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Die Wirkung von Atrazin auf die LDR bei der Photosynthese

Die Wirkung von Atrazin auf die LDR bei der Photosynthese


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Das Herbizid Atrazin bewirkt eine Hemmung innerhalb der Qb-Stelle im D1-Protein des Photosystems 2. Würde die Hemmwirkung von Atrazin angesichts dieser Informationen zuerst die Produktion von Sauerstoff oder ATP stoppen?

Da Wasser durch P680+ indirekt oxidiert wird und der Aufbau von Zwischenprodukten durch die Hemmung in Qb es P680 nicht erlauben würde, sein zusätzliches Elektron am Anfang der Elektronentransportkette abzulagern, würde Wasser nicht oxidiert/gespalten in 2H+ und (1/ 2) O2, weil P680 nicht zu P680+ werden würde. Diese Hemmung würde also die Sauerstoffproduktion stoppen, richtig?

Angesichts dessen würde ich sagen, dass die Produktion von O2 unmittelbarer gestoppt würde als die von ATP, zumal die ATP-Synthase weiter funktionieren würde, bis der elektrochemische Gradient zwischen dem Stroma und dem Thylakoidraum verbraucht ist, und nicht sofort von der Hemmung betroffen wäre in Qa (obwohl die Elektronentransportkette, die den elektrochemischen Gradienten aufrechterhält, beeinträchtigt würde und somit indirekt die ATP-Synthase beeinflusst würde).

Ist meine Argumentation richtig?


Atrazin ist ein Herbizid zur Vorbeugung und Abtötung von Unkräutern. Es wirkt auch als endokriner Disruptor beim Menschen, der alle möglichen schädlichen Wirkungen verursacht.

Es ist jetzt über ein Jahrzehnt (2007) her, dass die EPA diese Tatsache erkannt hat:

„Bisherige Studien legen nahe, dass Atrazin ein endokriner Disruptor ist.“

Atrazin kommt in der Natur nicht vor. Es ist ein weißes Pulver, das synthetisch hergestellt wird.

Im Allgemeinen wird Atrazin in landwirtschaftlichen Betrieben verwendet, aber es wird auch häufig in Wohnumgebungen auf Rasenflächen verwendet. Es wird für eine Vielzahl von landwirtschaftlichen Zwecken verwendet:

  • Macadamianüsse,
  • Zuckerrohr,
  • Mais,
  • Hirse,
  • Ananas,
  • und sogar Weihnachtsbäume.

Die Wirkung von Atrazin auf die LDR in der Photosynthese - Biologie

Einführung

Große, sehr wichtige Familie einschließlich symmetrischer Triazine (z. B. Atrazin) und asymmetrischer Triazinone (Metribuzin).

1952 erstmals entdeckt, 1957 von Geigy Ltd. in der Schweiz kommerziell eingeführt.

Die Einführung von Atrazin revolutionierte die Maisproduktion, als es in den späten 1950er bis frühen 1960er Jahren eingeführt wurde: endlich ein zuverlässiges Herbizid zur Bekämpfung von breitblättrigen Unkräutern (und Gräsern) in Mais. Der Big Population Shift begann mit einer 2,4-D Richtungsänderung, Dikotosen wurden durch Gräser ersetzt.

Cyanazin wurde von Shell Co.

Herbizide dieser Familie werden verwendet, um viele einjährige breitblättrige und grasartige Unkräuter zu bekämpfen. Vielfältig angewendet: Frühe Vorpflanzung, Vorauflauf, Vorpflug, Vorpflanzung und Nachauflauf.

s-Triazin-Herbizide werden in Mais, Sorghum, Zuckerrohr, Ananas usw.

Metribuzin wird in Sojabohnen, Kartoffeln, verpflanzten Tomaten und anderen Pflanzen verwendet.

Atrazin ist ein wichtiges Herbizid zur Bekämpfung von Quackgras und anderen mehrjährigen Unkräutern.

Cyanazin bekämpft Quackgras nicht, wird jedoch verwendet, wenn die Persistenz im Boden ein Problem darstellt, und für die Kontrolle von Herbstpanicum und Crabgrass, Unkräuter, die Atrazin oft nicht bekämpft.

Chemie Triazin(one) Familie

  • chlorierte s-Triazine: Atrazin, Cyanazin, Cyprozin, Simazin, Procyazin, Propazin
  • Methoxy-s-triazine: Atraton, Prometon, Secbumeton, Simeton
  • Methylthio-s-triazine: Ametryn, Prometryn, Terbutryn, Simetryn, Desmetryn.
  • Atrazin: 6-Chlor-n-ethyl-n'-(1-Methethyl)-1,3,5-triazin-2,4-diamin
  • Asymmetrisch (Triazinone): Metribuzin

Der Stoffwechsel der Triazine in Pflanzen

  • s-Triazin-Herbizide wirken, indem sie primäre Ereignisse der Photosynthese im Chloroplasten hemmen: Bindung an das D-1-Protein beim photosynthetischen Elektronentransport. Diese Bindung stoppt die Photosynthese.
  • Die Hemmung von s-Triazin erfordert die Anwesenheit von Licht und Transpiration, um die Chemikalie in das Blattwerk zu bewegen. Transpiration: Wasser fließt durch die Pflanze von der Aufnahme aus dem Boden durch die Wurzeln, durch die Pflanze, aus den Blättern
  • Atrazin-Schäden nehmen mit zunehmender Sonneneinstrahlung und Faktoren zu, die die Transpirationsraten bei Pflanzen erhöhen: steigende Temperatur, Bodenfeuchtigkeit, Wind usw. und abnehmende Luftfeuchtigkeit.
  • Die Metribuzin-Schädigung kann größer sein, wenn der Behandlung wenig Licht, bewölktes Wetter vorausgeht. Die Kohlenhydratreserven der Pflanzen werden verringert und nachfolgende hohe Sonneneinstrahlung und Temperaturen können die Aufnahme und die Verletzung erhöhen.
  • Die Metribuzin-Schädigung kann durch Behandlungen mit einigen Insektiziden synergisiert werden: Malathion 3 Tage Vorbehandlung.
  • s-Triazine töten Pflanzen, indem sie photosynthetisches Gewebe zerstören.
  • Wenn sie an D-1-Proteine ​​binden, stehlen sie Elektronen aus der Photosynthese und bilden hochreaktive freie Radikale. Diese instabilen freien Radikale oxidieren und zerstören Membranen, Pigmente usw. und Chlorose folgt.
  • Sowohl tolerante als auch anfällige Arten nehmen ähnliche Mengen an Atrazin auf.
  • Atrazin wird am leichtesten von Pflanzenwurzeln aufgenommen, es findet jedoch eine Aufnahme über die Blätter statt.
  • Die Aufnahme von Atrazin durch Blätter wird durch Zugabe von Ölen oder Tensiden in der Sprühlösung verbessert.
  • Atrazin wird leicht in das Xylem transloziert und die Bewegung hängt von der Transpiration der Pflanzen ab.
  • Atrazin sammelt sich an Blatträndern und -spitzen an.

Basis der Selektivität der s-Triazine zwischen Pflanzenarten

Stoffwechselresistenz.
Atrazin und andere s-Triazine werden in vielen resistenten Pflanzen durch den Metabolismus des Herbizids abgebaut, das niemals den Chloroplasten erreicht, um Verletzungen oder den Tod zu verursachen. Mais, wilde Prosohirse, Großes Krebsgras, Herbstpanicum und Riesenfuchsschwanz sind besonders gut für diesen abbauenden Stoffwechsel.

  • Triazin-resistente Gurken wurden als Nutzpflanze entwickelt, indem unter Varianten eine Auswahl für eine verbesserte metabolische Entgiftung getroffen wurde.
  • Atrazinresistente Velvetblatt-Biotypen wurden in einem Maryland sowie einer in einem Maisfeld in Wisconsin (auch einige Populationen von mehrjährigem Weidelgras in Australien) mit hoher Resistenz aufgrund eines erhöhten Abbaustoffwechsels entdeckt. Im Gegensatz zu anderen Triazin-resistenten Biotypen, die unten diskutiert werden, war diese Variante aufgrund der verbesserten Fähigkeit, das Herbizid zu metabolisieren, resistent.
  • 1968 wurde eine ganz andere Form der S-Triazin-Resistenz entdeckt in Senecio vulgaris mit Simazin behandelt. Es war in Baumschulen im Staat Washington gewachsen.
  • Die Grundlage dieser Resistenz wurde erst einige Jahre später entdeckt. Spätere Untersuchungen zeigten, dass Atrazin in resistenten Varianten nicht an das D-1-Protein bindet und ihnen somit das Überleben ermöglicht.
  • Atrazinresistente Mutanten sind photosynthetischer weniger effizient als die anfälligen Typen, daher neigen sie dazu, weniger zu liefern (Ausbeutestrafe).
  • s-Triazin-resistente Mutanten kommen in der Natur sehr selten vor. Selektiver Druck, der durch kontinuierliche Applikationen von Atrazin ausgeübt wird, und das Fehlen anderer Herbizid- oder Unkrautbekämpfungstaktiken führt zur Anreicherung resistenter Mitglieder und ihres Saatguts in diesen Populationen. Innerhalb von 6-20 Jahren können alle anfälligen Mitglieder durch resistente Biotypen ersetzt werden. Hier in Iowa haben wir Populationen von Kochia, gemeinen Lammvierteln, Riesenfuchsschwanz (nur Fall westlich von Maryland) und Pennsylvania Smartweed (einzigartig in Iowa).
  • Das Resistenzgene wurde auf die Kulturpflanzen Raps (Beversdorf) und Steckrübe durch konventionelle Züchtungstechniken aus der Resistenz im Vogelraps-Senf (Brassica campestris) und auf Tabak unter Verwendung von Zellkulturselektionstechniken.
  • Seit seiner ersten Entdeckung wurden über 58 verschiedene Unkrautarten (40+ Dikotylen, 14+ Monokotylen) mit Triazinresistenz identifiziert.
  • Metribuzin ist abhängig von den Umgebungsbedingungen oft schädlich für anfällige Arten. Der Dosisunterschied zwischen anfälligen und resistenten Arten ist relativ gering.
  • Der Entgiftungsstoffwechsel ist bei den meisten Arten ähnlich dem von Atrazin, bei resistenten Arten wie Sojabohnen, Tomaten, Kartoffeln schneller. Dieser Prozess wird von zwei Genen gesteuert und führt zu signifikanten Unterschieden in den Sorten- und Sortenreaktionen auf dieses Herbizid.
  • Anwendungen an bewölkten Tagen können resistente, langsam wachsende Nutzpflanzen aufgrund geringerer Kohlenhydratreserven der Pflanze verletzen. Wetter- und Klimabedingungen, die zu einem langsamen Wachstum führen, verlangsamen auch den S-Triazin-Entgiftungsstoffwechsel.

Schicksal der s-Triazine in der Umwelt

Boden. Persistenz von Atrazin im Boden.

  • Häufig bleiben Aufwandmengen von 2 kg WS/ha (2,2 lb WS/a) Atrazin im Boden bestehen und verletzen Sojabohnen, die im nächsten Jahr auf derselben Fläche gepflanzt werden (oben 2 Bilder).
  • Hafer kann bei einer Atrazinanwendung von weniger als 1 kg Wirkstoff/ha (1,1 lb Wirkstoff/a) im Vorjahr verletzt werden.
  • Atrazin und Simazin sind in landwirtschaftlich genutzten Böden ziemlich persistent. Atrazin bleibt in Böden 3-12 Monate bestehen, abhängig von der angewendeten Menge, der Bodenart und den Umweltfaktoren.
  • Atrazin wird leicht an Bodenpartikel adsorbiert und widersteht dem Auswaschen durch das Bodenprofil.
  • Die Persistenz ist unter trockenen Bedingungen, kalten Temperaturen und in sandigen Böden größer.
  • Die Persistenz in sandigen Böden ist größer als in schwereren Lehmböden, hauptsächlich aufgrund der größeren Verfügbarkeit für die Pflanzenaufnahme in diesen leichteren Böden.
  • Atrazin ist aufgrund der geringen Menge an Adsorptionsstellen und wärmeren Temperaturen und trotz des niedrigeren pH-Werts, der für diese leichten Böden typisch ist, für die Pflanzenaufnahme in sandigen Böden besser verfügbar.
  • Die Persistenz ist in Böden mit niedrigeren Gehalten an organischer Substanz und Ton, niedrigeren Kationenaustauschkapazitäten (CEC) und höherem pH-Wert größer.
  • Nachauflaufbehandlungen dauern länger an als Vorauflaufanwendungen, möglicherweise aufgrund der Trocknerbedingungen zum Zeitpunkt der Behandlung.
  • Vorauflauf- und Nachauflaufanwendungen halten länger an als Behandlungen vor dem Pflanzen, möglicherweise aufgrund einer konzentrierteren Bodenlokalisierung. Das Einmischen des Atrazins in den Boden kann seinen Abbau beschleunigen.

Verschleppung von Atrazin "Daumenregel"
Eine grobe Faustregel, die im feuchten Nordosten der USA und Kanada häufig verwendet wird, ist die "10% Atrazin-Verschleppungsregel": 10% des aufgetragenen Wirkstoffs verbleiben im Frühjahr des auf die Anwendung folgenden Jahres im Boden. Diese "Daumenregel" unterliegt vielen Faktoren und ist sehr variabel und trifft möglicherweise nicht auf die trockeneren Böden mit höherem pH-Wert von Iowa zu.

Triazin-Kombinationen & Verschleppung
s-Triazine und as-Triazinone können sich unerwartet kombinieren, um eine Kultur zu schädigen: Metribuzin, das auf Sojabohnen angewendet wird (in Mengen, die nur selten Schäden verursachen) kann mit Atrazinrückständen (in Mengen, die nur selten Schäden verursachen) aus der Maisernte der Vorjahre kombiniert werden und zu erheblichen Sojabohnenschäden führen.

  • s-Triazin- und as-Triazinon-Herbizide werden mit steigendem pH-Wert des Bodens für die Pflanzenaufnahme in der Bodenwasserlösung besser verfügbar.
  • Wenn der pH-Wert des Bodens ansteigt, wird weniger Herbizid an die kolloidale Fraktion des Bodens (organisches Material, Tonmineral usw.) gebunden, da der pH-Wert die ionische Natur des Herbizidmoleküls ändert.
  • Kalken erhöht den pH-Wert von Böden und diese landwirtschaftliche Praxis kann dazu führen, dass Atrazin aus dem Kolloidkomplex freigesetzt und für die Pflanzenaufnahme besser verfügbar gemacht wird.
  • Phosphordünger konkurrieren effektiv mit Atrazin um Adsorptionsplätze und können zu einer höheren Atrazinverfügbarkeit im Bodenwasser führen.
  • Atrazin, das auf gedüngten Feldern aufgebracht wird, kann sehr fest an die organische Substanz des Düngers adsorbiert werden. Wenn sich der Mist zersetzt, wird er freigesetzt und steht den Pflanzen zur Verfügung. Dies führt gelegentlich zu dem Phänomen der "Verschleppung über ein Jahr überspringen": Atrazin, das im ersten Jahr auf Gülle aufgetragen wurde, schädigt eine Ernte im zweiten Jahr, obwohl anfänglich niedrige, "sichere" Raten angewendet wurden und im ersten Jahr keine Schädigung beobachtet wurde.
  • Atrazin ist aufgrund der geringen Menge an Adsorptionsstellen und wärmeren Temperaturen und trotz des niedrigeren pH-Werts, der für diese leichten Böden typisch ist, für die Pflanzenaufnahme in sandigen Böden besser verfügbar.

Triazin Bodenzersetzung.
Atrazin wird im Boden hauptsächlich durch chemische Hydrolyse abgebaut, die von der Anwesenheit von Wasser, Luft und höheren Temperaturen abhängt.

  • bleibt 1-3 Monate im Boden.
  • Regenfälle innerhalb von 10 Tagen nach der Anwendung sind notwendig, damit ausreichende Mengen an Cyanazin die Bodenwassermatrix erreichen und eine angemessene Unkrautbekämpfung (Herbizid- "Aktivierung") bereitstellen.
  • Cyanazin adsorbiert nicht so leicht an Bodenkolloide wie Atrazin und ist für die Pflanzenaufnahme besser verfügbar. Aus diesem Grund können sowohl Cyanazin- als auch Metribuzin-Schäden auf leichteren Böden stärker sein.
  • Eine stärkere Schädigung der Wurzeln durch Cyanazin kann beobachtet werden, wenn sie auf schwerere Lehmböden und Böden mit hohem organischem Anteil aufgrund der stärkeren Adsorption angewendet wird.

Luft.
s-Triazin- und as-Triazinon-Herbizide sind relativ nichtflüchtig. Als solche stellen sie eine geringe Gefahr von Luftverwehungen für benachbarte anfällige Pflanzen dar.

  • Bedeutende Mengen an Atrazinrückständen gelangen aufgrund von Fehlbehandlungen durch Applikatoren und Händler sowie bei Verwendung innerhalb der empfohlenen Richtlinien in das Grundwasser. Sie kontaminieren auch das Grundwasser aufgrund ihrer relativ langen Persistenz im Boden, der Bewegung durch Kanäle im Boden, die eine Versickerung ermöglichen, und der sehr geringen Abbauraten in Bodentiefen unter 2 bis 4 Fuß.
  • Atrazin ist einer der wichtigsten Oberflächengewässerverunreinigungen der Welt.
  • Die Konzentrationen von Atrazin in Grund- und Oberflächengewässern übersteigen oft die empfohlenen Werte für die menschliche Gesundheit, was die Frage aufwirft, ob dieses nützliche landwirtschaftliche Instrument weiter verwendet werden sollte.
  • Einige Hinweise darauf, dass Atrazin ein krebserregender Mechanismus sein könnte: Hoher pH-Wert des Bodens plus Nitrat plus Atrazin = Nitrosamine
  • einige Hinweise darauf, dass Triazine östrogen wirken können

Symptomatik von Pflanzenverletzungen der s-Triazine in Pflanzen

Chlorose und Nekrose.

  • Chlorose oder Gelbfärbung ist auch typischerweise das wichtigste Gefäßgewebe: intervienale Chlorose.
  • Chlorotische Muster nehmen an Gelbfärbung zu, Chlorosebereiche vergrößern sich, um einen größeren Teil des Blattes zu umfassen. Auf die Chlorose folgt dann eine nekrotische, braune Färbung (unten). Betroffene Bereiche können sich kräuseln und wegblasen. Blatt, dann Pflanze, der Tod kann eintreten.


Diese Symptome können mit anderen Krankheiten wie Eisen- (links), Magnesium- oder Manganmangel verwechselt werden. Interveinale Eisenchlorose-Symptome werden am häufigsten an jungen, sich entwickelnden, oberen Blättern gefunden. Triazin-Symptome treten auf älteren Blättern auf, die eine höhere Transpirationsrate aufweisen als die jüngeren Blätter.

Metribuzin verursacht häufiger venöse Chlorosemuster.
Metribuzin kann auch "Spritzverbrennungen" verursachen, wenn es auf den Boden aufgetragen wird. Diese Herbizide werden an Bodenpartikeln auf der Oberfläche adsorbiert, die durch den Aufprall von Regentropfen auf Pflanzenblätter geschleudert werden.


Tabelle 1.

Prozentsatz der Wirtseier, die weibliche Parasitoide produzieren (Mittelwert und SE), angepasste prozentuale Verringerung des weiblichen Auflaufens (Redu.) und Klassifizierung (Klasse) der Internationalen Organisation für biologische Kontrolle (IOBC) von Trichogrammatoidea annulata und 9 Trichogramma Arten (Hymenoptera: Trichogrammatidae) Weibchen aus Eiern, die nach Behandlung mit Atrazin parasitiert wurden (Montes Claros, Bundesstaat Minas Gerais, Brasilien).

Der prozentuale Anteil des erwachsenen Auftretens (Männchen und Weibchen) und das Geschlechterverhältnis (weiblich ÷ [männlich + weiblich]) der Parasitoide nach 20 d wurden unter einem binokularen Mikroskop mit 40-facher Vergrößerung ausgewertet. Die Daten wurden arcsinustransformiert und mit Varianzanalysen (ANOVA) ausgewertet und die Mittelwerte mit dem Tukey-Test bei 1% bzw. 5% Wahrscheinlichkeit untersucht.


  • Drei Reagenzgläser.
  • Gesunde Pondweed-Pflanze (noch lebendig im Wasser).
  • Glasbehälter für das restliche unbenutzte Laichkraut.
  • Hydrogencarbonat-Indikator.
  • Schere (zum Schneiden von Laichkraut).
  • Drei Gummistopfen.
  • Ein Aluminiumblech.
  • Eine Lampe.
  • 30cm Lineal.
  • Stoppuhr.
  • Ein lila Fleckdiagramm.
  1. Beschriften Sie drei Röhrchen 1-3, um eine Kontamination zu verhindern.
  2. Schneiden Sie 6 Stück Laichkraut mit einer Länge von 10 cm ab (tun Sie dies, während das Laichkraut unter Wasser ist) und legen Sie zwei in jedes Reagenzglas.
  3. Gießen Sie 25 ml Hydrogencarbonat-Indikator in alle drei Reagenzgläser, die ausreichen sollten, um das Laichkraut zu bedecken.
  4. Verschließen Sie jedes Rohr mit einem Gummistopfen, um sicherzustellen, dass es luftdicht ist.
  5. Rohr 1 komplett mit Alufolie abdecken, um Licht auszuschließen.
  6. Platzieren Sie Röhre 2 direkt neben einer Lichtquelle (z. B. einer Lampe) und dann Röhre 3 direkt 10 cm von der Lichtquelle entfernt.
  7. Messen Sie die Zeit, die der Indikator benötigt, um zu lila zu wechseln, indem Sie das „violette Fleckdiagramm“ verwenden, um dies zu entscheiden.
  8. Wiederholen Sie die Schritte 1-7.
  9. Ignorieren Sie alle anomalen Daten und wiederholen Sie den Vorgang, um dies auszugleichen.


Ergebnisse

Pigment- und Trockengewichtsanalyse

Nach 3 Wochen Blatttrockengewicht der herbizidtoleranten Sorte. Hengst war deutlich niedriger (P<0,001) als die von Paroll, ausgedrückt auf Blattflächenbasis (Tabelle 1). Der auf das Trockengewicht normierte Chlorophyll- und Bulk-Carotinoid-Gehalt unterschied sich nicht zwischen den Sorten (Tabelle 1). Auch die Menge an UV‐abschirmenden Pigmenten, gemessen bei 290, 310 und 330 nm, war in beiden Sorten gleich (Tabelle 1, 310 nm).

Trockengewicht und Chlorophyllgehalt ein und B, Carotinoide und UV‐Absorption, gefolgt vom Standardfehler des Mittelwerts, in Blättern der Atrazin‐toleranten Mutante Hengst und cv. Paroll von Brassica napus, gezüchtet unter 400 μmol m −2 s −1 PAR

Anlage . DW. Chli ein . Chli B . Carotinoide. UV‐abs.
Material (mgcm -2 ) (mg g −1 DW) (mg g −1 DW) (mg g −1 DW) (abs cm -2 )
Hengst 3.3±0.1 10.3±1.0 3.4±0.4 3.0±0.3 0.25±0.03
Paroll 4.0±0.1 10.2±0.7 3.3±0.3 2.9±0.3 0.22±0.04
(***) (ns) (ns) (ns) (ns)
Anlage . DW. Chli ein . Chli B . Carotinoide. UV‐abs.
Material (mgcm -2 ) (mg g −1 DW) (mg g −1 DW) (mg g −1 DW) (abs cm -2 )
Hengst 3.3±0.1 10.3±1.0 3.4±0.4 3.0±0.3 0.25±0.03
Paroll 4.0±0.1 10.2±0.7 3.3±0.3 2.9±0.3 0.22±0.04
(***) (ns) (ns) (ns) (ns)

DW, Trockengewicht Chl, Chlorophyll UV‐abs, Absorption der Pigmente bei 310 nm. n=6.

Trockengewicht und Chlorophyllgehalt ein und B, Carotinoide und UV‐Absorption, gefolgt vom Standardfehler des Mittelwerts, in Blättern der Atrazin‐toleranten Mutante Hengst und cv. Paroll von Brassica napus, gezüchtet unter 400 μmol m −2 s −1 PAR

Anlage . DW. Chli ein . Chli B . Carotinoide. UV‐abs.
Material (mgcm -2 ) (mg g −1 DW) (mg g −1 DW) (mg g −1 DW) (abs cm -2 )
Hengst 3.3±0.1 10.3±1.0 3.4±0.4 3.0±0.3 0.25±0.03
Paroll 4.0±0.1 10.2±0.7 3.3±0.3 2.9±0.3 0.22±0.04
(***) (ns) (ns) (ns) (ns)
Anlage . DW. Chli ein . Chli B . Carotinoide. UV‐abs.
Material (mgcm -2 ) (mg g −1 DW) (mg g −1 DW) (mg g −1 DW) (abs cm -2 )
Hengst 3.3±0.1 10.3±1.0 3.4±0.4 3.0±0.3 0.25±0.03
Paroll 4.0±0.1 10.2±0.7 3.3±0.3 2.9±0.3 0.22±0.04
(***) (ns) (ns) (ns) (ns)

DW, Trockengewicht Chl, Chlorophyll UV‐abs, Absorption der Pigmente bei 310 nm. n=6.

Photoinhibition und UV‐B‐Strahlung

Die maximale photosynthetische Effizienz nach Dunkelakklimatisierung, gezeigt durch Fv/Fm, nahm in beiden Sorten ( 1 , 2 ) während der 4 h der Photoinhibition ab. Dies war auf einen Anstieg der FÖ sowie eine Abnahme der Fm in der herbizidtoleranten Mutante, während der größte Teil der Reduktion in Fv/Fm im Lebenslauf. Paroll war aufgrund eines Rückgangs Fm nur. Im mutierten Hengst der Fv/Fm nach 4 h Photoinhibition betrug 85% des Kontrollwertes (P<0,001). Der entsprechende Wert in der Kontrollsorte Paroll war höher, d. h. 93% der Kontrolle (P<0.01). Nach 4 h Exposition gegenüber zusätzlicher UV‐B‐Strahlung ist die Fv/Fm bei Hengst und Paroll betrug 84% (P<0,001) und 90 % (P<0,001) des Kontrollwertes. Also in beiden Sorten Fv/Fm wurde im Vergleich zu photoinhibitorischen Bedingungen allein durch UV‐B‐Strahlung wenig beeinflusst. Allerdings ist die Fv/Fm in der Mutante war signifikant niedriger als in der Kontrollsorte sowohl nach 4 h Photoinhibition allein (P<0.001) und mit zusätzlicher UV‐B‐Strahlung (P<0,001).

Die photochemische Ausbeute unter Beleuchtung beider Sorten war nach 4 h photoinhibitorischer Behandlung signifikant geringer (Mutante, P<0,001 Kontroll-Cv., P<0,05 Fig. 3 ) im Vergleich zu den Kontrollbestrahlungsbedingungen. Zusätzliche UV‐B‐Strahlung verringerte die photochemische Ausbeute in keiner der Sorten weiter, obwohl die Ausbeute der Mutante C. 75 % davon für den Lebenslauf. Paroll unter zusätzlichem UV‐B, wobei der Unterschied zwischen den Sorten extrem signifikant ist.

In Abwesenheit von Lincomycin war die Sauerstoffentwicklung, gemessen bei 400 μmol m −2 s −1 , in der Mutante nach 4 h in HL allein signifikant verringert. Bei zusätzlicher UV‐B‐Strahlung war die Abnahme noch ausgeprägter (Abb. 4). Bei der Kontrollsorte gab es keine signifikante Abnahme nach der Bestrahlung. Nach Bestrahlung in Gegenwart von Lincomycin wurde bei keiner der Sorten eine Sauerstoffentwicklung festgestellt. Ähnliche Ergebnisse wurden erhalten, wenn Blattscheiben bei 1600 μmol m −2 s −1 gemessen wurden, obwohl die Geschwindigkeiten höher waren (Daten nicht gezeigt).

Der Abbau des D1-Proteins kann durch Zugabe des Chloroplastenprotein-Inhibitors Lincomycin zu den Proben überwacht werden. In Gegenwart von Lincomycin gab es eine Tendenz zu weniger D1-Protein in Blattscheiben der Mutante, die der Strahlenbehandlung ausgesetzt wurden, verglichen mit den Kontrollen, die Wachstumslicht ausgesetzt waren ( 5 ). Dies war ein Hinweis auf einen erhöhten D1-Abbau während der Strahlenbehandlung, obwohl die Ergebnisse statistisch nicht signifikant waren.

Die Wirkung von photoinhibitorischem Licht (HL 1600 μmol m −2 s −1 ) und zusätzlicher UV‐B‐Strahlung (UVB 4.6 kJ m −2 h −1 UV‐BSEIN) zu den Chlorophyll-Fluoreszenzparametern, FÖ, Fm und Fv/Fm, gemessen an der Atrazin‐toleranten Mutante Stallion während der Exposition und Erholung (400 μmol m −2 s −1 ) von der Strahlenbehandlung. (○), HL‐behandelt (•), HL+UV‐B‐behandelt (▿), Kontrollblattscheiben unter Wachstumslicht (400 μmol m −2 s −1 ). Fehlerbalken repräsentieren SE des Mittelwertes, n=6. Wo keine Fehlerbalken angezeigt werden, sind diese kleiner als die Symbole.

Die Wirkung von photoinhibitorischem Licht (HL 1600 μmol m −2 s −1 ) und zusätzlicher UV‐B‐Strahlung (UVB 4.6 kJ m −2 h −1 UV‐BSEIN) zu den Chlorophyll-Fluoreszenzparametern, FÖ, Fm und Fv/Fm, gemessen an der Atrazin‐toleranten Mutante Stallion während der Exposition und Erholung (400 μmol m −2 s −1 ) von der Strahlenbehandlung. (○), HL‐behandelt (•), HL+UV‐B‐behandelt (▿), Kontrollblattscheiben unter Wachstumslicht (400 μmol m −2 s −1 ). Fehlerbalken repräsentieren SE des Mittelwertes, n=6. Wo keine Fehlerbalken angezeigt werden, sind diese kleiner als die Symbole.

Die Wirkung von photoinhibitorischem Licht (HL 1600 μmol m −2 s −1 ) und zusätzlicher UV‐B‐Strahlung (UVB 4.6 kJ m −2 h −1 UV‐BSEIN) zu den Chlorophyll-Fluoreszenzparametern, FÖ, Fm und Fv/Fm, gemessen am Kontroll-Cv. Paroll, während der Exposition und Erholung (400 μmol m -2 s -1 ) von der Strahlenbehandlung. (○), HL‐behandelt (•), HL+UV‐B‐behandelt (▿), Kontrollblattscheiben unter Wachstumslicht (400 μmol m −2 s −1 ). Fehlerbalken repräsentieren SE des Mittelwertes, n=6. Wo keine Fehlerbalken angezeigt werden, sind diese kleiner als die Symbole.

Die Wirkung von photoinhibitorischem Licht (HL 1600 μmol m −2 s −1 ) und zusätzlicher UV‐B‐Strahlung (UVB 4.6 kJ m −2 h −1 UV‐BSEIN) zu den Chlorophyll-Fluoreszenzparametern, FÖ, Fm und Fv/Fm, gemessen am Kontroll-Cv. Paroll, während der Exposition und Erholung (400 μmol m -2 s -1 ) von der Strahlenbehandlung. (○), HL‐behandelt (•), HL+UV‐B‐behandelt (▿), Kontrollblattscheiben unter Wachstumslicht (400 μmol m −2 s −1 ). Fehlerbalken repräsentieren SE des Mittelwertes, n=6. Wo keine Fehlerbalken angezeigt werden, sind diese kleiner als die Symbole.

Photochemische Ausbeute bei der Mutante Hengst und cv. Paroll im stationären Zustand nach 290 s Beleuchtung. Aktinisches Licht wurde von einer LED (48 μmol m −2 s −1 ) erhalten und die Sättigungslichtpulse (2000 μmol m −2 s −1 ) wurden alle 20 s überlagert. Impulse von stärkerem Licht erhöhten die Fm. Unterschiedliche Buchstaben waren signifikant unterschiedlich bei P<0.05. Die beiden Sorten waren nach allen Behandlungen bei P<0.05. Fehlerbalken repräsentieren SE des Mittelwertes, n=6. Fortsetzung, Kontrolle aus Wachstumsbedingungen HL, 1600 μmol m −2 s −1 für 4 h HL+UVB, 1600 μmol m −2 s −1 + 4.6 kJ m −2 h −1 für 4 h Rec., Wiederfindung für 4 h.

Photochemische Ausbeute bei der Mutante Hengst und cv. Paroll im stationären Zustand nach 290 s Beleuchtung. Aktinisches Licht wurde von einer LED (48 μmol m −2 s −1 ) erhalten und die Sättigungslichtpulse (2000 μmol m −2 s −1 ) wurden alle 20 s überlagert. Impulse von stärkerem Licht erhöhten die Fm. Unterschiedliche Buchstaben waren signifikant unterschiedlich bei P<0.05. Die beiden Sorten unterschieden sich nach allen Behandlungen bei P<0.05. Fehlerbalken repräsentieren SE des Mittelwertes, n=6. Fortsetzung, Kontrolle aus Wachstumsbedingungen HL, 1600 μmol m −2 s −1 für 4 h HL+UVB, 1600 μmol m −2 s −1 + 4.6 kJ m −2 h −1 für 4 h Rec., Wiederfindung für 4 h.

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Die Wirkung von photoinhibitorischem Licht (HL 1600 μmol m −2 s −1 ) und zusätzlicher UV‐B‐Strahlung (UVB 4.6 kJ m −2 h −1 UV‐BSEIN) zur Geschwindigkeit der photosynthetischen Sauerstoffentwicklung in der Mutante Hengst und cv. Paroll. Die Messungen wurden bei 400 μmol m –2 s –1 durchgeführt, nach Strahlenbehandlungen oder Erholung (Rec.) von der Strahlenbehandlung. Experimente wurden mit oder ohne Lincomycin durchgeführt. Unterschiedliche Buchstaben waren signifikant unterschiedlich bei P<0.05. Forts., Kontrollblattscheiben 4 h im gleichen Medium unter 400 μmol m −2 s −1 HL, 1600 μmol m −2 s −1 für 4 h HL+UVB, 1600 μmol m −2 s −1 + 4.6 kJ m −2 h −1 für 4 h Rec., Erholung für 4 h. Fehlerbalken repräsentieren SE des Mittelwertes, n=4.

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Die Wirkung von photoinhibitorischem Licht (HL 1600 μmol m −2 s −1 ) und zusätzlicher UV‐B‐Strahlung (UVB 4.6 kJ m −2 h −1 UV‐BSEIN) zur Geschwindigkeit der photosynthetischen Sauerstoffentwicklung in der Mutante Hengst und cv. Paroll. Die Messungen wurden bei 400 μmol m –2 s –1 durchgeführt, nach Strahlenbehandlungen oder Erholung (Rec.) von der Strahlenbehandlung. Experimente wurden mit oder ohne Lincomycin durchgeführt. Unterschiedliche Buchstaben waren signifikant unterschiedlich bei P<0.05. Forts., Kontrollblattscheiben 4 h im gleichen Medium unter 400 μmol m −2 s −1 HL, 1600 μmol m −2 s −1 für 4 h HL+UVB, 1600 μmol m −2 s −1 + 4.6 kJ m −2 h −1 für 4 h Rec., Erholung für 4 h. Fehlerbalken repräsentieren SE des Mittelwertes, n=4.

Menge an D1-Protein, ausgedrückt als Prozentsatz des Wertes vor Lincomycin-Behandlung (anfängliche ausgefüllte Balken) beim mutierten Hengst und in cv. Paroll. Blattscheiben wurden mit Lincomycin vorbehandelt und Messungen nach 4 h Exposition gegenüber photoinhibitorischem Licht (HL 1600 μmol m −2 s −1 ) mit oder ohne zusätzliche UV‐B‐Strahlung (UVB 4,6 kJ m −2 h −1 UV‐BSEIN). Für Erholungsexperimente wurden die Proben nach der Bestrahlung mit Lincomycin behandelt und nach 4 h Erholung bei 400 µmol m -2 s -1 gemessen. Die Kontrollen (weiße Balken) wurden wie oben mit Lincomycin behandelt, jedoch während des gesamten Experiments Wachstumslicht (400 µmol m -2 s -1 ) ausgesetzt. Thylakoide wurden isoliert und auf SDS-PAGE laufen gelassen und die Proteine ​​wurden elektrophoretisch auf PVDF-Membranen übertragen. Die Membranen wurden unter Verwendung eines polyklonalen Antikörpers gegen das D1-Protein (psbA) sondiert. Fehlerbalken repräsentieren SE des Mittelwertes, n=3.

Menge an D1-Protein, ausgedrückt als Prozentsatz des Wertes vor Lincomycin-Behandlung (anfängliche ausgefüllte Balken) beim mutierten Hengst und in cv. Paroll. Blattscheiben wurden mit Lincomycin vorbehandelt und Messungen nach 4 h Belichtung mit photoinhibitorischem Licht (HL 1600 μmol m −2 s −1 ) mit oder ohne zusätzliche UV‐B‐Strahlung (UVB 4,6 kJ m −2 h −1 UV‐BSEIN). Für Erholungsexperimente wurden die Proben nach der Bestrahlung mit Lincomycin behandelt und nach 4 h Erholung bei 400 µmol m -2 s -1 gemessen. Die Kontrollen (weiße Balken) wurden wie oben mit Lincomycin behandelt, jedoch während des gesamten Experiments Wachstumslicht (400 µmol m -2 s -1 ) ausgesetzt. Thylakoide wurden isoliert und auf SDS-PAGE laufen gelassen und die Proteine ​​wurden elektrophoretisch auf PVDF-Membranen übertragen. Die Membranen wurden unter Verwendung eines polyklonalen Antikörpers gegen das D1-Protein (psbA) sondiert. Fehlerbalken repräsentieren SE des Mittelwertes, n=3.

Erholung von der Strahlenbehandlung

Die Erholung durch zusätzliche UV‐B‐Strahlung war weniger effizient als nach HL allein (Abb. 1, 2). Erholung von Fv/Fm zeigten bei der HL‐exponierten Mutante Hengst eine anfängliche schnelle Phase von 1–2 h, die bei UV‐B‐Strahlung nicht so ausgeprägt war. Diese schnelle Phase unter HL machte sich als anfänglicher steiler Anstieg bis auf 2 h bemerkbar, gefolgt von einer Nivellierung aus der Kurve (Abb. 1). Im Gegensatz zur Mutante war das Muster in der Kontrollsorte unter HL allein und mit UV‐B‐Strahlung ähnlich (Abb. 2). In der Mutante ist die Zunahme in Fv/Fm war sowohl auf einen Rückgang der FÖ und eine Zunahme an Fm, während es in Paroll hauptsächlich durch eine erhöhte Fm. Beim Vergleich der Erholung von Fv/Fm zwischen den Sorten war der mutierte Hengst anfälliger für die Strahlenbehandlung als Paroll (P<0,05).

Die photochemische Ausbeute der Mutante nach 4 h Erholung von HL+UV‐B war im Vergleich zu den Kontrollen immer noch signifikant geringer (Abb. 3 P<0,05). Der Ertrag war für cv ziemlich stabil. Paroll, mit nur leichten Abnahmen nach der Strahlenbehandlung, gefolgt von einer vollständigen Erholung (Abb. 3).

In Abwesenheit von Lincomycin war die Rate der photosynthetischen Sauerstoffentwicklung beim mutierten Hengst nach 4 h Erholung von zusätzlicher UV‐B‐Strahlung im Vergleich zur Kontrolle signifikant geringer (Abb. 4). In Gegenwart von Lincomycin wurde die Sauerstoffentwicklung in der Mutante jedoch nach 4 h unter Erholungsbedingungen wiederhergestellt. Die Restaurierung war im CV effizienter. Paroll wurde zusätzlicher UV-B-Strahlung ausgesetzt. Die Sauerstoffentwicklung schien während der Erholung durch Lincomycin weniger beeinflusst zu werden als unter der Strahlenbehandlung.

Die Menge an D1-Protein änderte sich während der 4 Stunden der Erholung in Gegenwart von Lincomycin nicht, wenn sie auf Blattmaterial normalisiert wurde, das der Strahlenbehandlung ohne Lincomycin oder Erholung ausgesetzt wurde ( 5 ). Da der Umsatz des D1-Proteins höher ist als bei den anderen Proteinen im Chloroplasten ( Mattoo et al., 1989), ist es möglich, die de novo Synthese durch Einbau von 35 S‐Methionin. Die Menge an 35 S‐markiertem D1 Protein nach 4 h Erholung war in der Mutante höher als in cv. Paroll (Abb. 6 ), ein Hinweis auf einen höheren de novo Synthese in der Mutante, auch unter Kontrollbedingungen. Der Einbau von 35 S‐Methionin in das D1‐Protein war in den HL‐exponierten Proben geringer als in der Kontrolle, insbesondere in der Mutante. Nach Erholung von zusätzlicher UV‐B‐Strahlung war die Menge an markiertem D1‐Protein noch geringer, was einen niedrigen de novo Synthese. Somit schien der D1-Umsatz während der Erholung geringer zu sein als während des Strahlungsstresses, insbesondere bei zusätzlicher UV‐B‐Strahlung.

Einbau von D1-Protein in den mutierten Hengst und in cv. Paroll während der Erholung (400 μmol m −2 s −1 ) von photoinhibitorischem Licht (HL 1600 μmol m −2 s −1 ) mit oder ohne zusätzliche UV‐B‐Strahlung (UVB 4.6 kJ m −2 h −1 UV‐BSEIN). Die Blattscheiben wurden während der Erholung in 0.5 mCi (1.9×10 7 Bq) 35 S ‐Methionin gepulst. Thylakoide wurden isoliert und auf SDS-PAGE laufen gelassen. Die Gele wurden vor dem Scannen 3 d einer PhosphorImager-Platte ausgesetzt und die Menge an Markierung im D1-Protein wurde quantifiziert. Fehlerbalken repräsentieren SE des Mittelwertes, n=3. Wo keine Fehlerbalken angezeigt werden, sind diese kleiner als die Symbole.

Einbau des D1-Proteins in den mutierten Hengst und in cv. Paroll während der Erholung (400 μmol m −2 s −1 ) von photoinhibitorischem Licht (HL 1600 μmol m −2 s −1 ) mit oder ohne zusätzliche UV‐B‐Strahlung (UVB 4.6 kJ m −2 h −1 UV‐BSEIN). Die Blattscheiben wurden während der Erholung in 0.5 mCi (1.9×10 7 Bq) 35 S ‐Methionin gepulst. Thylakoide wurden isoliert und auf SDS-PAGE laufen gelassen. Die Gele wurden vor dem Scannen 3 d einer PhosphorImager-Platte ausgesetzt und die Menge an Markierung im D1-Protein wurde quantifiziert. Fehlerbalken repräsentieren SE des Mittelwertes, n=3. Wo keine Fehlerbalken angezeigt werden, sind diese kleiner als die Symbole.


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Q1. Das Diagramm zeigt den Aufbau eines Chloroplasten.

(a) Label the diagram with an X to show where the light-dependent reactions take place and with a Y to show where the light-independent reactions take place.

(b) The photolysis of water is an important part of the process of photosynthesis. Describe what happens in the photolysis of water.

(c) ATP and reduced NADP are two products of the light-dependent reactions. Describe one function of each of these substances in the light-independent reactions.

Q2. (a) Describe how NADP is reduced in the light-dependent reaction of photosynthesis. .

(b) In an investigation of the light-independent reaction, the amounts of glycerate 3-phosphate (GP) and ribulose bisphosphate (RuBP) in photosynthesising cells were measured under different environmental conditions.

Figure 1 shows the effect of reducing the carbon dioxide concentration on the amounts of glycerate 3-phosphate and ribulose bisphosphate in photosynthesising cells.

(i) Explain why there is twice the amount of glycerate 3-phosphate as ribulose bisphosphate when the carbon dioxide concentration is high.

(ii) Explain the rise in the amount of ribulose bisphosphate after the carbon dioxide concentration is reduced.

(c) Figure 2 shows the results of an experiment in which photosynthesising cells were kept in the light and then in darkness.

(i) In the experiment the cells were supplied with radioactively labelled 14CO2. Erklären

why the carbon dioxide used was radioactively labelled.

(ii) Explain how lack of light caused the amount of radioactively labelled glycerate 3-phosphate to rise.

(iii) Explain what caused the amount of radioactively labelled glucose to decrease after the light was switched off.

Q3. (a) The table contains some statements relating to biochemical processes in a plant cell. Complete the table with a tick if the statement is true or a cross if it is not true for each biochemical process.

Statement Glycolysis Krebs cycle Light-dependent reaction of

(b) An investigation was carried out into the production of ATP by mitochondria. ADP, phosphate, excess substrate and oxygen were added to a suspension of isolated mitochondria.

(i) Suggest the substrate used for this investigation. .

(ii) Explain why the concentration of oxygen and amount of ADP fell during the investigation.

(iii) A further investigation was carried out into the effect of three inhibitors, A, B and C, on the electron transport chain in these mitochondria. In each of three experiments, a different inhibitor was added. The table shows the state of the electron carriers, WZ, after the addition of inhibitor.

Give the order of the electron carriers in this electron transport chain. Erkläre deine Antwort.

A oxidised reduced reduced oxidised

B oxidised oxidised reduced oxidised

C reduced reduced reduced oxidised

Q4. During photosynthesis, carbon dioxide reacts with ribulose bisphosphate (RuBP) to form two molecules of glycerate 3-phosphate (GP). This reaction is catalysed by the enzyme Rubisco. Rubisco can also catalyse a reaction between RuBP and oxygen to form one molecule of GP and one molecule of phosphoglycolate. Both the reactions catalysed by Rubisco are shown in Figure 1.

(a) (i) Where exactly in a cell is the enzyme Rubisco found? .

(ii) Use the information provided to give the number of carbon atoms in one molecule of phosphoglycolate.

(b) Scientists investigated the effect of different concentrations of oxygen on the rate of absorption of carbon dioxide by leaves of soya bean plants. Their results are shown in Figure 2.

Use Figure 1 to explain the results obtained in Figure 2.

(c) Use the information provided and your knowledge of the light-independent reaction to explain why the yield from soya bean plants is decreased at higher concentrations of oxygen. Phosphoglycolate is not used in the light-independent reaction.


Abstrakt

Increasing the efficiency of the conversion of light energy to products by photosynthesis represents a grand challenge in biotechnology. Photosynthesis is limited by the carbon-fixing enzyme Rubisco resulting in much of the absorbed energy being wasted as heat or fluorescence or lost as excess reductant über alternative electron dissipation pathways. To harness this wasted reductant, we engineered the model cyanobacterium Synechokokken PCC 7002 to express the mammalian cytochrome P450 CYP1A1 to serve as an artificial electron sink for excess electrons derived from light-catalyzed water-splitting. This improved photosynthetic efficiency by increasing the maximum rate of photosynthetic electron flow by 31.3%. A simple fluorescent assay for CYP1A1 activity demonstrated that the P450 was functional in the absence of its native reductase, that activity was light-dependent and scaled with irradiance. We show for the first time in live cells that photosynthetic reductant can be redirected to power a heterologous cytochrome P450. Außerdem, Synechokokken PCC 7002 expressing CYP1A1 degraded the herbicide atrazine, which is a widespread environmental pollutant.


Monitoring Atrazine in Drinking Water

Community water systems (CWS) are required, under the Safe Drinking Water Act, to monitor for atrazine.

In addition, for the past 15 years, the atrazine technical registrants have been required to monitor for atrazine in surface drinking water per the 2003 Atrazine Interim Reregistration Eligibility Decision (IRED) and the 2004 Memorandum of Agreement (MOA) between EPA and the atrazine technical registrants.

    (323 pp, 1.9 MB, About PDF) This document contains the January 2003 IRED and October 2003 revised IRED. (36 pp, 132 K, About PDF)

The monitoring program conducted by the atrazine technical registrants, called the Atrazine Monitoring Program (AMP), monitors approximately 150 surface water CWS, primarily in the Midwest, to determine whether concentrations of atrazine and its chemical degradates are present at a level that could potentially pose a risk to public health. Under the AMP, CWSs are selected for intensive monitoring based on a history of atrazine use and a screen of EPA's data collected under the Safe Drinking Water Act. CWSs included in the AMP are monitored on a weekly basis during peak atrazine use season and biweekly during the rest of the year.

As part of registration review and decades of study, EPA is considering amendments to the 2004 Memorandum of Agreement that would end the requirement for continued drinking water monitoring under the AMP. The totality of available atrazine monitoring data collected through the AMP is robust and comprehensive, which enabled the EPA to refine and characterize its most recent (2018) human health risk assessment. Estimates in the 2018 draft human health risk, as well as measured concentrations for community water systems, are well below the drinking water level of comparison (DWLOC) of 580 parts per billion. EPA accepted comments on the proposal to discontinue the AMP during the comment period on the Proposed Interim Decision on Atrazine. The Agency did not receive significant comments illustrating the continued need for monitoring through this program, and therefore intends to proceed with discontinuing this requirement. EPA will continue to require monitoring for atrazine under the Safe Drinking Water Act.


Praktische Arbeit zum Lernen

Es ist ziemlich einfach zu zeigen, dass Pflanzen Sauerstoff und Stärke in Photosynthese. Im Alter von 14–16 Jahren haben Schüler möglicherweise das von Teichkraut abgegebene Gas gesammelt (zum Beispiel Elodea) und getestete Blätter auf Stärke.

Es ist nicht ganz so einfach, die anderen Reaktionen der Photosynthese nachzuweisen. Für die Reduzierung von Kohlendioxid zu Kohlehydraten muss es eine Quelle für geben Elektronen. In der Zelle ist NADP der Elektronenakzeptor, der bei den lichtabhängigen Reaktionen reduziert wird und der Elektronen und Wasserstoff für die lichtunabhängigen Reaktionen bereitstellt.

In dieser Untersuchung wirkt DCPIP (2,6-Dichlorphenol-Indophenol), ein blauer Farbstoff, als Elektronenakzeptor und wird bei Reduktion farblos, sodass alle Reduktionsmittel der Chloroplasten zu erkennen.

Unterrichtsorganisation

Diese Untersuchung hängt davon ab, schnell zu arbeiten und alles kühl zu halten. Ihre Schüler müssen alle Anweisungen im Voraus verstehen, um sicher zu sein, dass sie wissen, was sie tun.

Geräte und Chemikalien

Pro Schüler oder Schülergruppe:

Zentrifuge – mit RCF zwischen 1500 und 1800g

Frischer grüner Spinat, Salat oder Kohl, 3 Blätter (die Mittelrippen wegwerfen)

Kalter Stößel und Mörser (oder Mixer oder Mixer), der 15–30 Minuten im Gefrierfach aufbewahrt wurde (wenn er zu lange stehen bleibt, gefriert der Extrakt)

Musselin oder feines Nylonnetz

Glasstab oder Pasteurpipette

Messzylinder, 20 cm 3

Pipetten, 5 cm 3 und 1 cm 3

Tischlampe mit 100 W Glühbirne

Wasserdichter Stift zum Beschriften von Tuben

Kolorimeter und Röhren oder Lichtsensor und Datenlogger

0,05 M Phosphatpufferlösung, pH 7,0: Im Kühlschrank bei 0–4 °C lagern (Anmerkung 1).

Isolationsmedium (Saccharose und KCl in Phosphatpuffer): Im Kühlschrank bei 0–4 °C lagern (Anmerkung 2).

Kaliumchlorid (geringe Gefahr) (Notiz 3).

DCPIP-Lösung (geringe Gefahr): (1 x 10 - 4 M ca.) (Hinweis 4)

Gesundheits- und Sicherheitshinweise und technische Hinweise

Obwohl DCPIP abgesehen von der Verfärbung eine minimale Gefahr darstellt, ist es am besten, Hautkontakt zu vermeiden, falls ein längerer Kontakt mit dem Farbstoff zu einer Sensibilisierung führt.
Fassen Sie Glühbirnen nicht mit nassen Händen an.
Alle verwendeten Lösungen sind risikoarm – weitere Informationen finden Sie in den entsprechenden CLEAPSS-Gefahrenkarten und Rezeptkarten.

1 0,05 M Phosphatpufferlösung, pH 7,0. N / A2HPO4.12H2O, 4,48 g (0,025 M) KH2Bestellung4, 1,70 g (0,025 M). Mit destilliertem Wasser auf 500 cm 3 auffüllen und im Kühlschrank bei 0–4 °C lagern. Geringe Gefahr – siehe CLEAPSS-Gefahrenkarte 72.

2 Isoliermedium. Saccharose 34,23 g (0,4 M) KCl 0,19 g (0,01 M). In Phosphatpufferlösung (pH 7,0) bei Raumtemperatur lösen und mit der Pufferlösung auf 250 cm 3 auffüllen. Im Kühlschrank bei 0–4 °C lagern. Geringe Gefahr – siehe CLEAPSS Gefahrenkarte 40C.

3 Kaliumchlorid 0,05 M. 0,93 g in Phosphatpufferlösung bei Raumtemperatur lösen und auf 250 cm 3 auffüllen. Im Kühlschrank bei 0–4 °C lagern. Bei Raumtemperatur verwenden. (Beachten Sie, dass Kaliumchlorid ein Cofaktor für die Hill-Reaktion ist.) Siehe CLEAPSS Gefahrenkarte 47B und Rezeptkarte 51.

4 DCPIP-Lösung DCPIP 0,007–0,01 g, mit Phosphatpuffer auf 100 cm 3 aufgefüllt. Siehe CLEAPSS Gefahrenkarte 32 und Rezeptkarte 46.

Verfahren

Halten Sie die Lösungen und das Gerät während des Extraktionsverfahrens, Schritte 1–8, kalt, um die Enzymaktivität zu erhalten. Führen Sie die Extraktion so schnell wie möglich durch.

Vorbereitung

ein Drei kleine grüne Spinat-, Salat- oder Kohlblätter mit einer Schere in kleine Stücke schneiden, aber die harten Mittelrippen und Blattstiele wegwerfen. In einen kalten Mörser oder Mixer mit 20 cm 3 kaltem Isoliermedium geben. (Vergrößern Sie die Mengen für den Mixer, falls erforderlich.)

B Kräftig und schnell mahlen (oder etwa 10 Sekunden lang mixen).

C Vier Lagen Musselin oder Nylon in einen Trichter geben und mit kaltem Isoliermedium benetzen.

D Filtriere die Mischung durch den Trichter in das Becherglas und gieße das Filtrat in vorgekühlte Zentrifugenröhrchen, die in einem Eis-Wasser-Salzbad gehalten werden. Sammeln Sie die Kanten des Musselins, wringen Sie es gründlich in das Becherglas und geben Sie das Filtrat in die Zentrifugenröhrchen.

e Stellen Sie sicher, dass jedes Zentrifugenröhrchen ungefähr das gleiche Filtratvolumen enthält.

F Zentrifugieren Sie die Röhrchen ausreichend lange, um ein kleines Pellet von Chloroplasten zu erhalten. (10 Minuten bei hoher Geschwindigkeit sollten ausreichen.)

g Gießen Sie die Flüssigkeit (Überstand) in ein Siederohr ab und achten Sie darauf, das Pellet nicht zu verlieren. Das Pellet mit ca. 2 cm 3 Isoliermedium mit einem Glasstab resuspendieren. Fünf- oder sechsmaliges Ein- und Ausspritzen einer Pasteurpipette ergibt eine gleichmäßige Suspension.

h Bewahren Sie diesen Blattextrakt in einem Eiswasser-Salzbad auf und verwenden Sie ihn so bald wie möglich.

Untersuchung mit den Chloroplasten

Lesen Sie alle Anweisungen, bevor Sie beginnen. Verwenden Sie die DCPIP-Lösung bei Raumtemperatur.

ich Richten Sie 5 beschriftete Röhrchen wie folgt ein.

J Wenn das DCPIP dem Extrakt hinzugefügt wird, schütteln Sie das Röhrchen und notieren Sie die Zeit. Stellen Sie die Röhren 1, 2 und 4 etwa 12–15 cm von einem hellen Licht (100 W) entfernt auf. Stellen Sie Röhrchen 3 in die Dunkelheit.

k Zeit, wie lange es dauert, das DCPIP in jedem Röhrchen zu entfärben. Wenn der Extrakt so aktiv ist, dass er sich innerhalb von Sekunden nach dem Mischen entfärbt, verdünnen Sie ihn 1:5 mit Isoliermedium und versuchen Sie es erneut.

Unterrichtsnotizen

Traditionell wird die Produktion von Sauerstoff und Stärke als Beweis für die Photosynthese verwendet. Die lichtabhängigen Reaktionen erzeugen ein Reduktionsmittel. Dies reduziert normalerweise NADP, aber in diesem Experiment werden die Elektronen vom blauen Farbstoff DCPIP akzeptiert. Reduziertes DCPIP ist farblos. Der Farbverlust im DCPIP ist auf Reduktionsmittel zurückzuführen, die durch lichtabhängige Reaktionen in den extrahierten Chloroplasten erzeugt werden.

Die Studierenden müssen ein klares Verständnis des Zusammenhangs zwischen den lichtabhängigen und lichtunabhängigen Reaktionen entwickeln, um die Ergebnisse interpretieren zu können. Robert Hill schloss diese Untersuchung ursprünglich 1938 ab und kam zu dem Schluss, dass Wasser in Wasserstoff und Sauerstoff gespalten wurde. Dies ist heute als Hill-Reaktion bekannt.

Sie können einen Tropfen des Sedimentextrakts mit einem Mikroskop unter hoher Leistung untersuchen, um Chloroplasten zu sehen. Es werden weniger Chloroplasten im Überstand vorhanden sein – wodurch das DCPIP langsamer entfärbt wird, was die Idee verstärkt, dass die Reduktion das Ergebnis der Chloroplastenaktivität ist.

Beispielergebnisse

Verwendung einer Tischzentrifuge

Das experimentelle Verfahren wurde befolgt. Eine Standard-Laborzentrifuge wurde verwendet, um die Chloroplasten (Clifton NE 010GT/I) bei 2650 U/min, 95 X . abzuschleudern g für 10 Minuten.

Das Experiment wurde innerhalb von 5 Minuten nach der Herstellung der Chloroplasten gestartet. Die Reaktion wurde unter Verwendung eines EEL-Kolorimeters mit einem Rotfilter verfolgt – die Ablesungen wurden jede Minute vorgenommen.

Röhrchen 3 (im Dunkeln inkubiert) ergab nach 20 Minuten eine Ablesung von 5,4 Absorptionseinheiten.
Röhrchen 2 (DCPIP ohne Blattextrakt) enthielt 6,2 Absorptionseinheiten.

Verwendung einer Mikrozentrifuge

Der Versuch wurde mit einer Mikrozentrifuge wiederholt.

Röhrchen 3 (im Dunkeln inkubiert) ergab nach 10 Minuten eine Ablesung von 4,9 Absorptionseinheiten.

Röhrchen 2 (DCPIP ohne Blattextrakt) enthielt 6,4 Absorptionseinheiten.

Die relative Aktivität des Pellets war höher als bei Verwendung der Tischzentrifuge. Die Mikrozentrifugenröhrchen hatten nur ein Fassungsvermögen von 1,5 cm 3 – nicht ideal für diese Praxis. Eine Tischzentrifuge mit höherer Drehzahl wäre besser.

Um den Verlust der Chloroplastenaktivität zu überprüfen, wurde der Versuch 1 und 2 Stunden nach der Herstellung mit der gleichen Chloroplastensuspension wiederholt. Die Chloroplastensuspension wurde in einem Salz-Eis-Bad gehalten. Es gab keinen Aktivitätsverlust, wenn der Extrakt bis zu 2 Stunden in Eis gehalten wurde.

Schülerfragen

1 Beschreiben und erklären Sie die in den fünf Röhren beobachteten Veränderungen. Vergleichen Sie die Ergebnisse und machen Sie abschließende Bemerkungen zu dem, was sie zeigen.

2 Die Photosyntheserate in intakten Blättern kann durch mehrere Faktoren wie Licht, Temperatur und Kohlendioxid begrenzt werden. Welcher dieser Faktoren hat wenig Einfluss auf die Reduktionskapazität des Blattextrakts?

3 Beschreiben Sie, wie Sie dieses Praktikum erweitern können, um den Einfluss der Lichtintensität auf die lichtabhängigen Reaktionen der Photosynthese zu untersuchen.

1 Farbänderung und Rückschlüsse, die aus den Ergebnissen gezogen werden können:
Rohr 1 (Blattextrakt + DCPIP) die Farbe ändert sich, bis sie dieselbe Farbe wie Röhrchen 4 (Blattextrakt + destilliertes Wasser) hat.
Rohr 2 (Isolationsmedium + DCPIP) keine Farbänderung. Dies zeigt, dass sich das DCPIP unter Lichteinwirkung nicht entfärbt.
Rohr 3 (Blattextrakt + DCPIP im Dunkeln) keine Farbänderung. Daraus kann geschlossen werden, dass der Farbverlust in der Tube 1 auf die Lichteinwirkung auf den Extrakt zurückzuführen ist.
Rohr 4 (Blattextrakt + destilliertes Wasser) keine Farbänderung. Dies zeigt, dass sich der Extrakt im Licht nicht verfärbt. Es dient als Farbstandard für den Extrakt ohne DCPIP.
Rohr 5 (Überstand + DCPIP) keine Farbveränderung wenn der Überstand klar ist wenn er leicht grün ist, kann es zu einer gewissen Entfärbung kommen.
Die Ergebnisse sollten darauf hinweisen, dass die lichtabhängigen Reaktionen der Photosynthese auf die extrahierten Chloroplasten beschränkt sind.

2 Kohlendioxid hat keine Wirkung, da es an den lichtabhängigen Reaktionen nicht beteiligt ist.

3 Die Schüler sollen ein Verfahren beschreiben, bei dem die Lichtintensität variiert, aber die Temperatur kontrolliert wird.


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Bemerkungen:

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