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Wie variiert das Membranpotential zwischen intraceullaren Membranen und der Zellmembran?

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Frage

Hat jeder Membrantyp ein anderes Membranpotential? Ich bin besonders an Antworten interessiert, die wissenschaftliche Arbeiten zitieren können, die versucht haben, Membranpotentiale zu messen.

Diskussion

Ich habe schon früher nach der Zusammensetzung von Membranen gefragt, und obwohl ich einige Informationen erhalten habe, habe ich nicht alle Informationen erhalten, die ich suchte. Dies ist kein Problem für unsere Community, sondern für das Feld insgesamt: Die weit verbreitete Meinung ist, dass Membranen Membranen sind (hauptsächlich aufgrund der Schwierigkeiten beim experimentellen Studium der Membranbiophysik).

So definiert Wikipedia das Membranpotential:

Membranpotential (auch Transmembranpotential oder Membranspannung) ist die elektrische Potentialdifferenz zwischen dem Inneren und dem Äußeren einer biologischen Zelle. - Wikipedia

Das ist nicht streng wahr. Intrazelluläre Membranen haben auch Membranpotentiale, wie man sich vorstellen kann, und es gibt einige ungeprüfte Informationen über die pH-Werte der Kompartimente. Aus diesem Grund bin ich daran interessiert herauszufinden, ob es Studien gibt, die versuchen, dies über die Zellmembran und über verschiedene subzelluläre Membranen hinweg zu quantifizieren.


Ja, verschiedene intrazelluläre Membranen haben Potenzialunterschiede, aber wie Sie sich vorstellen können, sind sie experimentell schwieriger zu messen, so dass im Allgemeinen nur wenige Daten dazu vorliegen.

Zusammenfassung

  • Mitochondriale Membran: 150mV-180mV mit Negativität auf der Matrixseite. Seth et al 2011
  • Endoplasmatische Retikulummembran: 75-95 mV mit Negativität im ER. Qin et al 2011, Worley et al 1994
  • Golgi: Kein nennenswertes Membranpotential. Schapiro & Grinstein 2000
  • Lysosomal: 20 mV mit mehr Negativität auf der zytosolischen Seite. Koivusalo et al 2011

Diskussion

Das mitochondriale Membranpotential ist wahrscheinlich der am besten untersuchte Fall. Dies ist die Potentialdifferenz über die innere mitochondriale Membran, zwischen der mitochondrialen Matrix und dem Intermembranraum; er beträgt etwa 150 mV (mehr negativer auf der Matrixseite). Es gibt auch einen Potentialunterschied zwischen den mitochondrialen Cristae (Falten der inneren Membran) und der Matrix, die verwendet wird, um die ATP-Synthese anzutreiben; es ist wahrscheinlich größer als 150 mV, aber das ist meiner Meinung nach immer noch schlecht verstanden. Die äußere Membran ist durchlässig (hat Poren), daher sollte kein Potenzialunterschied zwischen dem Intermembranraum und dem Zytosol bestehen.

Für das endoplasmatische Retikulum (ER) sind meiner Meinung nach nur wenige Daten verfügbar, aber es gibt einige Schätzungen, die auf Messungen des Ionentransports basieren, die einen Wert von etwa 75 bis 95 mV (mehr negativer im ER) ergeben. Dies hängt wahrscheinlich stark von der Situation ab, da das ER an der Regulierung der Ionenhomöostase (insbesondere Ca2+) beteiligt ist.

Für den Golgi-Apparat ergab diese Studie, dass kein Potenzialunterschied gegenüber dem Zytosol basierend auf den Bewegungen auf H+ und Gegenionen besteht.

Das lysosomale Membranpotential wurde direkt gemessen und ergab Werte von etwa 20 mV (innerhalb positiver).

Für den Kern sind mir keine Daten bekannt, aber ich würde annehmen, dass es hier keinen Potenzialunterschied gibt, da die Kernmembran große Poren hat.


Höhepunkte

Gasdermins (GSDMs) bestehen aus einer zytotoxischen N-terminalen Domäne (N-GSDM) Domäne, einer Gelenkregion mit konservierten Aspartatspaltungsstellen (GSDMD und -E) und einer C-terminalen Domäne (C-GSDM) regulatorischen Domäne. Die besondere Kombination positiver und negativer Regulationsmechanismen und die eingeschränkten Expressionsmuster einiger GSDMs könnten nicht nur der einzigartigen und diskriminierenden Wirkungsweise von GSDMs in bestimmten Signalwegen (Inaktivierung von GSDMB und -D nach Caspase-3-Aktivierung) und zellulären Kontexten ( GSDMD in Epithelzellen, GSDMA in Keratinozyten) aber auch Redundanzmechanismen darstellen.

Mehrere Kontrollpunkte kontrollieren die zytotoxische Funktion von p30 N-GSDM durch spezifische Proteolyse, Phosphorylierung, Exosomenbildung.

Neben der Plasmamembran zielen einige N-GSDMs auch auf Mitochondrien (N-GSDMA, -D und -E), Kernhüllenmembranen und azurophylische Granula (N-GSDMD) oder Peroxisomen (PJVK), was auf eine Beteiligung an intrazellulären Prozessen hindeutet über den Zelltod hinaus.

GSDM Gene stammen aus dem Tierreich von einem Vorfahren GSDME-ähnliches Gen, das in den Nesseltieren beginnt. Ein Vervielfältigungsereignis dieser Vorfahren GSDME Gen führte zu PJVK bei den Wirbeltieren, die mit dem Auftreten des komplexen Innenohrs verbunden sind. GSDMA Gene sind in Reptilien, Vögeln und Schnabeltieren vorhanden, während die GSDMB, GSDMC, und GSDMD Gene, die sich zusätzlich in Plazenta und Säugetieren entwickelt haben, obwohl diese bei bestimmten Arten deletiert oder erweitert sind, was den hohen evolutionären Druck widerspiegelt.

Die Familie der Gasdermin (GSDM) hat sich als sechs Gencluster (GSDMA–E und Pejvakin, PJVK) und GSDM-Proteine ​​sind durch eine einzigartige N-terminale Domäne (N-GSDM) gekennzeichnet. Mit Ausnahme von PJVK ist die N-GSDM-Domäne in der Lage, eine Permeabilisierung der Plasmamembran durchzuführen. Abhängig von der Modalität des Zelltods regulieren mehrere Protease- und Kinase-abhängige Mechanismen direkt die Aktivität von GSDME und GSDMD, den beiden am häufigsten exprimierten und am besten untersuchten GSDMs. Wir geben einen Überblick über alle GSDMs in Bezug auf biologische Funktion, Gewebeexpression, Aktivierung, Regulation und Struktur. Eine eingehende phylogenetische Analyse zeigt, dass GSDM Gene weisen viele Genduplikationen und -deletionen auf, was darauf hindeutet, dass starke evolutionäre Kräfte und eine einzigartige Position der PJVK Gen sind mit dem Auftreten einer komplexen Innenohrentwicklung bei Wirbeltieren verbunden.


  • Die Plasmamembran oder Zellmembran ist eine biologische Membran, die das Innere aller Zellen von der äußeren Umgebung trennt.
  • Plasmamembranen sind an einer Vielzahl von zellulären Prozessen wie Zelladhäsion, Ionenleitfähigkeit und Zellsignalisierung beteiligt. Sie dienen als Anheftungsfläche für mehrere extrazelluläre Strukturen, einschließlich der Zellwand, der Glykokalyx und des intrazellulären Zytoskeletts.
  • Das Aufbrechen der Plasmamembran verursacht eine schnelle Depolarisation, was zu einem Verlust des Membranpotentials führt, was zur Hemmung der Protein-, DNA- und RNA-Synthese führt, was zum Absterben der Bakterienzellen führt.
  • Plasma Membran: Die semipermeable Membran, die das Zytoplasma einer Zelle umgibt.
  • Zellenwand: Eine dicke, ziemlich starre Schicht, die um einzelne Zellen von Bakterien, Archaeen, Pilzen, Pflanzen und Algen gebildet wird. Die Zellwand befindet sich außerhalb der Zellmembran und hilft der Zelle, ihre Form zu erhalten und Schäden zu vermeiden.
  • Plasma Zelle: eine Form von Lymphozyten, die bei Reaktion mit einem spezifischen Antigen, einem Plasmazyt, Antikörper produziert

Die Plasmamembran oder Zellmembran ist eine biologische Membran, die das Innere aller Zellen von der äußeren Umgebung trennt. Die Plasmamembran ist selektiv durchlässig für Ionen und organische Moleküle. Es steuert die Bewegung von Substanzen in und aus Zellen. Grundsätzlich schützt die Membran die Zelle vor äußeren Kräften. Es besteht aus der Lipiddoppelschicht mit eingebetteten Proteinen. Plasmamembranen sind an einer Vielzahl von zellulären Prozessen wie Zelladhäsion, Ionenleitfähigkeit und Zellsignalisierung beteiligt. Es dient als Anheftungsfläche für mehrere extrazelluläre Strukturen, einschließlich der Zellwand, der Glykokalyx und des intrazellulären Zytoskeletts. Pilze, Bakterien und Pflanzen haben auch die Zellwand, die der Zelle einen mechanischen Halt bietet und den Durchgang größerer Moleküle verhindert. Die Plasmamembran spielt auch eine Rolle bei der Verankerung des Zytoskeletts, um der Zelle Form zu verleihen, und bei der Anheftung an die extrazelluläre Matrix und andere Zellen, um die Gruppierung von Zellen zu unterstützen, um Gewebe zu bilden.

Es gibt verschiedene Arten von antimikrobiellen Arzneimitteln, die wirken, indem sie die Plasmamembran zerstören oder verletzen. Ein Beispiel ist Daptomycin, ein Lipopeptid, das einen unterschiedlichen Wirkungsmechanismus hat und mehrere Aspekte der Funktion der bakteriellen Zellmembran stört. Es scheint, dass es an die Membran bindet und eine schnelle Depolarisation verursacht, was zu einem Verlust des Membranpotentials führt, was zur Hemmung der Protein-, DNA- und RNA-Synthese führt, was zum Absterben von Bakterienzellen führt. Ein weiteres Beispiel sind Polymyxine-Antibiotika, die eine allgemeine Struktur aufweisen, die aus einem zyklischen Peptid mit einem langen hydrophoben Schwanz besteht. Sie stören die Struktur der bakteriellen Zellmembran, indem sie mit ihren Phospholipiden interagieren.


Zelluläre Flecken

Entdecken Sie die Vergleichsleitfäden für Zellfärbungen, um Ziele, Anwendungen, Fixierbarkeit und Färbungen für verschiedene Organismen zu durchsuchen.

Finden Sie eine Membranfärbung, die zu Ihrem Arbeitsablauf passt, mit unserem Vergleichsleitfaden für Membran- und Zelloberflächenfärbungen.

Kern

NucSpot® 470
NucSpot® 470 ist eine zellmembranundurchlässige grün fluoreszierende DNA-Färbung. In Abwesenheit von DNA ist es praktisch nicht fluoreszierend, fluoresziert jedoch bei DNA-Bindung hellgrün. Während andere grüne Nukleinsäurefärbungen wie TOTO®, TO-PRO® oder SYTOX® sowohl den Zellkern als auch das Zytoplasma färben, färbt NucSpot® 470 spezifisch den Zellkern fixierter und permeabilisierter Zellen. Es kann auch verwendet werden, um tote Zellen in lebenden Kulturen selektiv zu färben. NucSpot® 470 hat eine grüne Fluoreszenz, die mit den Standardeinstellungen für FITC abgebildet werden kann. Mit einer Anregung bei 460 nm passt es auch hervorragend zu Instrumenten mit blauen LED-Anregungsquellen.

NucSpot® Live 488 und NucSpot® Live 650 Nuklearfärbungen
NucSpot® Live Nuclear Stains färben spezifisch Kerne in lebenden oder fixierten Zellen, ohne dass sie gewaschen werden müssen. NucSpot® Live 488 hat eine grüne Fluoreszenz (Ex/Em 500/515 nm), während NucSpot® Live 650 eine dunkelrote Fluoreszenz (650/675 nm) zur Detektion im Cy®5-Kanal aufweist. Im Gegensatz zu Draq5™ hat NucSpot® Live 650 eine geringe Zytotoxizität und kann für längerfristige Bildgebung verwendet werden. NucSpot® Live 650 Dye ist auch mit der hochauflösenden Bildgebung von SIM und STED kompatibel.

RedDot™1 und RedDot™2 Far-Rote Nuklearflecken
RedDot™1 und RedDot™2 sind tiefrote Nuklear-Gegenfärbungen für den Cy®5-Kanal. RedDot™1 ist eine Alternative zu DRAQ5™, die Zellkerne in lebenden Zellen schnell und spezifisch färbt. Es kann für die Zellzyklusanalyse mittels Durchflusszytometrie verwendet werden. Es kann auch zur Zellnormalisierung für In Cell Western™ verwendet werden. RedDot™1 zeigt Zytotoxizität innerhalb weniger Stunden nach der Färbung, daher empfehlen wir NucSpot® Live 650 für die Langzeit-Bildgebung von lebenden Zellen.

RedDot™2 ist membranundurchlässig und kann zur selektiven Färbung toter Zellen oder als nukleäre Gegenfärbung für fixierte Zellen verwendet werden. RedDot™2 zeigt in fixierten Zellen eine bessere Kernspezifität als DRAQ7™, das einen Blockierungsschritt für die kernspezifische Gegenfärbung erfordert. RedDot™2 wurde auch für Gewebereinigungsprotokolle wie CUBIC validiert.

Live-or-Dye NucFix™ Rot
Live-or-Dye NucFix™ Red ist ein einzigartiger, zellmembranundurchlässiger Farbstoff, der speziell die Kerne abgestorbener Zellen färbt. Der Farbstoff kann in tote Zellen mit beeinträchtigter Membranintegrität eindringen und den Zellkern kovalent markieren, was eine klare Differenzierung von lebenden und toten Zellen entweder durch Mikroskopie oder Durchflusszytometrie ermöglicht. Im Gegensatz zu anderen häufig verwendeten Kernfärbungen wie Propidiumiodid oder DRAQ7™ bindet NucFix™ kovalent an DNA, wodurch die Zellen ohne Verlust der Fluoreszenz oder Farbstoffübertragung zwischen Zellen fixiert und permeabilisiert werden können.

Klassische blaue Nuklearflecken
DAPI und Hoechst sind weit verbreitete blau fluoreszierende nukleare Gegenfärbungen. Sie sind kleine Furchen-bindende DNA-Farbstoffe, die in Lösung minimal fluoreszieren, aber eine starke Fluoreszenzverstärkung bei der Bindung von DNA aufweisen.

DAPI ist weniger membrandurchlässig als Hoechst und wird typischerweise verwendet, um fixierte Zellen bei Konzentrationen um 1 ug/ml zu färben. Antifade-Eindeckmittel mit DAPI, wie Biotium’s EverBrite™ Eindeckmittel, können für die Ein-Schritt-Montage und Gegenfärbung verwendet werden. Die Färbung lebender Zellen mit DAPI erfordert eine höhere Konzentration (

10 ug/ml). Wir bieten DAPI-Dilactat an, ein wasserlöslicheres DAPI-Salz, das in höheren Konzentrationen verwendet werden kann.

Hoechst Farbstoffe sind membranpermeant und können für Lebend- oder Festzellfärbung und Zellzyklusanalyse verwendet werden. Hoechst 33342 und Hoechst 33528 werden beide durch BrdU-markierte DNA gelöscht und wurden in Zellteilungsstudien verwendet. Die beiden Farbstoffe sind spektral ähnlich. Hoechst 33342 ist etwas zelldurchlässiger als Hoechst 33258, aber beide Farbstoffe werden üblicherweise als Kernfärbungen für lebende oder fixierte Zellen bei 1 ug/ml verwendet.

Während Hoechst und DAPI weniger Zytotoxizität zeigen als interkalierende DNA-Farbstoffe, binden sie DNA in lebenden Zellen und sind potenziell gefährlich. Biotium bietet Hoechst 33342, Hoechst 33258 und DAPI als 10 mg/ml-Lösungen in Wasser an, für mehr Komfort und Sicherheit im Vergleich zum Abwiegen der pulverförmigen Farbstoffe.

DAPI und Hoechst unterliegen einer Photokonversion durch UV-Anregung, um grün fluoreszierende Farbstoffe zu bilden, was zu Artefakten bei der Mehrfarbenabbildung führen kann. Weitere Informationen finden Sie in unserem Tech-Tipp zur Vermeidung von Artefakten durch UV-Photokonvertierung von DAPI und Hoechst.

Asymmetrische Cyaninfarbstoffe und andere tote Zellkernfärbungen
Biotium bietet eine Auswahl an Cyaninfarbstoffen für Nukleinsäuren. Cyaninfarbstoffe haben eine hohe Affinität zu DNA und RNA. Mehrere der membranundurchlässigen Farbstoffe sind nützliche Farbstoffe für tote Zellen. Oxazole Yellow (äquivalent zu YO-PRO®-1) ist insofern einzigartig, als es selektiv frühe apoptotische Zellen färbt. Membranundurchlässige Cyaninfarbstoffe können auch als nukleäre Gegenfärbungen verwendet werden, aber im Gegensatz zu RedDot™- oder NucSpot®-Farbstoffen färben sie sowohl RNA als auch DNA und erfordern daher eine RNase-Behandlung für die selektive Nuklearfärbung.

Wir bieten auch eine Vielzahl anderer zellmembranundurchlässiger Kernfärbungen für die Färbung toter Zellen an. Weitere Informationen finden Sie in der Tabelle unten. Weitere anwendungsspezifische Informationen finden Sie in unserer Vergleichstabelle für Nuklearfarben.

Nukleare Flecken

Katalog Nr.

Farbe (Ex/Em*)

Zelldurchlässigkeit

Für das Leben / feste Zellen

Nach dem Färben fixierbar?

Merkmale

Nukleinsäureflecken aus toten Zellen

Katalog Nr.

Farbe (Ex/Em*)

Merkmale

MEMBRANE & ZELLOBERFLÄCHE

CellBrite® Cytoplasmatische Membranfarbstoffe
Lipophile Carbocyanin-Farbstoffe werden häufig zur Markierung von Neuronen in Geweben durch retrograde Markierung und zur Markierung von Membranen in einer Vielzahl von Zelltypen verwendet. Die Farbstoffe sind in Lösung schwach fluoreszierend, werden aber in Lipiddoppelschichten stark fluoreszierend. Die Färbung ist sehr stabil mit geringer Toxizität und sehr geringem Farbstofftransfer zwischen den Zellen, wodurch die Farbstoffe für langfristige Zellmarkierungs- und Verfolgungsstudien geeignet sind. Zellpopulationen können zur Identifizierung nach dem Mischen mit verschiedenen Fluoreszenzfarben markiert werden. Wenn lebende Zellen nach der Färbung kultiviert werden, werden die Farbstoffe im Laufe der Zeit durch Endocytose internalisiert. Zellen können entweder vor oder nach dem Färben fixiert werden, obwohl die Permeabilisierung das Färbemuster beeinflusst.

Im Gegensatz zu PKH-Farbstoffen, einer anderen Klasse von Membranfärbungen, erfordern CellBrite®-Farbstoffe kein kompliziertes hypoosmotisches Markierungsprotokoll. Sie sind gebrauchsfertige Farbstofflösungen, die direkt zu normalen Kulturmedien gegeben werden können, um suspendierte oder adhärente Zellen zu markieren. Wir bieten eine Auswahl an CellBrite®-Farbstoffen mit einer Fluoreszenz von Blau bis Nahinfrarot.

CellBrite® Fix und MemBrite® Fix: Oberflächenflecken, die Fix tolerieren & Perm
CellBrite® Fix und MemBrite® Fix Farbstoffe sind neue Farbstoffklassen, die von Biotium entwickelt wurden, um die äußeren Plasmamembranen lebender Zellen schnell anzufärben. Während andere lipophile Membranfarbstoffe mit Formaldehyd fixiert werden können, haben sie eine schlechte Toleranz gegenüber Detergenspermeabilisierung oder Methanolfixierung. Im Gegensatz dazu sind die CellBrite® Fix- und MemBrite® Fix-Färbungen einzigartig, da sie der Permeabilisierung und Methanolfixierung standhalten, wodurch die Oberflächenfärbung mit intrazellulärer Immunfluoreszenz kombiniert werden kann.

CellBrite® Fix Farbstoffe sind fluorogene Membranfarbstoffe, die sich in der Zellmembran anreichern und dort fluoreszieren. Die Farbstoffe besitzen eine aminreaktive Gruppe zur kovalenten Anbindung an Membranproteine. MemBrite® Fix sind nicht-lipophile Farbstoffe, die nach einem anderen Mechanismus als CellBrite® Fix kovalent mit Zelloberflächenproteinen reagieren und in einer größeren Farbauswahl erhältlich sind.

Aufgrund ihrer hohen Wasserlöslichkeit liefern die Farbstoffe CellBrite® Fix und MemBrite® Fix eine viel gleichmäßigere Färbung als lipophile Farbstoffe wie DiO und DiI. Sie sind nicht zytotoxisch und übertragen sich nicht ohne weiteres zwischen Zellen und färben auch Hefen und Bakterien. Die Oberflächenfärbung bleibt nach Permeabilisierung oder Methanolfixierung gut erhalten, mit nur geringem Anstieg der intrazellulären Fluoreszenz. Im Gegensatz zu Lektinen, die spezifische Ziele binden, sind CellBrite® Fix und MemBrite® Fix allgemeine Oberflächenfärbungen. CellBrite® Fix und MemBrite® Fix Farbstoffe können jedoch nicht verwendet werden, um bereits fixierte Zellen zu färben.

CellBrite® Steady-Membran-Färbekits für die mehrtägige Bildgebung von Zelloberflächen
Unsere kürzlich veröffentlichten CellBrite® Steady Membrane Staining Kits sind einzigartige fluoreszierende Membransonden, die für die mehrtägige Bildgebung von Zelloberflächen entwickelt wurden. Im Gegensatz zu anderen Membran-/Zelloberflächenfärbungen, die durch Endozytose schnell von der Zelloberfläche verloren gehen, balancieren CellBrite® Steady Dyes zwischen intrazellulären Kompartimenten und der Plasmamembran aus. Dies ermöglicht es den Zellen, die Oberflächenfärbung sowie die intrazelluläre Färbung für mehrere Tage beizubehalten. Diese Kits enthalten auch CellBrite® Steady Enhancer als optionales Reagenz, das zur Maskierung der intrazellulären Fluoreszenz von CellBrite® Steady Dyes verwendet werden kann und eine selektivere Visualisierung von Zellgrenzen ermöglicht. Dye-Farben sind von Blau bis Near-IR mit STORM-kompatiblen Optionen erhältlich.

Lektin-Konjugate: CF®-Farbstoff-markierte WGA & Con A
Lektine sind kohlenhydratbindende Proteine, die spezifische Zuckereinheiten an Glykoproteinen erkennen. Sie können verwendet werden, um die Zelloberfläche lebender Zellen selektiv zu färben und der Fixierung und Permeabilisierung standzuhalten. Wenn Zellen vor dem Färben fixiert und permeabilisiert werden, färben fluoreszierende Lektine sowohl die Zelloberfläche als auch die Organellen im sekretorischen Weg. WGA- und Con A-Lectine werden häufig zur Färbung von Zelloberflächen verwendet. Im Gegensatz zu CellBrite®- oder MemBrite®-Färbungen kann die Lektinfärbung zelltypabhängig sein. Wir bieten WGA und Con A mit einer großen Auswahl an hellen und photostabilen CF®-Farbstoffen an. Wir bieten auch PNA-Lectin-Konjugate an, die speziellere Anwendungen haben.

Oberflächenflecken für Hefen und Bakterien
CellBrite® Fix färbt die Zelloberfläche von Hefen und Bakterien. MemBrite® Fix und Con A Konjugate können auch zum Färben von Hefe verwendet werden. WGA-Konjugate können als Anfärbungen von Hefeknospen verwendet werden, während sie bei Bakterien nützliche fluoreszierende Gram-Färbungen sind. Sehen Sie sich auch unsere vollständige Auswahl an Mikrobiologieprodukten an.

Andere Membran- und Lipidsonden
Wir bieten eine Reihe weiterer Sonden für spezielle Membranfärbungsanwendungen an, wie markierte Phospholipide, Cholera-Toxin-Konjugate für die Lipid-Raft-Markierung, Sonden für den Vesikeltransport, Farbstoffe für Nerventerminals und Farbstoffe für das Membranpotential. Laden Sie unsere Broschüre zu zellulären Flecken herunter, um mehr zu erfahren.

Finden Sie die richtige Beize für Ihre Anwendung oder Ihren Arbeitsablauf
Sehen Sie sich unsere Anleitungen zum Vergleich von Zelloberflächenfärbungen für Membranen & an oder laden Sie unsere Broschüre herunter, um Produkte zu vergleichen und die richtige Färbung für Ihren Arbeitsablauf zu finden.


Innere Membranen in eukaryontischen Zellen bilden Organellen

Innerhalb der Plasmamembran, die eukaryotische Zellen umgibt, liegen viele andere Membranen, die die intrazellulären Kompartimente oder Organellen definieren. Jede dieser Organellen hat unterschiedliche Funktionen und enthält spezifische Komplemente von Proteinen, die für diese Rollen angepasst sind. Mit Ausnahme einiger Proteine, die vom mitochondrialen Genom kodiert werden, beginnt die Synthese aller Proteine, die in diesen Organellen benötigt werden, an Ribosomen im Zytoplasma, und daher müssen die Proteine ​​an den richtigen Bestimmungsort gelenkt werden. Wie dies mit Membranproteinen gelingt, haben wir früher gesehen, und die meisten Organellen haben eine Art Signalsequenz, die von verschiedenen Rezeptoren erkannt werden kann und dafür sorgt, dass das Protein an der richtigen Organelle ankommt.

Organellen haben unterschiedliche Lipidzusammensetzungen

Neben dem spezifischen Proteinkomplement jeder Organelle variiert die Lipidzusammensetzung der die Organellen umgebenden Doppelschichten. Lipide werden im ER synthetisiert und Flippasen bewegen Lipidmoleküle zwischen den Blättchen der Doppelschicht. Bei Organellen im sekretorischen Weg und der Plasmamembran wird der Lipidtransport in diese Kompartimente durch den Verkehr der vesikulären Membran durch den Weg vermittelt. Die Cholesterinkonzentration in den Membranen steigt vom ER über den Golgi bis zur Plasmamembran an. Cholesterin macht Membranen dicker und steifer, so dass der niedrige Cholesterinspiegel in der ER-Membran sie dünn macht und das Einfügen neu synthetisierter Membran- und sekretorischer Proteine ​​erleichtert. PC wird durch diesen Weg relativ seltener, wobei mehr im ER als an der Plasmamembran gefunden wird. PS und PE werden während des gesamten sekretorischen Weges im zytosolischen Segel der Membranen gefunden. Diese unterschiedliche Lipidzusammensetzung über den sekretorischen Weg wird erreicht, indem spezifische Lipide gezielt in Transportvesikel geleitet werden. In diesen Vesikeln enthaltene Proteine ​​fungieren als Markierungen und leiten die Lipide in das richtige Kompartiment. Sich vorwärts bewegende (anterograde) Vesikel, die für die Plasmamembran bestimmt sind, sind reich an Cholesterin. Lipide bewegen sich auch rückwärts durch den sekretorischen Weg, von der Plasmamembran zum ER. Dies wird als retrograder Verkehr bezeichnet. Retrograde Vesikel aus dem Golgi sind mit Lipiden wie PC angereichert, die im ER konzentriert sind.

Die Lipidzusammensetzung der Mitochondrien unterscheidet sich stark von der der sekretorischen Bahnkompartimente. Mitochondriale Membranen sind viel reicher an PE und Cardiolipin als das ER. Cardiolipin wird in den Mitochondrien synthetisiert und ist überwiegend auf diese Organelle beschränkt. Da sich Membranproteine ​​zusammen mit ihren Organellen und umgebenden Lipiden entwickelt haben, folgt daraus, dass unterschiedliche Lipidzusammensetzungen in verschiedenen Organellen für die optimale Aktivität der Proteine ​​innerhalb ihrer Membranen erforderlich sind. Die Struktur des ADP/ATP-Trägers in Mitochondrien wurde aufgeklärt und es wurde gefunden, dass Cardiolipin und PC-Moleküle an das Protein gebunden sind. Die Aktivität dieses Trägerproteins hängt von der Anwesenheit von Cardiolipin ab, das in mitochondrialen Membranen relativ häufig vorkommt.

Proteine ​​müssen auf die richtige Organelle gerichtet werden, damit Zellen funktionieren können

Das Targeting von neu synthetisierten Membran- und sekretorischen Proteinen zum ER wurde bereits kurz diskutiert. Es gibt jedoch viele verschiedene Ziele innerhalb der Zelle, an die ein Protein gesendet werden kann, und manchmal befinden sich Proteine ​​in mehr als einem davon. Die Signale und die Proteinmaschinerie, die erforderlich sind, um Proteine ​​in das richtige Kompartiment zu lenken, sind vielfältig, und viele Details der genauen beteiligten Mechanismen müssen noch geklärt werden.

Bläschentransport

Der Verkehr durch den sekretorischen Weg erfolgt durch vesikulären Transport sowohl in anterograder als auch in retrograder Richtung. Proteine ​​und Lipide können auf verschiedene Weise in Vesikel eingeschlossen und aus ihnen ausgeschlossen werden, um selektiv zu bestimmen, welche Moleküle sich durch den Weg vorwärts oder rückwärts bewegen. Vesikel sind mit Proteinen beschichtet, die ihren Bestimmungsort bestimmen. Im Allgemeinen sind diese Hüllproteine ​​(COPs) gerichtete 𠅌OPII beschichtet anterograde Vesikel und COPI beschichtet retrograde Vesikel. Proteine, die in Vesikeln wandern (als Cargo bezeichnet), werden entweder durch Wechselwirkung mit Rezeptoren in den Vesikeln oder durch direkte Wechselwirkung mit den Hüllproteinen selektiert. Die Auswahl der Fracht erfolgt im Knospungsstadium, wenn die Hüllproteine ​​beginnen, die Donormembran (z. B. das ER) zu einem Vesikel zu verformen. Nach Selektion der Ladung und Zusammenbau der Hüllproteine ​​knospt das Vesikel ab und wandert entweder durch Diffusion oder mit Hilfe von Motorproteinen, die & #x02018walk’ das Vesikel entlang des Zytoskeletts. Das Vesikel verschmilzt dann mit der Akzeptormembran und lagert seine Fracht und seine Lipide ab ( 11 ).

Es werden die wichtigsten Ereignisse im vesikulären Transport von Fracht gezeigt. Fracht wird selektiert und in Vesikel verpackt, die von Hüllproteinen gebildet werden (1 und 2). Die GTPase Rab ist auch an der Außenseite des Vesikels eingearbeitet und erleichtert die abgebildeten Schritte. Das Vesikel wandert dann entlang von Proteinen des Zytoskeletts zu seinem Bestimmungsort nach Dissoziation von Hüllproteinen (3). Das Vesikel wird mit Hilfe von Tethering-Proteinen und den SNARE-Komplexen (4) an die Donormembran gebunden, was eine Membranfusion und Freisetzung der Fracht ermöglicht (5).

Die Bildung und Verschmelzung von Vesikeln ist energetisch anspruchsvoll, da diese Prozesse das Aufbrechen der stabilen Doppelschicht erfordern, um ein neues Vesikel abzuschnüren und dann mit einer anderen Membran zu fusionieren. Um diese Energiebarriere zu überwinden, sind sowohl Energie als auch spezialisierte Proteinmaschinen erforderlich.

Sobald das Vesikel geknospt ist, durch das Zytosol gewandert ist und sein Ziel erreicht hat, muss es mit seiner Rezeptormembran fusionieren. Dies ist wiederum ein energetisch ungünstiger Prozess, und es muss eine Proteinmaschinerie eingesetzt werden, um die Verschmelzung zweier Doppelschichten zu ermöglichen. SNARE-Proteine ​​sind zentral für den Prozess der Vesikelfusion. Vesikel tragen v-SNAREs, die an spezifische t-SNAREs auf den Zielmembranen binden. Dies verleiht nicht nur Spezifität beim Targeting von Vesikeln, sondern die SNAREs erleichtern auch die Membranfusion bei der Ankunft des Vesikels. Die wechselwirkenden v-SNAREs und t-SNAREs bilden an der Grenzfläche zwischen den beiden Membranen ein Vier-Helix-Bündel, bestehend aus drei Helices vom t-SNARE und einer Helix vom v-SNARE. Es wird angenommen, dass diese stabile Wechselwirkung die freie Energie bereitstellt, die erforderlich ist, damit die beiden Membranen sich sehr nahe kommen und verschmelzen können. Wenn sich die beiden Doppelschichten nähern, können die Lipide in den beiden äußeren Blättchen miteinander in Kontakt kommen, wodurch die hydrophobe Natur der Stelle erhöht wird und die Membranen sich verbinden und die Energiebarriere überwinden können. Es wird auch angenommen, dass die Transmembrandomänen der SNAREs an der Membranfusion beteiligt sind, da, wenn sie experimentell durch Lipide ersetzt werden, keine Fusion stattfindet. Bei der Fusion dringt die Fracht in das Zielkompartiment ein und die Lipide und Membranproteine, die das Vesikel gebildet haben, diffundieren in die Zielmembran.

Um zu verstehen, wie Viren wie das Human Immunodeficiency Virus (HIV) neue Viruspartikel produzieren, ist es wichtig, die Mechanismen der Membranknospe zu bestimmen. Anders als bei der Knospung im sekretorischen Weg, die zuvor beschrieben wurde, knospen HIV-Partikel vom Zytoplasma weg in den extrazellulären Raum. Diese virale Knospung erfolgt in der gleichen Orientierung wie die Knospung, die innerhalb von Endosomen auftritt. Die Proteine, die diese Knospung ermöglichen, werden als endosomale Sortierkomplexe für den Transport (ESCRTs) bezeichnet. HIV ‘hijackt’ die ESCRT-Maschinerie, damit es von der Plasmamembran, aus dem Zytoplasma und in den extrazellulären Raum knospen kann. Interaktionen zwischen HIV-Proteinen und ESCRT-Proteinen rekrutieren die ESCRT-Maschinerie der Wirtszelle zum knospenden Vesikel, was eine Membranspaltung und Vesikelfreisetzung ermöglicht. Andere Viren können ohne Hilfe der ESCRTs knospen, und es wird angenommen, dass HIV möglicherweise auch ESCRT-unabhängig knospen kann. Um zu verstehen, wie sich Viren vermehren und wie wir Prozesse durch medikamentöse Interventionen hemmen können, ist es wichtig, mehr über diese Membran-Knospungs- und Spaltungsereignisse zu verstehen.

Proteinhandel im sekretorischen Weg

Wie bereits beschrieben, führt ein hydrophober Abschnitt von 20� Aminosäuren mit einem basischen N-Terminus und einer polaren Region am C-Terminus, die aus dem Ribosom austreten, dazu, dass das Protein zum ER gelenkt wird, wo die Synthese abgeschlossen ist. Dieser hydrophobe Abschnitt kann bei löslichen Proteinen gespalten werden oder angelagert bleiben. Eine ungespaltene Signalsequenz wird als Signalankersequenz bezeichnet, da sie sowohl ein ER-Targeting signalisiert als auch ein Protein in der Membran verankert und im vollständig gefalteten Protein zu einer Transmembrandomäne wird. Der SRP-abhängige Targeting-Schritt ist ER-Proteinen sowie Proteinen gemeinsam, die für den Golgi oder die Plasmamembran bestimmt sind oder von der Zelle sezerniert werden sollen.

Es wird angenommen, dass der ER-Austritt eine gewisse Auswahl ermöglicht, welche Proteine ​​im ER verbleiben und welche Proteine ​​​​verlassen und sich in Vesikel in Richtung des Golgi bewegen. ER-Austrittsstellen befinden sich in Bereichen des ER nahe dem Golgi und sind reich an COPII-Hüllproteinen. Es ist nicht genau bekannt, welche Eigenschaften eines Proteins bestimmen, ob es das ER in COPII-Vesikeln verlässt, aber derzeit wird angenommen, dass die Länge der Transmembrandomäne ein wichtiger Faktor ist. Längere Transmembrandomänen scheinen Proteine ​​dafür zu prädisponieren, das ER zu verlassen und zum Golgi zu wandern. Dies stimmt mit der Tatsache überein, dass die Membrandicke durch den sekretorischen Weg aufgrund des erhöhten Cholesteringehalts zunimmt, wie zuvor beschrieben.

Bei der Ankunft im cis-Golgi, Proteine ​​können dann zum ER zurückgeholt werden, im Golgi verbleiben oder weiter zur Plasmamembran wandern. Der Abruf zum ER ist nicht vollständig verstanden, aber einige Proteine ​​enthalten Abrufmotive, wie das KDEL-Vier-Aminosäure-Motiv, das von einem Rezeptor erkannt wird und das Verpacken des Proteins in retrograde COPI-Vesikel ermöglicht. Andere Proteine ​​scheinen ohne bekannte Abrufmotive zwischen dem ER und dem Golgi zu zirkulieren. Proteine ​​bewegen sich sowohl in anterograder als auch in retrograder Richtung durch den Golgi-Stapel. Dann können sie die trans-Golgi und bewegen sich in Vesikel zur Plasmamembran.

Proteine ​​an der Plasmamembran können in Vesikel durch Endozytose in die Zelle gelangen (z. B. wenn Oberflächenrezeptoren zum Abbau in Lysosomen internalisiert werden). Endozytische Vesikel sind oft mit Clathrin beschichtet. Clathrin verformt wie die COPs die Membran in gekrümmte Strukturen und ermöglicht die Bildung von Vesikel. Clathrin bildet eine käfigartige Form, die aufgrund der starren Form der Proteinkomplexe, die sich an der Membran bilden, die Vesikelbildung und -spaltung fördert. Nicht jede Endozytose ist Clathrin-abhängig, und es gibt andere Proteine ​​wie Caveolin, die die Bildung endozytischer Vesikel erleichtern können.

Mitochondriales und nukleäres Protein-Targeting

Neu synthetisierte Proteine, die für die Mitochondrien oder den Zellkern bestimmt sind, werden unabhängig vom sekretorischen Weg anders angesteuert. Einige mitochondriale Proteine ​​werden vom mitochondrialen Genom kodiert, während andere vom Kerngenom kodiert werden. Mitochondrien haben eine doppelschichtige Membran. Daher müssen Targeting-Signale für mitochondriale Proteine ​​Informationen enthalten, um das Protein nicht nur zur Organelle zu leiten, sondern auch um zu bestimmen, in welcher Membran es sich (im Fall von Membranproteinen) befindet oder ob es sich innerhalb der Mitochondrien befindet ( der Matrix) oder im Intermembranraum zwischen Innen- und Außenmembran (bei löslichen Proteinen). Mitochondriale Targeting-Motive variieren enorm, befinden sich jedoch im Allgemeinen am N-Terminus des Proteins und sind reich an positiv geladenen und hydrophoben Aminosäuren. Proteine, die für den Kern bestimmt sind, werden durch Kernlokalisierungssequenzen anvisiert, die Proteine, die im Zytoplasma synthetisiert wurden, durch Kernporenkomplexe lenken. Again these sequences are not very highly conserved, but generally contain clusters of positively charged amino acids.


Chapter 3 - Membranes and Drug Action

This chapter focuses on the molecules that make up biological membranes, the ways in which these molecules are organized, and the influence of the microscopic and macroscopic properties of membranes on biological processes. Phosphatidic acids are present at low concentrations in biological membranes, where they serve transiently as signaling molecules and precursors to other phospholipids. Two important subclasses of glycosphingolipids with oligosaccharide head groups include globosides and gangliosides. When gangliosides with their large, negatively charged oligosaccharide head groups and flexible long hydrocarbon chains are compared to cholesterol with its tiny head group and rigid ring structure, it is easy to appreciate the difference in bulkiness and rigidity of various lipid molecules. Lipids do not form an ideal fluid, but exist as a mixture of diverse species that show preferences in associating with each other as a result of head group attractions or repulsions, and packing effects in the hydrocarbon core. Meanwhile, membrane thickness is of a particular importance for a wide range of membrane proteins. The average thickness of a membrane is about 3 nm for the hydrocarbon core, and another 3 nm for the interfacial region, but this can vary considerably in time and space.


Chapter 2 - Cell Membranes

Membranes form the boundaries of cells and cell organelles. They separate inside from outside and allow compartmentalization of DNA, RNA, proteins, and other molecules or ions. Without membranes, life as we know it would not be possible. It has been argued that lipids and the formation of entities that separated compartments provided the earliest structures that made cellular life develop. The prokaryotic plasma membrane often surrounded by a protective cell wall encloses a single cytoplasmic compartment. The eukaryotic cell is surrounded by a plasma membrane that defines its outer boundaries. Inside this cell, we find cell organelles, including the nucleus, mitochondria, lysosomes, peroxisomes, Golgi apparatus, and ER, all of which by themselves are defined by membranes that allow them to perform their specific functions. In a multicellular organism, cells differentiate to develop particular features. Mammalian cells are different depending on the tissue that they form (e.g., the heart, kidney, and liver). Moreover, within a certain tissue, we find cells that are radically different depending on their function.

All cells in a human have descended from the same fertilized egg and are generated with the same genetic information embedded in DNA. The variation in gene expression that determines the characteristics of each cell in each tissue also determines the characteristics of each membrane. Although plasma membranes or membranes of cell organelles differ with their different functions, their basic structure is similar. They all form a barrier between water-containing compartments and are specific with respect to the compounds that they let permeate. Therefore, whether a cell is (or will become) a neuron or kidney cell, the basic structure of its membranes is similar, whereas the actual composition of the lipids and proteins that form the biological membranes will differ drastically depending on the specific function of the membrane. This variation in composition and organization gives the different cell types their typical structure and shape and allows them to communicate with other cells and transport specific ions, proteins, and other compounds across the membrane.

This chapter describes a number of characteristics of cell membranes that form the basis for the function of membranes in all mammalian cells with their dizzying variety of characteristics and function.


Types of Membrane Protein

Based on location and structure, the membrane proteins are typically classified into the following groups:

Integral Proteins

They refer to the intrinsic proteins, which completely spans the phospholipid bilayer membrane. Transmembrane or integral proteins have domains within the cytoplasm and towards the extracellular ends of the lipid bilayer.

They either have a single or multiple spanning segments, and also contribute about 25-30% of all the encoded proteins. Integral proteins are amphipathisch in nature, comprising both hydrophilic and hydrophobic regions.

The intermediate portion of the phospholipid bilayer shows hydrophobic character, while the rest of the part (protruded outwards) shows hydrophilic behaviour. Due to membrane fluidity, they move laterally within the biological cell membrane.

They are firmly attached to the cell membrane. Thus, the integral proteins are not easily separable, and requires ionic and non-ionic detergent treatment (like SDB und Triton X-100). SDS denatures the structure of proteins, while Triton X-100 does not alter the protein conformation.

deshalb, die solubilisation of integral proteins by the detergents helps us to study the composition of amino acids, molecular weight and other physicochemical properties. The integral proteins can be monotopic and polytopic, depending upon the number of alpha helices.

  • Monotopic integral proteins possess a single coiled alpha helix.
  • Polytopic integral proteins possess combinations of coiled alpha-helices.

Not all the transmembrane proteins have alpha-helices, only a few have beta-barrel sheets. Glycophorin-A is the best example of an integral protein found in erythrocytes that comprises 131 amino acid residues and primarily contains glycoproteins.

The transmembrane proteins have alpha helices, which generally contain 21-26 hydrophobic amino acid residues. They undergo coiling to form alpha-helix and facilitate the spanning of the bilayer membrane.

Few transmembrane proteins consist of antiparallely arranged beta-strands, known as beta-barrels. Porin beta-barrels contain 16 stranded antiparallel beta-sheets with a highly hydrophilic interior and hydrophobic exterior.

Peripheral Proteins

They refer to the extrinsic proteins, which associate with the lipid bilayer through weak electrostatic and hydrogen bond interactions. Peripheral proteins are easily separable under an exposure of high pH and treatment with high salt concentration.

They are either located directly on the polar heads of the phospholipid bilayer membrane or indirekt on the transmembrane channels. The peripheral proteins help in anchoring, cell support, and transmission of transmembrane signals.

It does not interface with the cell membrane’s hydrophobic core. Peripheral proteins are water-soluble and present higher in number than that of integral proteins. Extrinsic proteins are less mobile.

Lipid Anchored Proteins

They refer to the lipid linked proteins, which binds covalently to the lipid membrane either through a fatty acid chain, prenyl group or often via oligosaccharide complex. The peripheral proteins attach with the lipid membrane through glycosylphosphatidylinositol linkage to constitute “GPI- anchored proteins”.

Lipid-linked proteins have a characteristic property that they are located on either side of the biological cell membrane. They belong to the class of “Proteolipids”. Prenylated, fatty acylated and glycosylphosphatidylinositol linked proteins are the three distinct kinds of lipid anchored proteins.

Lipid-anchorded proteins are the part of membrane proteins, which possess multiple lipid groups and serves as the hydrolytic enzymes, adhesion molecules, receptor proteins etc.

Functions of Membrane Proteins

The lipid content of the cell membrane helps in the formation of a semipermeable barrier between the surrounding and protoplasm. Thus, transport proteins allow influx and efflux of particular solutes.

Some transport proteins actively shuttle the various ions and molecules across the selective barrier by changing their conformation and hydrolyzing a high energy molecule ATP.

Membrane proteins also possess enzyme complexes, which carry out the sequential steps during different metabolic pathways. They also mediate signal transduction or signal relaying by the specific binding between the chemical messengers with the binding site of the membrane proteins.

Glycoprotein-channels facilitate cell to cell recognition by specific binding between the receptors and ligands of the adjacent cells. The membrane proteins join at different gap-junctions or show inter-cellular joining, which aids in the cell-cell communication.

The cytoskeleton forms the interlinking protein filaments or microfilaments associate with the transport proteins and promotes cell shape and coordinate the extracellular and intracellular activities.


Informationen zum Autor

Mitgliedschaften

MRC Human Immunology Unit, Weatherall Institute of Molecular Medicine, University of Oxford, Headley Way, OX3 9DS, Oxford, UK

Erdinc Sezgin & Christian Eggeling

Department of Integrative Biology and Pharmacology, University of Texas Health Science Center, 6431 Fannin Street, Houston, 77030, Texas, USA

National Centre for Biological Sciences, Tata Institute for Fundamental Research, Bellary Road, Bangalore, 560065, India

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Verweise

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Bemerkungen:

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