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Es gibt kleine Teile zwischen den Genen in einem Operon, das für keine Aminosäuren kodiert. Was ist der Zweck dieser Teile?

Es gibt kleine Teile zwischen den Genen in einem Operon, das für keine Aminosäuren kodiert. Was ist der Zweck dieser Teile?


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Welchen Zweck haben diese Teile im Übersetzungsprozess? Bild zur Veranschaulichung unten:


Die Regionen zwischen den Genen auf einem Prokaryoten-Operon werden in die Boten-RNA transkribiert, aber nicht in Proteine ​​übersetzt. Da sie nicht übersetzt sind, werden sie durch den allgemeinen Begriff UnTranslated Regions (UTRs) gekennzeichnet. Ein typisches Operon mit zwei Genen ist in diesem Diagramm von Wikipedia gezeigt:

Die zwischen den proteinkodierenden Genen auftretende UTR enthält die Sequenz für eine ribosomale Bindungsstelle (RBS) in der transkribierten mRNA. Ein RBS ist eine Stelle, an der sich ein Ribosom an die mRNA anlagern kann, so dass das Startcodon des folgenden Gens in der richtigen Position ist, um mit der Translation des Proteins zu beginnen. (Natürlich hat die 5'-UTR, die dem ersten Gen vorausgeht, auch eine RBS-Sequenz.) Eine RBS enthält eine bestimmte Nukleotidsequenz, die mit einer komplementären Sequenz der ribosomalen RNA des Ribosoms übereinstimmt; diese Sequenz ist als Shine-Dalgarno-Sequenz bekannt.

(Beachten Sie, dass diese UTRs zwischen den Genen nicht Introns genannt; Introns kommen nur in Eukaryoten vor und kommen innerhalb eines Gens zwischen den Start- und Stop-Codons vor.)


Nicht sicher über die Rolle in diesem speziellen Fall des lac-Operons, aber normalerweise haben solche nicht-kodierenden Sequenzen im eukaryotischen System (Intron-Regionen) einige regulatorische Rollen, können auf demselben Gen oder anderen Genen liegen, die an anderer Stelle auf dem Chromosom lokalisiert sind. Zum Beispiel kann Intron 3 von Gen A als Enhancer-Sequenz von Gen B wirken, das sich 500 bp stromabwärts von Gen A befindet

In diesem Fall produziert das Operon drei verschiedene Proteine, wären keine Lücken vorhanden, könnte ein Fusionsprotein produziert worden sein, das nicht erwünscht ist


Es gibt kleine Teile zwischen den Genen in einem Operon, das für keine Aminosäuren kodiert. Was ist der Zweck dieser Teile? - Biologie

Regulation der Genexpression

Die Zellfunktion wird durch die Zellumgebung beeinflusst. Die Anpassung an spezifische Umgebungen wird durch die Regulierung der Expression von Genen erreicht, die die Enzyme und Proteine ​​kodieren, die zum Überleben in einer bestimmten Umgebung benötigt werden. Zu den Faktoren, die die Genexpression beeinflussen, gehören Nährstoffe, Temperatur, Licht, Toxine, Metalle, Chemikalien und Signale von anderen Zellen. Fehlfunktionen in der Regulation der Genexpression können verschiedene menschliche Störungen und Krankheiten verursachen.

Regulierung bei Prokaryoten

Bakterien haben einen einfachen allgemeinen Mechanismus, um die Regulation von Genen zu koordinieren, die Produkte kodieren, die an einer Reihe verwandter Prozesse beteiligt sind. Der Gencluster und der Promotor sowie zusätzliche Sequenzen, die bei der Regulierung zusammenwirken, werden als Operon bezeichnet.

Die Laktoseoperon (lac Operon)

Das Lactose-Operon von E coli kodiert das Enzym b-Galactosidase, das Lactose in Galactose und Glucose hydrolysiert.

Die lac Operon enthält drei Cistrons oder DNA-Fragmente, die ein funktionelles Protein kodieren. Die von Cistrons kodierten Proteine ​​können allein oder als Untereinheiten größerer Enzyme oder Strukturproteine ​​funktionieren.

Das Z-Gen kodiert für b-Galactosidase. Das Y-Gen kodiert eine Permease, die den Transport von Laktose in das Bakterium erleichtert. Das A-Gen kodiert für eine Thiogalactosid-Transacetylase, deren Funktion nicht bekannt ist. Alle drei dieser Gene werden als einzelne polycistronische mRNA transkribiert. Polycistronische RNA enthält mehrere genetische Botschaften, jede mit ihren eigenen translationalen Initiations- und Terminationssignalen.

Regulierung der lac Operon

Die Aktivität des Promotors, der die Expression des steuert lac Operon wird von zwei verschiedenen Proteinen reguliert. Eines der Proteine ​​verhindert die Transkription der RNA-Polymerase (Negativkontrolle), das andere verstärkt die Bindung der RNA-Polymerase an den Promotor (Positivkontrolle).

Negativkontrolle des lac Operon

Das Protein, das die Transkription des lac Operon ist ein Tetramer mit vier identischen Untereinheiten namens lac Unterdrücker. Die lac Repressor wird von dem kodiert lacI Gen, befindet sich stromaufwärts des lac Operon und hat einen eigenen Promotor. Ausdruck der lacI Gen wird nicht reguliert und sehr niedrige Konzentrationen des lac Repressor werden kontinuierlich synthetisiert. Gene, deren Expression nicht reguliert ist, werden als konstitutive Gene bezeichnet.

In Abwesenheit von Laktose die lac Repressor blockiert den Ausdruck des lac Operon durch Bindung an die DNA an einer Stelle, die als Operator bezeichnet wird, die sich stromabwärts des Promotors und stromaufwärts der Transkriptionsinitiationsstelle befindet. Der Operator besteht aus einer spezifischen Nukleotidsequenz, die vom Repressor erkannt wird, der sehr fest bindet und die Initiation der Transkription physikalisch blockiert (stranglingt).

Die lac Repressor hat eine hohe Affinität zu Laktose. Wenn eine geringe Menge Laktose vorhanden ist, ist die lac Repressor bindet es, was zu einer Dissoziation vom DNA-Operator führt, wodurch das Operon für die Genexpression freigesetzt wird. Substrate, die dazu führen, dass Repressoren von ihren Operatoren dissoziieren, werden Induktoren genannt, und die Gene, die durch solche Repressoren reguliert werden, werden als induzierbare Gene bezeichnet.

Positive Kontrolle der lac Operon

Obwohl Laktose die Expression von induzieren kann lac Operon ist das Expressionsniveau sehr gering. Der Grund dafür ist, dass die lac Operon unterliegt der Katabolitenrepression oder der reduzierten Expression von Genen, die durch Wachstum in Gegenwart von Glukose hervorgerufen wird. Glukose wird sehr leicht metabolisiert und ist daher die bevorzugte Energiequelle gegenüber Laktose, daher ist es sinnvoll, die Expression von zu verhindern lac Operon, wenn Glukose vorhanden ist.

Die Stärke eines Promotors wird durch seine Fähigkeit bestimmt, RNA-Polymerase zu binden und einen offenen Komplex zu bilden. Der Promoter für die lac Operon ist schwach und folglich die lac Operon wird bei Induktion schlecht transkribiert. Stromaufwärts vom Promotor befindet sich eine Bindungsstelle für ein Protein, das als Katabolit-Aktivator-Protein (CAP) bezeichnet wird. Wenn das CAP-Protein bindet, verzerrt es die DNA, so dass die RNA-Polymerase effektiver binden kann, wodurch die Transkription des lac Operon ist stark verbessert. Um das CAP zu binden, muss es zunächst zyklisches AMP (cAMP) binden, einen zweiten Botenstoff, der von dem Enzym Adenylatzyklase aus ATP synthetisiert wird.

In Gegenwart von Glukose sind die zirkulierenden cAMP-Spiegel sehr niedrig und folglich die Initiation der Transkription vom lac Operon ist sehr niedrig. Wenn die Glukosespiegel sinken, erhöht sich die Konzentration von cAMP, wodurch CAP aktiviert wird, das wiederum an die CAP-Stelle bindet und die Transkription stimuliert. Der cAMP-CAP-Komplex wird als positiver Regulator bezeichnet.

Arabinose ist ein Zucker mit fünf Kohlenstoffatomen, der als Energie- und Kohlenstoffquelle für E coli. Arabinose muss zunächst in Ribulose-5-Phosphat umgewandelt werden, bevor es metabolisiert werden kann. Das Arabinose-Operon hat drei Gene,araB, araA und araD die für drei Enzyme kodieren, um diese Umwandlung durchzuführen. Ein viertes Gen, araC, das über einen eigenen Promotor verfügt, kodiert für einen regulatorischen Faktor namens C-Protein.

Die regulatorischen Seiten der ara Operon umfassen vier Stellen, die das C-Protein binden, und eine CAP-Bindungsstelle. Die araO1 und araO2 Stellen sind stromaufwärts des Promotors und der CAP-Bindungsstellen. Die anderen beiden C-Protein-Bindungsstellen, genannt araI1 und araI2 befinden sich zwischen der CAP-Bindungsstelle und dem Promotor.

Negativkontrolle des araC Operon

In Abwesenheit von Arabinose binden Dimere des C-Proteins an araO2, araO1 und araI1. Die an gebundenen C-Proteine araO2 und araI1 assoziieren miteinander, wodurch die DNA zwischen ihnen eine Schleife bildet, die effektiv die Transkription des Operons blockiert.

Positive Kontrolle der araC Operon

Das C-Protein bindet Arabinose und durchläuft eine Konformationsänderung, die es ihm ermöglicht, auch die araO2 und araI2 Websites. Dies führt zur Bildung einer anderen DNA-Schleife, die durch die Interaktion von C-Proteinen gebildet wird, die an die araO1 und araO2 Websites.

Die Bildung dieser Schleife stimuliert die Transkription des araC Gen, das zu einer zusätzlichen C-Protein-Synthese führt, so dass das C-Protein seine eigene Synthese autoreguliert. In Abwesenheit von Glucose wird cAMP-CAP gebildet, das an die CAP-Stelle bindet. C-Protein gebunden an der araI1 und araI2 interagiert mit dem gebundenen CAP und ermöglicht der RNA-Polymerase, die Transkription vom ara Operon-Promotor.

Das Tryptophan-Operon

E coli kann alle 20 der natürlichen Aminosäuren synthetisieren. Die Aminosäuresynthese verbraucht viel Energie. Um Energieverschwendung zu vermeiden, werden die Operons, die für die Aminosäuresynthese kodieren, streng reguliert. Die trp Operon besteht aus fünf Genen, trpE, trpD, trpC, trpB und trpA, die für die Enzyme kodieren, die für die Synthese von Tryptophan benötigt werden.

Die trp Operon wird durch zwei Mechanismen reguliert, negative Corepression und Attenuierung. Die meisten der an der Aminosäuresynthese beteiligten Operons werden durch diese beiden Mechanismen reguliert.

Das trp-Operon wird negativ von der trp Repressor, ein Produkt der trpR Gen. Die trp Repressor bindet an den Operator und blockiert die Transkription des Operons. Um jedoch an den Operator zu binden, muss der Repressor zuerst an Trp binden, daher ist Tryptophan ein Corepressor. In Abwesenheit von Trp die trp Repressor dissoziiert und Transkription des trp Operon wird eingeleitet.

Die Abschwächung reguliert die Termination der Transkription als Funktion der Tryptophankonzentration. Bei niedrigen trp-Mengen wird mRNA voller Länge hergestellt, bei hohen Transkriptionen der trp Operon wird vorzeitig gestoppt. Dämpfung funktioniert durch die Kopplung der Transkription an die Translation. Prokaryontische mRNA erfordert keine Verarbeitung und da Prokaryonten keinen Kern haben, kann die Translation der mRNA beginnen, bevor die Transkription abgeschlossen ist. Folglich ist die Regulierung der Genexpression durch Abschwächung einzigartig für Prokaryonten.

A. Die Abschwächung wird durch die Bildung einer von zwei möglichen Stamm-Schleifen-Strukturen in einem 5'-Segment des trp-Operons in der mRNA vermittelt.

B. Wenn die Tryptophankonzentrationen niedrig sind, ist die Translation des Leader-Peptids langsam und die Transkription des trp-Operons übertrifft die Translation. Dies führt zur Bildung einer nicht-terminierenden Stamm-Schleife-Struktur zwischen den Regionen 2 und 3 im 5'-Segment der mRNA. Die Transkription des trp-Operons ist dann abgeschlossen.

C. Bei hohen Tryptophankonzentrationen translatiert das Ribosom schnell das mRNA-Leader-Peptid. Da die Translation schnell erfolgt, bedeckt das Ribosom die Region 2, so dass es sich nicht an die Region 3 anheften kann. Folglich kommt es zur Bildung einer Stamm-Schleifen-Struktur zwischen den Regionen 3 und 4 und die Transkription wird beendet.

Regulation der Genexpression in Eukaryoten

Die genetische Information einer menschlichen Zelle ist tausendfach größer als die einer prokaryontischen Zelle. Die Dinge werden durch die Anzahl der Zelltypen und die Tatsache, dass jeder Zelltyp zu verschiedenen Zeitpunkten in der Entwicklung eines Organismus eine bestimmte Untergruppe von Genen exprimieren muss, noch komplizierter. Die Regulierung der Genexpression, so dass eine bestimmte Untergruppe von Genen in einem bestimmten Gewebe an bestimmten Entwicklungspunkten exprimiert wird, ist sehr kompliziert. Diese erhöhte Komplexität in der Regulierung eignet sich für Fehlfunktionen, die Krankheiten verursachen. Drei Wege, wie Eukaryoten die Genexpression regulieren, werden diskutiert: Veränderung des Geninhalts oder der Genposition, transkriptionelle Regulierung und alternative RNA-Prozessierung.

1. Änderung des Geninhalts oder der Genposition

Die Kopienzahl eines Gens oder seine Position auf dem Chromosom kann sein Expressionsniveau stark beeinflussen. Geninhalt oder -lokalisation können durch Genamplifikation, -verringerung oder -umlagerung verändert werden.

Die Expression eines bestimmten Gens kann durch Amplifizieren seiner Kopienzahl gesteigert werden. Histonproteine ​​und rRNA werden von fast allen eukaryontischen Zellen in großen Mengen benötigt, daher liegen die Gene, die Histone und rRNA kodieren, in einem permanent amplifizierten Zustand vor. Die Genamplifikation kann bei der Verwendung von Chemotherapeutika Probleme bereiten. Methotrexat hemmt die Dihydrofolatreduktase, das Enzym, das für die Regeneration der bei der Nukleotidsynthese verwendeten Folate verantwortlich ist. Tumorzellen werden oft resistent gegen das Medikament, weil das Gen, das die Dihydrofolat-Reduktase kodiert, um das Hundertfache amplifiziert wird, was zu einer höheren Enzymproduktion führt, als das Medikament verarbeiten kann.

Ein Gen, dessen Expression nur zu einem bestimmten Entwicklungszeitpunkt oder in einem bestimmten Gewebe benötigt wird, kann durch Genverringerung abgeschaltet werden. Wenn Retikulozyten zu roten Blutkörperchen heranreifen, gehen alle ihre Gene verloren, da der Zellkern abgebaut wird.

Die Genumlagerung wird verwendet, um jedes der Gene zu erzeugen, die für die Millionen verschiedener Antikörper kodieren, die von B-Zellen produziert werden. Manchmal treten schlechte Genumlagerungen auf, die zu einer falschen Genregulation führen. Dies tritt häufig in Krebszellen auf. Die Translokation eines Segments von Chromosom 8 auf Chromosomen, die für Immunglobuline kodieren, führt zur Aktivierung eines Gens, das gesunde B-Zellen in Burkitt-Lymphomzellen (unregulierte proliferierende B-Zellen) umwandelt.

2. Transkriptionsverordnung

Durch chromosomale Verpackung

Regionen jedes der verschiedenen Chromosomen sind entweder als Heterochromatin oder Euchromatin verpackt. In Heterochromatin ist die DNA sehr stark kondensiert und für die Transkriptionsmaschinerie unzugänglich gemacht, folglich ist Heterochromatin transkriptionell inaktiv. Bei Frauen wird eines der beiden X-Chromosomen vollständig inaktiviert, indem es in ein Heterochromatin verpackt wird, um einen Barr-Körper zu bilden. Die Cys-Reste in der DNA im Heterochromatin sind stark methyliert, was darauf hindeutet, dass die Methylierung eine Rolle bei der Aufrechterhaltung von Heterochromatin spielen könnte. Medikamente, die die Methylierung stören, verursachen die Aktivierung von zuvor inaktiven Genen, die in Heterochromatin gefunden wurden.

In Euchromatin ist die DNA nicht so kondensiert und für die Transkriptionsmaschinerie zugänglich. Die Bereiche eines Chromosoms, die als Hetero- und Euchromatin erhalten bleiben, können zellspezifisch variieren. Dies kann es den Zellen spezifischer Gewebe ermöglichen, eine bestimmte Untergruppe von Genen zu exprimieren, die für die Gewebefunktion erforderlich sind.

Durch einzelne Gene

Proteine, die an der Regulierung der Genexpression beteiligt sind, werden oft als trans-wirkende Elemente bezeichnet. Mindestens 100 verschiedene Proteine, viele davon spezifisch für die Regulation eines bestimmten Gens, sind bekannt. Andere spielen eine allgemeinere Rolle bei der Regulierung der Genexpression in einer Weise, die der Aktivierung zahlreicher prokaryontischer Gene durch den CAP-cAMP-Komplex analog ist. Trans-wirkende Faktoren haben mehrere Domänen, die für die Aktivität erforderlich sind, und können DNA-bindende, transkriptionsaktivierende und Liganden-bindende Domänen umfassen.

DNA-Bindungsdomänen erkennen spezifische DNA-Sequenzen in den regulatorischen Regionen eines Gens. Die DNA-bindenden Domänen eines regulatorischen Proteins bestehen im Allgemeinen aus einem von drei Motiven: Helix-Turn-Helix, Zinkfinger oder Leucin-Zipper. DNA-bindende Proteine ​​mit diesen Motiven binden mit hoher Affinität an ihre Erkennungsstellen und mit geringer Affinität an andere DNA. Ein sehr kleiner Teil des Proteins kontaktiert die DNA durch H-Brücken und Van-der-Waals-Wechselwirkungen zwischen den Aminosäureseitenketten und den funktionellen Gruppen in der großen Furche und dem Phosphatrückgrat der DNA. Der Rest des Proteins ist an der richtigen Positionierung der DNA-Bindungsdomäne und an der Herstellung von Protein-Protein-Kontakten mit anderen Transkriptionsproteinen beteiligt.

Proteine ​​mit diesem Motiv bilden symmetrische Dimere, die eine symmetrische palindromische DNA-Sequenz erkennen. Jedes Monomer des Dimers enthält eine Region, in der zwei a-Helices durch eine Drehung von vier Aminosäuren um 90 Grad zueinander gehalten werden. Ein Satz von Helices kontaktiert etwa fünf Basenpaare in der großen Furche. Der andere Satz sitzt auf dem Phosphat-Rückgrat und hilft, den Satz von Helices, der in die Hauptrille passt, richtig zu positionieren.

Proteine ​​mit diesem Motiv enthalten zwischen 2 bis 9 sich wiederholende Domänen, die jeweils um ein tetraedrisch koordiniertes Zinkion zentriert sind. Jede von Zink koordinierte Domäne bildet eine Schleife, die eine a-Helix enthält, diese Schleife wird als Zinkfinger bezeichnet. Es gibt zwei Arten von Zinkfingern: den C2h2 Finger und das Cx Finger.

Drei Finger interagieren mit der großen Furche und wickeln sich um die DNA. Viele Transkriptionsfaktoren haben diese Art von Domäne.

Proteine ​​mit diesem Motiv binden als Dimere an die große Furche der DNA. Viele Steroidrezeptoren haben diese Art von Domäne.

Proteine ​​mit diesem Motivtyp haben eine amphipathische a-Helix an ihrem Carboxylterminus. Eine Seite der Helix besteht aus hydrophoben Gruppen, meist Leucin, die sich an jeder siebten Stelle über mehrere Helixwindungen wiederholen. Die andere Seite besteht aus geladenen und polaren Gruppen.

Proteine ​​mit diesem Motiv binden als Dimere an die große Furche der DNA. Die beiden a-Helices jedes Arms treten in die Hauptrille ein und wickeln sich um die Doppelhelix. Mehrere Onkogene verwenden diese Art von Motiv.

Transkriptionsaktivierende Domains

Diese Domänen wirken im Allgemeinen getrennt und unabhängig von den DNA-bindenden Domänen. Transkriptionsaktivierende Domänen verstärken die Transkription, indem sie physikalisch mit anderen regulatorischen Proteinen und/oder mit RNA-Polymerase reagieren. Die tatsächlichen Mechanismen, durch die diese Domänen die Transkription aktivieren oder verstärken, sind nicht bekannt.

Steroidhormone, Schilddrüsenhormone und Retinsäure sind Beispiele für Liganden, die die Transkription durch Bindung an eine spezifische Domäne eines Rezeptorproteins aktivieren. Bei der Bindung erfährt der Rezeptor eine Konformationsänderung, die es ihm ermöglicht, DNA zu binden. Sobald ein Rezeptorprotein an die DNA gebunden ist, kann es die Transkription des Zielgens aktivieren oder unterdrücken.

Cis-wirkende Elemente sind DNA-Sequenzen, die von den trans-wirkenden Elementen, die die Transkription regulieren, erkannt und gebunden werden. Es gibt zwei Haupttypen von cis-wirkenden Elementen: Promotoren und regulatorische Elemente.

Promotoren sind die Stellen, an denen RNA-Polymerase an die DNA binden muss, um die Transkription zu initiieren (siehe Vortrag "RNA-Synthese und -Verarbeitung"). Die Rate oder Effizienz der Promotorverwendung durch die RNA-Polymerase wird durch die regulatorischen Elemente beeinflusst.

Regulatorische Elemente sind spezifische DNA-Sequenzen, die von den trans-wirkenden Elementen erkannt und gebunden werden, die die Expression eines bestimmten Gens stimulieren oder hemmen. Es gibt zwei Arten: Enhancer und Response-Elemente.

Verstärker sind regulatorische Elemente, die die Gentranskriptionsrate erhöhen oder unterdrücken.

Antwortelemente sind regulatorische Sequenzen, die die koordinierte Regulierung einer Gruppe von Genen ermöglichen. Bestimmte Liganden wie Steroidhormone und cAMP binden an ihre Rezeptoren, die wiederum an ihr Response-Element binden, um die Transkription zu aktivieren oder zu hemmen.

3. Alternative Verarbeitung

Das Initiieren der Transkription an einer alternativen Startstelle platziert ein anderes Exon am 5'-Ende des Transkripts. Beispiele für Gene, die alternative Startstellen als eine Form der Regulation verwenden, umfassen Amylase, Myosin und Alkoholdehydrogenase.

Alternative Polyadenylierungsstellen

Immunglobin-(Antikörper-)Schwerketten verwenden eine alternative Polyadenylierungsstelle, um die Länge der Transkripte zu beeinflussen. Das längere Transkript kodiert das m m Form, die an den Zellmembranen von Lymphozyten lokalisiert ist, das kürzere Transkript kodiert die sekretierte Form, m S.

Alternative Spleißstellen werden verwendet, um ähnliche Proteine ​​mit gewebespezifischen Funktionen zu erzeugen, die als Isoformen bezeichnet werden. Viele Peptidhormone existieren als Isoformen, wie das Calcitonin-Gen, das unterschiedlich gespleißt wird, um Calcitonin in der Schilddrüse und mit dem Calcitonin-Gen verwandtes Peptid in den Neuronen zu produzieren.

Regulierung der mRNA-Stabilität

Die Stabilität von mRNA ist von Gen zu Gen ziemlich variabel. Diese Stabilitätsschwankungen bestimmen die Zeitdauer, die mRNA für die Translation zur Verfügung steht, und somit die Menge an synthetisiertem Protein. Die Halbwertszeiten von mRNA variieren von 10 Stunden bis Minuten. Sequenzen in der 3'-untranslatierten Region der mRNA, die als Signale für einen schnellen Abbau dienen, wurden in einigen mRNAs mit sehr kurzen Halbwertszeiten identifiziert. Die Länge des Poly-A-Schwanzes beeinflusst auch die mRNA-Stabilität, wobei längere Schwänze dazu neigen, längere Halbwertszeiten zu haben.


CH450 und CH451: Biochemie - Das Leben auf molekularer Ebene definieren

13.1 Prokaryontische Genregulation

13.2 Eukaryotische Genregulation

13.3 Protein-DNA-Wechselwirkungen

13.4 Epigenetik und transgenerationale Vererbung

13.5 Referenzen

Jede kernhaltige Zelle in einem mehrzelligen Organismus enthält Kopien derselben DNA. In ähnlicher Weise enthalten alle Zellen in zwei reinen Bakterienkulturen, die aus derselben Ausgangskolonie inokuliert wurden, dieselbe DNA, mit Ausnahme von Veränderungen, die durch spontane Mutationen entstehen. Wenn jede Zelle eines vielzelligen Organismus dieselbe DNA hat, wie kommt es dann, dass Zellen in verschiedenen Teilen des Körpers des Organismus unterschiedliche Eigenschaften aufweisen? Wie kommt es, dass dieselben Bakterienzellen in zwei Reinkulturen, die unterschiedlichen Umweltbedingungen ausgesetzt sind, unterschiedliche Phänotypen aufweisen können? In beiden Fällen aktiviert oder exprimiert nicht jede genetisch identische Zelle den gleichen Satz von Genen. Nur eine Teilmenge von Proteinen in einer Zelle zu einem bestimmten Zeitpunkt wird exprimiert.

Genomische DNA enthält beides strukturelle Gene, die Produkte kodieren, die als zelluläre Strukturen oder Enzyme dienen, und regulatorische Gene, die Produkte kodieren, die die Genexpression regulieren. Die Expression eines Gens ist ein stark regulierter Prozess. Während die Regulierung der Genexpression in vielzelligen Organismen die zelluläre Differenzierung ermöglicht, sorgt sie in einzelligen Organismen wie Prokaryonten in erster Linie dafür, dass die Ressourcen einer Zelle nicht verschwendet werden, um Proteine ​​​​zu produzieren, die die Zelle zu diesem Zeitpunkt nicht benötigt.

Die Aufklärung der Mechanismen, die die Genexpression steuern, ist wichtig für das Verständnis der menschlichen Gesundheit. Fehlfunktionen in diesem Prozess führen beim Menschen zur Entstehung von Krebs und anderen Krankheiten. Das Verständnis der Wechselwirkung zwischen der Genexpression eines Pathogens und der seines menschlichen Wirts ist wichtig für das Verständnis einer bestimmten Infektionskrankheit. Die Genregulation umfasst ein komplexes Netz von Interaktionen innerhalb einer bestimmten Zelle zwischen Signalen aus der Zellumgebung, Signalmolekülen innerhalb der Zelle und der DNA der Zelle. Diese Wechselwirkungen führen je nach Umständen zur Expression einiger Gene und zur Unterdrückung anderer.

Prokaryoten und Eukaryoten haben einige Ähnlichkeiten in ihren Mechanismen zur Regulierung der Genexpression, jedoch ist die Genexpression bei Eukaryoten aufgrund der zeitlichen und räumlichen Trennung zwischen den Prozessen der Transkription und Translation komplizierter. Obwohl die meiste Regulation der Genexpression durch die Transkriptionskontrolle in Prokaryoten erfolgt, erfolgt die Regulation der Genexpression in Eukaryoten daher auf transkriptioneller Ebene und posttranskriptionell (nachdem das Primärtranskript hergestellt wurde).

13.1 Prokaryontische Genregulation

In Bakterien und Archaeen werden Strukturproteine ​​mit verwandten Funktionen normalerweise im Genom in einem Block namens an . kodiert Operon und werden gemeinsam unter der Kontrolle einer einzigen Person transkribiert Promoter, was zur Bildung von a . führt polycistronisches Transkript(Abbildung 13.1). Auf diese Weise kann die Regulation der Transkription aller Strukturgene, die für die Enzyme kodieren, die die vielen Schritte in einem einzigen biochemischen Stoffwechselweg katalysieren, gleichzeitig kontrolliert werden, da sie entweder alle gleichzeitig oder gar keine benötigt werden. Zum Beispiel in E coli, alle Strukturgene, die Enzyme codieren, die zur Nutzung von Laktose als Energiequelle benötigt werden, sind in der Laktose nebeneinander codiert (oder lac) Operon unter der Kontrolle eines einzigen Promotors, dem lac Promoter. Die französischen Wissenschaftler François Jacob (1920–2013) und Jacques Monod vom Pasteur-Institut zeigten als erste die Organisation bakterieller Gene in Operons durch ihre Studien zum lac Operon von E coli. Für diese Arbeit erhielten sie 1965 den Nobelpreis für Physiologie oder Medizin.

Abbildung 13.1 Schematische Darstellung eines Operons. In Prokaryonten werden Strukturgene mit verwandter Funktion oft gemeinsam auf dem Genom organisiert und gemeinsam unter der Kontrolle eines einzigen Promotors transkribiert. Die regulatorische Region des Operons umfasst sowohl den Promotor als auch den Operator. Wenn ein Repressor an den Operator bindet, werden die Strukturgene nicht transkribiert. Alternativ können Aktivatoren an die regulatorische Region binden, wodurch die Transkription erhöht wird.

Jedes Operon enthält DNA-Sequenzen, die seine eigene Transkription beeinflussen. Diese befinden sich in einer Region, die als regulatorische Region bezeichnet wird. Die regulatorische Region umfasst den Promotor und die den Promotor umgebende Region, zu der Transkriptionsfaktoren, Proteine, die von regulatorischen Genen kodiert werden, binden können. Transkriptionsfaktoren beeinflussen die Bindung von RNA-Polymerase an den Promotor und ermöglichen dessen Fortschreiten, um Strukturgene zu transkribieren. EIN Unterdrücker ist ein Transkriptionsfaktor, der die Transkription eines Gens als Reaktion auf einen externen Stimulus unterdrückt, indem er an eine DNA-Sequenz innerhalb der regulatorischen Region namens bindet Operator, die sich zwischen der RNA-Polymerase-Bindungsstelle des Promotors und der Transkriptionsstartstelle des ersten Strukturgens befindet. Die Repressorbindung blockiert physikalisch die RNA-Polymerase von der Transkription von Strukturgenen. Umgekehrt ein Aktivator ist ein Transkriptionsfaktor, der die Transkription eines Gens als Reaktion auf einen externen Stimulus erhöht, indem er die Bindung der RNA-Polymerase an den Promotor erleichtert. Ein Induktor, ein dritter Typ eines regulatorischen Moleküls, ist ein kleines Molekül, das die Transkription entweder aktiviert oder unterdrückt, indem es mit einem Repressor oder einem Aktivator interagiert.

In Prokaryonten gibt es Beispiele für Operons, deren Genprodukte ziemlich konsistent benötigt werden und deren Expression daher unreguliert ist. Solche Operons sind konstitutiv ausgedrückt, was bedeutet, dass sie kontinuierlich transkribiert und translatiert werden, um die Zelle mit konstanten Zwischenniveaus der Proteinprodukte zu versorgen. Solche Gene codieren Enzyme, die an Haushaltsfunktionen beteiligt sind, die für die Zellerhaltung erforderlich sind, einschließlich DNA-Replikation, -Reparatur und -Expression, sowie Enzyme, die am Kernstoffwechsel beteiligt sind. Im Gegensatz dazu gibt es andere prokaryontische Operons, die nur bei Bedarf exprimiert und durch Repressoren, Aktivatoren und Induktoren reguliert werden.

Prokaryotische Operons werden üblicherweise durch die Bindung von Repressoren an Operatorregionen kontrolliert, wodurch die Transkription der Strukturgene verhindert wird. Solche Operons werden klassifiziert als entweder unterdrückbare Operonsoder induzierbare Operons. Unterdrückbare Operons, wie das Tryptophan (trp)-Operon, enthalten typischerweise Gene, die Enzyme kodieren, die für einen Biosyntheseweg benötigt werden. Solange das Produkt des Stoffwechselwegs, wie Tryptophan, weiterhin von der Zelle benötigt wird, wird weiterhin ein reprimierbares Operon exprimiert. Wenn jedoch das Produkt des Biosynthesewegs beginnt, sich in der Zelle zu akkumulieren, wodurch die Zelle nicht mehr produzieren muss, wird die Expression des Operons unterdrückt. Umgekehrt, induzierbare Operons, wie lac Operon von E coli, enthalten oft Gene, die Enzyme in einem Stoffwechselweg kodieren, der am Stoffwechsel eines bestimmten Substrats wie Laktose beteiligt ist. Diese Enzyme werden nur benötigt, wenn dieses Substrat verfügbar ist, daher wird die Expression der Operons typischerweise nur in Gegenwart des Substrats induziert.

Das trp-Operon: Ein unterdrückbares Operon

E coli kann Tryptophan mithilfe von Enzymen synthetisieren, die von fünf nebeneinander liegenden Strukturgenen kodiert werden trp Operon (Abbildung 13.2). Wenn das Umgebungstryptophan niedrig ist, wird das Operon eingeschaltet. Dies bedeutet, dass die Transkription initiiert, die Gene exprimiert und Tryptophan synthetisiert wird. Wenn jedoch Tryptophan in der Umwelt vorhanden ist, trp Operon ist ausgeschaltet. Es findet keine Transkription statt und Tryptophan wird nicht synthetisiert.

Wenn Tryptophan in der Zelle nicht vorhanden ist, bindet der Repressor selbst nicht an den Operator, daher ist das Operon aktiv und Tryptophan wird synthetisiert. Wenn sich jedoch Tryptophan in der Zelle anreichert, binden zwei Tryptophanmoleküle an die trp Repressormolekül, das seine Form ändert und es ihm ermöglicht, an die trp Operator. Diese Bindung der aktiven Form des trp Repressor an den Operator blockiert die RNA-Polymerase daran, die Strukturgene zu transkribieren, wodurch die Expression des Operons gestoppt wird. Somit reguliert das eigentliche Produkt des vom Operon kontrollierten Biosynthesewegs die Expression des Operons.

Abbildung 13.2 Das Trp-Operon. Die fünf Strukturgene, die zur Synthese von Tryptophan in benötigt werden E coli befinden sich nebeneinander im trp Operon. Wenn Tryptophan fehlt, bindet das Repressorprotein nicht an den Operator und die Gene werden transkribiert. Wenn Tryptophan reichlich vorhanden ist, bindet Tryptophan das Repressorprotein an der Operatorsequenz. Dadurch wird die RNA-Polymerase physikalisch daran gehindert, die Tryptophan-Biosynthesegene zu transkribieren.

Das Lac-Operon: Ein induzierbares Operon

Die lac Operon ist ein Beispiel für ein induzierbares Operon die auch in Abwesenheit von Glucose aktiviert wird. Die lac Operon kodiert für drei Strukturgene, lacZ, lacY, und lacA, notwendig, um das Disaccharid Lactose aus der Umwelt zu gewinnen und zu verarbeiten (Abb. 13.3A).

Abbildung 13.3 Biologische Aktivität des lac-Operons. (EIN) Schematische Darstellung der lac Operon in E coli. Das lac-Operon hat drei Strukturgene, lacZ, lacY und lacA, die für β-Galactosidase, Permease bzw. Galactosid-Acetyltransferase kodieren. Der Promoter (P) und Betreiber (Ö) Sequenzen, die die Expression des Operons kontrollieren, sind gezeigt. Stromaufwärts der lac Operon ist das lac Repressorgen, lacI, kontrolliert durch die lacI Promoter (P). (B) Zeigt die lac-Repressor-Hemmung der lac-Operon-Genexpression in Abwesenheit von Lactose. Die lac Repressor bindet an die Operatorsequenz des Operons und verhindert das an den Promotor gebundene RNA-Polymerase-Enzym (P) von der Einleitung der Transkription. (C) In Gegenwart von Laktose wird ein Teil der Laktose in Allolactose umgewandelt, die die Aktivität der Laktose bindet und hemmt lac Unterdrücker. Die lac Repressor-Allolactose-Komplex kann sich nicht an die Operatorregion des Operons binden, wodurch die RNA-Polymerase freigesetzt wird und die Transkription initiiert wird. Ausdruck der lac Operon-Gene ermöglichen den Abbau und die Verwertung von Laktose als Nahrungsquelle im Organismus.

Die lacZ Gen kodiert für das Enzym β-Galactosidase (β-gal), das für die Hydrolyse von Lactose in die Einfachzucker Glucose und Galactose verantwortlich ist (Abb. 13.4A). Das β-gal-Enzym kann auch den Abbau des alternativen Substrats 5-Brom-4-chlor-3-indolyl-β-D-galactopyranosid (Xgal) vermitteln (Abb. 13.4B). Das Abbauprodukt 5-Brom-4-chlor-3-hydroxyindol – 1, dimerisiert spontan zu dem intensiv blaublauen Produkt 5,5′-dibrom-4,4′-dichlor-indigo – 2. Somit war Xgal ein wertvolles Forschungswerkzeug, nicht nur bei der Untersuchung der enzymatischen Aktivität von β-Gal, sondern auch bei der Entwicklung des häufig verwendeten blau-weißen DNA-Klonierungssystems, das das β-Gal-Enzym als Marker in verwendet molekulare Klonierungsexperimente.

Das lac-Operon enthält neben . zwei weitere Gene lacZ (Abb. 13.3A). Die Spitzen Gen kodiert eine Permease, die die Aufnahme von Laktose in die Zelle erhöht und lacA kodiert für ein Enzym der Galactosid-Acetyltransferase (GAT). Die genaue Funktion von GAT während des Laktosestoffwechsels ist nicht abschließend geklärt, aber es wird angenommen, dass die Acetylierung eine Rolle beim Transport der modifizierten Zucker spielt.

Abbildung 13.4 Reaktionen, die durch die Expression des Lac-Operons kontrolliert werden. (EIN) Die Expression des Enzyms β-Galactosidase ermöglicht den Abbau von Lactose in die Einfachzucker Glucose und Galactose für E coli als Nahrungsquelle zu nutzen. (B) Das Enzym β-Galactosidase vermittelt auch den Abbau des nicht-nativen Substrats 5-Brom-4-chlor-3-indolyl-β-D-galactopyranosid (Xgal). Abbauprodukt (1) 5-Brom-4-chlor-3-hydroxyindol dimerisiert schnell in das intensiv blaue Produkt (2) 5,5′-Dibrom-4,4′-dichlor-indigo macht es zu einem nützlichen Werkzeug für molekulare Biologie. (C) β-D-1-Thiogalactopyranosid (IPTG) kann als nicht-nativer Induktor des lac-Operons dienen. Es ahmt die Struktur von Laktose nach und bindet an den Lac Repressor.

Für die lac Operon exprimiert werden, muss Laktose vorhanden sein. Dies ist für die Zelle sinnvoll, denn es wäre energetisch verschwenderisch, die Enzyme zur Verarbeitung von Laktose herzustellen, wenn Laktose nicht zur Verfügung stünde.

In Abwesenheit von Laktose ist die lacI Gen wird konstitutiv exprimiert und exprimiert die lac Repressorprotein (Abb. 13.3 B). Der lac-Repressor bindet an eine Operatorregion des lac Operon und verhindert physikalisch, dass die RNA-Polymerase die Strukturgene transkribiert (Abb. 13.3 B). Wenn jedoch Laktose vorhanden ist, wird die Laktose in der Zelle in Allolactose umgewandelt. Allolactose dient als Induktor Molekül, Bindung an die Unterdrücker und verändert seine Form, so dass es nicht mehr an die Operator-DNA binden kann (Abb. 13.3 C). Entfernung des Repressors in Gegenwart von Laktose ermöglicht RNA-Polymerase um sich durch die Operatorregion zu bewegen und mit der Transkription des zu beginnen lac strukturelle Gene. Neben Laktose haben Laborexperimente gezeigt, dass die nicht-natürliche Verbindung Isopropyl β-D-1-Thiogalactopyranosid (IPTG) kann auch mit dem lac Repressor und verursachen den Ausdruck von lac Operon (Abbildung 13.4 C). Ähnlich wie Xgal wurde diese Verbindung auch als Forschungswerkzeug für das molekulare Klonen verwendet.

Das Lac-Operon: Aktivierung durch das Katabolit-Aktivator-Protein

Bakterien haben typischerweise die Fähigkeit, eine Vielzahl von Substraten als Kohlenstoffquellen zu verwenden. Da Glukose jedoch normalerweise anderen Substraten vorzuziehen ist, verfügen Bakterien über Mechanismen, die sicherstellen, dass alternative Substrate nur verwendet werden, wenn die Glukose aufgebraucht ist. Darüber hinaus verfügen Bakterien über Mechanismen, um sicherzustellen, dass die Gene, die Enzyme zur Verwendung alternativer Substrate kodieren, nur dann exprimiert werden, wenn das alternative Substrat verfügbar ist. In den 1940er Jahren demonstrierte Jacques Monod als erster die Bevorzugung bestimmter Substrate gegenüber anderen durch seine Studien über E colis Wachstum bei gleichzeitiger Kultivierung in Gegenwart von zwei verschiedenen Substraten. Solche Studien erzeugten diauxische Wachstumskurven, wie die in Abbildung 13.5 gezeigte. Obwohl das bevorzugte Substrat Glucose zuerst verwendet wird, E coli wächst schnell und die Enzyme für den Laktosestoffwechsel fehlen. Sobald der Glukosespiegel jedoch erschöpft ist, verlangsamen sich die Wachstumsraten und induzieren die Expression der Enzyme, die für den Stoffwechsel des zweiten Substrats, der Laktose, benötigt werden. Beachten Sie, dass die Wachstumsrate bei Laktose langsamer ist, was durch die geringere Steilheit der Wachstumskurve angezeigt wird.

Abbildung 13.5. Verwendung von Glukose in E coli.Wenn es in Gegenwart von zwei Substraten gezüchtet wird, E coli verwendet das bevorzugte Substrat (in diesem Fall Glucose), bis es aufgebraucht ist. Dann werden Enzyme exprimiert, die für den Metabolismus des zweiten Substrats benötigt werden, und das Wachstum setzt sich fort, wenn auch langsamer.

Die Fähigkeit, von der Verwendung von Glukose zu einem anderen Substrat wie Laktose zu wechseln, ist eine Folge der Aktivität eines Enzyms namens Enzym IIA (EIIA). Wenn der Glukosespiegel sinkt, produzieren die Zellen weniger ATP aus dem Katabolismus und EIIA wird phosphoryliert. Phosphoryliertes EIIA aktiviert die Adenylylcyclase, ein Enzym, das einen Teil des verbleibenden ATP in . umwandelt zyklischer AMP (cAMP), ein zyklisches Derivat von AMP und ein wichtiges Signalmolekül, das am Glukose- und Energiestoffwechsel beteiligt ist E coli (Abb. 13.6). Als Ergebnis beginnen die cAMP-Spiegel in der Zelle anzusteigen. Dies ist ein Indikator für die Zelle, dass das Gesamtenergieniveau niedrig ist und dass ATP aufgebraucht ist.

Abbildung 13.6. Umwandlung von ATP in cAMP. Wenn die ATP-Spiegel aufgrund von Glucosemangel sinken, wird ein Teil des verbleibenden ATP durch Adenylylcyclase in cAMP umgewandelt. Somit signalisieren erhöhte cAMP-Spiegel einen Glukosemangel.

Die lac Operon spielt auch bei dieser Umstellung von der Verwendung von Glukose auf die Verwendung von Laktose eine Rolle. Wenn Glukose knapp ist, bindet das durch erhöhte Adenylylcyclase-Aktivität akkumulierende cAMP an Katabolit-Aktivatorprotein (CAP), auch bekannt als cAMP-Rezeptorprotein (CRP). Der Komplex bindet an die Promotorregion des lac Operon (Abbildung 13.7). In den regulatorischen Regionen dieser Operons befindet sich eine CAP-Bindungsstelle stromaufwärts der RNA-Polymerase-Bindungsstelle im Promotor. Die Bindung des CAP-cAMP-Komplexes an diese Stelle erhöht die Bindungsfähigkeit der RNA-Polymerase an die Promotorregion, um die Transkription der Strukturgene zu initiieren. So ist im Fall der lac Operon, für die Transkription muss Laktose vorhanden sein (Entfernung des lac-Repressorproteins) und der Glukosespiegel muss aufgebraucht sein (ermöglicht die Bindung eines aktivierenden Proteins). Bei hohen Glukosespiegeln kommt es zur Katabolitrepression von Operons, die Enzyme für den Metabolismus alternativer Substrate kodieren. Aufgrund der niedrigen cAMP-Spiegel unter diesen Bedingungen ist eine unzureichende Menge des CAP-cAMP-Komplexes vorhanden, um die Transkription dieser Operons zu aktivieren.

Abbildung 13.7 Wirkung von CAP auf die Lac Operon. (a) In Gegenwart von cAMP bindet CAP an die Promotoren von Operons, wie die lac Operon, das Gene für Enzyme zur Verwendung alternativer Substrate kodiert. (b) Für die lac Operon exprimiert werden soll, muss eine Aktivierung durch cAMP-CAP sowie eine Entfernung des lac-Repressors vom Operator erfolgen.

Globale Reaktionen von Prokaryoten

In Prokaryonten gibt es auch mehrere höhere Ebenen der Genregulation, die die Fähigkeit haben, die Transkription vieler verwandter Operons gleichzeitig als Reaktion auf ein Umweltsignal zu kontrollieren. Eine Gruppe von Operons, die alle gleichzeitig gesteuert werden, heißt a regulon.

Alarmone

Wenn sie drohenden Stress wahrnehmen, verändern Prokaryonten die Expression einer Vielzahl von Operons koordiniert zu reagieren.Sie tun dies durch die Herstellung von Alarmone, bei denen es sich um kleine intrazelluläre Nukleotidderivate wie Guanosinpentaphosphat (pppGpp) handelt (Abb. 13.8).

Abbildung 13.8 Struktur von Guanosinpentaphosphat (pppGpp)

Alarmone verändern, welche Gene exprimiert werden und stimulieren die Expression bestimmter Stressreaktionsgene. Zum Beispiel ist der pppGpp-Signalweg an der stringenten Reaktion von Bakterien beteiligt und bewirkt die Hemmung der RNA-Synthese, wenn ein Mangel an vorhandenen Aminosäuren vorliegt. Dadurch nimmt die Translation ab und die vorhandenen Aminosäuren werden daher konserviert. Darüber hinaus bewirkt pppGpp die Hochregulierung vieler anderer Gene, die an der Stressreaktion beteiligt sind, wie beispielsweise der Gene für die Aminosäureaufnahme (aus dem umgebenden Medium) und die Biosynthese.

Der Einsatz von Alarmonen zur Veränderung der Genexpression als Reaktion auf Stress scheint auch bei pathogenen Bakterien wichtig zu sein. Beim Antreffen von Abwehrmechanismen des Wirts und anderen harten Bedingungen während der Infektion werden viele Operons, die Virulenzgene kodieren, als Reaktion auf Alarmon-Signale hochreguliert. Die Kenntnis dieser Reaktionen ist der Schlüssel, um den Infektionsprozess vieler Krankheitserreger vollständig zu verstehen und Therapien zu entwickeln, um diesem Prozess entgegenzuwirken.

Quorum-Sensing

Quorum Sensing (QS) ist ein interzellulärer Kommunikationsmechanismus von Bakterien, der verwendet wird, um die Aktivitäten einzelner Zellen auf Populationsebene als Reaktion auf die Umgebung durch Produktion und Wahrnehmung diffundierbarer Signalmoleküle wie Acyl-Homoserin-Lactone oder kleine singaling Peptide zu koordinieren (Abb. 13.9). Die Signalsynthase, der Signalrezeptor und die Signalmoleküle sind drei wesentliche Elemente der grundlegenden QS-Schaltungsmaschinerie (Abb. 13.9). Zu den QS-Zielgenen zählen auch Gene, die signalerzeugende Proteine ​​kodieren. Dies bildet eine Autoinduktions-Rückkopplungsschleife, um die Erzeugung von Signalmolekülen zu modulieren. Mehrere bakterielle Verhaltensweisen, einschließlich der Expression von Virulenzfaktoren, der Produktion von Sekundärmetaboliten, der Bildung von Biofilmen, der Motilität und der Lumineszenz, werden durch QS reguliert. Durch komplexe regulatorische Netzwerke sind Bakterien in der Lage, entsprechend ihrer eigenen Populationsgröße entsprechende Gene zu exprimieren und sich koordiniert zu verhalten.

Abbildung 13.9 Beispiele für Quorum-Sensing-Pfade. (Linkes Feld) Typischer gramnegativer Quorum-Sensing-Mechanismus. Von LuxI synthetisierte Acylhomoserinlactonmoleküle passieren passiv die bakterielle Zellmembran und aktivieren bei Erreichen einer ausreichenden Konzentration (Schwellenwert) den intrazellulären LuxR, der anschließend die Zielgenexpression koordiniert aktiviert. Beachten Sie, dass der Einfachheit halber eine einzelne Zelle gezeigt wird. Acylhomoserinlactone diffundieren jedoch gewöhnlich und zielen auf benachbarte Zellen innerhalb der Kolonie ab, um eine Gemeinschafts- oder Populationsantwort innerhalb der Bakterienkolonie zu vermitteln. (rechtes Feld) Quorum-sensitive Peptide werden von den bakteriellen Ribosomen als pro-peptidische Proteine ​​synthetisiert und unterliegen während der Ausscheidung durch aktiven Transport posttranslationalen Modifikationen. Die Quorum-Sensing-Peptide binden membranassoziierte Rezeptoren, die autophosphoryliert werden und über Phosphortransfer intrazelluläre Reaktionsregulatoren aktivieren. Diese phosphorylierten Reaktionsregulatoren induzieren eine erhöhte Zielgenexpression.

Einige mikrobielle Spezies, wie z Staphylococcus aureus, können ihre Gemeinschaft innerhalb einer selbst produzierten Matrix aus hydratisierten extrazellulären polymeren Substanzen einschließen, die Polysaccharide, Proteine, Nukleinsäuren und Lipidmoleküle umfassen. Diese Hüllen sind bekannt als Biofilme. Die Bildung des Biofilm auf festen Oberflächen ist ein schrittweiser Prozess, der mehrere Stufen umfasst (Abb. 13.10). Es beginnt mit der Konditionierung der Oberfläche durch die Beschichtung mit Makromolekülen aus der wässrigen Umgebung, die eine initiale reversible Anhaftung von Mikroorganismen ermöglicht. Der nächste Schritt ist die Bildung stärkerer, irreversibler Anhaftungen an die Oberfläche, gefolgt von der Proliferation und Aggregation von Mikroorganismen zu mehrzelligen und mehrschichtigen Clustern, die aktiv extrazelluläre Matrix produzieren. Einige Zellen in den reifen Biofilmen lösen sich kontinuierlich und trennen sich von den Aggregaten, was eine kontinuierliche Quelle für planktonische Bakterien darstellt, die sich anschließend ausbreiten und neue Mikrokolonien bilden können.

Abbildung 13.10 Schematische Darstellung der Biofilmbildung.

Biofilme sind eine häufige Ursache für chronische, nosokomiale und medizingerätebedingte Infektionen, da sie sich sowohl auf vitalem oder nekrotischem Gewebe als auch auf den inerten Oberflächen verschiedener implantierter Materialien entwickeln können. Darüber hinaus sind Biofilme mit einer hohen Resistenz gegen Antibiotika, häufigen Therapieversagen, erhöhter Morbidität und Mortalität verbunden. Infolgedessen sind Biofilminfektionen und Begleiterkrankungen zu einem großen Gesundheitsproblem und zu einer ernsthaften Herausforderung sowohl für die moderne Medizin als auch für die Pharmazie geworden. Die grobe Schätzung zeigt, dass mehr als 60 % der krankenhausassoziierten Infektionen auf die Biofilme auf implantierten Medizinprodukten zurückzuführen sind, die in den USA jährlich mehr als eine Million Fälle von infizierten Patienten und mehr als 1 Milliarde US-Dollar Krankenhauskosten pro Jahr verursachen .

Biofilminfektionen haben einige gemeinsame Merkmale: langsame Entwicklung in einem oder mehreren Hot-Spots, verzögerte klinische Manifestation, Persistenz über Monate oder Jahre, in der Regel mit abwechselnden Phasen akuter Exazerbationen und Fehlen klinischer Symptome. Obwohl sie weniger aggressiv sind als akute Infektionen, ist ihre Behandlung in größerem Maße anspruchsvoll. Der Hauptgrund dafür ist die bis zu 1000-fache Abnahme der Empfindlichkeit von Biofilmen gegenüber antimikrobiellen Wirkstoffen und Desinfektionsmitteln sowie der Resistenz gegen die Immunantwort des Wirts. Daher wird stark nach Wegen gesucht, die Biofilmbildung zu reduzieren oder zu hemmen. Die Mehrheit der vorgeschlagenen Biofilm-Kontrollmethoden konzentriert sich auf: (i) Prävention und Minimierung der Biofilmbildung durch Auswahl und Oberflächenmodifikation von antiadhäsiven Materialien (ii) Debridement-Techniken einschließlich Ultraschall und chirurgische Verfahren (iii) Störung der Biofilm-QS-Signalgebung oder (iv) Erzielen einer geeigneten Wirkstoffpenetration und -abgabe an gebildete Biofilme durch die Verwendung von elektromagnetischen Feldern, Ultraschallwellen, photodynamischer Aktivierung oder spezifischen Wirkstoffabgabesystemen.

Alternative σ Faktoren

Da die σ-Untereinheit der bakteriellen RNA-Polymerase Spezifität hinsichtlich der zu transkribierenden Promotoren verleiht, ändert sich die σ Faktor verwendet wird, ist eine weitere Möglichkeit für Bakterien, schnell und global zu ändern, welche Regulone zu einem bestimmten Zeitpunkt transkribiert werden. Der σ-Faktor erkennt Sequenzen innerhalb eines bakteriellen Promoter, so werden unterschiedliche -Faktoren jeweils leicht unterschiedliche Promotorsequenzen erkennen. Auf diese Weise kann die Zelle, wenn sie spezifische Umweltbedingungen wahrnimmt, reagieren, indem sie den von ihr exprimierten -Faktor ändert, den alten abbaut und einen neuen erzeugt, um die Operons zu transkribieren, die Gene codieren, deren Produkte unter den neuen Umweltbedingungen nützlich sind. Zum Beispiel in sporulierenden Bakterien der Gattungen Bazillus und Clostridium (zu denen viele Krankheitserreger gehören) steuert eine Gruppe von σ-Faktoren die Expression der vielen Gene, die für die Sporulation als Reaktion auf sporulationsstimulierende Signale benötigt werden.

Prokaryotische Dämpfung und Riboswitches

Obwohl die meiste Genexpression auf der Ebene der Transkriptionsinitiation in Prokaryoten reguliert wird, gibt es auch Mechanismen, um gleichzeitig sowohl den Abschluss der Transkription als auch die Translation zu kontrollieren. Seit ihrer Entdeckung wurde gezeigt, dass diese Mechanismen den Abschluss der Transkription und Translation vieler prokaryotischer Operons kontrollieren. Da diese Mechanismen die Regulation von Transkription und Translation direkt verknüpfen, sind sie spezifisch für Prokaryonten, da diese Prozesse in Eukaryonten physikalisch getrennt sind.

Ein solches Regulierungssystem ist Dämpfung, wobei sekundär Stem-Loop-Strukturen die innerhalb des 5'-Endes einer zu transkribierenden mRNA gebildet werden, bestimmen, ob eine Transkription zur Vervollständigung der Synthese dieser mRNA stattfindet und ob diese mRNA für die Translation verwendet wird. Über den bereits diskutierten transkriptionellen Repressionsmechanismus hinaus steuert die Attenuierung auch die Expression des trp Operon in E coli (Abb. 13.11). Die trp Die regulatorische Region des Operons enthält eine Leader-Sequenz namens trpL zwischen dem Operator und dem ersten Strukturgen, das vier RNA-Abschnitte aufweist, die in unterschiedlichen Kombinationen miteinander Basenpaare bilden können. Wenn sich eine Terminator-Stammschleife bildet, endet die Transkription und setzt RNA-Polymerase aus der mRNA frei. Wenn sich jedoch eine Antiterminator-Stammschleife bildet, verhindert dies die Bildung der Terminator-Stammschleife, sodass die RNA-Polymerase die Strukturgene transkribieren kann.

Abbildung 13.11. Dämpfung der Transkription und Übersetzung. Wenn Tryptophan reichlich vorhanden ist, wird die Translation des kurzen Leader-Peptids, das von trpL fortschreitet, bildet sich die Terminatorschleife zwischen den Regionen 3 und 4 und die Transkription endet. Wenn der Tryptophanspiegel erschöpft ist, stoppt die Translation des kurzen Leader-Peptids in Region 1, wodurch die Regionen 2 und 3 eine Anti-Terminator-Schleife bilden können und die RNA-Polymerase die Strukturgene des transkribieren kann trp Operon.

Ein verwandter Mechanismus der gleichzeitigen Regulation von Transkription und Translation in Prokaryonten ist die Verwendung von a riboswitch, eine kleine Region nichtkodierender RNA, die innerhalb des 5’-Endes einiger prokaryontischer mRNA-Moleküle gefunden wird (Abbildung 13.12). Ein Riboswitch kann an ein kleines intrazelluläres Molekül binden, um bestimmte Sekundärstrukturen des mRNA-Moleküls zu stabilisieren. Die Bindung des kleinen Moleküls bestimmt, welche Stem-Loop-Struktur sich bildet und beeinflusst so den Abschluss der mRNA-Synthese und Proteinsynthese.

Abbildung 13.12. Riboswitch Form und Funktion. Riboschalter, die in prokaryotischen mRNA-Molekülen gefunden werden, können an kleine intrazelluläre Moleküle binden, wodurch bestimmte RNA-Strukturen stabilisiert werden, was entweder den Abschluss der Synthese des mRNA-Moleküls selbst (links) oder des mit dieser mRNA hergestellten Proteins (rechts) beeinflusst.

13.2 Eukaryotische Genregulation

Wie in Kapitel 10 zu sehen ist, erfordert die Initiation der Transkription den Zusammenbau einer Vielzahl von Transkriptionsfaktoren (TF), die in der Promotorregion lokalisiert sind. Die Transkription kann auch weitreichende Interaktionen von Enhancern nutzen, die an einer entfernten DNA-Stelle binden und zurückschleifen, um die RNA-Polymerase am Promotor zu stabilisieren. Die Kontrolle der Transkriptionsinitiation hängt von der TF-Faktor-Aktivierung, der TF-Bindung mit spezifischen DNA-Erkennungssequenzen und dem Chromatin-Remodeling ab.

Aktivierung des Transkriptionsfaktors (TF)

Viele TF werden in Zellen exprimiert und in einer inaktiven Konformation gehalten, bis der richtige Umgebungsreiz in der Zelle vorhanden ist. Zelluläre Signalwege können posttranslationale Proteinmodifikationen verursachen, die zu einer TF-Aktivierung führen, oder kleine Moleküle können physikalisch binden und die Proteinstruktur allosterisch modifizieren, um die Aktivierung zu vermitteln. Hier werden wir Beispiele aus der Zellzyklus-Signalkaskade und Steroidhormonrezeptorwegen verwenden, um einige Mechanismen der TF-Aktivierung aufzuzeigen. Ein Schlüsselelement aus diesem Abschnitt ist, dass die Aktivierung des Transkriptionsfaktors oft stark pleiotrop ist und viele zelluläre Auswirkungen hat. Je nach Zelltyp und Umweltbedingungen können unterschiedliche Kombinationen von nachgeschalteten Zielgenen aktiviert oder inaktiviert werden. Diese Feinheiten und die physiologischen Wirkungen, die sie in einem Organismus haben, auseinander zu setzen, ist ein wichtiges Ziel der laufenden Forschung.

Zellzyklusregulation durch p53

p53 ist eines der am besten untersuchten Proteine ​​in der Wissenschaft. Bis heute erscheinen in PubMed über 68.000 Artikel, die p53 oder TP53 im Titel und/oder Abstract enthalten. Ursprünglich als Onkogen beschrieben (da erstmals eine mutierte, funktionell veränderte Form des Proteins charakterisiert wurde), gilt p53 heute als der am häufigsten inaktivierte Tumorsuppressor bei menschlichen Krebserkrankungen. Es ist ein Transkriptionsfaktor, der die Expression von Genen und miRNAs steuert und viele wichtige zelluläre Prozesse beeinflusst, darunter Proliferation, DNA-Reparatur, programmierter Zelltod (Apoptose), Autophagie, Metabolismus und Zellmigration (Abb. 13.13). Viele dieser Prozesse sind entscheidend für eine Vielzahl von menschlichen Pathologien und Zuständen, die über Krebs hinausgehen, einschließlich Ischämie, neurodegenerative Erkrankungen, Stammzellerneuerung, Alterung und Fruchtbarkeit. Bemerkenswerterweise hat p53 auch nicht-transkriptionelle Funktionen, die von intrinsischer Nukleaseaktivität bis hin zur Aktivierung von mitochondrialem Bak (Bcl-2-homologer Antagonistenkiller) und Caspase-unabhängiger Apoptose reichen.

Als Transkriptionsfaktor reagiert p53 auf verschiedene genotoxische Angriffe und zellulären Stress (z. B. DNA-Schäden oder Onkogen-Aktivierung), indem es die Expression von über hundert verschiedenen Genen induziert oder unterdrückt. Die transkriptionelle Regulation von p53 spielt eine dominante Rolle bei der Verursachung des Arrests beschädigter Zellen, der Erleichterung ihrer Reparatur und ihres Überlebens oder der Induktion des Zelltods, wenn die DNA irreparabel geschädigt ist. p53 kann auch dazu führen, dass das Wachstum von Zellen dauerhaft gestoppt wird, und es gibt zwingende in vivo Beweise dafür, dass diese „seneszenten“ Zellen Faktoren absondern, die ihre Beseitigung durch das Immunsystem verstärken, was zu einer Tumorregression führt. Durch diese Mechanismen trägt p53 zur Aufrechterhaltung der genomischen Stabilität innerhalb eines Organismus bei, was seinen langjährigen Spitznamen „Wächter des Genoms“ rechtfertigt. Andere p53-Gen-Targets sind an der Hemmung der Angiogenese, der Migration, der Metastasierung und anderer wichtiger Prozesse (wie der metabolischen Reprogrammierung) von Tumorzellen beteiligt, die normalerweise die Tumorbildung und -progression fördern

Abbildung 13.13. Zellulärer Stress führt zu einer p53-Transkriptionsaktivierung von stromabwärts gelegenen Zielen. Normalerweise werden die p53-Spiegel durch seinen Hauptantagonisten Mdm2 niedrig gehalten, eine E3-Ubiquitin-Ligase, die selbst ein Transkriptionsziel von p53 ist. Stresssignale, wie DNA-Schäden, Onkogenaktivierung und Hypoxie, fördern die Stabilität und Aktivität von p53, indem sie posttranslationale Modifikationen (PTMs) und Tetramerisierung von p53 induzieren. p53 fungiert als Transkriptionsfaktor, der an spezifische p53-Response-Elemente stromaufwärts seiner Zielgene bindet. p53 beeinflusst viele wichtige zelluläre Prozesse, die mit der Tumorsuppression verbunden sind, einschließlich der Induktion (grün) von Seneszenz, Apoptose und DNA-Reparatur sowie der Hemmung (rot) des Metabolismus, der Angiogenese und der Zellmigration. Diese Funktionen werden größtenteils durch die transkriptionelle Regulation seiner Ziele vermittelt (Beispiele angegeben).

Die Funktion des p53-Proteins wird posttranslational durch koordinierte Interaktion mit Signalproteinen wie Proteinkinasen, Acetyltransferasen, Methyltransfersen und Ubiquitin-ähnlichen modifizierenden Enzymen reguliert (Abbildung 13.14). Die Mehrzahl der Stellen kovalenter Modifikation treten an intrinsisch unstrukturierten linearen Peptid-Andockmotiven auf, die die DNA-bindende Domäne von p53 flankieren, die eine Rolle bei der Verankerung oder allosterischen Aktivierung der Enzyme spielen, die die kovalente Modifikation von p53 vermitteln. In unbeschädigten Zellen hat das p53-Protein eine relativ kurze Halbwertszeit und wird durch einen Ubiquitin-Proteasom-abhängigen Weg durch die Wirkung von E3-Ubiquitin-Ligasen, wie MDM2, abgebaut (Abb. 13.13). Nach Stress wird p53 an mehreren Resten phosphoryliert, wodurch seine biochemischen Funktionen modifiziert werden, die für eine erhöhte Aktivität als Transkriptionsfaktor erforderlich sind. Posttranslationale Modifikationen tragen dazu bei, die Tetramerbildung des Proteins zu stabilisieren und die Translokation des Proteins aus dem Zytoplasma in den Zellkern zu verbessern. Die tetramere Form von p53 ist dann funktionell, um sequenzspezifisch an DNA zu binden und die Transkription abhängig von der Zielsequenz entweder zu aktivieren oder zu unterdrücken. Einige posttranslationale Modifikationen, wie z. B. die Acetylierung, sind DNA-abhängig und können eine Rolle beim Chromatin-Remodeling und der Aktivierung der p53-Zielgen-Expression spielen.

Abbildung 13.14 Stellen der posttranslationalen Modifikation auf p53. Schematische Darstellung der 393 Aminosäuren-Domänenstruktur von humanem p53, die die Stellen der posttranslationalen Modifikation zeigt, einschließlich Phosphorylierung, Acetylierung, Ubiquitinierung, Methylierung, Neddylierung und Sumoylierung. Abkürzungen: N-terminale Transaktivierungsdomäne (TAD) Prolinreiche Domäne (PRD) Tetramerisierungsdomäne (TET) C-terminale regulatorische Domäne (REG) Arginin (R) Lysin (K) Serin (S) Threonin (T).

Es sollte beachtet werden, dass einzelne Punktmutationen, die die Fähigkeit des Proteins, an einer Position zu phosphorylieren, modifizieren, typischerweise keine Abnahme der Stabilisierung oder Aktivierung des Proteins nach einem Schadens- oder Stressereignis zeigen. Somit ermöglichen mehrere Modifikationen wahrscheinlich eine Redundanz innerhalb dieses Weges und stellen die Aktivierung des Proteins nach einem Stressereignis sicher. Darüber hinaus kann die Umgebung innerhalb der Zelle zu unterschiedlichen p53-Phänotypen führen, wie z (dh wenn der Schaden zu groß ist, um repariert zu werden).

Steroidhormonrezeptoren

Steroidhormonrezeptoren (SHRs) gehören zur Superfamilie von Kernrezeptoren (NRs),die eine der wesentlichen Klassen von Transkriptionsfaktoren sind. NRs spielen eine entscheidende Rolle in allen Aspekten der menschlichen Entwicklung, des Stoffwechsels und der Physiologie. Da sie im Allgemeinen als Ligand-aktivierte Transkriptionsfaktoren wirken, sind sie ein wesentlicher Bestandteil der Zellsignalisierung. NRs bilden eine alte und konservierte Familie, die früh in der Metazoen-Linie entstanden ist. Die molekulare Evolution von NR ist durch bedeutende Ereignisse der Genduplikation und Genverluste gekennzeichnet. Die phylogenetische Analyse ergab eine deutliche Trennung der NR-Ligandenbindungsdomänen (LBDs) in 4 monophyletische Zweige, den Steroidhormonrezeptor-ähnlichen Cluster, den Thyroidhormon-ähnlichen Rezeptorcluster, den Retinoid-X-ähnlichen und steroidogenen Faktor-ähnlichen Rezeptorcluster und den Nerv Wachstumsfaktor-ähnlicher/HNF4-Rezeptor-Cluster (Abb. 13.15).

Abbildung 13.15 Phylogenetischer Baum der Ligandenbindungsdomäne der Kernrezeptoren. Vier verschiedene monophyletische Zweige sind sichtbar. Diese monophyletischen Zweige sind in Unterkategorien unterteilt. Die phylogenetischen Bäume trennen souverän das steroidhormonähnliche (grün gefärbte Ast), das Retinoid X-ähnliche und steroidogene Faktor-ähnliche Rezeptorcluster (Zweig orange gefärbt), das schilddrüsenhormonähnliche Rezeptorcluster (ast blau gefärbt) und das Nervenwachstum faktorähnlicher/Hepatozyten-nuklearer Faktor-4-Rezeptor-Cluster (Zweig gelb gefärbt).

Hier konzentrieren wir uns auf den Zweig der Steroidhormon-ähnlichen Rezeptoren (SHRs). SHRs spielen eine Schlüsselrolle bei vielen wichtigen physiologischen Prozessen wie der Organentwicklung, der Metabolitenhomöostase und der Reaktion auf äußere Reize. Der Östrogenrezeptor kommt in zwei Hauptformen vor, ERα und ERβ. Andere Mitglieder dieser Untergruppe sind der Cortisol-bindende Glucocorticoid-Rezeptor (GR), der Aldosteron-bindende Mineralocorticoid-Rezeptor (MR), der Progesteron-Rezeptor (PR) und der Dihydrotestosteron (DHT)-bindende Androgen-Rezeptor (AR) (Abb. 13.16).

Abbildung 13.16 Übersicht über die Steroidhormonrezeptorfamilie (SHR). EIN. Stammbaum der Familie der Steroidhormonrezeptoren (SHR), der die evolutionären Zusammenhänge und die Distanz zwischen den verschiedenen Rezeptoren zeigt. Basierend auf Alignments, die bei The NucleaRDB verfügbar sind [Horn et al., 2001]. B. Alle Steroidrezeptoren bestehen aus einer variablen N-terminalen Domäne (A/B), die die AF-1-Transaktivierungsregion enthält, einer hochkonservierten DNA-Bindungsdomäne (DBD), einer flexiblen Gelenkregion (D) und einer C-terminalen Ligandenbindung Domäne (LBD, E), die die AF-2-Transaktivierungsregion enthält. Der Östrogenrezeptor α ist insofern einzigartig, als er eine zusätzliche C-terminale F-Domäne enthält. Zahlen repräsentieren die Länge des Rezeptors in Aminosäuren.

Die Mitglieder der Familie der Steroidhormonrezeptoren teilen eine ähnliche modulare Architektur, die aus einer Reihe unabhängiger funktioneller Domänen besteht (Abb. 13.16B). Am stärksten konserviert ist die zentral gelegene DNA-Bindungsdomäne (DBD), die die charakteristischen Zinkfingermotive enthält. Auf die DBD folgt eine flexible Gelenkregion und eine mäßig konservierte Ligandenbindungsdomäne (LBD), die sich am carboxyterminalen Ende des Rezeptors befindet. Der Östrogenrezeptor α ist insofern einzigartig, als er eine zusätzliche F-Domäne enthält, deren genaue Funktion unklar ist. Die LBD besteht aus zwölf α-Helices (H1-H12), die sich zusammen zu einem kanonischen α-helikalen Sandwich falten. Neben seiner Ligandenbindungsfähigkeit spielt das LBD auch eine wichtige Rolle bei der Kerntranslokation, Chaperonbindung, Rezeptordimerisierung und Koregulatorrekrutierung durch seine potente ligandenabhängige Transaktivierungsdomäne, die als AF-2 bezeichnet wird. Eine zweite, ligandenunabhängige Transaktivierungsdomäne befindet sich im variableren N-terminalen Teil des Rezeptors, die als AF-1 bezeichnet wird. Bis heute existiert keine Kristallstruktur einer SHR voller Länge, obwohl Strukturen der DBD- und LBD-Regionen der meisten SHRs verfügbar sind. Diese haben wesentlich zum Verständnis der molekularen Aspekte der DNA- und Ligandenbindung beigetragen, haben aber in gewissem Maße auch zu einer voreingenommenen Aufmerksamkeit nur diesen Teilen des Rezeptors geführt. Viele Studien zur Wechselwirkung mit Koregulatoren werden beispielsweise immer noch nur mit der LBD durchgeführt, während zahlreiche Studien gezeigt haben, dass die AF-2-Domäne oft nur einen Teil der Geschichte erzählt. Mit Hilfe biophysikalischer Techniken ist es jedoch möglich, den Volllängenrezeptor in seiner natürlichen Umgebung zu untersuchen (Abbildung 13.16).

Die meisten SHRs verbleiben im Zytoplasma der Zelle, bis sie mit dem entsprechenden Steroid gebunden sind (Abb. 13.17). Die Steroidbindung verursacht die Dimerisierung von SHRs und die Lokalisation im Zellkern, wo die SHRs mit der DNA an sequenzspezifischen Motiven, die als Hormone Response Elements (HREs) bekannt sind, interagieren (Abb. 13.17, Schritt 5). Viele SHRs können neben der Aktivierung der Genexpression auch mit membrangebundenen Rezeptoren interagieren und zelluläre Signalwege beeinflussen (Abb. 13.17, Schritt 6).

Abbildung 13.17 Steroidhormonrezeptoren (SHR) wirken als hormonabhängige nukleäre Transkriptionsfaktoren. Beim Eintritt in die Zelle durch passive Diffusion bindet das Hormon (H) den Rezeptor, der anschließend aus Hitzeschockproteinen freigesetzt wird, und verlagert sich in den Zellkern. Dort dimerisiert der Rezeptor, bindet spezifische Sequenzen in der DNA, sogenannte Hormone Responsive Elements oder HREs, und rekrutiert eine Reihe von Co-Regulatoren, die die Gentranskription erleichtern.

Steroidhormone wie die Östrogene gelangen über das Blut in ihre Zielzellen, wo sie an Trägerproteine ​​gebunden werden. Natürlich vorkommende Östrogene umfassen Östradiol, Östron, Östriol und Östretrol und unterscheiden sich hauptsächlich in ihrer Struktur durch das Vorhandensein von Hydroxylgruppen (Abb. 13.18). Östradiol ist das vorherrschende Östrogen während der reproduktiven Jahre sowohl in Bezug auf die absoluten Serumspiegel als auch in Bezug auf die östrogene Aktivität. Während der Menopause ist Östron das vorherrschende zirkulierende Östrogen und während der Schwangerschaft ist Östriol das vorherrschende zirkulierende Östrogen in Bezug auf die Serumspiegel. Eine andere Art von Östrogen namens Estetrol (E4) wird ebenfalls hauptsächlich während der Schwangerschaft produziert (Abb. 13.18). Östrogene wirken in vielen physiologischen Prozessen, einschließlich der Regulierung des Menstruationszyklus und der Fortpflanzung, der Aufrechterhaltung der Knochendichte, der Gehirnfunktion, der Cholesterinmobilisierung, der Reifung der Fortpflanzungsorgane während der Entwicklung und spielen eine Rolle bei der Kontrolle von Entzündungen.

Abbildung 13.18 Natürlich vorkommende Östrogene.

Aufgrund ihrer lipophilen Natur wird angenommen, dass Steroidhormone, wie Östrogen, die Zellmembran durch einfache Diffusion passieren, obwohl einige Hinweise existieren, dass sie auch durch Endocytose von an Trägerprotein gebundenen Hormonen aktiv aufgenommen werden können. Lange Zeit wurde angenommen, dass die Bindung des Liganden zu einem einfachen Ein-/Ausschalten des Rezeptors führt (Abb. 13.17, Schritt 1). Während dies bei typischen Agonisten wie Östrogen und Progesteron wahrscheinlich der Fall ist, ist dies bei Rezeptorantagonisten, die in der medikamentösen Therapie eingesetzt werden, nicht immer richtig. Es gibt zwei Arten dieser Antagonisten, sogenannte partielle Antagonisten (für die Östrogenrezeptoren, die als SERMs für selektive Östrogenrezeptor-Modulatoren bekannt sind) und vollständige Antagonisten. Der partielle Antagonist kann je nach Zelltyp als SHR-Agonist oder -Antagonist wirken. Im Gegensatz dazu hemmen vollständige Antagonisten (für ER bekannt als SERDs for Selective Östrogen Receptor Downregulators) den Rezeptor immer, unabhängig vom Zelltyp, teilweise, indem sie den Rezeptor zum Abbau anvisieren. Die Bindung beider Arten von Antagonisten führt zu erheblichen Konformationsänderungen innerhalb der LBD und zur Freisetzung von Hitzeschockproteinen, die bisher den nicht-ligandierten Rezeptor vor Entfaltung und Aggregation geschützt hatten (Abb. 13.17, Schritt 2).

Transkriptionsfaktor (TF)-Erkennung und Bindung an DNA

TF kontrollieren die Genexpression, indem sie an ihre Ziel-DNA-Stelle binden, um die Transkriptionsmaschinerie auf die Promotorregion des interessierenden Gens zu rekrutieren oder zu blockieren. Ihre Funktion beruht auf der Fähigkeit, ihre Zielsite schnell und selektiv zu finden. In lebenden Zellen sind TFs in nM-Konzentrationen vorhanden und binden die Zielstelle mit vergleichbarer Affinität, aber sie binden auch jede DNA-Sequenz (unspezifische Bindung), was zu Millionen von konkurrierenden Stellen mit niedriger Affinität (d. h. >10 –6 M) führt. Die unspezifische Bindung erleichtert die Suche nach der Zielstelle durch drei Hauptmechanismen (Abb. 13.19). Eines der Hauptszenarien beinhaltet einen „Sliding“-Mechanismus, bei dem sich das Protein von seiner anfänglichen unspezifischen Stelle zu seiner tatsächlichen Zielstelle bewegt, indem es entlang der DNA gleitet (auch als 1-dimensionales (1D) Gleiten bekannt) (Abb. 13.19 ). Wenn der TF beginnt, sich zu bewegen und Gegenionen vom Phosphatrückgrat zu verschieben, bindet die gleiche Anzahl von Gegenionen an die vom Protein freigelassene Stelle. Die Gleitgeschwindigkeit hängt auch vom hydrodynamischen Radius des Proteins ab. Bei größeren Proteinen, die dazu neigen, langsam zu gleiten, ist die erforderliche Rotationsbewegung über das DNA-Rückgrat größer. Das zweite Szenario ist ein „Hopping“-Mechanismus, bei dem ein TF im 3D-Raum von einem Ort zum anderen hüpfen könnte, indem er sich von seinem ursprünglichen Ort trennt und sich anschließend an den neuen Ort bindet. Dies kann innerhalb derselben Kette geschehen, und die Reassoziation findet neben der ehemaligen dissoziierten Stelle statt. Ein dritter Suchmechanismus wird als „intersegmentaler Transfer“ bezeichnet. In diesem Szenario bewegt sich das Protein über eine zwischengeschaltete „Schleife“, die von der DNA gebildet wird, zwischen zwei Stellen und bindet anschließend an zwei verschiedenen DNA-Stellen. Dieser Mechanismus ist auf TFs mit zwei DNA-Bindungsstellen anwendbar. Proteine ​​mit zwei DNA-Bindungsstellen können gelegentlich unspezifisch an zwei weit auseinander liegende Stellen innerhalb des DNA-Strangs binden, die durch die Bildung dieser Schleifen in engen Kontakt gebracht werden. Solche TFs werden über einen engen Kontaktpunkt übertragen, ohne von der DNA zu dissoziieren.

Abbildung 13.19 Protein-DNA-Erkennungsmechanismen. Die drei wichtigsten Protein-DNA-Erkennungsmechanismen werden gezeigt. Wenn sich der Transkriptionsfaktor (rosa Ring) durch Gleiten entlang der DNA von einer Stelle zur anderen bewegt und von einem Basenpaar auf ein anderes übertragen wird, ohne sich von der DNA zu lösen, nennt man diesen Mechanismus Gleiten (oben). Hopping tritt auf, wenn sich der Transkriptionsfaktor auf der DNA bewegt, indem er von einer Stelle dissoziiert und mit einer anderen Stelle reassoziiert (Mitte). Der intersegmentale Transfer beschreibt den Mechanismus, durch den der Transkriptionsfaktor durch DNA-Biegung oder Bildung einer DNA-Schleife übertragen wird, wodurch das Protein vorübergehend an beiden Seiten gebunden wird und anschließend von einer Stelle zur anderen wandert (unten).

Jeder eukaryotische TF kontrolliert Dutzende bis Hunderte von Genen, die über das Genom verstreut sind, und um jedes Gen zu exprimieren, müssen verschiedene TFs gleichzeitig an ihre Stellen binden, um den Transkriptionskomplex zu bilden, ein äußerst seltenes Ereignis in probabilistischer Hinsicht. Als Ergebnis ist die in vivo Standortbelegungsmuster eukaryotischer TFs sind komplexer als von ihren in vitro ortsspezifische Bindungsprofile und korrelieren nicht stark mit den tatsächlichen Niveaus der Genexpression. Ein interessantes Merkmal, das durch die Genomanalyse hervorgehoben wurde, ist eine Anhäufung potenzieller TF-Bindungsstellen in Regionen, die eukaryontische Gene flankieren. Es wird angenommen, dass solche Cluster degenerierter Erkennungsstellen der Schlüssel für die Transkriptionskontrolle sind und werden daher im Allgemeinen als Genregulationsregionen (RR) klassifiziert. Zum Beispiel die Affinität der Drosophila TF, das in die RRs seiner Zielgene eingebunden ist, wird durch lange Strecken degenerierter Konsensus-Wiederholungen, die in solchen Regionen vorhanden sind, stark amplifiziert.

Histon-Modifikation und Chromatin-Remodeling

Die Regulation der Transkription beinhaltet dynamische Neuordnungen der Chromatinstruktur. Denken Sie daran, dass eukaryotische DNA mit Histonoctameren komplexiert ist, die aus Dimeren der Kernhistone H2A, H2B, H3 und H4 bestehen. 147 bp DNA werden 1,65-mal um jedes Oktamer gewickelt und bilden Nukleosomen, die grundlegenden Verpackungseinheiten des Chromatins. Nukleosomen, die durch Linker-DNA variabler Länge als „Kügelchen an einer Schnur“ verbunden sind, erzeugen die 11-nm-Linearstruktur. Der Linker Histon H1 befindet sich an der Spitze des zentralen Histon-Oktamers und ermöglicht eine besser organisierte Verdichtung der DNA in transkriptionell inaktive 30-nm-Fasern.

Um die Rolle des Chromatins bei der Regulation der Transkription zu verstehen, ist es wichtig zu wissen, wo Nukleosomen positioniert sind und wie die Positionierung erreicht wird. Grundsätzlich gibt es vier Gruppen von Aktivitäten, die die Chromatinstruktur während der Transkription verändern: (1) Histonmodifikationen, (2) Entfernung und Neupositionierung von Histonen, (3) Chromatinremodellierung und (4) Histonvariantenaustausch. Histonmodifikatoren führen posttranslationale, kovalente Modifikationen an Histonschwänzen ein und verändern dadurch den Kontakt zwischen DNA und Histonen. Diese Modifikationen regeln den Zugang zu regulatorischen Faktoren. Histone-Begleiter helfen bei der Entfernung und Positionierung von Histone. Eine dritte Klasse von Chromatin-Restrukturierungsfaktoren sind ATP-abhängige Chromatin-Remodeler. Diese Komplexe mit mehreren Untereinheiten nutzen Energie aus der ATP-Hydrolyse für verschiedene Chromatin-Remodeling-Aktivitäten, einschließlich Nukleosomengleiten, Nukleosomenverdrängung und den Einbau und Austausch von Histonvarianten.

Posttranslationale Modifikationen (PTMs) von Histonproteinen sind ein primärer Mechanismus, der die Chromatinarchitektur kontrolliert. Über 20 verschiedene Typen von Histon-PTMs wurden beschrieben, von denen die häufigsten die Acetylierung und Methylierung von Lysinresten sind. Histon-PTMs können durch verschiedene Enzyme, die als Histon-PTM-„Schreiber“ und „Radiergummis“ bekannt sind, auf Chromatin abgelagert und von diesem entfernt werden. Histon-PTMs üben ihre regulatorische Wirkung über zwei Hauptmechanismen aus. Erstens dienen Histon-PTMs als Andockstellen für verschiedene Kernproteine ​​– – Histon-PTM-„Leser“ –, die spezifisch modifizierte Histonreste durch ihre modifikationsbindenden Domänen erkennen. Die Rekrutierung dieser Proteine ​​an spezifischen genomischen Loci fördert Schlüsselprozesse des Chromatins, wie die Transkriptionsregulation und die Reparatur von DNA-Schäden. Zweitens beeinflussen einige Histon-PTMs, wie die Acetylierung, direkt die Chromatinstruktur höherer Ordnung und die Verdichtung, wodurch die Zugänglichkeit des Chromatins für Proteinmaschinen, wie sie an der Transkription beteiligt sind, kontrolliert wird. Chromatin kann austauschbar einen von zwei Hauptzuständen annehmen. Diese Staaten sind Heterochromatin und Euchromatin. Heterochromatin ist eine kompakte Form, die gegen die Bindung verschiedener Proteine, wie zum Beispiel Transkriptionsmaschinen, resistent ist. Im Gegensatz, Euchromatin ist eine relaxierte Form des Chromatins, die offen für Modifikationen und Transkriptionsprozesse ist (Abb. 13.20). Die Histonmethylierung fördert die Bildung von Heterochromatin, während die Histonacetylierung Euchromatin fördert.

Abbildung 13.20 Schematische Darstellung der Histon-Methylierung und -Acetylierung in Bezug auf das Chromatin-Remodeling. Das Anfügen von Methylgruppen an die Schwänze der Histon-Kernproteine ​​führt zu einer Histon-Methylierung, die wiederum zur Annahme eines kondensierten Chromatinzustands namens „Heterochromatin“ führt. Heterochromatin blockiert die Bindung der Transkriptionsmaschinerie an die DNA und führt zu einer Transkriptionsrepression. Die Anlagerung von Acetylgruppen an Lysinreste in den N-terminalen Schwänzen von Histonen führt zu einer Histonacetylierung, die zur Annahme eines entspannten Chromatinzustands namens „Euchromatin“ führt. In diesem Zustand können Transkriptionsfaktoren und andere Proteine ​​an ihre DNA binden Bindungsstellen und fahren mit aktiver Transkription fort.

Der Chromatin-Remodeling kann auch ein ATP-abhängiger Prozess sein und den Histon-Dimer-Auswurf, den vollständigen Nukleosomen-Auswurf, das Nukleosom-Sliding und den Histon-Varianten-Austausch beinhalten (Abb. 13.21). ATP-abhängige Chromatin-Remodeling-Komplexe binden an Nukleosomenkerne und die umgebende DNA und unter Verwendung der Energie aus der ATP-Hydrolyse unterbrechen sie die DNA-Histon-Wechselwirkungen, schieben Nukleosomen oder werfen Nukleosomen aus, verändern Nukleosomstrukturen und modulieren den Zugang von Transkriptionsfaktoren zu die DNA (Abbildung 13.21). Zusätzlich zur Modulation der Genexpression sind einige der Komplexe am Zusammenbau und der Organisation von Nukleosomen beteiligt, nach Transkription an Stellen, an denen Nukleosomen ausgestoßen wurden, Verpacken der DNA, nach Replikation und DNA-Reparatur.

Abbildung 13.21 Übersicht über die Funktionen von ATP-abhängigen Chromatin-Remodeling-Komplexen. (ein) Eine Untergruppe von ISWI- und CHD-Komplexen ist am Zusammenbau, der Reifung und dem Abstand von Nukleosomen beteiligt. (B) SWI/SNF-Komplexe sind hauptsächlich an der Histondimer-Ejektion, Nukleosomen-Ejektion und Nukleosomen-Repositionierung durch Gleiten beteiligt, wodurch der Chromatin-Zugang moduliert wird. (C) INO80-Komplexe sind am Histonaustausch beteiligt. Es sollte beachtet werden, dass die Komplexe an anderen Chromatin-Remodeling-Funktionen beteiligt sein könnten.

Eine weitere Ebene der Chromatinregulierung wird durch einen dynamischen Austausch kanonischer Histone mit spezifischen Histonvarianten erreicht. Histone-Varianten sind nicht-allelische Isoformen kanonischer Histone, die sich in ihrer Primärsequenz und ihren funktionellen Eigenschaften unterscheiden. Beispielsweise wurde festgestellt, dass sich die Histonvariante H3.3 mit zunehmendem Alter in verschiedenen somatischen Geweben der Maus anreichert, was zu einem nahezu vollständigen Ersatz der kanonischen H3.1/2iso-Formen im Alter von 18 Monaten führt. Die Deletion von H3.3 bei Mäusen ist tödlich und bei der Fruchtfliege, Drosophila, verursacht Sterilität. Innerhalb des Nematoden, C. elegansDer Verlust von H3.3 weist einen signifikanten ‘bagging’-Phänotyp auf, bei dem Eier im Tierkörper schlüpfen. Darüber hinaus führte der Verlust von H3.3 bei Organismen mit unzureichender Insulinsignalisierung zu einer Verkürzung der Lebensdauer (obwohl dieser Phänotyp bei Tieren mit einem Wildtyp-Insulinsignalweg nicht beobachtet wird) (Abb. 13.22). H3.3 scheint sich auch beim Menschen mit zunehmendem Alter anzuhäufen, und seine Akkumulation ist in Tumorzellen oft nicht vorhanden. Insgesamt ist der Ersatz von Histonvarianten mit Veränderungen der posttranslationalen Modifikationen (wie Methylierung) verbunden und hat mehrere Auswirkungen auf die gesamte Chromosomenstruktur.

Abbildung 13.22 Die Auswirkungen der Histon-Variante H3.3 auf C. elegans Lebensdauer. Die H3.3-Expression nimmt mit der Zeit zu in C. elegans während ihrer normalen Lebensdauer. Bei Organismen mit beeinträchtigter Inulin/IGF-1-Signalgebung führte ein Keimbahnmangel von H3.3 zu einer signifikanten Verkürzung der Lebensdauer.

13.3 Protein-DNA-Wechselwirkungen

Proteine ​​verwenden eine breite Palette von DNA-bindenden Strukturmotiven, wie Homöodomäne (HD), Helix-Turn-Helix (HTH) und High-Mobility Group Box (HMG), um DNA zu erkennen. HTH ist das häufigste Bindungsmotiv und findet sich in mehreren Repressor- und Aktivatorproteinen (Abb. 13.23). Trotz ihrer strukturellen Diversität nehmen diese Domänen an einer Vielzahl von Funktionen teil, darunter die Tätigkeit als Substratinteraktionsmediatoren, Enzyme zum Betrieb der DNA und Transkriptionsregulatoren. Mehrere Proteine ​​enthalten auch flexible Segmente außerhalb der DNA-Bindungsdomäne, um spezifische und unspezifische Interaktionen zu erleichtern. Zum Beispiel verwenden viele Huntington-Proteine ​​N-terminale Arme und eine Linker-Region, um mit DNA zu interagieren. Die Daten der Encyclopedia of DNA Elements (ENCODE) legen nahe, dass etwa 99,8 % der mutmaßlichen Bindungsmotive von TFs nicht von ihren jeweiligen TFs im Genom gebunden werden. Es ist daher klar, dass die Anwesenheit eines einzelnen Bindungsmotivs pro TF für die TF-Bindung nicht ausreichend ist.

Abbildung 13.23 Repräsentative Abbildungen der Bindungsdomänen des Transkriptionsfaktors. Die Abbildung zeigt die Kristallstrukturen verschiedener Typen von TF-Domänen (3l1p, 4m9e, 5d5v, 1lbg, 1gt0 und 1nkp). Die Strukturen wurden von der Protein Data Bank (PDB) erhalten und unter Verwendung von Chimären neu gezeichnet. Die jeweiligen Domänen und wichtigen Regionen sind beschriftet. HTH steht für Helix-Turn-Helix-Domäne. bHLH steht für das grundlegende Helix-Loop-Helix-Motiv. HD und HMG stehen für Homeodomäne bzw. High-Mobility-Group-Box-Domain.

Die meisten Studien zum Suchmechanismus, die versuchen zu bestimmen, wie TFs ihre Bindungsstellen finden, sind auf nackte DNA-Protein-Komplexe beschränkt, die nicht die tatsächliche überfüllte Umgebung einer Zelle widerspiegeln. Studien mit nackter DNA und Transkriptionsfaktoren haben gezeigt, dass viele DNA-bindende Proteine ​​durch 1D-Diffusion eine weite Strecke zurücklegen. Der Suchprozess nach Eukaryoten muss jedoch in Gegenwart von Chromatin erfolgen, das die Proteinmobilität behindern kann. In diesem Fall muss das Protein von der DNA dissoziieren, in einen 3D-Diffusionszustand eintreten und den Suchprozess der Zielstelle fortsetzen.

Die gleitenden und intersegmentalen Transfermechanismen lassen sich am Beispiel der lac Unterdrücker. Die lac repressor enthält 4 identische Monomere (ein Dimer von Dimeren) für seine DNA-Bindung. Die Bindungssequenz dieser Dimere ist symmetrisch oder pseudosymmetrisch, und jede Hälfte wird durch diese identischen Monomere identifiziert. Die HTH-Domäne der lac Repressor ist die DNA-bindende Domäne, die die Interaktion mit ihrer Zielstelle auf der DNA erleichtert (Abb. 13.24). Als Ergebnis einer schnellen Suche (Gleiten) entlang des DNA-Moleküls und eines intersegmentalen Transfers zwischen entfernten DNA-Sequenzen findet der Lactose-Repressor seine Zielorte schneller als die Diffusionsgrenze. Der durch drei α-Helices gekennzeichnete Abschnitt zwischen den Resten 1–46 der HTH-Proteindomäne behält seine Sekundärstruktur durch spezifische und unspezifische Bindung bei (Abb. 13.24).Wenn der Repressor an eine unspezifische Stelle bindet, interagiert die HTH-Domäne mit dem DNA-Rückgrat und behält die Wechselwirkung mit seiner Helix-Region in der Nebeneinanderstellung der Hauptfurche bei. Diese Anordnung erleichtert die Interaktion der Erkennungshelix mit den Kanten der DNA-Basen und ermöglicht dem Repressor, seine spezifische Stelle auf der DNA zu finden oder zu suchen. Die C-terminalen Reste der DNA-bindenden Domäne, Reste 47–62, bilden die Hinge-Region und sind normalerweise während der unspezifischen Erkennung ungeordnet, während die Reste 50–58 jedoch während der Erkennung der spezifischen Stelle eine α-Helix-Konfiguration annehmen (Hinge Helix) (Abb. 13.24). Die ungeordnete Scharnierregion und die Flexibilität der HTH-Domäne ermöglichen es dem Protein, sich frei entlang der DNA zu bewegen, um nach seiner Zielstelle zu suchen. In spezifischen Bindungskomplexen befindet sich die Scharnierhelix jedes Monomers im symmetrischen Zentrum der Bindungsstelle, wodurch die Scharnierhelices miteinander wechselwirken (intersegmentaler Transfer), um eine bessere Stabilität zu ermöglichen. Darüber hinaus verbiegt sich die DNA im symmetrischen Zentrum der spezifischen Bindungsstelle (37°-Winkel), wodurch Monomer-Monomer-Wechselwirkungen unterstützt werden (Abb. 13.24).

Abbildung 13.24. Das Helix-Turn-Helix-Motiv des Lac Repressors. Lac-Repressor bindet unspezifisch an DNA und ermöglicht es ihm, schnell entlang der DNA-Doppelhelix zu gleiten, bis er auf die lac-Operatorsequenz trifft. Die DNA-bindende Domäne verwendet ein Helix-Turn-Helix (HTH)-Motiv ( Alpha-Helices , Wendet sich ). Während der unspezifischen Bindung wird der Scharnierbereich ist ungeordnet. Die DNA-Doppelhelix wird im Modell als gerade dargestellt, wenn der Lac Repressor unspezifisch bindet. Beim Erkennen der spezifischen Operatorsequenz wandelt sich die unspezifische Bindung in eine spezifische Bindung um. Während dieser Umwandlung ändert sich die Scharnierregion von ungeordneten Schleifen zu Alpha-Helices , die an die kleine Furche der DNA binden. Wie unten erklärt, stabilisiert diese Bindung a geknickt (“gebogen”) DNA-Doppelhelix Konformation.

Neben der Helix-Turn-Helix-Struktur ist vor allem bei eukaryontischen TFs auch das Zinkfingermotiv sehr verbreitet (Abb. 13.25). Proteine, die Zinkfinger enthalten (Zinkfingerproteine) werden in verschiedene Strukturfamilien eingeteilt. Im Gegensatz zu vielen anderen klar definierten supersekundären Strukturen wie griechischen Schlüsseln oder β-Haarnadeln gibt es eine Reihe von Arten von Zinkfingern mit jeweils einer einzigartigen dreidimensionalen Architektur. Eine bestimmte Klasse von Zinkfingerproteinen wird durch diese dreidimensionale Struktur bestimmt, kann aber auch anhand der Primärstruktur des Proteins oder der Identität der das Zinkion koordinierenden Liganden erkannt werden. Trotz der großen Vielfalt dieser Proteine ​​fungieren die meisten jedoch typischerweise als Interaktionsmodule, die DNA, RNA, Proteine ​​oder andere kleine nützliche Moleküle binden, und Strukturvariationen dienen hauptsächlich dazu, die Bindungsspezifität eines bestimmten Proteins zu verändern . Die häufigste Art von Zinkfingermotiv verwendet zwei Cys- und zwei His-Reste (CCHH), die das Zn(II)-Ion koordinieren, um eine ββα-Faltung mit drei hydrophoben Resten anzunehmen, die für die Bildung eines kleinen hydrophoben Kerns verantwortlich sind, der eine zusätzliche Stabilisierung des Zinks bietet Fingerdomäne (Abb. 13.25).

Abbildung 13.25 Sequenz-Alignments der CCHH-Zinkfinger und eine repräsentative Struktur. (a) Ausrichtung der TFIIIA-ähnlichen Zinkfingerdomänen von verschiedenen Organismen. Grüne Farbe kennzeichnet Reste, die für die hydrophobe Kernbildung in den meisten CCHH-Zinkfingern (L17, F11 und L2) verantwortlich sind. Gelb und Blau zeigen die koordinierenden Cys- bzw. His-Reste an. (b) Die 3D-NMR-Struktur des 15. ZF aus Zinkfingerprotein 478 [PDB: 2YRH].

Insgesamt zeigen Zinkfingermotive eine beträchtliche Vielseitigkeit in den Bindungsmodi, sogar zwischen Mitgliedern derselben Klasse (z. B. binden einige DNA, andere Proteine), was darauf hindeutet, dass es sich um stabile Gerüste handelt, die spezialisierte Funktionen entwickelt haben. Zinkfinger-enthaltende Proteine ​​wirken beispielsweise bei der Gentranskription, Translation, mRNA-Verkehr, Zytoskelett-Organisation, Epithelentwicklung, Zelladhäsion, Proteinfaltung, Chromatin-Remodeling und Zinksensorik, um nur einige zu nennen. Zinkbindende Motive sind stabile Strukturen, und sie unterliegen selten Konformationsänderungen, wenn sie ihr Ziel binden.

Die letzte Bindungsdomäne, die wir hier im Detail betrachten werden, sind die Helix-Loop-Helix-Domänen, die in Leucin-Zipper-enthaltenden Proteinen gefunden werden. Insbesondere bZIPs (Basic-Region Leucine Zipper) sind eine Klasse von eukaryotischen Transkriptionsfaktoren. Die bZIP-Domäne ist 60 bis 80 Aminosäuren lang mit einer hochkonservierten DNA-bindenden basischen Region und einer stärker diversifizierten Leucin-Zipper-Dimerisierungsregion. Die beiden Bereiche bilden α-helikale Strukturen, die über einen Schleifenbereich miteinander verbunden sind. Dies bildet eine Kern-Helix-Schleife-Helix (HLH)-Struktur innerhalb jedes Monomers des Proteins. Zwei Monomere verbinden sich dann durch die Bildung einer Leucin-Zipper-Verbindung und bilden eine heterodimere Proteinstruktur. Das resultierende Heterodimer kann sequenzspezifisch über die basischen α-Helices an DNA binden (Abb. 13.26).

Insbesondere basische Reste wie Lysine und Arginine interagieren in der großen Furche der DNA und bilden sequenzspezifische Wechselwirkungen (Abb. 13.26). Die meisten bZIP-Proteine ​​zeigen eine hohe Bindungsaffinität für die ACGT-Motive. Die bZIP-Heterodimere kommen in einer Vielzahl von Eukaryoten vor und kommen häufiger in Organismen mit höherer Evolutionskomplexität vor.

Abbildung 13.26 Leucin-Reißverschluss-Transkriptionsfaktoren aus der bZIP-Familie. Die Monomer-Untereinheiten eines heterodimeren bZIP-Protiens enthalten eine Helix-Loop-Helix (HLH)-Kernstruktur, wobei eine Helix mit dem anderen Monomer den Leucin-Zipper bildet und die Grundhelices jedes Monomers mit der Hauptfurche der Ziel-DNA wechselwirken. Die Helices werden durch einen flexiblen Schlaufenbereich zusammengehalten. (Ein Monomer ist blau und ein Monomer grün dargestellt).

13.4 Epigenetik und transgenerationale Vererbung

Obwohl alle somatischen Zellen eines vielzelligen Organismus das gleiche Genom haben, haben unterschiedliche Zelltypen unterschiedliche Transkriptome (Menge aller exprimierten RNA-Moleküle), unterschiedliche Proteome (Menge aller Proteine) und damit unterschiedliche Funktionen. Die Zelldifferenzierung während der Embryonalentwicklung erfordert die Aktivierung und Unterdrückung spezifischer Gensätze durch die Wirkung von Transkriptionsfaktoren, die die Zelllinie definieren. Innerhalb einer Zelllinie werden Genaktivitätszustände oft über mehrere Runden von Zellteilungen aufrechterhalten (ein Phänomen, das als „zelluläres Gedächtnis“ oder „zelluläre Vererbung“ bezeichnet wird). Seit der Wiederentdeckung der Epigenetik vor etwa 30 Jahren (ursprünglich von Conrad Hal Waddington in den frühen 1940er Jahren vorgeschlagen) wird die zelluläre Vererbung auf regulatorische Rückkopplungsschleifen, Chromatin-Modifikationen (DNA-Methylierung und Histon-Modifikationen) sowie langlebige zurückgeführt nicht-kodierende RNA-Moleküle, die zusammenfassend als bezeichnet werden „Epigenom“. Unter den verschiedenen Chromatin-Modifikationen sind DNA-Methylierung und Polycomb-vermitteltes Silencing wahrscheinlich die stabilsten und verleihen Genomen die Fähigkeit, die Transkription spezifischer Sequenzen sogar in Gegenwart aller für ihre Expression erforderlichen Faktoren zum Schweigen zu bringen.

Definition der transgenerationalen epigenetischen Vererbung

Die Metastabilität des Epigenoms erklärt, warum die Entwicklung sowohl plastisch als auch kanalisiert ist, wie es ursprünglich von Waddington vorgeschlagen wurde. Obwohl sich die Epigenetik nur mit der zellulären Vererbung von Chromatin- und Genexpressionszuständen befasst, wurde vorgeschlagen, dass epigenetische Merkmale auch über die Keimbahn übertragen werden und in nachfolgenden Generationen bestehen bleiben könnten. Das weit verbreitete Interesse an „transgenerationale epigenetische Vererbung“ wird von der Hoffnung genährt, dass epigenetische Mechanismen eine Grundlage für die Vererbung erworbener Merkmale bilden könnten. Ja, Lamarck war noch nie tot und hebt ab und zu den Kopf, diesmal mit Hilfe der Epigenetik.

Im Epigenom einer Zelle lassen sich zwar erworbene Eigenschaften von Körper- oder Gehirnfunktionen aufschreiben, aber nicht ohne weiteres von einer Generation auf die nächste übertragen. Dazu müssten sich diese epigenetischen Veränderungen auch in den Keimzellen manifestieren, die bei Säugetieren durch die sogenannte Weismann-Barriere von den Körperzellen getrennt sind. Darüber hinaus wird das Chromatin während der Keimzelldifferenzierung sowie während der Entwicklung totipotenter Zellen nach der Befruchtung stark umgeformt, obwohl einige Loci der epigenetischen Reprogrammierung in der Keimbahn zu entgehen scheinen. Langlebige RNA-Moleküle scheinen von diesen Barrieren weniger betroffen zu sein und tragen daher eher epigenetische Informationen über Generationen hinweg, obwohl die Mechanismen weitgehend ungelöst sind.

Beweise für die transgenerationale epigenetische Vererbung

In den letzten 10 Jahren wurden zahlreiche Berichte über transgenerationale Reaktionen auf Umwelt- oder Stoffwechselfaktoren bei Mäusen und Ratten veröffentlicht. Zu den Faktoren gehören endokrine Disruptoren, fettreiche Ernährung, Fettleibigkeit, Diabetes, Unterernährung sowie Traumata. Diese Studien untersuchten DNA-Methylierung, Spermien-RNA oder beides. Wenn zum Beispiel männliche Mäuse durch Behandlung mit Streptozotocin prädiabetisch gemacht werden, beeinflusst dies die DNA-Methylierungsmuster in ihren resultierenden Spermien sowie die Pankreasinseln F1 und F2 der resultierenden Nachkommen. Darüber hinaus haben Studien gezeigt, dass traumatischer Stress im frühen Leben Verhaltens- und Stoffwechselprozesse bei den Nachkommen veränderte und dass die Injektion von Spermien-RNAs von traumatisierten Männchen in befruchtete Wildtyp-Oozyten die Veränderungen bei den resultierenden Nachkommen reproduzierte.

Beim Menschen haben epidemiologische Studien die Nahrungsversorgung der Großelterngeneration mit den gesundheitlichen Folgen der Enkel in Verbindung gebracht. Eine indirekte Studie auf der Grundlage von DNA-Methylierungs- und Polymorphismus-Analysen hat ergeben, dass sporadische Imprinting-Defekte beim Prader-Willi-Syndrom auf die Vererbung eines großmütterlichen Methylierungs-Imprints durch die männliche Keimbahn zurückzuführen sind. Aufgrund der Einzigartigkeit dieser menschlichen Kohorten warten diese Ergebnisse noch auf eine unabhängige Replikation. Es stellte sich jedoch heraus, dass die meisten Fälle von Segregation abnormaler DNA-Methylierungsmuster in Familien mit seltenen Krankheiten durch eine zugrunde liegende genetische Variante verursacht wurden. Daher ist es wichtig, dass Studien dieser Art die Auswirkungen der traditionellen genetischen Vererbung als Faktor der beobachteten Phänotypen ausschließen.

Die genetische Vererbung allein kann nicht vollständig erklären, warum wir unseren Eltern ähneln. Neben den Genen haben wir von unseren Eltern Umwelt und Kultur geerbt, die zum Teil von den Vorgängergenerationen konstruiert wurden (Abb. 13.27). Eine besondere Form der Umwelt ist der Mutterleib, dem wir in den ersten 9 Monaten unseres Lebens ausgesetzt waren. Das mütterliche Umfeld kann sich nachhaltig auf unsere Gesundheit auswirken. Im niederländischen Hungerwinter zum Beispiel betraf eine schwere Unterernährung Schwangere, ihre ungeborenen Nachkommen und die Keimzellen des Nachwuchses. Die bei F1-Erwachsenen beobachtete erhöhte Inzidenz kardiovaskulärer und metabolischer Erkrankungen ist nicht auf die Übertragung epigenetischer Informationen durch die mütterliche Keimbahn zurückzuführen, sondern eine direkte Folge der Exposition in utero, einem Phänomen, das als „fetale Programmierung“ bezeichnet wird, oder – wenn fetale Keimzellen und F2-Nachkommen betroffen sind – „intergenerationelle Vererbung“.

Abbildung 13.27. Generationenübergreifende Erbsysteme. ein Nachkommen erben von den Elterngenen (schwarz), der Umwelt (grün) und der Kultur (blau). Gene und Umwelt beeinflussen das Epigenom (Magenta) und den Phänotyp 22 . Kultur beeinflusst auch den Phänotyp, jedoch gibt es derzeit keine Hinweise auf einen direkten Einfluss der Kultur auf das Epigenom (gestrichelte blaue Linien). Es ist umstritten, wie viele epigenetische Informationen über die Keimbahn vererbt werden (unterbrochene Magentalinien). G genetische Variante, E epigenetische Variante. B Eine Epimutation (Promotor-Methylierung und Silencing von Gen B in diesem Beispiel) resultiert oft aus einer abweichenden Read-Through-Transkription von einem mutierten Nachbargen, entweder in Sense-Orientierung, wie hier gezeigt, oder in Antisense-Orientierung. Das Vorhandensein einer solchen sekundären Epimutation in mehreren Generationen einer Familie imitiert eine transgenerationale epigenetische Vererbung, obwohl sie tatsächlich eine genetische Vererbung darstellt. Schwarzer Pfeil, Transkription schwarzer vertikaler Balken, Transkriptionsterminationssignal unterbrochener Pfeil, Read-Through-Transkription


Inhalt

Obwohl dieser Begriff manchmal auch synonym mit Exon verwendet wird, ist es nicht genau dasselbe: Das Exon besteht aus der kodierenden Region sowie den 3'- und 5'-untranslatierten Regionen der RNA, daher wäre ein Exon teilweise aus kodierenden Regionen. Die 3'- und 5'-untranslatierten Regionen der RNA, die kein Protein kodieren, werden als nicht-kodierende Regionen bezeichnet und werden auf dieser Seite nicht diskutiert. [4]

Es gibt oft Verwechslungen zwischen kodierenden Regionen und Exomen, und es gibt eine klare Unterscheidung zwischen diesen Begriffen. Während sich das Exom auf alle Exons innerhalb eines Genoms bezieht, bezieht sich die kodierende Region auf einen singulären Abschnitt der DNA oder RNA, der spezifisch für eine bestimmte Art von Protein kodiert.

1978 veröffentlichte Walter Gilbert "Why Genes in Pieces", in dem zunächst die Idee untersucht wurde, dass das Gen ein Mosaik ist - dass jeder vollständige Nukleinsäurestrang nicht kontinuierlich codiert wird, sondern von "stillen" nicht codierenden Regionen unterbrochen wird. Dies war der erste Hinweis darauf, dass zwischen den Teilen des Genoms, die für Proteine ​​kodieren, die jetzt als Kodierungsregionen bezeichnet werden, und denen, die dies nicht tun, unterschieden werden musste. [5]

Die Beweise legen nahe, dass es eine allgemeine Interdependenz zwischen Basenzusammensetzungsmustern und der Verfügbarkeit von kodierenden Regionen gibt. [7] Es wird angenommen, dass die kodierende Region einen höheren GC-Gehalt enthält als nicht-kodierende Regionen. Es gibt weitere Forschungen, die herausgefunden haben, dass der GC-Gehalt umso höher ist, je länger der kodierende Strang ist. Kurze kodierende Stränge sind vergleichsweise noch GC-arm, ähnlich dem niedrigen GC-Gehalt der Translationsstopcodons der Basenzusammensetzung wie TAG, TAA und TGA. [8]

In GC-reichen Gebieten ist auch der Ratio-Punktmutationstyp leicht verändert: Es gibt mehr Übergänge, bei denen es sich um Änderungen von Purin zu Purin oder Pyrimidin zu Pyrimidin handelt, im Vergleich zu Transversionen, bei denen es sich um Änderungen von Purin zu Pyrimidin oder Pyrimidin zu Purin handelt. Es ist weniger wahrscheinlich, dass die Übergänge die kodierte Aminosäure ändern und eine stille Mutation bleiben (insbesondere wenn sie im dritten Nukleotid eines Codons auftreten), die normalerweise für den Organismus während der Translation und Proteinbildung von Vorteil ist. [9]

Dies weist darauf hin, dass essentielle kodierende Regionen (genreich) einen höheren GC-Gehalt aufweisen und im Vergleich zu akzessorischen und nicht-essentiellen Regionen (genarm) stabiler und resistenter gegen Mutationen sind. [10] Es ist jedoch noch unklar, ob dies durch neutrale und zufällige Mutationen oder durch ein Selektionsmuster zustande kam. [11] Es wird auch darüber diskutiert, ob die verwendeten Methoden, wie etwa Genfenster, um die Beziehung zwischen GC-Gehalt und kodierender Region zu ermitteln, genau und unvoreingenommen sind. [12]

In DNA wird die kodierende Region von der Promotorsequenz am 5'-Ende des Matrizenstrangs und der Terminationssequenz am 3'-Ende flankiert. Während der Transkription bindet die RNA-Polymerase (RNAP) an die Promotorsequenz und wandert entlang des Matrizenstrangs in die kodierende Region. RNAP fügt dann zur kodierenden Region komplementäre RNA-Nukleotide hinzu, um die mRNA zu bilden, wobei Thymin durch Uracil ersetzt wird. [13] Dies wird fortgesetzt, bis die RNAP die Terminationssequenz erreicht. [13]

Nach Transkription und Reifung umfasst die gebildete reife mRNA mehrere Teile, die für ihre letztendliche Translation in Protein wichtig sind. Die kodierende Region in einer mRNA wird von der 5'-untranslatierten Region (5'-UTR) und der 3'-untranslatierten Region (3'-UTR), [1] der 5'-Kappe und dem Poly-A-Schwanz flankiert. Während der Translation erleichtert das Ribosom die Anheftung der tRNAs an die kodierende Region, jeweils 3 Nukleotide (Codons). [14] Die tRNAs übertragen ihre assoziierten Aminosäuren auf die wachsende Polypeptidkette und bilden schließlich das Protein, das in der anfänglichen DNA-Kodierungsregion definiert ist.

Die kodierende Region kann modifiziert werden, um die Genexpression zu regulieren.

Die Alkylierung ist eine Form der Regulation der kodierenden Region. [16] Das Gen, das transkribiert worden wäre, kann durch Targeting einer bestimmten Sequenz zum Schweigen gebracht werden. Die Basen in dieser Sequenz würden durch Alkylgruppen blockiert, die den Silencing-Effekt erzeugen. [17]

Während die Regulation der Genexpression die Menge an RNA oder Protein steuert, die in einer Zelle produziert wird, kann die Regulation dieser Mechanismen durch eine regulatorische Sequenz kontrolliert werden, die gefunden wird, bevor der offene Leserahmen in einem DNA-Strang beginnt. Die regulatorische Sequenz bestimmt dann den Ort und die Zeit, zu der die Expression für eine Protein-kodierende Region auftritt. [18]

Das RNA-Spleißen bestimmt letztendlich, welcher Teil der Sequenz translatiert und exprimiert wird, und dieser Prozess beinhaltet das Ausschneiden von Introns und das Zusammenfügen von Exons. Wo das RNA-Spleißosom schneidet, wird jedoch durch die Erkennung von Spleißstellen geleitet, insbesondere der 5'-Spleißstelle, die eines der Substrate für den ersten Schritt beim Spleißen ist. [19] Die kodierenden Regionen befinden sich innerhalb der Exons, die kovalent miteinander verbunden werden, um die reife Boten-RNA zu bilden.

Mutationen in der kodierenden Region können sehr unterschiedliche Auswirkungen auf den Phänotyp des Organismus haben. Während einige Mutationen in diesem Bereich der DNA/RNA zu vorteilhaften Veränderungen führen können, können andere schädlich und manchmal sogar tödlich für das Überleben eines Organismus sein. Im Gegensatz dazu führen Veränderungen in der kodierenden Region möglicherweise nicht immer zu nachweisbaren Veränderungen des Phänotyps.

Mutationstypen Bearbeiten

Es gibt verschiedene Formen von Mutationen, die in kodierenden Regionen auftreten können. Eine Form sind stille Mutationen, bei denen eine Veränderung der Nukleotide nach Transkription und Translation zu keiner Veränderung der Aminosäure führt. [21] Es gibt auch Nonsense-Mutationen, bei denen Basenveränderungen in der kodierenden Region für ein vorzeitiges Stoppcodon kodieren, wodurch ein kürzeres Endprotein entsteht. Punktmutationen oder Änderungen einzelner Basenpaare in der kodierenden Region, die während der Translation für verschiedene Aminosäuren kodieren, werden als Missense-Mutationen bezeichnet. Andere Arten von Mutationen umfassen Frameshift-Mutationen wie Insertionen oder Deletionen. [21]

Formation Bearbeiten

Einige Mutationsformen sind erblich (Keimbahnmutationen) oder werden von einem Elternteil an seine Nachkommen weitergegeben. [22] Solche mutierten kodierenden Regionen sind in allen Zellen des Organismus vorhanden. Andere Formen von Mutationen werden während der Lebenszeit eines Organismus erworben (somatische Mutationen) und sind möglicherweise nicht von Zelle zu Zelle konstant. [22] Diese Veränderungen können durch Mutagene, Karzinogene oder andere Umwelteinflüsse (z. B. UV) verursacht werden. Erworbene Mutationen können auch auf Kopierfehler bei der DNA-Replikation zurückzuführen sein und werden nicht an die Nachkommen weitergegeben. Veränderungen in der kodierenden Region können auch de novo (neu) sein, solche Veränderungen treten vermutlich kurz nach der Befruchtung auf, was zu einer Mutation in der DNA der Nachkommen führt, während sie sowohl in den Spermien als auch in den Eizellen fehlt. [22]

Prävention Bearbeiten

Es existieren mehrere Transkriptions- und Translationsmechanismen, um eine Letalität aufgrund schädlicher Mutationen in der kodierenden Region zu verhindern. Solche Maßnahmen umfassen das Korrekturlesen durch einige DNA-Polymerasen während der Replikation, die Reparatur von Fehlpaarungen nach der Replikation [23] und die „Wobble-Hypothese“, die die Degeneration der dritten Base innerhalb eines mRNA-Codons beschreibt. [24]

Obwohl bekannt ist, dass das Genom eines Individuums im Vergleich zum Genom eines anderen große Unterschiede aufweisen kann, hat neuere Forschungen ergeben, dass einige kodierende Regionen zwischen Individuen derselben Art stark eingeschränkt oder resistent gegen Mutationen sind. Dies ähnelt dem Konzept der Interspezies-Beschränkung in konservierten Sequenzen. Forscher nannten diese stark eingeschränkten Sequenzen eingeschränkte codierende Regionen (CCRs) und haben auch entdeckt, dass solche Regionen an der hochreinigenden Selektion beteiligt sein können. Im Durchschnitt gibt es etwa 1 proteinverändernde Mutation alle 7 kodierenden Basen, aber einige CCRs können über 100 Basen in Folge ohne beobachtete proteinverändernde Mutationen aufweisen, einige sogar ohne synonyme Mutationen. [25] Diese Muster der Beschränkung zwischen Genomen können Hinweise auf die Quellen seltener Entwicklungskrankheiten oder möglicherweise sogar embryonaler Letalität liefern. Klinisch validierte Varianten und de novo-Mutationen in CCRs wurden zuvor mit Erkrankungen wie infantiler epileptischer Enzephalopathie, Entwicklungsverzögerung und schweren Herzerkrankungen in Verbindung gebracht. [25]

Während die Identifizierung von offenen Leserastern innerhalb einer DNA-Sequenz einfach ist, ist die Identifizierung von kodierenden Sequenzen nicht einfach, da die Zelle nur eine Teilmenge aller offenen Leseraster in Proteine ​​übersetzt. [26] Derzeit verwendet die CDS-Vorhersage die Probenahme und Sequenzierung von mRNA aus Zellen, obwohl es immer noch das Problem gibt, festzustellen, welche Teile einer bestimmten mRNA tatsächlich in Protein übersetzt werden. Die CDS-Vorhersage ist eine Teilmenge der Genvorhersage, wobei letztere auch die Vorhersage von DNA-Sequenzen umfasst, die nicht nur für Protein, sondern auch für andere funktionelle Elemente wie RNA-Gene und regulatorische Sequenzen kodieren.

Sowohl bei Prokaryoten als auch bei Eukaryoten tritt Genüberlappung relativ häufig sowohl bei DNA- als auch bei RNA-Viren als evolutionärer Vorteil auf, um die Genomgröße zu reduzieren, während die Fähigkeit erhalten bleibt, verschiedene Proteine ​​aus den verfügbaren kodierenden Regionen zu produzieren. [27] [28] Sowohl für DNA als auch für RNA können paarweise Alignments überlappende kodierende Regionen erkennen, einschließlich kurzer offener Leserahmen in Viren, würden jedoch einen bekannten kodierenden Strang erfordern, um den potentiell überlappenden kodierenden Strang zu vergleichen. [29] Ein alternatives Verfahren, das einzelne Genomsequenzen verwendet, würde nicht mehrere Genomsequenzen erfordern, um Vergleiche durchzuführen, würde jedoch mindestens 50 überlappende Nukleotide erfordern, um sensitiv zu sein. [30]


Es gibt kleine Teile zwischen den Genen in einem Operon, das für keine Aminosäuren kodiert. Was ist der Zweck dieser Teile? - Biologie

Artikelübersicht:

Messenger-Ribonukleinsäure oder mRNA kodiert für eine Proteinproduktion. mRNA wird aus einer DNA-Matrize durch einen Prozess hergestellt, der als Transkription bekannt ist. Diese mRNA trägt alle erforderlichen Codes, die für die Synthese von Protein zu Zytoplasma erforderlich sind. Hier werden im Zytoplasma mit Hilfe von Ribosomen Proteine ​​hergestellt. Genau wie DNA enthält auch mRNA genetische Informationen in der Abfolge von Nukleotiden, die in Codons angeordnet sind. Jedes Codon besteht aus drei Basen, die für eine bestimmte Aminosäure kodieren. Nur das Stopcodon beendet die Proteinsynthese. Dieser Prozess erforderte zwei Arten von RNA, Transfer-RNA zur Erkennung des Codons und liefert auch die entsprechende Aminosäure, und ribosomale RNA ist die zentrale Komponente des Proteinsyntheseprozesses des Ribosoms, der auch als Translation bezeichnet wird.

Struktur der Messenger-RNA - mRNA:-

Messenger-RNA ist eine einzelsträngige Struktur ohne Basenpaarung. Es enthält Basen wie Adenin, Guanin, Cytosin und Uracil. Da mRNA vom DNA-Molekül transkribiert wird, sind ihre Sequenzen komplementär zu denen der DNA, auf die sie transkribiert werden. Normalerweise transkribiert jedes Gen seine eigene mRNA, daher können 1000 bis 10000 verschiedene Arten von mRNA in einer einzelnen Zelle vorhanden sein.

Das mRNA-Molekül weist folgende Strukturmerkmale auf:
1. Cap: Es befindet sich in den meisten eukaryotischen Zellen am 5'-Ende des mRNA-Moleküls
Die Geschwindigkeit der Proteinsynthese hängt von der Anwesenheit der Kappe ab. Ohne die Kappe binden mRNA-Moleküle sehr schlecht an das proteinproduzierende Fabrikribosom.

2. Nichtkodierende Region 1 (NC1). Der Kappe folgt ein Bereich von 10 bis 100
Nukleotide. Diese Region ist reich an Adenin- und Uracil-Basen, und sie kodieren für kein Protein, daher der Name nicht-kodierende Region.

3. Initiationscodon: AUG ist das Initiationscodon sowohl in Prokaryoten als auch in Eukaryoten.

4. Die kodierende Region: Diese besteht im Durchschnitt aus etwa 1.500 Nukleotiden und
übersetzt in ein funktionelles Protein.

Unterschied zwischen prokaryotischer und eukaryotischer mRNA:

1. Die mRNA vieler Bakterien- und Bakteriophagenarten ist polygen, dh eine einzelne mRNA wird von den verschiedenen Strukturgenen eines Operons transkribiert. Es enthält auch viele Stellen für Initiations- und Terminationscodons. Das heißt, eine einzelne mRNA kann für mehrere verschiedene Proteinmoleküle kodieren.

Während alle bekannten eukaryotischen mRNAs nur eine Stelle für die Initiation und auch die Beendigung der Proteinsynthese haben. Daher ist eukaryotische mRNA von Natur aus monocistronisch.
2. In den meisten Bakterienzellen beginnt die Translation der mRNA, während die mRNA noch vom DNA-Molekül transkribiert wird.
Während bei Eukaryoten die aus der DNA-Matrize hergestellte mRNA zunächst über Kernporen ins Zytoplasma transportiert wird, dann mit Ribosomen Komplexe bildet, wird das Protein synthetisiert. Somit beginnt der Translationsprozess erst, nachdem die Transkription der mRNA abgeschlossen ist.

3. Die Lebensdauer der prokaryotischen mRNA ist sehr kurz. mRNA-Moleküle werden ständig durch Enzyme, die als Ribonukleasen bekannt sind, in ihre Ribonukleotide zerlegt. In E. coli beträgt die durchschnittliche Halbwertszeit der mRNA nur etwa zwei Minuten. Das heißt, an einem Ende kann die mRNA abgebaut werden und am anderen Ende kann gleichzeitig die Translation stattfinden. Die kurze Lebensdauer der mRNA ermöglicht es Prokaryoten, verschiedene Proteine ​​oder Enzyme als Reaktion auf Veränderungen in der äußeren Umgebung zu synthetisieren.

Eukaryonten-mRNAs haben eine viel längere Lebensdauer als bakterielle mRNAs. Das heißt, eukaryotische mRNA sind metabolisch stabil. Zum Beispiel synthetisieren Säuger-Retikulozyten Protein selbst nach Stunden oder Tagen, nachdem sie ihre Kerne verloren haben.

4. In Prokaryonten erfährt mRNA sehr geringe posttranskriptionale Veränderungen und es gibt auch ein sehr kurzes Zeitintervall zwischen Transkription und Translationsprozess. Beispielsweise kann die Translation gleichzeitig stattfinden, während die Transkription an einem Ende des mRNA-Moleküls stattfindet.
In Eukaryoten erfährt die transkribierte mRNA bedeutende posttranskriptionale Modifikationen.

A. Polyadenylierung am 3'-Ende der mRNA. Diese Polyadenylkette trägt dazu bei, dem mRNA-Molekül Stabilität zu verleihen.

B. Kappen oder Bildung einer Kappe am 5'-Ende durch Kondensation von Guanylatresten

C. Transkribierte mRNA, die im Kern vor posttranskriptionalen Modifikationen vorhanden ist, wird als heterogene mRNA bezeichnet. Diese heterogene mRNA besteht sowohl aus Introns als auch aus Exon-Regionen. Dann wird mit Hilfe des Slicing-Mechanismus reife mRNA produziert, die nur aus kodierenden Regionen besteht. Daher ist die reife mRNA nur ein Bruchteil der Länge heterogener mRNA-Moleküle.

Dies sind einige der Hauptunterschiede zwischen prokaryontischen und eukaryontischen mRNA-Molekülen.

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Implikationen der Hypothese

Die Entwicklung bekannter gut etablierter Klasse-I-RFs selbst birgt mehrere ungelöste Rätsel. Da es keine eindeutigen Beweise für eine evolutionäre Beziehung zwischen bakteriellen Klasse-I-RFs und ihren Gegenstücken aus Archaeen und Eukaryoten gibt, ist unbekannt, wie die Termination beim letzten gemeinsamen Vorfahren vermittelt wurde. Wenn es einen tRNA-ähnlichen RNA-basierten Faktor gab, wurde er dann nach der Aufspaltung der Reiche des Lebens unabhängig durch konvergent entwickelte Proteinanaloga ersetzt? Es ist nicht bekannt, warum es in Bakterien zwei RFs der Klasse I gibt, während für die meisten Organismen aus den anderen Königreichen ein Faktor den Zweck gut erfüllt. Auch unter den Bakterien selbst gibt es eine kleine Gruppe von Mykoplasmen und Ureplasma Arten, die ihre RF2-Gene verloren haben (UGA wurde neu zugewiesen, um Trp zu kodieren). Diese Bakterien verlassen sich auf ein einziges RF1 zur Erkennung ihrer verbleibenden Stoppcodons. Dabei handelt es sich jedoch um obligatorische Krankheitserreger mit stark reduzierten Genomen, und es ist keinem freilebenden Bakterium bekannt, dass weder RF1 noch RF2 fehlen. Vermutlich bewahrt ein starker Selektionsdruck zwei Klasse-I-RFs in Bakterien, obwohl die Vorteile zweier Faktoren mit überlappender Spezifität nicht offensichtlich sind.

Die hier vorgestellte Hypothese einer dritten Klasse-I-RF vereinfacht die Situation nicht. Im Gegenteil, es lässt es noch komplizierter erscheinen. Auch wenn die experimentelle Untersuchung von RFH möglicherweise keine einfachen Antworten auf die obigen Fragen gibt, wird sie helfen, ein genaueres Bild der RF-Entwicklung zu erstellen. Der provokanteste Aspekt der RFH-Geschichte ist das Fehlen eines offensichtlichen Bedarfs an einer weiteren Klasse-I-RF. Es ist unklar, welche Art von Signalen RFH in mRNA erkennen könnte.

Spezifische und konservierte Veränderungen (im Vergleich zu RF1 und RF2) in den Teilen von RFH, die mit mRNA interagieren, legen nahe, dass RFH etwas anderes als normale Stoppcodons erkennt. Es können mehrere spekulative Vorschläge gemacht werden, was ein potenzielles RFH-Signal sein könnte. Wir werden einige davon erwähnen. Wenn RFH eine andere Kombination von Standardnukleotiden in mRNA als Stoppcodons erkennt (spezifisch oder unspezifisch), konkurriert es mit tRNAs. Dies führt zu einer mehrdeutigen Übersetzung von Sense-Codons als Stop-Codons. Unter normalen Bedingungen ist eine solche mehrdeutige Übersetzung wahrscheinlich nicht von Vorteil. Während des Hungers nach bestimmten Aminosäuren wird jedoch eine vorzeitige Terminierung an ihren entsprechenden Codons blockierte Ribosomen freisetzen. Daher könnte eine solche Situation von Vorteil sein, wenn RFH unter Hungerbedingungen für eine oder mehrere Aminosäuren exprimiert wird. Dies wäre nützlich beim Umgang mit den Ribosomen, deren A-Stelle unbesetzt ist, im Gegensatz zu der RelA-vermittelten stringenten Reaktion, die durch blockierte Ribosomen ausgelöst wird, die mit deacylierten tRNAs besetzt sind [39]. Da ein Gleichgewicht zwischen solchen ribosomalen Zuständen wahrscheinlich ist, kann RFH parallel mit RelA wirken. Wenn dies korrekt ist, würde sich die Funktion von RFH teilweise mit der von tmRNA überlappen, aber sie hätte nicht die tmRNA-Eigenschaft, die Anfügung eines C-terminalen Tags sicherzustellen, der das Substrat für eine spezifische Protease ist, die das Produkt schnell abbaut.

Das gleichzeitige Auftreten von RFH und dem Upstream-Gen kann auch ein Toxin/Gegenmittel-Gleichgewicht darstellen. Eine ungewollte vorzeitige Termination (durchgeführt durch RFH) wäre toxisch und sollte durch ein anderes Protein, hier als vorgelagertes Genprodukt, streng kontrolliert werden.

Eine weitere potenzielle Rolle für RFH könnte die Erkennung von mRNA sein, die Nukleotide enthält, die aufgrund von Schäden oder aus anderen Gründen modifiziert wurden. Die Liste möglicher Signale ließe sich fortsetzen. Was auch immer die RFH-Funktion ist, RFH ist in den meisten modernen Bakterien entbehrlich, was bedeutet, dass entweder seine Funktion auch entbehrlich ist oder von einem anderen parallelen System erfüllt wird.

Wir kennen andere Beispiele von Organismen mit zusätzlichen RFs. In A. thaliana, gibt es drei sehr ähnliche isogene eRF1s [40]. Bei einigen Ciliaten, z. g. Euplotes und bei bestimmten methanogenen Archaeen gibt es zwei Klasse-I-RFs anstelle von nur einem [41,42]. Interessanterweise wurden in den genetischen Codes von Ciliaten und methanogenen Archaeen Stop-Codons Sense-Codons zugeordnet. In vielen Euplotes UGA wird Tryptothan zugeordnet [41], während UAG in metahagenischen Archaeen als Pyrrolysin übersetzt wird [43]. Die entsprechenden RF1s in diesen Spezies haben mehrfache Substitutionen im Bereich des NIKS-Motivs, das für die Stop-Codon-Diskriminierung verantwortlich ist [42]. Ob das Auftreten von RFH das Ergebnis eines ähnlichen Codon-Neuzuweisungsereignisses war, ist eine weitere interessante Frage, die beantwortet werden muss.


Weitere Informationen zu Genen:

MedlinePlus Genetics bietet verbraucherfreundliche Genzusammenfassungen, die eine Erklärung der normalen Funktion jedes Gens enthalten und wie Varianten im Gen bestimmte genetische Zustände verursachen.

Weitere Informationen zur Benennung von genetischen Erkrankungen und Genen sind auch bei MedlinePlus Genetics erhältlich.

Das Tech Museum of Innovation der Stanford University beschreibt Gene und wie sie entdeckt wurden.

Das von der University of Leicester ins Leben gerufene Virtual Genetics Education Centre bietet zusätzliche Informationen zu DNA, Genen und Chromosomen.


Es gibt kleine Teile zwischen den Genen in einem Operon, das für keine Aminosäuren kodiert. Was ist der Zweck dieser Teile? - Biologie

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Kapitel 18 AP Biologie

Die Rolle eines Metaboliten, der ein reprimierbares Operon kontrolliert, besteht darin, A) an die Promotorregion zu binden und die Affinität der RNA-Polymerase für den Promotor zu verringern. B) binden an die Operatorregion und blockieren die Anheftung der RNA-Polymerase an den Promotor. C) die Produktion von inaktiven Repressorproteinen erhöhen. D) an das Repressorprotein binden und es inaktivieren. E) binden an das Repressorprotein und aktivieren es.

Das Tryptophan-Operon ist ein unterdrückbares Operon, das A) permanent eingeschaltet ist. B) nur eingeschaltet, wenn Tryptophan im Wachstumsmedium vorhanden ist. C) nur ausgeschaltet, wenn Glukose im Wachstumsmedium vorhanden ist. D) nur eingeschaltet, wenn Glucose im Wachstumsmedium vorhanden ist. E) ausgeschaltet, wenn Tryptophan zum Wachstumsmedium hinzugefügt wird.

Welches der folgenden Proteine ​​wird von einem regulatorischen Gen produziert? A) Operon B) Induktor C) Promotor D) Repressor E) Corepressor

Ein Mangel an welchem ​​Molekül würde dazu führen, dass die Zelle Gene nicht "abschalten" kann? A) Operon B) Induktor C) Promotor D) Ubiquitin E) Corepressor

Welches der Folgenden bindet bei Aufnahme durch die Zelle an den Repressor, sodass der Repressor nicht mehr an den Operator bindet? A) Ubiquitin B) Induktor C) Promotor D) Repressor E) Corepressor

Die meisten Repressorproteine ​​sind allosterisch. Welche der folgenden Bindungen bindet an den Repressor, um seine Konformation zu ändern? A) Induktor B) Promotor C) RNA-Polymerase D) Transkriptionsfaktor E) cAMP

Eine Mutation, die das regulatorische Gen eines reprimierbaren Operons in einer E. coli-Zelle inaktiviert, würde zu A) einer kontinuierlichen Transkription des von diesem Regulator kontrollierten Strukturgens führen. B) vollständige Hemmung der Transkription des von diesem Regulator kontrollierten Strukturgens. C) irreversible Bindung des Repressors an den Operator. D) Inaktivierung der RNA-Polymerase durch Veränderung ihres aktiven Zentrums. E) kontinuierliche Translation der mRNA wegen Veränderung ihrer Struktur

Das Lactose-Operon wird wahrscheinlich transkribiert, wenn A) mehr Glucose in der Zelle als Lactose vorhanden ist. B) die zyklischen AMP-Werte sind niedrig. C) es gibt Glukose, aber keine Laktose in der Zelle. D) die Konzentrationen von zyklischem AMP und Laktose sind beide innerhalb der Zelle hoch. E) der cAMP-Spiegel ist hoch und der Laktosespiegel ist niedrig.

Die Transkription der Strukturgene in ein induzierbares Operon A) erfolgt kontinuierlich in der Zelle. B) beginnt, wenn das Substrat des Weges vorhanden ist. C) beginnt, wenn das Produkt des Weges vorhanden ist. D) stoppt, wenn das Produkt des Weges vorhanden ist. E) führt nicht zur Produktion von Enzymen.

Welche der folgenden Bedingungen müssen erfüllt sein, damit ein reprimierbares Operon transkribiert werden kann? A) Ein Corepressor muss vorhanden sein. B) RNA-Polymerase und der aktive Repressor müssen vorhanden sein. C) RNA-Polymerase muss an den Promotor binden und der Repressor muss inaktiv sein. D) RNA-Polymerase kann nicht vorhanden sein und der Repressor muss inaktiv sein. E) RNA-Polymerase darf den Promotor nicht besetzen und der Repressor muss inaktiv sein.

Welche der folgenden Bedingungen müssen erfüllt sein, damit ein reprimierbares Operon transkribiert werden kann? A) Ein Corepressor muss vorhanden sein. B) RNA-Polymerase und der aktive Repressor müssen vorhanden sein. C) RNA-Polymerase muss an den Promotor binden und der Repressor muss inaktiv sein. D) RNA-Polymerase kann nicht vorhanden sein und der Repressor muss inaktiv sein. E) RNA-Polymerase darf den Promotor nicht besetzen und der Repressor muss inaktiv sein.

Die Veränderung der Genexpressionsmuster in Prokaryoten würde dem Überleben des Organismus höchstwahrscheinlich auf welche der folgenden Weisen dienen? A) Organisieren der Genexpression, sodass Gene in einer bestimmten Reihenfolge exprimiert werden B) Ermöglichen, dass jedes Gen gleich oft exprimiert wird C) Ermöglichen der Anpassung des Organismus an Veränderungen der Umweltbedingungen D) Ermöglichen, dass junge Organismen anders reagieren als reifere Organismen E) die Umweltveränderungen erlauben, das Genom des Prokaryoten zu verändern

Was können Prokaryonten als Reaktion auf chemische Signale tun? A) die Translation ihrer mRNA ausschalten B) das Niveau der Produktion verschiedener Enzyme ändern C) die Anzahl und Reaktionsfähigkeit ihrer Ribosomen erhöhen D) ihre mRNA-Moleküle inaktivieren E) die Aminosäuresequenz in bestimmten Proteinen ändern

Wenn Glukose in der Umgebung von E. coli vorhanden ist, reagiert die Zelle mit einer sehr geringen cAMP-Konzentration. Wenn die Konzentration von cAMP zunimmt, bindet es an CAP. Welche der folgenden Wirkungen erwarten Sie als messbar? A) verringerte Konzentration der lac-Enzyme B) erhöhte Konzentration der trp-Enzyme C) verringerte Bindung der RNA-Polymerase an Promotoren des Zuckerstoffwechsels D) verringerte Konzentration alternativer Zucker in der Zelle E) erhöhte Konzentrationen von Zuckern wie Arabinose in die Zelle

Bei der positiven Kontrolle mehrerer mit Zuckermetabolismus in Zusammenhang stehender Operons bindet das Katabolit-Aktivatorprotein (CAP) an DNA, um die Transkription zu stimulieren. Was verursacht eine Erhöhung der GAP? A) Glukose-Anstieg und cAMP-Anstieg B) Glukose-Anstieg und cAMP-Anstieg C) Glukose-Anstieg und cAMP-Senkung D) Glukose-Senkung und Repressor-Anstieg E) Glukose-Senkung und Repressor-Senkung

Es gibt eine Mutation im Repressor, die zu einem Molekül führt, das als Super-Repressor bekannt ist, weil es das lac-Operon dauerhaft unterdrückt. Welche davon würde eine solche Mutante charakterisieren? A) Es kann nicht an den Betreiber binden. B) Es kann keinen funktionellen Repressor herstellen. C) Es kann nicht an den Induktor binden. D) Es bildet Moleküle, die aneinander binden. E) Es stellt einen Repressor her, der CAP bindet.

Welcher der folgenden Mechanismen wird (werden) verwendet, um die Expression mehrerer, verwandter Gene in eukaryontischen Zellen zu koordinieren? A) Gene sind in Clustern organisiert, wobei lokale Chromatinstrukturen die Expression aller Gene gleichzeitig beeinflussen.B) Die Gene teilen eine gemeinsame intragene Sequenz und ermöglichen es mehreren Aktivatoren, ihre Transkription unabhängig vom Ort einzuschalten. C) Die Gene sind in großen Operons organisiert, so dass sie als einzelne Einheit transkribiert werden können. D) Ein einzelner Repressor kann mehrere verwandte Gene ausschalten. E) Umweltsignale dringen in die Zelle ein und binden direkt an Promotoren.

Wenn Sie die Aktivität methylierter DNA beobachten würden, würden Sie erwarten, dass sie sich A) nahezu kontinuierlich repliziert. B) sich in Vorbereitung auf die Proteinsynthese abwickeln. C) den Transkriptionsprozess ausgeschaltet oder verlangsamt haben. D) sehr aktiv transkribiert und übersetzt werden. E) Induzieren Sie die Proteinsynthese, indem Sie Repressoren nicht erlauben, daran zu binden.

Genomische Prägung, DNA-Methylierung und Histon-Acetylierung sind alle Beispiele für A) genetische Mutation. B) Chromosomenumlagerungen. C) Karyotypen. D) epigenetische Phänomene. E) Translokation.

Wenn DNA durch Histone zu 10-nm- und 30-nm-Fasern kompaktiert wird, kann die DNA nicht mit Proteinen interagieren, die für die Genexpression erforderlich sind. Damit diese Proteine ​​wirken können, muss das Chromatin daher seine Struktur ständig ändern. Welche Prozesse tragen zu dieser dynamischen Aktivität bei? A) DNA-Supercoiling bei oder um H1 B) Methylierung und Phosphorylierung von Histonschwänzen C) Hydrolyse von DNA-Molekülen, wo sie um den Nukleosomkern gewickelt sind D) Zugänglichkeit von Heterochromatin für phosphorylierende Enzyme E) Nukleotidexzision und -rekonstruktion

Zwei potenzielle Vorrichtungen, die eukaryontische Zellen verwenden, um die Transkription zu regulieren, sind A) DNA-Methylierung und Histon-Amplifikation. B) DNA-Amplifikation und Histon-Methylierung. C) DNA-Acetylierung und Methylierung. D) DNA-Methylierung und Histonmodifikation. E) Histon-Amplifikation und DNA-Acetylierung.

Während der DNA-Replikation geht A) die gesamte Methylierung der DNA in der ersten Replikationsrunde verloren. B) DNA-Polymerase wird durch Methylgruppen blockiert, methylierte Bereiche des Genoms bleiben daher unkopiert. C) Die Methylierung der DNA wird aufrechterhalten, da Methylierungsenzyme an DNA-Stellen wirken, an denen ein Strang bereits methyliert ist, und somit die Tochterstränge nach der Replikation korrekt methylieren. D) Die Methylierung der DNA wird aufrechterhalten, da die DNA-Polymerase methylierte Nukleotide direkt gegenüber allen methylierten Nukleotiden in der Matrize in den neuen Strang einbaut. E) methylierte DNA wird im Zytoplasma kopiert und unmethylierte DNA wird im Zellkern kopiert.

In Eukaryoten werden allgemeine Transkriptionsfaktoren A) für die Expression spezifischer Protein-kodierender Gene benötigt. B) an andere Proteine ​​oder an ein Sequenzelement innerhalb des Promotors binden, das als TATA-Box bezeichnet wird. C) die RNA-Polymerase-Bindung an den Promotor hemmen und mit der Transkription beginnen. D) führen in der Regel auch ohne zusätzliche spezifische Transkriptionsfaktoren zu einem hohen Transkriptionsgrad. E) binden an Sequenzen direkt nach der Startstelle der Transkription.

Steroidhormone entfalten ihre Wirkung in Zellen, indem sie A) Schlüsselenzyme in Stoffwechselwegen aktivieren. B) Aktivierung der Translation bestimmter mRNAs. C) Förderung des Abbaus spezifischer mRNAs. D) Bindung an intrazelluläre Rezeptoren und Förderung der Transkription spezifischer Gene. E) Förderung der Bildung von Schleifendomänen in bestimmten DNA-Regionen.

Transkriptionsfaktoren in Eukaryoten haben normalerweise DNA-Bindungsdomänen sowie andere Domänen, die ebenfalls spezifisch für die Bindung sind. Welche der folgenden Punkte würden Sie im Allgemeinen für viele von ihnen binden können? A) Repressoren B) ATP C) proteinbasierte Hormone D) andere Transkriptionsfaktoren E) tRNA

Aufgrund welcher der folgenden Ursachen könnte die Genexpression eher auf der Ebene der posttranskriptionellen Verarbeitung in Eukaryoten als in Prokaryoten verändert sein? A) Eukaryontische mRNAs erhalten 5'-Kappen und 3'-Schwänze. B) Prokaryontische Gene werden als mRNA exprimiert, die in der Zelle stabiler ist. C) Eukaryotische Exons können in alternativen Mustern gespleißt werden. D) Prokaryoten verwenden Ribosomen unterschiedlicher Struktur und Größe. E) Eukaryontisch kodierte Polypeptide erfordern oft die Spaltung von Signalsequenzen vor der Lokalisierung.

Welches der folgenden experimentellen Verfahren beschleunigt den mRNA-Abbau in einer eukaryontischen Zelle am ehesten? A) enzymatische Verkürzung des Poly-A-Schwanzes B) Entfernung der 5'-Kappe C) Methylierung von C-Nukleotiden D) Methylierung von Histonen E) Entfernung eines oder mehrerer Exons

An welches der folgenden Proteine ​​ist am ehesten ein kleines Protein namens Ubiquitin gebunden? A) ein Cyclin, das normalerweise in G1 wirkt, jetzt wo sich die Zelle in G2 befindet B) ein Zelloberflächenprotein, das den Transport vom ER erfordert C) eine mRNA, die den Zellkern verlässt, um translatiert zu werden D) ein regulatorisches Protein, das Zuckerreste benötigt E) eine von einer Eizelle produzierte mRNA, die bis nach der Befruchtung erhalten bleibt

In der Prophase I der Meiose bei weiblichen Drosophila haben Studien gezeigt, dass eine Aminosäure im Schwanz von Histonen von Gameten phosphoryliert wird. Eine Mutation bei Fliegen, die diesen Prozess stört, führt zu Sterilität. Welche der folgenden Hypothesen ist am wahrscheinlichsten? A) Diese Eizellen haben keine Histone. B) Jede Mutation während der Oogenese führt zu Sterilität. C) Alle Proteine ​​in der Zelle müssen phosphoryliert sein. D) Die Phosphorylierung des Histonschwanzes verhindert die Chromosomenkondensation. E) Histone-Schwänze müssen von den restlichen Histones entfernt werden.

Das Phänomen, bei dem RNA-Moleküle in einer Zelle zerstört werden, wenn sie eine zu einer eingeführten doppelsträngigen RNA komplementäre Sequenz aufweisen, wird als A) RNA-Interferenz bezeichnet. B) RNA-Obstruktion. C) RNA-Blockierung. D) RNA-Targeting. E) RNA-Entsorgung.

Zu Beginn dieses Jahrhunderts gab es eine allgemeine Ankündigung bezüglich der Sequenzierung des menschlichen Genoms und der Genome vieler anderer mehrzelliger Eukaryoten. Viele äußerten überrascht, dass die Zahl der proteinkodierenden Sequenzen viel geringer war, als sie erwartet hatten. Welche der folgenden Faktoren könnten den Großteil des Rests ausmachen? A) "Junk"-DNA, die keinem möglichen Zweck dient B) rRNA- und tRNA-kodierende Sequenzen C) DNA, die direkt translatiert wird, ohne transkribiert zu werden D) nicht-proteinkodierende DNA, die in verschiedene Arten kleiner RNAs mit biologischer Funktion transkribiert wird E) nicht- Protein-kodierende DNA, die in verschiedene Arten kleiner RNAs ohne biologische Funktion transkribiert wird

Unter den neu entdeckten kleinen nicht-kodierenden RNAs stellt ein Typ Methylierungsmuster während der Gametenbildung wieder her und blockiert die Expression einiger Transposons. Diese werden als A) miRNA bezeichnet. B) piRNA. C) snRNA. D) siRNA. E) RNAi.

Welche der folgenden Aussagen beschreibt siRNA am besten? A) eine kurze doppelsträngige RNA, von der einer eine Sequenz von mRNA komplementieren und inaktivieren kann B) eine einzelsträngige RNA, die, wo sie interne komplementäre Basenpaare aufweist, sich zu Kleeblattmustern falten kann C) eine doppelsträngige RNA die durch die Spaltung von Haarnadelschleifen in einem größeren Vorläufer gebildet wird D) ein Teil der rRNA, der es ihr ermöglicht, an mehrere ribosomale Proteine ​​zu binden und große oder kleine Untereinheiten zu bilden E) ein Molekül, bekannt als Dicer, das andere mRNA-Sequenzen abbauen kann

Eine Möglichkeit, wie Wissenschaftler die neu gewonnenen Erkenntnisse über nicht-kodierende RNAs nutzen wollen, liegt in den Möglichkeiten ihrer Anwendung in der Medizin. Welches der folgenden Szenarien für die zukünftige Forschung würde Ihrer Meinung nach am meisten von RNAs profitieren? A) Erforschung einer Möglichkeit, die Expression von Pseudogenen zu aktivieren B) Targeting von siRNAs, um die Expression eines Allels, das mit einer autosomal-rezessiven Krankheit assoziiert ist, zu deaktivieren C) Targeting von siRNAs, um die Expression eines Allels, das mit einer autosomal-dominanten Krankheit assoziiert ist, zu deaktivieren D) Knock-out erzeugen Organismen, die für das pharmazeutische Wirkstoffdesign nützlich sein können E) auf der Suche nach einem Weg, um zu verhindern, dass virale DNA beim Menschen eine Infektion verursacht

Welche der folgenden Aussagen beschreibt die Funktion eines Enzyms namens Dicer? A) Es baut einzelsträngige DNA ab. B) Es baut einzelsträngige mRNA ab. C) Es baut mRNA ohne Poly-A-Schwanz ab. D) Es trimmt kleine doppelsträngige RNAs in Moleküle, die die Translation blockieren können. E) Es zerhackt einzelsträngige DNAs von infizierten Viren.

In einer Reihe von Experimenten wurde das Enzym Dicer in Zellen verschiedener Vertebraten inaktiviert, so dass das Zentromer abnorm aus Chromatin gebildet wird. Welches der folgenden Ereignisse tritt am wahrscheinlichsten auf? A) Die üblichen mRNAs, die von zentromerer DNA transkribiert wurden, fehlen in den Zellen. B) Tetraden können sich während der Meiose nicht mehr bilden I. C) Zentromere werden eher euchromatisch als heterochromatisch sein und die Zellen sterben in Kultur bald ab. D) Die Zellen werden einer bakteriellen Kontamination nicht mehr widerstehen können. E) Die DNA der Zentromere kann sich nicht mehr replizieren.

Seit Watson und Crick 1953 die DNA beschrieben haben, welche der folgenden Aussagen könnte am besten erklären, warum die Funktion kleiner RNAs immer noch erklärt wird? A) Da sich RNAs seit dieser Zeit weiterentwickelt haben, haben sie neue Funktionen übernommen. B) Watson und Crick beschrieben DNA, sagten jedoch keine Funktion für RNA voraus. C) Die Funktionen kleiner RNAs konnten erst nach der Sequenzierung des gesamten menschlichen Genoms untersucht werden. D) Ethische Überlegungen haben Wissenschaftler bis vor kurzem daran gehindert, dieses Material zu erforschen. E) Veränderungen in der Technologie sowie unsere Fähigkeit zu bestimmen, wie viel von der DNA exprimiert wird, haben dies jetzt möglich gemacht.

Sie erhalten ein experimentelles Problem, bei dem es um die Kontrolle der Expression eines Gens im Embryo einer bestimmten Spezies geht. Eine Ihrer ersten Fragen ist, ob die Expression des Gens auf Transkriptions- oder Translationsebene kontrolliert wird. Welche der folgenden Antworten könnte Ihnen am besten antworten? A) Sie untersuchen, ob es alternatives Spleißen gegeben hat, indem Sie Aminosäuresequenzen sehr ähnlicher Proteine ​​untersuchen. B) Sie messen die Menge der entsprechenden Prä-mRNA in verschiedenen Zelltypen und stellen fest, dass alle gleich sind. C) Sie beurteilen die Position und Sequenz des Promotors und Enhancers für dieses Gen. D) Eine Analyse der Aminosäureproduktion durch die Zelle zeigt Ihnen, dass es in diesem Stadium des embryonalen Lebens eine Zunahme gibt. E) Sie verwenden ein Antibiotikum, von dem bekannt ist, dass es die Translation verhindert.

Beim Menschen haben die embryonalen und fetalen Hämoglobinformen eine höhere Affinität zu Sauerstoff als die von Erwachsenen. Dies ist auf A) nicht identische Gene zurückzuführen, die während der Entwicklung verschiedene Versionen von Globinen produzieren. B) identische Gene, die viele Kopien der Ribosomen erzeugen, die für die fetale Globinproduktion benötigt werden. C) Pseudogene, die die Genexpression bei Erwachsenen stören. D) die Anlagerung von Methylgruppen an Cytosin nach der Geburt, wodurch die Art des produzierten Hämoglobins verändert wird. E) Histonproteine, die ihre Form während der Embryonalentwicklung ändern.

Die Tatsache, dass Pflanzen aus somatischen Zellen kloniert werden können, zeigt, dass A) differenzierte Zellen alle Gene der Zygote behalten. B) Gene gehen während der Differenzierung verloren. C) der differenzierte Zustand ist normalerweise sehr instabil. D) differenzierte Zellen enthalten maskierte mRNA. E) Differenzierung findet bei Pflanzen nicht statt.


MATERIALEN UND METHODEN

In unserem zweischichtigen Algorithmus sagt die untere Schicht die anfänglichen Uber-Operons-Kandidaten voraus, indem sie eine Reihe von Linker-Genen unter Verwendung eines einzigen Referenzgenoms identifiziert. Die höhere Schicht fusioniert alle Uber-Operon-Vorhersagen der unteren Schicht mit jedem Satz von Referenzgenomen, um die endgültige Vorhersage zu erhalten. Der Zweck der Verwendung mehrerer Referenzgenome besteht darin, die Vorhersagezuverlässigkeit zu erhöhen, indem versehentlich falsche Vorhersagen oder fehlende Linkergene reduziert werden, die bei Verwendung eines einzigen Referenzgenoms auftreten können.

Datenaufbereitung

Durch die Auswahl eines vollständigen Genoms in jeder Gattung haben wir 115 Genome von 224 vollständigen Bakteriengenomen auf der NCBI-Website erhalten (Freigabe vom 05.03.2005). Die Ergebnisse der Operonvorhersage für diese Genome wurden von http://www.microbesonline.org/operons/ heruntergeladen, bezeichnet als VIMSS Operonen (7). Wir haben auch unser hauseigenes Programm JPOP (2, 6) zur Operonvorhersage angewendet. Die von JPOP vorhergesagte durchschnittliche Operongröße ist etwas kleiner als die des VIMSS Operons, obwohl die beiden Programme eine ähnliche Vorhersagegenauigkeit aufweisen (F. Mao und Y. Xu, unveröffentlichte Daten). Die VIMSS Operons werden für unsere Studie verwendet, da ihre etwas größere Operongröße im Prinzip zu einer geringeren falsch-negativen Rate bei der Identifizierung von Linkergenen führen sollte. Schon seit VIMSS hat Operonvorhersagen für nur 91 der 115 Genome (einschließlich Escherichia coli K12) haben wir die verbleibenden 24 Genome aus der weiteren Betrachtung herausgenommen (siehe Ergänzungstabelle S1).

Ein weiterer Datensatz, der für unsere Uber-Operon-Vorhersage benötigt wird, sind die homologen Gene in den Referenzgenomen für jedes Gen in unserem Zielgenom. Wir haben eine homologe Genkartierung für jedes der 91 Genome gegen die verbleibenden 90 Genome durchgeführt, unter Verwendung der BLAST-Suche mit einem E-Wert Cutoff bei 10 -3 . Sowohl die vorhergesagten Operons als auch die homologen Gene sind in unserer Uber-Operon-Datenbank verfügbar: http://csbl.bmb.uga.edu/uber.

Uber-Operon-Vorhersage gegen ein Referenzgenom

Wir formulieren zunächst das Problem der Uber-Operon-Identifikation basierend auf einem Referenzgenom und skizzieren dann einen Algorithmus zur Lösung des Problems. Der wesentliche und grundlegende Unterschied zwischen unserem Algorithmus und dem Algorithmus von (14) besteht darin, dass wir nicht davon ausgehen, dass die orthologe Genbeziehung gegeben ist, sondern dass die orthologe Genbeziehung gleichzeitig mit der Uber-Operon-Vorhersage erfasst wird.

Betrachten Sie ein Zielgenom g1 und ein Referenzgenom g2. Wir nehmen an, dass jedes Gen in g1 hat höchstens ein Orthologe in g2, und umgekehrt. Intuitiv wird ein Uber-Operon als eine maximale Gruppe von transkriptionell oder funktionell verwandten Operons modelliert, die durch Linker-Gene verbunden sind und es gibt keine Überlappung zwischen irgendwelchen zwei Uber-Operons (im Gegensatz zu Regulonen). Eine Herausforderung bei der Identifizierung von Uber-Operons besteht darin, orthologe Gene zwischen zwei Genomen genau zu identifizieren. Unsere vorherige Studie hat gezeigt, dass bestehende Methoden wie BDBH (20), seine Variationen (21) und COG (22) für eine hochspezifische und genaue Identifizierung orthologer Gene im großen Maßstab nicht ausreichend sind, da diese Algorithmen alle versuchen, Vorhersagen zu treffen Orthologie, die hauptsächlich auf Sequenzähnlichkeitsinformationen basiert, und Sequenzähnlichkeitsinformationen allein implizieren keine Orthologie (12). Dieses Problem wurde teilweise durch eine neue Strategie überwunden, die in unserer jüngsten Arbeit zur orthologen Genkartierung verwendet wurde, indem sowohl Sequenzähnlichkeit als auch genomische Strukturinformationen verwendet wurden (12, 23). Die Grundidee ist wie folgt. Wenn ein Genpaar g1, g2 sind im gleichen Operon von g1 und ihre homologen Gene g1' und g2′ sind auch im gleichen Operon in g2, dann die Wahrscheinlichkeit für g1 und g1' und g2 und g2′, um orthologe zu sein, ist hoch (23). Unser Uber-Operon-Identifikationsalgorithmus besteht also darin, solche Zuordnungen im Kontext des Auffindens von Uber-Opern zu finden, was die Gesamtwahrscheinlichkeit dafür maximiert, dass alle kartierten Genpaare orthologe sind.

Formal definieren wir einen bipartiten Graphen B = (U, V, E) für Genome g1 und g2 wie folgt. Lassen


Diskussion

Computeranalysen wurden seit mehr als 15 Jahren zur Vorhersage bakterieller Transkriptionssignale verwendet (10, 38–14) und die Ergebnisse dienten vielfach als Grundlage für weitere experimentelle Arbeiten (z. B. 43). Auch die Koevolution von Regulonen und Regulatoren wurde untersucht ( 45). Nach unserem besten Wissen ist diese Studie jedoch der erste Versuch, regulatorische Stellen in zwei oder mehr Genomen durch Vergleich der jeweiligen vollständigen Gensets systematisch zu charakterisieren.

Dieser vergleichende Ansatz umfasst drei Hauptkomponenten: (i) Vorhersage von Transkriptionsfaktor-Bindungsstellen, (ii) Abgrenzung der orthologen Beziehung zwischen Genen durch Vergleich ihrer Proteinprodukte und (iii) Vergleich und, falls erforderlich, Vorhersage von Proteinfunktionen. Die Verwendung vollständiger Genome erleichtert die Identifizierung von Orthologen und erhöht damit die Zuverlässigkeit von Rückschlüssen auf identische oder ähnliche zelluläre Rollen von Proteinen. Trotz möglicher orthologischer Unsicherheiten ist die Identifizierung homologer Gene in allen Bakterienarten, einschließlich derer, deren Genomsequenzen noch nicht abgeschlossen sind, jedoch durch die Ähnlichkeitssuche in der Gen-Bank eine sinnvolle Ergänzung dieser Analyse.

Alle in dieser Arbeit betrachteten Stellen sind ungefähr palindromisch. Wir verwendeten die Stellen jedoch in der der Transkriptionsrichtung entsprechenden Orientierung und symmetrisierten die Profile nicht. Dafür gab es zwei Gründe. Zunächst waren wir daran interessiert, ein allgemeines Verfahren zur Standorterkennung zu entwickeln, anstatt eines, das nur auf symmetrische Standorte anwendbar ist. Zweitens ist nicht garantiert, dass selbst die dimeren Faktoren ihre Operatoren symmetrisch binden. Diese Möglichkeit wurde im Fall von TrpR auf der Grundlage der kristallographischen Daten ( 46) und der chemischen Modifikation natürlicher Standorte ( 47) und im Fall von AraC auf der Grundlage von Mutationsanalysen ( 48) angesprochen. Auch das aus den SELEX-Daten abgeleitete Lrp-Bindungssignal ist nicht symmetrisch (49).

Die vergleichende Analyse der E coli und H.influenzae Genome zeigten drei Haupttypen von Unterschieden zwischen Operons, die dem gleichen Regulationsmodus unterliegen. Die Unterschiede des ersten Typs sind auf das Vorhandensein oder Fehlen einzelner Gene in ansonsten konservierten Operons beschränkt. Die Beispiele in H.influenzae sind Operons ycfCpurB (purB in E coli, Abb. 3b), argH (argCBH in E coli, Abb. 3c), ydfGtrpBA (trpBA in P.multicida, Abb. 3e) und Reifen A (aroFtyrA in E coli, Abb. 3g).

Die zweite Art von Änderungen beinhaltet das Aufbrechen eines Operons in zwei Teile, die beide die Regulierung beibehalten. Zwei E coli opérons, purHD und glyA, beide reguliert durch PurR, entsprechen, in H.influenzae, zu der Genkette HI0887-HI0889 mit einer PUR-Box stromaufwärts von HI0887 ( Fig. 3a). Ebenso ist das Tryptophan-Operon eingebrochen H.influenzae in zwei Teile, trpEDC und trpBA, die beide starke TRP-Boxen in den regulatorischen Regionen aufweisen.

Schließlich verlieren oder wechseln einige Opern die Regulierung. Der interessanteste Fall in dieser Kategorie ist die Eliminierung von Schnurren Autoregulation in H.influenzae. Der Verlust der „Regulierung der Regulierungsbehörden“ scheint ein allgemeineres Phänomen zu sein: In E coli, reguliert der Repressor IlvY sowohl sein eigenes Gen ilvY und das angrenzende ilvC Gen, die von divergenten Promotoren transkribiert werden. Im Gegensatz dazu H.influenzae, obwohl die Gesamtposition dieser Gene gleich ist, ist der Abstand zwischen ihnen viel größer und eine Kandidaten-Bindungsstelle liegt nahe bei ilvC, aber zu weit weg von ilvY Autoregulation zu erwarten (M.Gelfand, unveröffentlichte Beobachtung). Die Beseitigung dieses höheren Regulierungsniveaus kann mit der Entwicklung des parasitären Lebensstils von . zusammenhängen H.influenzae die viel weniger Vielseitigkeit in der Reaktion des Bakteriums auf Umweltveränderungen erfordert als seine freilebenden Verwandten, wie z E coli. Ein weiterer klarer Fall von Vereinfachungen in der Regulierung ist der Verlust der TYR-Box durch den H.influenzae mtr Operon, das in E coli wird sowohl von TrpR als auch von TyrR reguliert. Der Roadblock-Mechanismus der Unterdrückung von purB von Schnurren in E coli ist nicht in konserviert H.influenzae, obwohl die Repression selbst zu existieren scheint. Schließlich ist es möglich, dass das Gen aroG von H.influenzae hat seine Regulierung von TyrR auf TrpR umgestellt.

Die Konservierung eines regulatorischen DNA-bindenden Proteins in einem nicht charakterisierten bakteriellen Genom scheint ein zuverlässiger Prädiktor für die Konservierung der Bindungsstellen in zumindest einigen Operons zu sein, selbst wenn der größte Teil des Regulons fehlt. Zum Beispiel sind im Arginin-Regulon von nur drei bekannte Gene bekannt H.influenzae, einschließlich des Repressors ArgR selbst (ohne die Transportproteine ​​zu zählen, von denen in dieser Arbeit vorhergesagt wurde, dass sie zum Arginin-Regulon gehören), aber die ARG-Boxen sind konserviert. Die E coli Die ARG-Box-Erkennungsmatrix scheint in der Lage zu sein, die relevanten Signale auch im entfernt verwandten Bereich zu erkennen Bacillus subtilis Genom, das auch ein Ortholog von ArgR kodiert (A.AMironov und M.S.Gelfand, unveröffentlichte Beobachtungen). Umgekehrt gibt es keine starken PUR-Boxen im Helicobacter pylori Genom, das kein PurR-Orthologe kodiert. Auch wenn ein Purinrepressor in B.subtilis, es hat nichts mit dem zu tun E coli PurR, und in der Tat die Art der Regulation (meist durch Abschwächung) und die Regulationsstellen (in einigen Genen, die auf Transkriptionsebene reguliert werden) der B.subtilis Purin-Regulon unterscheiden sich von denen von E coli. Die P. aeruginosa Operon trpBA wird durch den Repressor TrpI reguliert, der nicht mit TrpR von verwandt ist E coli und H.influenzae, und vorhersagbar gibt es keine TRP-Boxen in der Region stromaufwärts von diesem Operon.

Diese Studie ermöglichte es uns, mehrere Vorhersagen zu treffen, die experimentell leicht überprüfbar zu sein scheinen. Eine Gruppe solcher Vorhersagen umfasst Rückschlüsse auf Veränderungen von Regulationsmustern, nämlich den Verlust der Autoregulation im H.influenzae Ortholog von PurR, andere Art der Unterdrückung von purB, und die offensichtliche Änderung in der Regulierung von aroG. Die zweite Gruppe von Vorhersagen erweitert sowohl die Purin- als auch die Arginin-Regulone um E coli und H.influenzae durch Einbeziehung von Transportproteinen (Purin- und Arginintransporter). Es ist etwas überraschend, dass diese Transportsysteme, insbesondere die große Familie der H + / Purin-Symporter, durch genetische Analyse nicht als Teil des Purin-Regulons identifiziert wurden. Eine mögliche Erklärung ist, dass alle Gene dieser Familie, von denen vorhergesagt wird, dass sie unter der PurR-Regulation stehen, enge, nicht regulierte Paraloge haben und daher die Wirkung von Mutationen in den regulierten Genen nur unter sehr spezifischen Bedingungen manifest werden könnte.

Weitere Forschungsrichtungen werden die Analyse globaler Regulationssysteme, wie SOS-, CRP-, Fur- und Fnr-Regulonen, sowie multipler interagierender Systeme sein, zum Beispiel die Interaktion zwischen Purin- und Pyrimidin-Regulation oder die Interaktion zwischen der Regulation durch Repression und durch Attenuierung im Aromaten Aminosäureregulon sowie Vergleiche zwischen weiter entfernten Genomen, wie z E coli und B.subtilis. Als weiter entferntes Ziel sehen wir die Entwicklung von Techniken zur systematischen Charakterisierung von Regulationswegen in neu sequenzierten Genomen.