und dem Salk Institute Next Generation Sequencing Core für die Herstellung von RNA-seq-Bibliotheken und die Hochdurchsatz-Sequenzierung von Ribo-seq- und RNA-seq-Bibliotheken. Diese Forschung wurde unterstützt durch NIH/NIGMS (R01 GM102491, AS), Leona M. und Harry B. Helmsley Charitable Trust Grant (AS), Dr. Frederick Paulsen Chair/Ferring Pharmaceuticals (AS), NIH/NIGMS Postdoc-Stipendium (F32 GM123685, TFM), George E. Hewitt Foundation for Medical Research (QC) und ein Pioneer Fellowship (DT). Diese Arbeit wurde auch vom Razavi Newman Integrative Genomics and Bioinformatics Core und den Next Generation Sequencing Core Facilities des Salk Institute mit Mitteln des NIH-NCICCSG (P30 014195) und der Chapman Foundation unterstützt.


Das Screening Tausender transkribierter kodierender und nicht-kodierender Regionen zeigt Sequenzdeterminanten des RNA-Polymerase-II-Elongationspotentials

Das Wachstum und die Entwicklung von Organismen beruhen darauf, dass die RNA-Polymerase II (RNAPII) das entsprechende Repertoire an Boten-RNAs (mRNAs) aus proteinkodierenden Genen synthetisiert. Die produktive Elongation von Volllängen-Transkripten ist für die mRNA-Funktion essentiell, aber was bestimmt, ob ein beteiligtes RNAPII-Molekül vorzeitig terminiert oder prozessiv transkribiert wird, bleibt wenig verstanden. Bemerkenswert ist, dass RNAPII trotz eines gemeinsamen Prozesses zur Transkriptionsinitiation über RNAPII-synthetisierte RNAs 1 sehr anfällig für eine Termination ist, wenn nicht-kodierende RNAs wie Upstream-Antisense-RNAs (uaRNAs) und Enhancer-RNAs (eRNAs) 2 transkribiert werden, was darauf hindeutet, dass während RNAPIIs Unterschiede auftreten Verlängerung. Um den Einfluss der transkribierten Sequenz auf das Elongationspotential zu untersuchen, haben wir eine Methode entwickelt, um die Auswirkungen von Tausenden von IN-integrierten Sequenzen auf die Expression von R NA und Translation mithilfe von Hochdurchsatz-Sequenzierung (INSERT-seq) zu untersuchen. Wir fanden heraus, dass eher ein höherer AT-Gehalt in uaRNAs und eRNAs als in spezifischen Sequenzmotiven der Neigung zur RNAPII-Termination dieser Transkripte zugrunde liegt. Darüber hinaus zeigen wir, dass 5’-Spleißstellen sowohl eine spleißabhängige als auch eine autonome, spleißunabhängige Stimulation der Transkription ausüben, selbst in Abwesenheit von Polyadenylierungssignalen. Zusammen zeigen unsere Ergebnisse eine starke Rolle der transkribierten Sequenz bei der Bestimmung des Gen-Outputs an mRNA- und nicht-kodierenden RNA-Loci und demonstrieren die Leistungsfähigkeit von INSERT-seq bei der Aufklärung dieser Beiträge.


Merkmale der eukaryotischen Transkription

  • Die Transkription in Eukaryoten erfolgt innerhalb des Zellkerns und die mRNA wandert zur Translation aus dem Zellkern in das Zytoplasma.
  • Die Initiation der RNA-Synthese durch die RNA-Polymerase wird durch das Vorhandensein einer Promotorstelle auf der 5'-Seite der Transkriptionsstartstelle gesteuert.
  • Die RNA-Polymerase transkribiert einen Strang, den Antisense-(-)-Strang der DNA-Matrize.
  • Die RNA-Synthese erfordert keinen Primer.
  • Die RNA-Synthese erfolgt in 5’ → 3’-Richtung, wobei die RNA-Polymerase einen nukleophilen Angriff durch das 3-OH der wachsenden RNA-Kette auf das Alpha-Phosphor-Atom auf ein eingehendes Ribonukleosid-5-Triphosphat katalysiert.
  • mRNA in Eukaryoten wird aus dem primären RNA-Transkript verarbeitet, ein Prozess, der als Reifung bezeichnet wird.

'Rhythmus' der Proteinfaltung in RNA kodiert, finden Biologen

Forscher Sebastian Pechmann und Judith Frydman

(Phys.org) – Mehrere RNA-Sequenzen können für dieselbe Aminosäure kodieren, aber Unterschiede in ihrer jeweiligen "Optimalität" verlangsamen oder beschleunigen die Proteintranslation. Stanford-Biologen stellen fest, dass optimale und nicht optimale Codons konsistent mit bestimmten Proteinstrukturen verbunden sind, was darauf hindeutet, dass sie den mysteriösen Prozess der Proteinfaltung beeinflussen.

Ihre durchschnittliche Musikmelodie tuckert nicht mit einer einzigen mechanischen Geschwindigkeit. Es mischt ganze Noten, Viertelnoten, Sechzehntelnoten usw., um einen spezifischen, komplexen Rhythmus zu erstellen.

Es sieht so aus, als könnte die Proteinsynthese auf die gleiche Weise funktionieren.

Der Ablauf ist elegant: Proteine ​​werden zusammengesetzt, wenn Ribosomen mRNA-Sequenzen mit bestimmten tRNA-Molekülen abgleichen. Diese tRNAs tragen spezifische Aminosäuren, die in einer Kette miteinander verbunden sind, um ein spezifisches Protein zu bilden.

Aber mehrere RNA-Sequenzen können dieselbe Aminosäure kodieren – einige werden schnell, andere langsam übersetzt. Obwohl sie alle zu Proteinen mit identischer Zusammensetzung führen, kann die Wahl der mRNA-Sequenz die Geschwindigkeit, mit der das Protein hergestellt wird, dramatisch verändern.

Untersuchungen der Stanford-Biologie-Professorin Judith Frydman und des Forschers Sebastian Pechmann zeigen nun, dass dieser „Rhythmus“ der Proteinsynthese evolutionär angepasst werden kann, um die Faltung der neuen Proteinkette beim Austritt aus dem Ribosom zu steuern.

Der Befund könnte erklären, wie RNA-Sequenzen die endgültige, gefaltete Form eines Proteins definieren – ein grundlegendes Problem in der Molekularbiologie, da Proteine ​​sich falten müssen, um zu funktionieren.

„Seit rund 50 Jahren gibt es eine konzeptionelle Lücke zwischen der Sequenz und der endgültigen Struktur“, sagt Pechmann, Postdoktorand im Frydman Lab. "Es gab das Gefühl, dass die Sequenz viel mehr Informationen enthält, als im Moment entziffert werden können."

Letzten Monat vor der Drucklegung online in der Zeitschrift veröffentlicht Natur Struktur- und Molekularbiologieanalysiert die Arbeit 10 eng verwandte Hefearten als Modell. Sowohl schnelle ("optimale") als auch langsame ("nicht optimale") Codons sind evolutionär konserviert und erscheinen konsistent in bestimmten Teilen des mRNA-Transkripts, wo sie die Translation strategisch verlangsamen oder beschleunigen.

"Was sie tun, ist, eine Melodie für die Proteinfaltung festzulegen", sagte Frydman.

Die tRNA-Moleküle sind kleeblattförmige RNA-Verdrillungen, die frei in der Zelle schweben, bis sie von einem Ribosom in Aktion gerufen werden. Der Stängel des Klees ist mit einer Aminosäure verbunden, während der Mittellappen des Blattes die Drei-Nukleotid-mRNA-Sequenz oder das Codon erkennt, das dieser Aminosäure entspricht.

Dieser genetische Code ist teilweise redundant. Einige Aminosäuren werden von bis zu sechs verschiedenen Codons kodiert. Aber diese Sequenzen spezifizieren zwar dieselbe Aminosäure, sind aber nicht alle gleichermaßen verfügbar.

Almost all amino acids can be specified by either a fast, available tRNA molecule or a slow, rare one, giving the cell the option of using RNA sequence to regulate translation speed.

"An idea has been around for years that this could define the rhythm of the translation process," said Frydman. "The step of adding an amino acid is very, very important, and if the ribosome makes mistakes or if the protein doesn't fold correctly, the effort expended in making the protein becomes useless."

Taking into account both the supply of and demand for each tRNA, Frydman and Pechmann ranked the codons according to their availability and examined where they appeared in the mRNA transcripts of 10 related yeast species. This approach allowed them to look for evolutionarily conserved patterns – as Frydman put it, "using evolution to sort out the noise from the biological signal."

The researchers found that non-optimal codons tended to appear in regions where slower protein synthesis could directly facilitate folding even while the protein was still incomplete.

Clusters of non-optimal codons correspond to specific kinds of protein structures known to fold during translation, such as "a-helices" – right-handed spirals – and loops.

In contrast, optimal codons are translated faster, but also more accurately. They tend to code for protein regions where translational errors would put the protein at an especially severe risk of aggregation – a situation in which large numbers of misfolded proteins clump together.

Such aggregates have been implicated in diseases like Alzheimer's and Huntington's. The researchers speculate that the judicious placement of optimal codons in these aggregation-prone stretches would ensure a high degree of accuracy and a lowered chance of potentially disastrous misfolding.

These findings barely scratch the surface of how codon choice may affect folding. The researchers point out that the cell might even be able to fold, or unfold, a protein into different states simply by modulating tRNA availability. This would adjust the relative optimality of the tRNAs' corresponding codons, potentially altering the rhythm of synthesis.

Designers of new proteins may take note as well. Bioengineers often find that their creations misfold, even when their amino acid sequences match natural structures exactly.

"The commonly used strategy to select optimal codons when making synthetic genes often fails," Pechmann said. "A rational understanding of codon sequence optimization will be fundamental for biotechnological applications… We here clearly demonstrate why you need the non-optimal codons to keep this rhythm intact."


Discrimination of Non-Protein-Coding Transcripts from Protein-Coding mRNA

Several recent studies indicate that mammals and other organisms produce large numbers of RNA transcripts that do not correspond to known genes. It has been suggested that these transcripts do not encode proteins, but may instead function as RNAs. However, discrimination of coding and noncoding transcripts is not straightforward, and different laboratories have used different methods, whose ability to perform this discrimination is unclear. In this study, we examine ten bioinformatic methods that assess protein-coding potential and compare their ability and congruency in the discrimination of noncoding from coding sequences, based on four underlying principles: open reading frame size, sequence similarity to known proteins or protein domains, statistical models of protein-coding sequence, and synonymous versus nonsynonymous substitution rates. Despite these different approaches, the methods show broad concordance, suggesting that coding and noncoding transcripts can, in general, be reliably discriminated, and that many of the recently discovered extra-genic transcripts are indeed noncoding. Comparison of the methods indicates reasons for unreliable predictions, and approaches to increase confidence further. Conversely and surprisingly, our analyses also provide evidence that as much as

10% of entries in the manually curated protein database Swiss-Prot are erroneous translations of actually noncoding transcripts.


Genes: Concept, Definition, Size and Types (With Diagram)

Let us make an in-depth study of the genes. Nach dem Lesen dieses Artikels erfahren Sie Folgendes: 1. Modern Concept of Gene 2. Molecular Definition of a Gene 3. Number of Genes on a Single Chromosome 4. Size of a Gene 5. Fine Structure of a Gene 6. Types of Genes and 7. Open Reading Frame.

The genetic blueprint contained in the nucleotide sequence can determine the phenotype of an individual. The hereditary units, which are transmitted from one generation to the next generation are called genes. A gene is a fundamental biological unit like atom which is the fundamental physical unit.

Mendel was the first scientist who proposed genes as particulate units and called them hereditary elements or factors. But the concept of gene has undergone a considerable change since Mendel’s time.

Modern Concept of Gene:

A gene can be described as a polynucleotide chain, which is a segment of DNA. It is a functional unit controlling a particular trait such as eye colour.

Beadle and Tatum concluded by various experiments that gene is a segment of DNA that codes for one enzyme. They proposed one gene-one enzyme hypothesis. But as some genes code for proteins that are not enzymes, the definition of gene was changed to one gene-one protein hypothesis.

Protein Hypothesis:

The concept of gene has undergone further changes as the new facts came to light. Since proteins are polypeptide chains of amino acids translated by mRNA, gene was defined as one gene-one polypeptide relationship.

Some proteins have two or more different kinds of polypeptide chains, each with a different amino acid sequence. They are products of different genes. For example, haemoglobin has two kinds of chains a andβ chains, which differ in amino acid sequence and length. They are encoded by different genes. Thus, gene is defined as one gene-one polypeptide relationship.

Structural and Regulatory Genes:

Even the one gene-one polypeptide definition is not complete as it does not include gene which codes for rRNA and tRNA. Only mRNA is translated into proteins. Therefore genes which code for polypeptides and RNAs are called structural genes.

In addition to structural genes, DNA also contains some sequences that have only regulatory function. These regulatory genes constitute signals, which “turn on” and “turn off” the transcription of structural genes and perform various other regulatory functions. In this way the definition of gene includes structural genes as well as regulatory genes.

Benzer coined terms for the gene, they are Cistron which is the unit of function, Recon which is the unit of recombination and Muton which is the unit of mutation.

Molecular Definition of a Gene:

According to Lodish and others, gene is defined as the entire nucleic acid sequence that is necessary for the synthesis of a functional gene product, which may be polypeptide or any type of RNA. In addition to structural genes (coding genes) it also includes all the control sequences and non-coding introns.

Most prokaryotic genes transcribe polycistronic mRNA and most eukaryotic genes transcribe monocistronic mRNA.

Number of Genes on a Single Chromosome:

Total number of genes on a single chromosome is different in different organisms. Bacteriophage virus R17 consists of only three genes, SV40 consists of 5-10 genes. E. coli bacteria have more than 3000 genes on single 1 mm long chromosome.

Size of a Gene:

In E. coli there are more than four million pairs of nucleotides (4638858 base pairs). It has been estimated that there are about 3000 genes in E. coli.

The minimum size of a gene that encodes a protein can be directly estimated, Each amino acid of a polypeptide chain is encoded by a sequence of three consecutive nucleotides in a single strand of DNA. Therefore by measuring the size of the polypeptide chain, the size of a gene can be directly measured.

The average polypeptide chain has about 450 amino acids, which are encoded by 1350 nucleotides. Therefore, in E. coli the number of genes will be around 3000 (4000000/1350 = 3000). Human genome contains about 30000 genes, (Source : International Human genome sequencing consortium led in the United States by National Human Genome Research Institute (NHGRI) have estimated the number of human protein coding genes to be less than 30000. Simple round worm C. elegans has about 20000 genes).

A single copy of chromsome is composed of more than 3 billion base pairs. Coding regions of these genes take up only 3% of the genome.

Fine Structure of a Gene:

A gene is present only in one strand of DNA, which is a double stranded helix. A gene consists of several different regions. The main region is the coding sequence which carries information regarding amino acid sequence of polypeptides. The region on the left side of coding sequence (upstream or minus region) and on the right side (downstream or plus region) consists of fairly fixed regulatory sequences.

Regulatory sequences consist of promoters which are different in prokaryotes and eukaryotes.

Types of Genes:

1. Simple Genes:

Simple genes have a coding sequence of bases in one DNA strand. Upstream the coding region, the promoter is present. Downstream, the termination region is present.

2. Split Genes:

In most of eukaryotes, many non-coding sequences are present between coding sequences. The coding sequences of DNA of the genes are called exons. In between exons are present non-coding sequences called introns. Exons alternate with introns. Normally introns do not possess any genetic information and are not translated. Such genes are called split genes or interrupted genes.

The mRNA transcribed from this DNA is called precursor mRNA (pre-mRNA) and contains exons as well as introns. The introns are removed by excision and discarded. This process is known as splicing. The remaining segments or exons are joined together to form the mature mRNA which takes part in translation. The mature mRNA is much smaller than the pre-mRNA for example α -globn has two introns, ovalbumin has seven introns and α-collagen has 52 introns.

3. Overlapping Genes:

Most genes consist of DNA sequences that code for one protein. But there are some sequences that code for more than one protein. Fredrick Sanger discovered this phenomenon in bacteriophage φ x 174. Overlapping genes are common in many viruses. Here the small length of viral DNA is exploited for synthesizing different proteins.

This is achieved in different ways. In some cases, one gene generates two proteins by having different starting points. Similarly, the same gene generates two proteins by terminating the expression at different points.

In other cases, a sequence of DNA makes no distinction between exons and introns. This sequence of DNA, which uses only exons for expression, also uses adjoining introns at other times for expression. The differential splicing of a single stretch of mRNA leads to overlapping and therefore different proteins. In this way, multiple proteins can be generated from a single stretch of DNA.

4. Jumping Genes or Transposons:

Earlier it was thought that genes are static and have definite and fixed locus. However, recently it has been discovered that segments of DNA can jump to new locations in the same or different chromosome. First of all it was discovered by Barbara Mc Clintock in Indian maize corn. It has cobs with kernels of different colours. The light coloured kernels were caused by segments of DNA that move into genes coding for pigmented kernels, thereby inactivating pigmented kernels.

These mobile genes are called transposable elements or transposons. They can jump within the genome, thus affecting the gene expression. Transposable elements are components of moderately repetitive class of DNA.

A transposon has well defined ends. It consists of a long central portion. On either end each transposon has specific sequence of bases which are inverted repeats or palindromes on opposite strands. These terminal repeats help in identifying transposons. The site where a transposon is inserted is called target site or recipient site.

Transposable elements can lead to change in the expression of genes. They can also cause mutations. In bacteria, they are present on plasmids.

5. Variable Genes:

Certain polypeptides are coded not by one gene but they are coded by more than one gene present on the same or different chromosomes.

Open Reading Frame:

A gene is a segment of genome which is transcribed into RNA. If the RNA is a transcript of a protein coding gene then it is called messenger RNA or mRNA. This is translated into protein. If the RNA is non-coding as ribosomal RNA (rRNA) or transfer RNA (tRNA) it is not translated.

The part of the protein coding gene which is translated into protein is called open reading frame. It has triplet nucleotide codons. Open reading frame starts with an initiation codon and ends with a termination codon. The region of DNA before a gene is called up-ream region denoted with a minus (-) sign while region after the gene is called downstream denoted with a plus (+) sign. Many genes are split between exons and introns. The introns are removed by splicing to produce a functional RNA before translation.


Schau das Video: Die Transkription - Proteinbiosynthese Teil 1 (August 2022).