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Einfluss des pH-Wertes auf das Leben? Puffer oder HCl verwenden? Wie wäre es mit Milchsäure?

Einfluss des pH-Wertes auf das Leben? Puffer oder HCl verwenden? Wie wäre es mit Milchsäure?


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Ich versuche, die Wirkung des pH-Werts auf Lebewesen wie E. coli und dergleichen zu finden. Zuerst dachte ich daran, eine Pufferlösung zu verwenden, die ihren pH-Wert beibehält, aber es ist möglich, dass die inaktiven Ionen jedes Puffers ihre eigene Wirkung auf Lebewesen haben, die ich nicht erklären kann. Andererseits konnte ich Salzsäure und Natriumhydroxid in unterschiedlichen Konzentrationen verwenden, indem ich sie verdünnte. Das ist etwas aufwändiger (ich verdünne die Säure und Base selbst), aber viel billiger als die Puffer, und ich weiß, dass die einzigen anderen Ionen, die neben H+ und OH- vorhanden sind, nur Na+ und Cl- sind. , die Zutaten von Speisesalz. Laut dieser Arbeit war die Wirkung des pH-Werts auf die Population auch von der Säure abhängig (HCl vs. Milchsäure).

Dazu hätte ich gerne eine zweite Meinung: Wenn ich die Wirkung des pH-Werts auf das Wachstum von Lebewesen untersuche, verwende ich dann speziell hergestellte Puffer oder nur richtig verdünnte HCl und NaOH?


Das ist eine Variable, die Sie gerne selbst definieren. Wissen Sie nur, dass die Verwendung eines Puffers andere Atome einführt, die die "lebenden Dinge" beeinflussen könnten. Umgekehrt, wenn Sie keinen Puffer verwenden, ist es wahrscheinlich, dass der pH-Wert Ihrer "Lebenden" leicht durch den Stoffwechsel Ihrer Lebewesen verändert wird (IMHO, das ist schlimmer).

Ich kenne die Details Ihres Projekts nicht, empfehle aber:

-verwenden Sie einen Puffer wie... Tris, Phosphat... -verwenden Sie 10 mM Tris-Cl ohne zusätzlichen Elektrolyt (abgesehen von HCl oder NaOH, die Sie verwenden, um den pH-Wert Ihres Puffers auf verschiedene pH-Werte einzustellen, die Sie testen möchten) -z.B. Tris-Cl pH 7, 8, 9… oder Phosphat pH 2,3,4,5,6,7,8,9…


Was ist Milchsäurefermentation & Wie konserviert sie Lebensmittel?

Die meisten Menschen kennen Dillgurken und Sauerkraut als eingelegtes Essen. Der bekannte Geschmack einer Gurke, den viele Menschen mit Essig verbinden, und nicht mit einer anderen Form von Säure, die durch Milchsäuregärung entsteht.

Es gibt wichtige Unterschiede zwischen mit Essig eingelegten Gurken und mit Milchsäure eingelegten Gurken. Schauen wir uns also an, was Milchsäuregärung ist und wie Menschen seit Tausenden von Jahren Milchsäuregärung verwenden, um Lebensmittel zu konservieren.


Säure-Basen-Homöostase: Reaktion und Regulierung | Ausscheidungssystem | Biologie

In diesem Artikel werden wir diskutieren über: 1. Definition der Säure-Basen-Homöostase 2. Reaktion auf ein Säure-Basen-Ungleichgewicht 3. Regulierung.

Definition der Säure-Basen-Homöostase:

Die Säure-Basen-Homöostase ist der Teil der menschlichen Homöostase, der das richtige Gleichgewicht zwischen Säuren und Basen, also den pH-Wert, betrifft. Der Körper reagiert sehr empfindlich auf seinen pH-Wert, daher gibt es starke Mechanismen, um ihn aufrechtzuerhalten. Außerhalb des akzeptablen pH-Bereichs werden Proteine ​​denaturiert und verdaut, Enzyme verlieren ihre Funktionsfähigkeit und es kann zum Tod kommen.

Der Begriff pH bezieht sich auf den negativen Logarithmus der Wasserstoffionenkonzentration-

Der normale Blut-pH-Wert liegt zwischen 7,35 und 7,45 und unser Säure-Basen-Haushalt muss den pH-Wert in diesem normalen Bereich halten.

pH-Wert einiger Körperflüssigkeiten:

Der Überlebensbereich des pH-Werts beträgt – 6,8 bis 8,0

Eine Säure ist ein Molekül, das ein Wasserstoffatom enthält, das in Lösungen Wasserstoffionen freisetzen kann, z.

Es gibt immer eine konstante Säureproduktion durch die Stoffwechselprozesse des Körpers und um das Gleichgewicht zu halten, müssen diese Säuren ausgeschieden oder metabolisiert werden. Die verschiedenen vom Körper produzierten Säuren werden in Atemsäuren (oder flüchtige Säuren) und Stoffwechselsäuren (oder feste Säuren) eingeteilt.

Die Säure ist richtiger Kohlensäure (H2CO3), aber der Begriff ‘Atemsäure’ wird normalerweise verwendet, um Kohlendioxid zu bedeuten. Kohlendioxid ist das Endprodukt der vollständigen Oxidation von Kohlenhydraten und Fettsäuren. Sie wird als flüchtige Säure bezeichnet, was in diesem Zusammenhang bedeutet, dass sie über die Lunge ausgeschieden werden kann. Angesichts der anfallenden Mengen muss ein effizientes System zur schnellen Ausscheidung von CO . vorhanden sein2.

Dieser Begriff umfasst alle nichtflüchtigen Säuren, die der Körper produziert. Da sie nicht über die Lunge ausgeschieden werden, werden sie im Körper als „fixiert“ bezeichnet und daher auch der alternative Begriff „fixierte Säuren“. Alle Säuren außer H2CO3 sind feste Säuren.

Für das Säure-Basen-Gleichgewicht muss die täglich ausgeschiedene Säuremenge der produzierten Menge entsprechen. Die Ausscheidungswege sind die Lunge (für CO2) und die Nieren (für die fixierten Säuren).

Ein Säure-Basen-Ungleichgewicht tritt auf, wenn eine signifikante Belastung dazu führt, dass sich der pH-Wert des Blutes aus dem normalen Bereich (7,35 bis 7,45) verschiebt. Ein Überschuss an Säure wird als Azidose (pH-Wert unter 7,35) und ein Überschuss an Base als Alkalose (pH-Wert über 7,45) bezeichnet. Der Prozess, der das Ungleichgewicht verursacht, wird nach der Ätiologie der Störung (respiratorisch oder metabolisch) und der Richtung der pH-Änderung (Azidose oder Alkalose) klassifiziert.

Es gibt vier grundlegende Prozesse:

(iii) metabolische Alkalose und

Eine oder eine Kombination kann zu jedem gegebenen Zeitpunkt auftreten.

Reaktion auf ein Säure-Basen-Ungleichgewicht:

Die Reaktion des Körpers auf eine Änderung des Säure-Basen-Status besteht aus drei Komponenten:

Atemkompensation durch Veränderung des arteriellen PCO2

Nierenkompensation durch Veränderung des HCO3 – Ausscheidung.

Ein Puffer ist jede Substanz, die H + reversibel binden kann. Puffer + H + ↔ H-Puffer

Pro Tag werden 80 mEq H + produziert.

1. Bicarbonat-Puffersystem:

Das wichtigste Puffersystem im ECF ist das CO2-Bicarbonat-Puffersystem. Dies ist für etwa 80 % der extrazellulären Pufferung verantwortlich, kann jedoch nicht die Säure-Basen-Störungen der Atemwege puffern.

2. Phosphatpuffersysteme:

Die Phosphatpuffersysteme sind keine wichtigen Blutpuffer, da ihre Konzentration zu niedrig ist. Es spielt eine wichtige Rolle im renalen Tubulussystem.

Zu den Proteinpuffern im Blut gehören Hämoglobin (150 g/1) und Plasmaproteine ​​(70 g/1). Die Pufferung erfolgt durch die Imidazolgruppe der Histidinreste. Hämoglobin ist quantitativ etwa sechsmal wichtiger als die Plasmaproteine, da es in etwa der doppelten Konzentration vorliegt und etwa dreimal so viele Histidinreste pro Molekül enthält. Wenn sich beispielsweise der Blut-pH von 7,5 auf 6,5 ändert, würde Hämoglobin 27,5 mmol/l H + puffern und die Gesamtplasmaproteinpufferung würde nur 4,2 mmol/l H + ausmachen. Desoxyhämoglobin ist ein wirksamerer Puffer als Oxyhämoglobin.

‘Immer wenn sich die H + -Konzentration im ECF ändert, ändert sich gleichzeitig das Gleichgewicht aller Puffersysteme’.

H + = K1 × HA1/A1 = K2 × HA2/A2 = K3 × HA3/A3.

K1, K2 und K3 sind Dissoziationskonstanten von 3 jeweiligen Säuren.

Regulierung des Säure-Basen-Haushalts:

I. Atmungsregulation des Säure-Basen-Haushalts:

ich. Reguliert die H + -Konzentration durch CO2 bei der Belüftung.

ii. ↑ [H + ] → ↑ alveoläre Ventilation

iii. Die Pufferleistung des Atmungssystems ist 1-2 mal größer als die von chemischen Puffern.

NS. Lungenerkrankungen verringern die Wirksamkeit der Pufferkraft. Atemregulation bezieht sich auf pH-Änderungen aufgrund von PCO2 Änderungen durch Änderung der Belüftung. Diese Änderung der Belüftung kann schnell mit erheblichen Auswirkungen auf den pH-Wert erfolgen. Kohlendioxid ist fettlöslich und durchdringt die Zellmembranen schnell, daher ändert sich der PCO2 zu schnellen Änderungen von [H + ] in allen Körperflüssigkeitskompartimenten führen.

II. Niere Regulierung des Säure-Basen-Haushalts:

Es gibt drei Systeme, die die H + -Konzentration in den Körperflüssigkeiten regulieren, um eine Azidose oder Alkalose zu verhindern.

1. Die chemischen Säure-Base-Puffersysteme, die mit Säure oder Base kombiniert werden, um übermäßige Änderungen der H + -Konzentration zu verhindern.

2. Die Atmungszentren, die die Entfernung von CO . regulieren2 von ECF.

3. Die Nieren regulieren den pH-Wert des Blutes durch drei Mechanismen.

ich. Die chemischen Säure-Base-Puffersysteme, die mit Säure oder Base kombiniert werden, um übermäßige Änderungen der H + -Konzentration zu verhindern.

ii. Die Atmungszentren, die die Entfernung von CO . regulieren2 von ECF.

A. Ausscheidung von Säure in Form von titrierbarer Säure und Ammoniumionen.

B. Rückresorption des gefilterten HCO3

C. Generation von neuem NaHCO3

Mechanismus der H + -Sekretion durch PT:

ich. Bildung von Kohlensäure

ii. Sekretion von H + in das Lumen über Na + H + -Gegentransport in der Lumenmembran – ein Beispiel für sekundären aktiven Transport.

iii. Im Lumen sezerniertes H + verbindet sich mit gefiltertem HCO3 und hilft bei der Resorption.

NS. HCO3 Die in der Zelle gebildete Flüssigkeit diffundiert durch die basolaterale Membran in die interstitielle Flüssigkeit. Dies geschieht durch Na HCO3 Transport und CI HCO3 Austauscher. Somit wird für jedes sezernierte H + ein Na + und ein HCO3 Ionen gelangen in die interstitielle Flüssigkeit.

Schicksal des H-Ions in das Lumen:

1. Nicht titrierbare Säure:

H + Ion verbindet sich mit HCO3 und NH3 Herstellung von nicht titrierbaren Säuren. Die Reaktionen sind:

Der Prozess, bei dem NH3 wird in den Urin ausgeschieden und dann in NH . umgewandelt4 Aufrechterhaltung des Konzentrationsgradienten für die Diffusion von NH3 nennt man nichtionische Diffusion.

Ammoniumionensekretion:

Glutamin wird in PCT-Zellen unter Bildung von Ammonium und Bicarbonat metabolisiert. Das NH4 + wird aktiv von Na + NH . sezerniert4 + Pumpe und Bikarbonat wird ins Blut zurückgeführt.

Ammoniumionensekretion in CD:

Die CD ist durchlässig für NH3 das in das röhrenförmige Lumen diffundiert, aber für NH . weniger durchlässig ist4, daher NH4 wird im Tubuluslumen eingeschlossen und mit dem Urin ausgeschieden.

Die H + -Ionen, die sich mit zweibasigem Phosphat verbinden, erzeugen einbasisches Phosphat, das eine titrierbare Acidität beisteuert.

Nettosäuresekretion = titrierbar + NH . im Urin4 – HCO . im Urin3 Säure

Über die Niere ausgeschiedene Gesamtsäure = 50 bis 100 mEq/Tag.

Der Mechanismus der H + -Sekretion durch DT und CD ist unabhängig von Na + :

ich. ATP-betriebene Pumpen erhöhen die H + -Konzentration um das 1000-fache. Aldosteron wirkt auf diese Pumpe, um die H + -Sekretion zu erhöhen.

ii. H + K + ATPase ist ebenfalls verantwortlich.

Rückresorption von gefiltertem HCO3:

PT absorbiert 80 % des gefilterten HCO3, im Lumen von PT sezerniertes H + verbindet sich mit HCO3 H . bilden2CO3. Es wird in CO . umgewandelt2 und H2O. CO2 diffundiert in Röhrenzellen. CO2 kombiniert mit H2O um H . zu bilden2CO3 die in H + und HCO . dissoziiert3.

Das H + -Ion wird in den Tubulus sezerniert und HCO3 Ion diffundiert in die interstitielle Flüssigkeit. Wenn jedes HCO .-Molekül3 wird in Lumen resorbiert, ein Molekül HCO3 diffundiert ins Blut, obwohl es sich nicht um dasselbe Molekül handelt. Der pH-Wert der Flüssigkeit im proximalen Tubulus wird nur sehr wenig verändert, da die H + -Ionensekretion durch HCO . neutralisiert wird3 Ionenresorption.

LOH absorbiert 15 % des gefilterten HCO3.

DT und CT reabsorbieren nur 5 % des gefilterten HCO3.

Generierung von neuem NaHCO3 Ionen:

Phosphat- und Ammoniakpuffer im Tubulus tragen überschüssige H + -Ionen, um neues NaHCO . zu erzeugen3 Ionen. Daher verbindet sich jedes in die Tubuli sezernierte H + -Ion mit einem anderen Puffer als HCO3, ist der Nettoeffekt die Zugabe von neuem Bicarbonat zum Blut. Zum Beispiel, wenn H + mit NH . reagiert3 NH . bilden4, NH4 wird im röhrenförmigen Lumen eingeschlossen und mit dem Urin ausgeschieden. Für jedes NH4 ausgeschieden, ein neues HCO3 erzeugt und dem Blut zugesetzt.

Nieren filtern 4320 mÄq HCO3 - /Tag.

Um 4320 mEq HCO . zu resorbieren3, wird die gleiche Menge an H + sezerniert.

Darüber hinaus werden auch 80 mEq H + von nichtflüchtigen Säuren sezerniert, so dass insgesamt 4400 mEq H + pro Tag sezerniert werden. Nur eine geringe Menge überschüssiges H + kann in ionischer Form mit dem Urin ausgeschieden werden. Der minimale pH-Wert des Urins beträgt etwa 4,5, was einer H + -Konzentration von 0,03 mEq/l entspricht. Pro Liter Urin können nur 0,03 mEq H+ ausgeschieden werden.

Um 80 mEq H + auszuscheiden, müssten 2667 Liter Urin gebildet werden.

Definiert als Anstieg der H + -Konzentration oder Abnahme des pH (< 7,4).

Definiert als Abnahme der H + -Konzentration oder Zunahme des pH (> 7,4).

Jede Störung des Säure-Basen-Gleichgewichts aufgrund von Veränderungen des HCO3 – Konzentration in ECF.

Störungen im Säure-Basen-Haushalt durch Veränderungen des PCO2.

Respiratorische Alkalose:

Entweder eine Abnahme der tubulären Sekretion von H + oder eine erhöhte Ausscheidung von HCO3 – .

Entweder eine Erhöhung der Ausscheidung von H + oder durch Bildung von neuem HCO3 – .

Jeder Faktor, der die Lungenventilationsrate verringert, erhöht den PCO2 von ECF → ↑ H2CO3 → ↑ H + .

ich. Schädigung des Atemzentrums.

ii. Verstopfung der Atemwege.

Respiratorische Alkalose:

ii. Physiologisch in großen Höhen.

ich. Versagen der Nieren bei der Ausscheidung von Stoffwechselsäuren.

ii. Bildung von überschüssigen Mengen an Stoffwechselsäuren.

iii. Zugabe von Stoffwechselsäuren zum Körper.

NS. Basenverlust des Körpers.

Nierentubuläre Azidose:

v. Erbrechen von Darminhalt.

vii. Verschlucken von Säuren (Aspirin, Methylalkohol).

ich. Überschüssige Retention von HCO3 – .

ii. Verlust von H + aus dem Körper.

iii. Verwendung von Diuretika (außer Carboanhydrase-Hemmer).

v. Erbrechen von Mageninhalt.

vi. Einnahme von basischen Medikamenten.

vii. Behandlung von Azidose.

ix. Infusion von Natriumlactat und Natriumgluconat.

Behandlung von Alkalose:

ii. Lysinmonohydrochlorid.

↓ Röhrenförmiger Abschnitt von H+-Ionen.

Um Säure-Basen-Störungen schnell zu diagnostizieren und den Schweregrad herauszufinden. pH, PCO2 und HCO3 Werte verwendet werden. Es sollte ausreichend Zeit für eine kompensatorische Reaktion eingeräumt werden. 6-12 Stunden für die Lunge und 3-5 Tage für die Nieren.


Puffer: Definition, Prinzipien und Verwendungen

In diesem Artikel werden wir über Puffer diskutieren: 1. Definition von Puffern 2. Prinzip von Puffern 3. Bestimmung des pH-Wertes 4. Puffermischung 5. Pufferpaare im Blut 6. Verwendungen 7. Gewebeflüssigkeiten und Gewebe 8. Rolle bei der pH-Regulierung 9. Azidose und Alkalose Azidose 10. Rolle der Lunge und Nieren in der pH-Regulierung 11. Elimination von freien Säuren 12. Nierenkorrektur der Azidose 13. Nierenkorrektur der Alkalose.

  1. Definition von Puffern
  2. Prinzipien der Puffer
  3. Bestimmung des pH-Werts von Puffern
  4. Puffermischung
  5. Pufferpaare im Blut
  6. Verwendung von Puffern
  7. Puffer für Gewebeflüssigkeiten und Gewebe
  8. Rolle von Puffern bei der pH-Regulierung
  9. Azidose und Alkalose Azidose
  10. Rolle von Lunge und Niere bei der pH-Regulierung durch Puffer
  11. Eliminierung freier Säuren
  12. Nierenkorrektur der Azidose
  13. Nierenkorrektur der Alkalose

1. Definition von Puffern:

Puffer sind die Mischungen von schwachen Säuren und ihren Salzen von starken Basen (oder starken Säuren und ihren Salzen von schwachen Basen).

Essigsäure (CH3COOH) + Natriumacetat (CH3COONa).

2. Prinzipien der Puffer:

HAC + NaAC → Na + + H + + 2AC −

wobei HAC = Essigsäure NaAC = Natriumacetat.

Wird diesem System Alkali (NaOH) zugesetzt, bildet es Salz und es steht kein freies H + oder OH – zur Verfügung.

HAC + NaAC + NaOH → 2NaAC + H2Ö

Wird diesem System Säure (HCl) zugesetzt, bildet es ebenfalls Salz und es steht kein freies H + oder OH – zur Verfügung.

HAC + NaAC + HCl NaCl + 2HAC

In beiden Fällen gibt es keine Änderung der Wasserstoffionenkonzentration. Der Puffer verhält sich fast so, als ob er den hinzugefügten freien Wasserstoff oder Hy­droxyl-Ionen “absorbiert”.

3. Bestimmung des pH-Werts von Puffern:

Der pH-Wert von Puffern kann durch die Henderson-Hasselbalch-Gleichung bestimmt werden:

Bei Blut ist das Verhältnis zwischen [BHCO3]: [H2CO3] kann durch Anwendung der obigen Gleichung ermittelt werden, um den durchschnittlichen pH-Wert des Blutes von 7,4 aufrechtzuerhalten:

Der pH-Wert des menschlichen Blutes beträgt 7,4. Bei normaler Gesundheit liegt er zwischen 7,3 und 7,5, obwohl CO2 (d. h. Kohlensäure) wird immer hinzugefügt. Wenn der pH-Wert des menschlichen Blutes 7,0 und 7,6 erreicht, alarmiert es dan­ger, wenn es nicht tödlich ist.

Die pH-Differenz zwischen arte- und venösem Blut beträgt selten mehr als 0,04. Eine deutliche Abnahme des pH-Wertes des Blutes wurde während schwerer Muskelbelastung beobachtet, wenn der Milchsäuregehalt im Blut über 100 mg pro 100 ml ansteigt.

4. Puffermischung:

(b) Saures Kaliumphthalat und HCl.

(c) Saures Kaliumphosphat und NaOH.

(d) Natriumbicarbonat und Natriumkohlenstoff­at.

5. Pufferpaare im Blut:

Tatsächlich wird die Pufferung von Kohlensäure im Blut durch die Anwesenheit der roten Blutkörperchen erschwert:

6. Verwendung von Puffern:

ich. Puffer werden zur Herstellung von Standardlösungen verwendet, bei denen stets ein konstanter pH-Wert angestrebt wird. Dies ist für die kolorimetrische Bestimmung des pH-Wertes unbekannter Lösungen erforderlich.

ii. Diese werden verwendet, um die H + -Konzentration aufrechtzuerhalten, die für eine optimale Aktivität der Enzyme notwendig ist.

iii. Diese sind praktisch in allen physiologischen Systemen wichtig.

7. Puffer für Gewebeflüssigkeiten und Gewebe:

ich. Das Puffersystem von Lymphe, Gehirn- und Schläfenflüssigkeit usw. ähnelt dem von Blut, obwohl die Menge viel geringer ist.

ii. Das wichtigste Puffersystem in diesen Flüssigkeiten ist BHCO3 und H2CO3.

iii. Das Puffersystem in Geweben besteht hauptsächlich aus BHCO und H2CO3 Proteinpuffer und Salz einer organischen Säure.

8. Rolle von Puffern bei der pH-Regulierung:

(i) Bicarbonat-Puffer:

A. Es ist der Hauptpuffer im Blutplasma und besteht aus Bicarbonat (HCO − 3) und Karbonsäure (H2CO3).

B. Der Bikarbonatpuffer neutralisiert stärkere Nahrungs- und Stoffwechselsäuren (HA) und wandelt sie mit der Zunahme von H . in schwache Basen (A – ) um2CO3. Stärkere Basen (B) werden mit dem Anstieg von HCO − . auch in schwache Säuren (BH + ) umgewandelt 3.

C. Der pH-Wert des Blutes wird bei 7,4 gehalten, wenn das Pufferverhältnis 20 wird. Wenn der Bikar-­bonat-Puffer Säuren oder Basen neutralisiert, können sich das Pufferverhältnis und der Blut-pH-Wert ändern. Aber das Pufferverhältnis bleibt durch die respiratorische Elimination von H . unverändert2CO3 als CO2 oder die Ausscheidung von HCO im Urin − 3.

D. Da Zellen viel geringere Mengen an HCO enthalten − 3 die Bedeutung des Bicarbonatpuffers innerhalb der Zelle ist vernachlässigbar.

(ii) Phosphatpuffer:

A. Da die Konzentration des Phosphatpuffers im Blutplasma etwa 8 Prozent der des Bikarbonatpuffers beträgt, ist seine Pufferkapazität viel geringer als die von Hydrogenkarbonat im Plasma.

B. Der Phosphatpuffer besteht aus zweibasigem Phosphat (HPO −− 4) und einbasisches Phosphat (H2PO − 4). Sein PKa-Wert beträgt etwa 6,8. Es ist im pH-Bereich von 5,8 bis 7,8 wirksamer. Plasma hat eine [HP0 — 4]:

C.Die Konzentration des Phosphatpuffers ist in intrazellulärer Flüssigkeit viel höher als in extrazellulären Flüssigkeiten. Der pH-Wert von intrazellulären und shylaren Flüssigkeiten (6,0 – 6,9) liegt näher am PKein des Phosphatpuffers. Daher ist die Polierfähigkeit des Phosphatpuffers innerhalb der Zellen stark erhöht und der Phosphatpuffer ist auch im Urin in den distalen Nierentubuli und Sammelrohren wirksam.

D. Falls das Verhältnis von [HPO −− 4]: [H2PO − 4] neigt dazu, durch die Bildung von mehr H . verändert zu werden2 PO − 4, es kommt zur renalen Eliminierung von H2Bestellung4 bei denen das Verhältnis letztlich unverändert bleibt.

(iii) Proteinpuffer:

A. Die Proteinpuffer sind im Plasma und in den intrazellulären Flüssigkeiten sehr wichtig, aber ihre Konzentration ist in C.S.F., Lymphe und interstitiellen Flüssigkeiten sehr gering.

B. Sie existieren als Anionen, die als konjugierte Basen (Pr) beim Blut-pH 7,4 dienen und konjugierte Säuren (HPr) bilden, die H + akzeptieren.

3=c. Sie haben die Kapazität, einige H . zu puffern2CO3 im Blut:

(iv) Hämoglobinpuffer:

A. Sie sind an der Pufferung von CO . beteiligt2 in­sidischen Erythrozyten. Die Pufferkapazität von Hämoglobin hängt von seiner Sauerstoffanreicherung und -entsauerung ab. Im Inneren der Erythrozyten & Shyrozyten CO2 kombiniert mit H2O um H . zu bilden2CO3 unter der Wirkung von Carboanhydrase.

Beim Blut pH 7,4, H2CO3 dissoziiert in H + und H2CO3 und benötigt sofortige Pufferung. Oxy-Hämoglobin (HBO − 2) auf der anderen Seite verliert O2 um Desoxy-Hämoglobin (Hb − ) zu bilden, das undissoziiert (HHb) bleibt, indem es H + aus der Ionisierung von H . aufnimmt2CO3.

Also, Hb buff­ers H2CO3 bei Erythrozyten:

Einige der HCO − 3 diffundieren in das Plasma, um das Gleichgewicht zwischen intrazellulären und Plasmabikarbonaten aufrechtzuerhalten. Dies bewirkt einen Einstrom einiger CI − in die Erythrozyten entlang des vom HCO − . erzeugten elektrischen Gradienten 3 Abfluss (Chloridverschiebung).

B. HHbo2, in der Lunge durch Sauerstoffanreicherung von HHb produziert, ionisiert sofort zu H + und HbO − 2. Die freigesetzten Wasserstoffionen (H + ) werden durch HCO gepuffert – 3 innerhalb von Erythrozyten, um H . zu bilden2CO3 die in H . dissoziiert ist2O und CO2, durch Carboanhydrase. CO2 diffundiert aus Erythrozyten und Eshycapes in die Alveolarluft. Etwas HCO − 3 Wechsel vom Plasma zu Erythrozyten im Austausch von Cl − und wird in CO . umgewandelt2.

9. Azidose und Alkalose Azidose:

A. Die Ansammlung von Säure oder der Verlust von Alkali wird als Azidose bezeichnet.

B. Es tritt aufgrund des Verlustes oder Abfalls von [HCO – 3] : [H2CO3] Blut unter 20.

C. Es gibt zwei Arten von Azidose: (a) metabolische (b) respiratorische.

(i) Die Konzentration von Plasmabicarbonat wird bei übermäßigem Basenverlust verringert.

(ii) Es tritt bei Nierenversagen, diabetischer Ketose, schwerem Durchfall auf.

(i) Die Retention von CO2 wird durch Hypoventilation verursacht, die zum Anstieg von H . führt2CO3. Dies senkt [HCO − 3]: [H2CO3] ra­tio.

(ii) Es tritt bei chronisch obstruktiven Atemwegserkrankungen (Asthma, Atemlähmung), längerer Anästhesie und Bewusstlosigkeit und Schüchternheit aufgrund jeglicher Ursache auf.

A. Die Ansammlung von Alkali und der Verlust von Säure werden als Alkalose bezeichnet.

B. Das Verhältnis von [HCO − 3]: [H2CO3] von Blut über 20, was zu einem Anstieg des Blut-pH-Wertes führt.

3. Es gibt zwei Arten:

(ein) Stoffwechsel:

(i) Hohe Aufnahme von basischen Substanzen wie NAHCO3 kann den Plasma-HCO erhöhen − 3.

(ii) Es tritt bei schwerem Erbrechen aufgrund jeglicher Ursache, bei wahllosem Gebrauch von Antazida auf.

(B) Atmungsaktivität:

(i) Das überschüssige CO2 wird durch Hyperventilation aus dem Blut entfernt und bewirkt eine Dehykretion von H2CO3.

(ii) Es passiert in großer Höhe (Hyperventilationssyndrom), Hysterie.

10. Rolle von Lunge und Nieren bei pH Regulierung durch Puffer:

A. Die Lunge behält das normale Verhältnis von [HCO – 3]: [H2CO3] und des pH-Wertes des Blutes durch Veränderung der Ausscheidungsrate von CO . durch die Atemwege2 aus dem Blut. Dies senkt den alveolären PCO2 und erhöht die Diffusion von CO2 zur Alveolarluft. Da die Konzentration H2CO3 steht im Gleichgewicht mit dem von gelöstem CO2 im Blut erhöht Hyper­ventilation das Verhältnis von [HCO − 3]. : [H2CO3] mit dem Rückgang des CO2 konzentration­tration. Die Verdoppelung der Ventilation kann den pH-Wert des Blutes um 0,4 erhöhen.

B. Hypoventilation hingegen erhöht die Konzentration von gelöstem CO . im Blut2 und senkt folglich die Pufferquote. Ein Abfall der alveolären Ventilation auf ein Viertel des Normalwertes kann den Blut-pH-Wert um 0,46 senken. Die Lungenventilation wird dem pH-Wert des Blutes angepasst. Hypoventilation speichert nicht nur CO2 Verringern Sie das Verhältnis von [HCO − 3] : [H2CO3] und den Blut-pH-Wert, sondern reduziert auch den O2 sup­ply – ein unerwünschter Effekt.

C. Die Lunge spielt auch eine Rolle bei der Funktion von Hämoglobinpuffern durch Sauerstoffanreicherung und -entsauerung, was zuvor diskutiert wurde.

A. Der pH-Wert des glomerulären Filtrats beträgt etwa 7,4. Aber der pH-Wert fällt im proximalen Tubulus auf etwa 6,9, dann auf etwa 6-6,5 im distalen Tubulus und schließlich auf etwa 4,5-4,7 im Sammelrohr.

B. Der Urin-pH wird durch eine Kupplung zwischen den Urinpuffern und dem renalen Ionenaustauschmechanismus aufrechterhalten. Die wichtigsten Harnpuffer sind Bicarbonat- und Phosphatpuffer. Wenn das Filtrat entlang der Röhrchen fortschreitet, fällt das Verhältnis zwischen dem basischen Element und dem sauren Element jedes Harnstoffpuffers fortschreitend mit einem daraus folgenden Abfall des Harn-pH-Werts.

C. Beim renalen Ionenaustauschmechanismus wird ein Teil des im Urin enthaltenen Na + aktiv beim Austausch von H H resorbiert, das in das tubuläre Filtrat sezerniert wird. 85 Prozent von H + werden vom proximalen Tubulus und 15 Prozent von den distalen Tubuli und Sammelrohren sezerniert. Die Wasserstoffionen (H + ) entstehen hauptsächlich aus der Ionisierung von H2CO3 gebildet aus CO2 und H2O durch Carboanhydrase in den Tubuluszellen.

Das gebildete Bicarbonat wird zusammen mit der Rückresorption von Na + ins Blut zurückgeführt.

D. Der größte Teil des sezernierten H + wird sofort von HCO gepuffert – 3 aus dem Plasma in das glomeruläre Filtrat gefiltert.

e. h2CO3 durch eine solche Pufferung in den proximalen Tubuli erzeugt wird, wird sofort durch seine Spaltung zu CO . entfernt2 und kann dort keine Rolle bei der Senkung des pH-Wertes spielen.

F. Die Pufferung des sezernierten H + ist essentiell für die weitere Ausscheidung im Urin. Diese Pufferung wird auf verschiedene Weise im Rohrfiltrat aufrechterhalten.

(a) Pufferung durch Bicarbonat:

(i) Normalerweise werden etwa 3,50 mM H + pro Minute in die Tubuli sezerniert.

(ii) Der größte Teil des sezernierten H + kann durch HCO − . gepuffert werden 3 im röhrenförmigen Fil­trat zu H2CO3, außer dass eine kleine Menge an freiem H + in den Urin übergeht.

(iii) H2CO3 wird dann sofort in H . gespalten2O und CO2 im proximalen Tubuluslumen durch Carboanhydrase.

(iv) CO2 diffundiert dann sehr leicht in die proximale Tubuluszelle und von dort in das Blut.

(v) In Erythrozyten wandelt Carboanhydrase dieses CO . um2 in H2CO3 die dissoziiert und schiebt, um frisches HCO zu bilden – 3. Dieser HCO – 3 wird im Plasma wiederhergestellt.

(vi) Wenn H + aufgrund des Abfalls des Blut-pH-Wertes im Überschuss sezerniert wird, fast das gesamte gefilterte HCO − 3 wechselt in H2CO − 3 und wird zum Plasma zurückgekehrt. Also das HCO im Urin − 3 ist vernachlässigbar, solange der pH-Wert des Urins nicht über 6 liegt. Aber wenn der pH-Wert des Blutes tendenziell ansteigt, ist viel mehr HCO − 3 gefiltert wird, als die Menge an H + sezerniert wird. Ein Teil des gefilterten HCO3 schafft es nicht, H + zu kombinieren und kehrt nicht zum Plasma zurück. Dies bewirkt die Ausscheidung von Bikarbonat über den Urin.

(vii) Pufferung des sezernierten H + durch das gefilterte HCO − 3 dient zwei Zwecken:

1. Es lässt den pH-Wert im proximalen Tubulus nicht unter 6,9 absinken und ermöglicht, dass mehr H + durch Tubuluszellen in den Urin ausgeschieden wird.

2. Es hilft, das gefilterte HCO zu resorbieren – 3 und es im Blut wiederherzustellen.

(b) Pufferung durch Phosphatpuffer:

(i) In den distalen Tubuli wird etwas sekretiertes H + durch den Phosphatpuffer gepuffert. HPO −− 4, in das glomeruläre Filtrat gefiltert, re­ceiviert das sezernierte H + zu H2PO − 4. Dadurch ändert sich das Verhältnis von [HPO −− 4]: [H2PO − 4] von 4 Bowman’s-Kapsel auf 0,02-0,05 im Endurin. Je niedriger dieses Verhältnis ist, desto saurer ist der Urin.

(ii) H2Bestellung – 4 wird im Urin ausgeschieden und trägt etwas Na + mit sich, was zum Verlust von Na + im Urin führt.

(iii) Die Gesamtpufferkapazität von Urinphosphat ist viel geringer als die von Bicar­bonat.

(iv) Wenn der Urin in den distalen Tubuli und Sammelrohren konzentrierter wird, steigt die tubuläre Konzentration von HPO −− 4 verstärkt die Polierkapazität des Phos­phatpuffers.

(c) Pufferung durch Ammoniak:

(i) Die Basis NH3, synthetisiert und sezerniert von den Tubuluszellen, kann etwas H + im distalen Tubulus puffern.

(ii) Im röhrenförmigen Lumen, NH3 verbindet sich mit H + zu NH + 4 die in Verbindung mit CI – und SO −− . im Urin ausgeschieden wird 4 vom resorbierten Na + zurückgelassen.

(iii) NH + 4 verhält sich wie eine schwache Säure und dissoziiert nicht viel. Seine Bildung senkt die tubuläre Konzentration von freiem H + , was eine weitere Sekretion von H + ermöglicht. Die röhrenförmige Membran ist für NH + . nicht durchlässig 4 welches im tubulären Filtrat zurückgehalten wird, anstatt in die Tubuluszellen zurückzudiffundieren (Diffusion Trapping).

(iv) Die Sekretion von NH3 steigt an, wenn die Konzentration von freiem H + hoch genug ist, um den pH-Wert im Urin unter 6 zu senken. Je saurer der Urin, desto höher ist der Ammoniakgehalt im Urin.

(v) Ein alkalischer Urin enthält wenig oder keine Am­monie, die Nieren scheiden normalerweise etwa 40 mEq NH + . aus 4 in 24 Stunden. Die Elimination von stark saurem Urin kann die Ammoniaksekretion verstärken.

11. Beseitigung von freien Säuren:

Starke konjugierte Basen wie Lactat-, Acetoacetat-, Urat- und Oxalatanionen akzeptieren etwas H + und ersetzen das aus ihren Salzen resorbierte Na +. Dadurch werden die freien Säuren wie Milchsäure, Acetessigsäure, Harnsäure ausgeschieden. Ihre Ausscheidung verändert den pH-Wert des Urins nur wenig.

12. Nierenkorrektur der Azidose:

Bei einer Azidose trägt das Blut eine hohe Menge an gelöstem CO2 im Vergleich zu HCO − 3 und die Tubuluszellen sezernieren weit mehr H + als das HCO − 3 aus Glomeruli gefiltert. Als Ergebnis werden alle gefilterten H2CO − 3 verbindet sich mit H + zu H2CO3.

Somit enthält der Urin kein HCO − 3 während das resorbierte HCO − 3 im Blut zurückgehalten wird, wodurch das Pufferverhältnis erhöht wird. Darüber hinaus ist die tubuläre Sekretion von NH3 erhöht, um das H + zu puffern, das nach all dem HCO . in den Tubuli verbleibt3 wurde resorbiert.

13. Nierenkorrektur der Alkalose:

Bei der Alkalose trägt das Blut eine hohe Menge an HCO − 3, und das glomeruläre Filtrat enthält weit mehr HCO − 3, als H + in den Tubuli sezerniert. Die Ausscheidung von nicht resorbiertem HCO über den Urin − 3, verursacht einen Verlust an HCO − 3, aus Blut und senkt schließlich das Pufferverhältnis und den pH-Wert des Blutes. Alkalose reduziert auch die tubuläre Sekretion von NH3.


1 Antwort 1

Ich bin mir nicht sicher, ob ich deiner Argumentation folge, aber ich denke, du brauchst nicht wirklich $K_mathrm$ seit Zugabe starker Säure ($ce$) beeinflusst die Dissoziation der einen Pufferkomponente - der schwachen Säure ($ce$):

Die Henderson-Hasselbalch-Gleichung, die auf dieses Puffersystem vor der Zugabe von Säure angewendet wird, ermöglicht es, den Anfangswert $mathrm . zu finden$ (für das Problem nicht erforderlich, ich mache dies nur zu Demonstrationszwecken):

Sobald die starke Säure ($ce$, vollständige Dissoziation vorausgesetzt) ​​addiert, verschiebt sich das Gleichgewicht entsprechend:


Ergebnisse

Milchsäureausbeute aus einzelnen Zuckerquellen

Um die Präferenz für einzelne Kohlenstoffquellen und die Gesamtumwandlungsausbeute zu LA zu ermitteln, wurde ein definiertes MRS-Medium formuliert, das einzelne Zucker enthielt, und wurde mit jedem Stamm fermentiert (Tabelle 2). AB39 verbrauchte mehr Fruktose als Glukose, wandelte Glukose jedoch effizienter in LA um als Fruktose (Ausbeute von 89% gegenüber 71%). Maltose wurde in geringerem Maße verbraucht und die LA-Erträge waren niedrig (12%). Für FST1.7 wurde ein hohes Maß an Assimilation beobachtet, und die Zucker-zu-LA-Umwandlungsraten waren für alle Zucker sehr hoch (78–95%). Sehr hohe Ausbeutewerte (> 90 %) sind wahrscheinlich auf die Produktion von LA aus Zuckerverunreinigungen im Medium und/oder aus anderen Quellen als Kohlenhydraten, z. Aminosäuren. FST2.11 verbrauchte Maltose und Glucose in höheren Mengen im Vergleich zu Fructose, jedoch waren die Ausbeuten aus Glucose geringer (40%) als bei AB39. Schließlich war FST2.11 der einzige Stamm, der LA (10,19 ± 0,2 g/l) produzierte, wenn er in 2% (w/w) lösliche Stärke in MRS. Der Stärkeverbrauch betrug 5,07 ± 0,77 g/l, während der Rest des Kohlenstoffs durch im Medium vorhandene Dextrine und einfachere Zucker bereitgestellt wurde.

Fru-MRS Glu-MRS Mal-MRS
Zuckerverbrauch (%) LA (g/l) JaLA/Sein ein Die LA-Ausbeute wurde als Prozentsatz aus der Menge (g) produzierter LA dividiert durch die Menge (g) verbrauchtem Zucker berechnet.
Zuckerverbrauch (%) LA (g/l) JaLA/Sein ein Die LA-Ausbeute wurde als Prozentsatz aus der Menge (g) produzierter LA dividiert durch die Menge (g) verbrauchtem Zucker berechnet.
Zuckerverbrauch (%) LA (g/l) JaLA/Sein ein Die LA-Ausbeute wurde als Prozentsatz aus der Menge (g) produzierter LA dividiert durch die Menge (g) verbrauchtem Zucker berechnet.
AB39 19.2 13.65 ± 0.24 0.71 ± 0.03 14.5 12.85 ± 0.10 0.89 ± 0.04 6.5 0.77 ± 0.04 0.12 ± 0.07
FST1.7 16.9 13.22 ± 0.17 0.78 ± 0.05 18.2 17.36 ± 0.10 0.95 ± 0.03 18.6 17.75 ± 0.12 0.95 ± 0.02
FST2.11 8.2 4.95 ± 0.16 0.60 ± 0.02 15.3 6.1 ± 0.37 0.40 ± 0.01 15.8 10.36 ± 0.14 0.66 ± 0.05
  • ein Die LA-Ausbeute wurde als Prozentsatz aus der Menge (g) produzierter LA dividiert durch die Menge (g) des verbrauchten Zuckers berechnet.

PH-Hemmung von LAB

Um die Wirkung der Endproduktakkumulation auf die Selbsthemmung der Zellen abzuschätzen, wurde der pH-Wert der Kontrollwürze durch Zugabe von entweder LA oder HCl eingestellt (Fig. 2). Das Wachstum nahm mit abnehmenden pH-Werten allmählich ab und fiel bei pH 3,9 für FST1.7 und pH 3.4 für AB39 und FST2.11 abrupt ab. Der mit LA eingestellte pH bewirkte eine stärkere Hemmwirkung auf das Bakterienwachstum als HCl bei pH 4,9 und darunter. Das Wachstum stoppte bei pH 3,4 für alle Stämme, wenn der pH mit LA korrigiert wurde. Unter den Stämmen zeigte FST2.11 eine höhere Lebensfähigkeit bei niedrigeren pH-Werten. Zum Beispiel wurde FST2.11 in Bezug auf das relative Wachstum beim Wachstum in einer LA-gesäuerten Würze (pH 3,9 mit LA) nur um 63 % gehemmt, während es bei AB39 und FST1.7 um 81 bzw. 94 % reduziert wurde. bzw.

Verbesserung der Pufferkapazität beim Maischen

Die Werte der Maische BC wurden vom Einmaischen bis zum Ende der proteolytischen Ruhe (50°C Abb. 3) quantifiziert. Ausgehend von einem Wert von 0,94 stieg der BC nach 90 min auf maximal 1,34 (+43 %) ohne signifikante Veränderung in den letzten 15 min. Ein weiterer Anstieg des BC während des verbleibenden Maischvorgangs konnte nicht beobachtet werden.

Um den BC sowohl der Kontrollwürze (CW) als auch der optimierten Würze (OW) weiter zu verbessern, wurde beim Einmaischen eine externe Protease zugesetzt + P. Die Regressionsanalyse der entsprechenden BC und FAN zeigte, dass Würze FAN eine statistisch signifikante (P = 0,000) linearer Zusammenhang mit BC (R 2 = 0,957 Abb. 4).

Auswirkungen der Pufferung auf die LA-Produktion

Die vier Würze wurden mit jedem Bakterienstamm über einen Zeitraum von 48 h fermentiert (Abb. 5). Zusätzlich wurde der Kontrollwürze (CW + B) ein Puffer auf Citratbasis zugesetzt und die Kontrollwürze (50:50 mit Wasser) (CW0,5 + B) verdünnt, um die LA-Produktion weiter zu verbessern. Versuche in verdünnter Würze wurden durchgeführt, um den allmählichen Mangel an Nährstoffen auf die LAB-Aktivität zu untersuchen. Die BC-Werte von CW + B und CW0,5 + B waren 5,7 bzw. 5,3 mal höher als CW.

Im Vergleich zur Kontrolle zeigte die in Würzen freigesetzte LA, die durch Verlängerung der Proteolyse und/oder Zugabe von Protease erhalten wurde, unter den getesteten Stämmen gegensätzliche Ergebnisse. AB39 zeigte keinen nennenswerten Anstieg der LA-Produktion, während FST1.7 eine signifikante (P < 0,05) Zunahme von LA in OW + P im Vergleich zu CW (8,65 ± 0,11 bzw. 7,23 ± 0,29 g/l). Dieser Stamm zeigte eine lineare Korrelation (R 2 = 0,990) zwischen BC des Substrats und freigesetzter LA. Im Gegensatz dazu reagierte FST2.11 positiv auf die Anwendung von externer Protease, jedoch nur bei Zugabe in die Kontrollwürze (KW + P). Die Fermentation dieses Substrats führte zu einer hohen LA-Akkumulation (11,3 g/L), was einem Anstieg von +24% gegenüber CW entspricht, während die niedrigsten pH-Werte nach der Fermentation erreicht wurden (durchschnittlich 0,25 niedriger als bei den anderen Stämmen). Die während der Versuche erreichten niedrigen pH-Endwerte waren wahrscheinlich für das Aufhören des Bakterienwachstums verantwortlich. Die Fermentation von CW + B führte bei allen Stämmen zu einer höheren LA-Konzentration (32–53 % im Vergleich zu CW), wobei die maximale LA-Freisetzung durch FST2.11 (12,8 g/L) erreicht wurde. Niedrigere LA-Werte wurden in der verdünnten, gepufferten Würze (CW0,5 + B) gefunden. Diese waren mit den für CW gefundenen Werten vergleichbar, aber die signifikant höheren End-pH-Werte (4,25–4,71 im Vergleich zu 3,05–3,31 in CW) deuteten darauf hin, dass in diesem Fall ein Mangel an essentiellen Nährstoffen oder Cofaktor(en) vorliegt ) zu suboptimalen Gärungen führen könnte.

Metabolitenverbrauch und Zellzahl in gepufferten Würzen

Ein genauerer Blick auf den Zuckerverbrauch (Tabelle 3) zeigte, dass Fructose und Glucose die bevorzugten Kohlenstoffquellen aller Stämme waren, mit vollständiger Assimilation dieser Monosaccharide in gepufferten Versuchen, während Restzucker während der Kontrollfermentation in CW für AB39 und FST1.7 . verblieben . Die einzige Kultur, die Maltose konsumierte, war FST2.11, während Maltotriose von keinem der Stämme verwendet wurde. Versuche in CW + B führten zu den höchsten Zellzahlen im Vergleich zu CW und CW 0,5 + B, wobei letztere Versuche ähnliche Werte aufwiesen. Das maximale Zellwachstum für FST1.7 entsprach auch der größten Abnahme von FAN.

Zellenanzahl Fruktose Glucose Maltose FAN
CW
Unfermentiert ND 1.89 ± 0.00 10.30 ± 0.14 67.72 ± 0.28 169 ± 6
AB39 8.67 ± 0.05 <LOD 8.25 ± 0.03 65.85 ± 0.25 159 ± 2
FST1.7 9.23 ± 0.13 <LOD 7.52 ± 0.21 65.02 ± 1.23 143 ± 1
FST2.11 8.18 ± 0.10 <LOD <LOD 60.93 ± 0.28 144 ± 6
CW0.5 + B
Unfermentiert ND 0.94 ± 0.06 4.99 ± 0.27 32.10 ± 0.26 78 ± 7
AB39 8.63 ± 0.08 <LOD <LOD 34.17 ± 0.27 79 ± 1
FST1.7 8.95 ± 0.01 <LOD <LOD 31.60 ± 0.16 57 ± 2
FST2.11 7.91 ± 0.10 <LOD <LOD 29.27 ± 0.36 86 ± 6
CW + B
Unfermentiert ND 1.82 ± 0.03 9.78 ± 0.12 63.88 ± 0.88 165 ± 4
AB39 8.92 ± 0.06 <LOD <LOD 65.79 ± 1.21 152 ± 3
FST1.7 9.47 ± 0.07 <LOD <LOD 64.61 ± 0.43 126 ± 8
FST2.11 8.79 ± 0.09 <LOD <LOD 59.37 ± 0.86 158 ± 2
  • LOD, Nachweisgrenze für Fruktose und Glukose betrug 0,10 g/L bzw. 0,25 g/L.
  • ND, Nicht nachgewiesen (< 3 log KBE/ml).

Die Analyse von 18 FAA wurde in verdünnter gepufferter Würze (CW0.5 + B) durchgeführt, um substratspezifische Ursachen für die Beendigung des Bakterienwachstums zu untersuchen (Tabelle 4). Die Ergebnisse zeigten einen stammabhängigen Verbrauch einzelner Aminosäuren, wobei Glutamin von allen Stämmen vollständig assimiliert wurde, Serin von AB39 und FST1.7 und Arginin, Phenylalanin, Tyrosin und Tryptophan von AB39 und FST2.11. In dieser Hinsicht erschöpfte FST1.7 nur zwei der getesteten Aminosäuren, während AB39 bis zu sechs erschöpfte. Der Gesamtverbrauch an FAA korrelierte weder mit der FAN-Nutzung (Tabelle 3) noch mit der produzierten LA-Menge.

Aminosäure Steuerung AB39 FST1.7 FST2.11
Alanin 36,9 ± 1,5 b 82,3 ± 4,4 a 13,3 ± 3,2 c 75,9 ± 6,1 a
Arginin 47,6 ± 2,9 a < 6 b 44,6 ± 2,9 a < 6 b
Asparagin 32,0 ± 1,4 a 12,1 ± 0,8 c 15,1 ± 1,1 b 10,9 ± 0,3 c
Asparaginsäure 27,5 ± 1,1 b 33,9 ± 1,7 a 10,6 ± 1,3 c 22,8 ± 3,5 b
Glutaminsäure 22,2 ± 0,9 c 51,0 ± 2,9 b 9,1 ± 1,7 d 61,5 ± 5,3 a
Glutamin 41,5 ± 1,4 a <5 b <5 b <5 b
Glycin 11,3 ± 1,0 b 11,0 ± 0,9 b 4,9 ± 0,9 c 21,5 ± 1,6 a
Histidin 22,0 ± 1,7 a 26,5 ± 1,6 a 20,2 ± 1,2 a 21,1 ± 1,8 a
Isoleucin 23,4 ± 1,2 a 25,3 ± 1,2 a 8,9 ± 0,8 b 25,1 ± 1,7 a
Leucin 50,7 ± 3,0 a 37,6 ± 2,8 b 22,7 ± 2,5 c 40,8 ± 2,5 b
Lysin 30,2 ± 2,7 a 30,1 ± 3,0 a 13,3 ± 2,6 b 26,3 ± 7,3 a
Methionin 10,2 ± 0,3 a <10 a <10 a <10 a
Phenylalanin 41,7 ± 1,7 a <5 c 15,3 ± 2,8 b <5 c
Serin 23,6 ± 2,3 a <7 b <7 b 11,9 ± 1,1 b
Threonin 20,1 ± 1,0 10,6 ± 1,8 b 7,0 ± 0,6 c 13,6 ± 1,0 b
Tryptophan 14,0 ± 1,1 a <7 b 12,1 ± 1,1 <7 b
Tyrosin 30,8 ± 1,6 <6 c 11,9 ± 2,3 b <6 c
Valin 42,3 ± 1,4 a 44,9 ± 3,0 a 28,5 ± 3,6 b 45,3 ± 3,6 a
Gesamtaminosäuren 518,5 ± 31,8 399,0 ± 36,1 b 271,4 ± 24,7 c 404,0 ± 38,1 b
  • Für jede Aminosäure bedeutet ein anderer Buchstabe in jeder Zeile einen signifikanten Unterschied bei P < 0,05.

Einfluss des pH-Wertes auf das Leben? Puffer oder HCl verwenden? Wie wäre es mit Milchsäure? - Biologie

Lösungen, die ein schwaches konjugiertes Säure-Base-Paar enthalten, wie die in Abschnitt 17.1 diskutierten, widerstehen drastischen pH-Änderungen, wenn ihnen kleine Mengen starker Säuren oder starker Basen zugesetzt werden. Diese Lösungen heißen gepufferte Lösungen (oder einfach Puffer). Menschliches Blut zum Beispiel ist eine komplexe gepufferte Lösung, die den pH-Wert des Blutes auf etwa 7,4 hält (siehe Kasten „Chemie und Leben“ auf Seite 713). Ein Großteil des chemischen Verhaltens von Meerwasser wird durch seinen pH-Wert bestimmt, der in Oberflächennähe auf etwa 8,1 bis 8,3 gepuffert ist (siehe Kasten „Chemie und Leben“ auf Seite 728). Gepufferte Lösungen finden viele wichtige Anwendungen im Labor und in der Medizin (ABBILDUNG 17.1).

ABBILDUNG 17.1 Gepufferte Lösungen. Für Laborarbeiten können vorverpackte Pufferlösungen erworben werden.

Zusammensetzung und Wirkung gepufferter Lösungen

Ein Puffer widersteht pH-Änderungen, da er sowohl eine Säure zum Neutralisieren hinzugefügter OH – -Ionen als auch eine Base zum Neutralisieren hinzugefügter H + -Ionen enthält. Die Säure und Base, aus denen der Puffer besteht, dürfen sich jedoch nicht durch eine Neutralisationsreaktion verbrauchen. Diese Anforderungen werden von einem schwachen Säure-Base-Konjugatpaar wie CH3COOH-CH3COO – oder NH4 + –NH3. Daher werden Puffer oft durch Mischen einer schwachen Säure oder einer schwachen Base mit einem Salz dieser Säure oder Base hergestellt. Das CH3COOH-CH3COO – Puffer kann z. B. durch Zugabe von CH . hergestellt werden3COONa zu einer Lösung von CH3COOH. Das NH4 + –NH3 Puffer kann durch Zugabe von NH . hergestellt werden4Cl zu einer Lösung von NH3. Durch Auswahl geeigneter Komponenten und Anpassung ihrer relativen Konzentrationen können wir eine Lösung bei praktisch jedem pH-Wert puffern.

GEBEN SIE IHM EIN GEDANKEN

Welches dieser konjugierten Säure-Base-Paare wird nicht Funktion als Puffer:

Um zu verstehen, wie ein Puffer funktioniert, betrachten wir einen Puffer, der aus einer schwachen Säure HX und einem ihrer Salze MX besteht, wobei M + Na + , K + oder jedes andere Kation sein könnte, das nicht mit Wasser reagiert. Das Säure-Dissoziations-Gleichgewicht in dieser gepufferten Lösung umfasst sowohl die Säure als auch ihre konjugierte Base:

Der entsprechende Säuredissoziationskonstante Ausdruck ist

Wenn wir diesen Ausdruck nach [H + ] auflösen, haben wir

Wir sehen aus diesem Ausdruck, dass [H + ] und damit der pH-Wert von zwei Faktoren bestimmt wird: dem Wert von Kein für die schwachsaure Komponente des Puffers und das Konzentrationsverhältnis des konjugierten Säure-Base-Paares, [HX]/[X – ].

Werden der gepufferten Lösung OH – Ionen zugesetzt, reagieren sie mit der Puffersäurekomponente zu Wasser und X – :

ABBILDUNG 17.2 Pufferaktion. Der pH-Wert einer HF/F – gepufferten Lösung ändert sich durch Zugabe einer Säure oder Base nur geringfügig.

Diese Reaktion bewirkt, dass [HX] abnimmt und [X – ] ansteigt. Solange die Mengen an HX und X – im Puffer im Verhältnis zur zugesetzten OH-Menge groß sind, ändert sich das Verhältnis [HX]/[X – ] nicht stark und somit ist die pH-Änderung gering.

Werden H + -Ionen hinzugefügt, reagieren diese mit der Basiskomponente des Puffers:

Diese Reaktion kann auch mit H . dargestellt werden3O + :

Wenn wir beide Gleichungen verwenden, sehen wir, dass die Reaktion bewirkt, dass [X – ] abnimmt und [HX] ansteigt. Solange die Änderung des Verhältnisses [HX]/[X – ] klein ist, bleibt die pH-Änderung gering.

ABBILDUNG 17.2 zeigt einen HX/MX-Puffer, der aus gleichen Konzentrationen von Flusssäure und Fluoridion besteht (Mitte). Die Zugabe von OH – reduziert [HF] und erhöht [F – ], während die Zugabe von [H + ] [F – ] verringert und [HF] erhöht.

GEBEN SIE IHM EIN GEDANKEN

A. Was passiert, wenn NaOH zu einem Puffer aus CH . hinzugefügt wird?3COOH und CH3COO – ?

B. Was passiert, wenn diesem Puffer HCl zugesetzt wird?

Berechnung des pH-Werts eines Puffers

Da konjugierte Säure-Base-Paare ein gemeinsames Ion haben, können wir den pH-Wert eines Puffers mit den gleichen Verfahren berechnen, die wir in Beispielaufgabe 17.1 zur Behandlung des Common-Ion-Effekts verwendet haben. Alternativ können wir einen Ansatz verfolgen, der auf einer aus Gleichung 17.5 abgeleiteten Gleichung basiert. Wenn wir den negativen Logarithmus beider Seiten von Gleichung 17.5 nehmen, haben wir

wobei [Säure] und [Base] sich auf die Gleichgewichtskonzentrationen der konjugiertes Säure-Base-Paar. Beachten Sie, dass bei [Base] = [Säure] pH = pKein.

Gleichung 17.9 ist bekannt als Henderson-Hasselbalch-Gleichung. Biologen, Biochemiker und andere, die häufig mit Puffern arbeiten, verwenden diese Gleichung häufig, um den pH-Wert von Puffern zu berechnen. Bei Gleichgewichtsberechnungen haben wir gesehen, dass wir normalerweise die Mengen an Säure und Base des Puffers, die ionisieren, vernachlässigen können. Daher können wir normalerweise die Ausgangskonzentrationen der Säure- und Basenkomponenten des Puffers direkt in Gleichung 17.9 verwenden.

BEISPIELÜBUNG 17.3 Berechnung des pH-Werts eines Puffers

Was ist der pH-Wert eines Puffers, der 0,12 . beträgt? m in Milchsäure [CH3CH(OH)COOH oder HC3h5Ö3] und 0,10 m in Natriumlactat [CH3CH(OH)COONa oder NaC3h5Ö3]? Für Milchsäure, Kein = 1,4 &mal 10 –4 .

Analysieren Wir werden gebeten, den pH-Wert eines milchsäurehaltigen Puffers (HC3h5Ö3) und seine konjugierte Base, das Lactat-Ion (C3h5Ö3 – ).

Planen Wir bestimmen zunächst den pH-Wert mit der in Abschnitt 17.1 beschriebenen Methode. Weil HC3h5Ö3 ist ein schwacher Elektrolyt und NaC3h5Ö3 ist ein starker Elektrolyt, die Hauptspezies in Lösung sind HC3h5Ö3, Na + und C3h5Ö3 – . Das Na + -Ion ist ein Zuschauerion. Der HC3h5Ö3-C3h5Ö3 – konjugiertes Säure-Basen-Paar bestimmt [H + ] und somit kann der pH-Wert [H + ] über das Säure-Dissoziations-Gleichgewicht der Milchsäure bestimmt werden.

Lösen Die Anfangs- und Gleichgewichtskonzentrationen der an diesem Gleichgewicht beteiligten Spezies sind

Die Gleichgewichtskonzentrationen werden durch den Gleichgewichtsausdruck bestimmt:

Weil Kein klein ist und ein gemeinsames Ion vorhanden ist, erwarten wir x klein sein im Verhältnis zu entweder 0,12 oder 0,10 m. Somit kann unsere Gleichung vereinfacht werden zu

Auflösen nach x gibt einen Wert an, der unsere Näherung rechtfertigt:

Alternativ können wir die Henderson-Hasselbalch-Gleichung verwenden, um den pH-Wert direkt zu berechnen:

TRAININGSAUFGABE

Berechnen Sie den pH-Wert eines Puffers, der aus 0,12 . besteht m Benzoesäure und 0,20 m Natriumbenzoat. (Siehe Anhang D.)

Antworten: 4.42

In Beispielaufgabe 17.3 haben wir den pH-Wert einer gepufferten Lösung berechnet. Oft müssen wir in die entgegengesetzte Richtung arbeiten, indem wir die Mengen der Säure und ihrer konjugierten Base berechnen, die benötigt werden, um einen bestimmten pH-Wert zu erreichen. Diese Berechnung wird in Beispielaufgabe 17.4 veranschaulicht.

BEISPIELÜBUNG 17.4 Puffer vorbereiten

Wie viele Mol NH4Cl muss zu 2,0 L von 0,10 . hinzugefügt werden m NH3 einen Puffer mit einem pH-Wert von 9,00 zu bilden? (Angenommen, die Zugabe von NH4Cl verändert das Volumen der Lösung nicht.)

Analysieren Wir werden gebeten, die Menge an NH . zu bestimmen4 +-Ion erforderlich, um einen Puffer mit einem spezifischen pH-Wert herzustellen.

Planen Die Hauptspezies in der Lösung ist NH4 + , Cl – und NH3. Von diesen ist das Cl – -Ion ein Zuschauer (es ist die konjugierte Base einer starken Säure). Somit ist das NH4 + –NH3 konjugiertes Säure-Base-Paar bestimmt den pH-Wert des Puffers. Die Gleichgewichtsbeziehung zwischen NH4 + und NH3 ergibt sich aus der Basendissoziationsreaktion für NH3:

Der Schlüssel zu dieser Übung ist, dies zu verwenden KB Ausdruck zur Berechnung von [NH4 + ].

Lösen Wir erhalten [OH – ] aus dem angegebenen pH-Wert:

Weil KB ist klein und das gemeinsame Ion [NH4 + ] vorliegt, die Gleichgewichtskonzentration von NH3 entspricht im Wesentlichen seiner Anfangskonzentration:

Wir verwenden jetzt den Ausdruck für KB [NH . berechnen4 + ]:

Damit die Lösung pH = 9.00 hat, [NH4 + ] muss 0,18 . betragen m. Die Anzahl der Mole von NH4Cl, das zur Herstellung dieser Konzentration benötigt wird, ergibt sich aus dem Produkt aus dem Volumen der Lösung und ihrer Molarität:

Kommentar Weil NH4 + und NH3 ein konjugiertes Säure-Base-Paar sind, könnten wir die Henderson-Hasselbalch-Gleichung (Gleichung 17.9) verwenden, um dieses Problem zu lösen. Um dies zu tun, muss zunächst Gleichung 16.41 verwendet werden, um p . zu berechnenKein für NH4 + vom Wert von pKein für NH3. Wir empfehlen Ihnen, diesen Ansatz auszuprobieren, um sich davon zu überzeugen, dass Sie die Henderson-Hasselbalch-Gleichung für Puffer verwenden können, für die Sie angegeben sind KB für die konjugierte Base statt Kein für die konjugierte Säure.

TRAININGSAUFGABE

Berechnen Sie die Konzentration von Natriumbenzoat, die in einem 0,20 vorhanden sein muss m Lösung von Benzoesäure (C6h5COOH), um einen pH-Wert von 4,00 zu erzeugen.

Antworten: 0.13 m

Pufferkapazität und pH-Bereich

Zwei wichtige Eigenschaften eines Puffers sind seine Kapazität und sein effektiver pH-Bereich. Pufferkapazität ist die Menge an Säure oder Base, die der Puffer neutralisieren kann, bevor der pH-Wert beginnt, sich in einem merklichen Ausmaß zu ändern. Die Pufferkapazität hängt von der Menge an Säure und Base ab, die zur Herstellung des Puffers verwendet wird. Nach Gleichung 17.5 beträgt der pH-Wert einer 1-l-Lösung beispielsweise 1 m in CH3COOH und 1 m in CH3COONa entspricht dem pH-Wert einer 1-l-Lösung, der 0,1 beträgt m in CH3COOH und 0,1 m in CH3COONa. Die erste Lösung hat jedoch eine größere Pufferkapazität, da sie mehr CH . enthält3COOH und CH3COO – .

Die pH-Bereich eines Puffers ist der pH-Bereich, über den der Puffer effektiv wirkt. Puffer widerstehen am effektivsten einer pH-Änderung in entweder Richtung, wenn die Konzentrationen der schwachen Säure und der konjugierten Base ungefähr gleich sind. Aus Gleichung 17.9 sehen wir, dass bei gleichen Konzentrationen von schwacher Säure und konjugierter Base pH = pKein. Diese Beziehung ergibt den optimalen pH-Wert jedes Puffers. Daher versuchen wir normalerweise, einen Puffer auszuwählen, dessen Säureform einen pKein nahe dem gewünschten pH-Wert. In der Praxis stellen wir fest, dass die Pufferwirkung schlecht ist, wenn die Konzentration einer Komponente des Puffers mehr als das Zehnfache der Konzentration der anderen Komponente beträgt. Weil log 10 = 1, Puffer haben normalerweise einen nutzbaren Bereich innerhalb von ±1 pH-Einheit von PKein (d. h. ein Bereich von pH = pKein ± 1).

GEBEN SIE IHM EIN GEDANKEN

Die Kein Werte für salpetrige Säure (HNO2) und hypochlorige (HClO)-Säure sind 4,5 × 10 –4 bzw. 3,0 × 10 –8 . Welches wäre besser geeignet für die Verwendung in einer auf pH = 7,0 gepufferten Lösung? Welche andere Substanz wird benötigt, um den Puffer herzustellen?

Zugabe starker Säuren oder Basen zu Puffern

Betrachten wir nun quantitativ, wie eine gepufferte Lösung auf die Zugabe einer starken Säure oder Base reagiert. In dieser Diskussion ist es wichtig zu verstehen, dass Reaktionen zwischen starken Säuren und schwachen Basen laufen im Wesentlichen vollständig ab, ebenso die zwischen starken Basen und schwachen Säuren. Solange wir also die Pufferkapazität des Puffers nicht überschreiten, können wir davon ausgehen, dass die starke Säure oder starke Base durch die Reaktion mit dem Puffer vollständig verbraucht wird.

Betrachten Sie einen Puffer, der eine schwache Säure HX und ihre konjugierte Base X – enthält. Wenn diesem Puffer eine starke Säure zugesetzt wird, wird das hinzugefügte H + von X – verbraucht, um HX zu produzieren, daher steigt [HX] und [X – ] nimmt ab. (Siehe Gleichung 17.7.) Bei Zugabe einer starken Base wird das zugesetzte OH – von HX verbraucht, um X zu erzeugen – in diesem Fall nimmt [HX] ab und [X – ] zu. (Siehe Gleichung 17.6.) Diese beiden Situationen sind in Abbildung 17.2 zusammengefasst.

Um zu berechnen, wie der pH-Wert des Puffers auf die Zugabe einer starken Säure oder einer starken Base reagiert, folgen wir der in beschriebenen Strategie ABBILDUNG 17.3:

1. Betrachten Sie die Säure-Base-Neutralisationsreaktion und bestimmen Sie ihre Wirkung auf [HX] und [X – ]. Dieser Schritt ist ein Stöchiometrieberechnung. (Abschnitt 3.6)

2. Verwenden Sie die berechneten Werte von [HX] und [X – ] zusammen mit Kein [H + ] berechnen. Dieser Schritt ist ein Gleichgewichtsberechnung und wird am einfachsten mit der Henderson-Hasselbalch-Gleichung durchgeführt.

ABBILDUNG 17.3 Berechnung des pH-Werts eines Puffers nach Zugabe einer Säure oder Base.

BEISPIELÜBUNG 17.5 Berechnung von pH-Änderungen in Puffern

Ein Puffer wird durch Zugabe von 0,300 mol CH . hergestellt3COOH und 0,300 mol CH3COONa auf genug Wasser, um 1.000 l Lösung herzustellen. Der pH-Wert des Puffers beträgt 4,74 (Beispielaufgabe 17.1). (ein) Berechnen Sie den pH-Wert dieser Lösung nach 5,0 ml von 4,0 m NaOH(aq) Lösung hinzugefügt. (B) Berechnen Sie zum Vergleich den pH-Wert einer Lösung, die durch Zugabe von 5,0 ml 4,0 . hergestellt wurde m NaOH(aq) Lösung auf 1.000 L reines Wasser.

Analysieren Wir werden gebeten, den pH-Wert eines Puffers nach Zugabe einer kleinen Menge starker Base zu bestimmen und die pH-Änderung mit dem pH-Wert zu vergleichen, der sich ergeben würde, wenn wir die gleiche Menge starker Base zu reinem Wasser hinzufügen würden.

Planen Die Lösung dieses Problems umfasst die zwei Schritte, die in Abbildung 17.3 skizziert sind. Zuerst führen wir eine stöchiometrische Berechnung durch, um zu bestimmen, wie sich das hinzugefügte OH – auf die Pufferzusammensetzung auswirkt. Dann verwenden wir die resultierende Pufferzusammensetzung und entweder die Henderson-Hasselbalch-Gleichung oder den Gleichgewichtskonstanten-Ausdruck für den Puffer, um den pH-Wert zu bestimmen.

Lösen Sie (a) Stöchiometrie-Berechnung: Das OH – bereitgestellt von NaOH reagiert mit CH3COOH, die schwache Säurekomponente des Puffers. Vor dieser Neutralisationsreaktion liegen jeweils 0,300 Mol CH3COOH und CH3COO – . Die zugegebene Basenmenge beträgt 0,0050 l x 4,0 mol/l = 0,020 mol. Neutralisieren von 0,020 mol OH – erfordert 0,020 mol CH3COOH. Folglich ist die Menge an CH3COOH nimmt ab um 0,020 Mol und die Menge des Neutralisationsprodukts, CH3COO – , erhöht sich um 0,020 mol. Wir können eine Tabelle erstellen, um zu sehen, wie sich die Zusammensetzung des Puffers durch seine Reaktion mit OH – ändert:

Gleichgewichtsberechnung: Wir wenden uns nun dem Gleichgewicht für die Ionisation von Essigsäure zu, der Beziehung, die den pH-Wert des Puffers bestimmt:

Verwendung der CH .-Mengen3COOH und CH3COO – im Puffer verbleibend bestimmen wir den pH-Wert mit der Henderson-Hasselbalch-Gleichung. Durch Zugabe der NaOH-Lösung beträgt das Volumen der Lösung nun 1.000 L + 0,0050 L = 1,005 L:

(B) Um den pH-Wert einer Lösung zu bestimmen, die durch Zugabe von 0,020 mol NaOH zu 1.000 l reinem Wasser hergestellt wurde, bestimmen wir zunächst die Konzentration der OH – Ionen in der Lösung,

[OH – ] = 0,020 mol/(1,005 L) = 0,020 m

Wir verwenden diesen Wert in Gleichung 16.18, um den pOH-Wert zu berechnen, und verwenden dann unseren berechneten pOH-Wert in Gleichung 16.20, um den pH-Wert zu erhalten:

Kommentar Beachten Sie, dass die geringe Menge an zugesetztem NaOH den pH-Wert des Wassers erheblich verändert. Im Gegensatz dazu ändert sich der pH-Wert des Puffers bei Zugabe von NaOH nur sehr wenig, wie in zusammengefasst ABBILDUNG 17.4.

ABBILDUNG 17.4 Wirkung der Zugabe einer starken Base zu einer gepufferten Lösung und zu Wasser.

TRAININGSAUFGABE

Bestimmen (ein) den pH-Wert des in Übung 17.5 beschriebenen Originalpuffers nach Zugabe von 0,020 mol HCl und (B) der pH-Wert der Lösung, der sich aus der Zugabe von 0,020 mol HCl zu 1.000 l reinem Wasser ergeben würde.

Antworten: (ein) 4.68, (B) 1.70

CHEMIE UND LEBEN
BLUT ALS GEPUFFERTE LÖSUNG

Chemische Reaktionen, die in lebenden Systemen auftreten, sind oft extrem empfindlich gegenüber dem pH-Wert. Viele der Enzyme, die beispielsweise wichtige biochemische Reaktionen katalysieren, sind nur in einem engen pH-Bereich wirksam. Aus diesem Grund unterhält der menschliche Körper ein bemerkenswert kompliziertes System von Puffern, sowohl innerhalb der Zellen als auch in den Flüssigkeiten, die die Zellen transportieren. Blut, die Flüssigkeit, die Sauerstoff in alle Körperteile transportiert, ist eines der prominentesten Beispiele für die Bedeutung von Puffern in Lebewesen.

Menschliches Blut hat einen normalen pH-Wert von 7,35 bis 7,45. Jede Abweichung von diesem Bereich kann die Stabilität von Zellmembranen, die Struktur von Proteinen und die Aktivität von Enzymen äußerst störend beeinflussen.Der Tod kann eintreten, wenn der pH-Wert im Blut unter 6,8 fällt oder über 7,8 ansteigt. Wenn der pH-Wert unter 7,35 fällt, wird die Bedingung genannt Azidose wenn er über 7,45 ansteigt, heißt die Bedingung Alkalose. Azidose ist die häufigere Tendenz, da der Stoffwechsel im Körper mehrere Säuren erzeugt.

Das wichtigste Puffersystem zur Kontrolle des Blut-pH-Wertes ist das Kohlensäure-Bicarbonat-Puffersystem. Kohlensäure (H2CO3) und Bicarbonat-Ionen (HCO3 – ) sind ein konjugiertes Säure-Base-Paar. Außerdem zersetzt sich Kohlensäure in Kohlendioxidgas und Wasser. Die wichtigen Enulibrien in diesem Puffersystem sind

Mehrere Aspekte dieser Gleichgewichte sind bemerkenswert. Obwohl Kohlensäure diprotisch ist, ist das Carbonat-Ion (CO3 2– ) ist in diesem System unwichtig. Zweitens, eine Komponente dieses Gleichgewichts, CO2, ist ein Gas, das dem Körper einen Mechanismus zur Anpassung des Gleichgewichts bietet. Entfernung von CO2durch Ausatmen verschiebt die Gleichgewichte nach rechts und verbraucht H + -Ionen. Drittens arbeitet das Puffersystem im Blut bei pH 7,4, was ziemlich weit vom p . entfernt istKein1 Wert von H2CO3 (6.1 bei physiologischen Temperaturen). Damit der Puffer einen pH-Wert von 7,4 hat, muss das Verhältnis [Base]/[Säure] etwa 20 betragen. Im normalen Blutplasma sind die Konzentrationen von HCO3 – und H2CO3 sind ungefähr 0,024 m und 0,0012 m, bzw. Folglich hat der Puffer eine hohe Kapazität, zusätzliche Säure zu neutralisieren, aber nur eine geringe Kapazität, zusätzliche Base zu neutralisieren.

Die wichtigsten Organe, die den pH-Wert des Kohlensäure-Bicarbonat-Puffersystems regulieren, sind Lunge und Nieren. Wenn die CO .-Konzentration2 steigt, verschieben sich die Gleichgewichte in Gleichung 17.10 nach links, was zur Bildung von mehr H + und einem Absinken des pH-Wertes führt. Diese Veränderung wird von Rezeptoren im Gehirn erkannt, die einen Reflex auslösen, um schneller und tiefer zu atmen, wodurch die CO .-Geschwindigkeit erhöht wird2 wird aus der Lunge ausgestoßen und verschiebt dadurch die Gleichgewichte wieder nach rechts. Wenn der pH-Wert des Blutes zu hoch wird, entfernen die Nieren HCO3 – aus dem Blut. Dies verschiebt die Gleichgewichte nach links und erhöht die Konzentration von H + . Dadurch sinkt der pH-Wert.

Die Regulierung des Blut-pH-Werts hängt direkt mit dem effektiven Transport von O . zusammen2 Durch den Körper. Das Protein Hämoglobin, das in roten Blutkörperchen vorkommt (ABBILDUNG 17,5), trägt Sauerstoff. Hämoglobin (Hb) bindet reversibel sowohl H + als auch O2. diese beiden Stoffe konkurrieren um das Hb, das näherungsweise durch das Gleichgewicht dargestellt werden kann

Sauerstoff gelangt über die Lunge ins Blut, wo er in die roten Blutkörperchen gelangt und an Hb bindet. Wenn das Blut Gewebe erreicht, in dem die Konzentration von O2 niedrig ist, verschiebt sich das Gleichgewicht in Gleichung 17.11 nach links und O2 es ist veröffentlicht worden.

In Zeiten starker Anstrengung wirken drei Faktoren zusammen, um die Zufuhr von O . zu gewährleisten2 zu aktivem Gewebe. Die Rolle jedes Faktors kann verstanden werden, indem man das Prinzip von Le Châcirctelier auf Gleichung 17.11 anwendet:

1. Ö2 verbraucht wird, wodurch sich das Gleichgewicht nach links verschiebt und mehr O . freigesetzt wird2.

2. Große Mengen CO2 werden durch den Stoffwechsel produziert, der [H + ] erhöht und bewirkt, dass sich das Gleichgewicht nach links verschiebt, wodurch O . freigesetzt wird2.

3. Die Körpertemperatur steigt. Da Gleichung 17.11 exotherm ist, verschiebt die Temperaturerhöhung das Gleichgewicht nach links und setzt O . frei2.

Zusätzlich zu den Faktoren, die die Freisetzung von O2 auf das Gewebe stimuliert die Abnahme des pH-Werts eine Erhöhung der Atemfrequenz, die mehr O . liefert2 und eliminiert CO2. Ohne diese aufwendige Reihe von Gleichgewichtsverschiebungen und pH-Änderungen würde der O2 in Geweben würde schnell aufgebraucht sein, was eine weitere Aktivität unmöglich machen würde. Unter solchen Bedingungen ist die Pufferkapazität des Blutes und die Ausatmung von CO2 durch die Lunge sind wichtig, damit der pH-Wert nicht zu tief absinkt und dadurch eine Übersäuerung ausgelöst wird.

VERWANDTE ÜBUNGEN: 17.29 und 17.95

ABBILDUNG 17.5 Rote Blutkörperchen. Eine rasterelektromikroskopische Aufnahme von roten Blutkörperchen, die durch einen kleinen Ast einer Arterie wandern.


Auswahl geeigneter Puffermischungen

Für die Auswahl von Puffermischungen gibt es zwei nützliche Faustregeln:

    Eine gute Puffermischung sollte ungefähr gleiche Konzentrationen beider Komponenten aufweisen. Eine Pufferlösung hat im Allgemeinen ihre Nützlichkeit verloren, wenn eine Komponente des Pufferpaars weniger als etwa 10 % der anderen ausmacht. Abbildung (PageIndex<4>) zeigt einen Essigsäure-Acetat-Ionen-Puffer als Base hinzugefügt wird. Der anfängliche pH-Wert beträgt 4,74. Eine Änderung um 1 pH-Einheit tritt auf, wenn die Essigsäurekonzentration auf 11% der Acetat-Ionenkonzentration reduziert wird.

Abbildung (PageIndex<4>): Das Diagramm, eine Illustration der Pufferwirkung, zeigt die Änderung des pH-Werts, wenn eine zunehmende Menge einer 0,10 M NaOH-Lösung zu 100 ml einer Pufferlösung hinzugefügt wird, in der anfänglich ([ce] = 0,10:M) und (ce<[CH3CO2^<->]>=0,10:M).
  1. Schwache Säuren und ihre Salze eignen sich besser als Puffer für pH-Werte unter 7 schwache Basen und ihre Salze sind besser als Puffer für pH-Werte über 7 geeignet.

Blut ist ein wichtiges Beispiel für eine gepufferte Lösung, wobei die Hauptsäure und das Ion, das für die Pufferwirkung verantwortlich ist, Kohlensäure, H2CO3, und das Bicarbonat-Ion (ce). Wenn ein Überschuss an Wasserstoffionen in den Blutkreislauf gelangt, wird er hauptsächlich durch die Reaktion entfernt:

[ce(aq)+ce(wässrig)⟶ce(aq)+ce(l)] Wenn ein Überschuss des Hydroxidions vorhanden ist, wird es durch die Reaktion entfernt: [ce(aq)+ce(aq)⟶ce(aq)+ce(l)] Der pH-Wert des menschlichen Blutes bleibt somit sehr nahe bei 7,35, also leicht basisch. Die Variationen betragen normalerweise weniger als 0,1 einer pH-Einheit. Eine Änderung von 0,4 einer pH-Einheit ist wahrscheinlich tödlich. Puffer halten den pH-Wert von intrazellulären und extrazellulären Flüssigkeiten aufrecht

Eine wachsende Zelle muss im Zytoplasma einen konstanten pH-Wert von etwa 7,2 –𠁗.4 aufrechterhalten, obwohl durch den Stoffwechsel viele Säuren wie Milchsäure und CO . produziert werden2, das mit Wasser zu Kohlensäure (H2CO3). Zellen verfügen über ein Reservoir an schwachen Basen und schwachen Säuren, sogenannte Puffer, die dafür sorgen, dass der pH-Wert der Zelle relativ konstant bleibt. Puffer tun dies, indem sie “ H + oder OH aufsaugen −, wenn diese Ionen der Zelle hinzugefügt werden oder durch den Stoffwechsel produziert werden.

Wenn zusätzliche Säure (oder Base) zu einer Lösung einer Säure (oder Base) bei ihrem p . hinzugefügt wirdKein Wert (ein 1:1-Gemisch von HA und A − ), ändert sich der pH-Wert der Lösung, aber er ändert sich weniger als wenn die ursprüngliche Säure (oder Base) nicht vorhanden wäre. Dies liegt daran, dass Protonen, die von der hinzugefügten Säure freigesetzt werden, von der ursprünglichen A −-Form der Säure aufgenommen werden. Hydroxylionen, die von der hinzugefügten Base erzeugt werden, werden durch Protonen neutralisiert, die von der ursprünglichen HA freigesetzt werden.

Diese Fähigkeit eines Puffers, pH-Änderungen zu minimieren, ist Pufferkapazität, hängt von der Beziehung zwischen seinem pKein Wert und pH-Wert. Um diesen Punkt zu verstehen, müssen wir den Einfluss des pH-Werts auf den Anteil der Moleküle in der undissoziierten Form (HA) erkennen. Die Titrationskurve für Essigsäure in Abbildung 2-21 veranschaulicht diese Beziehungen: bei einer pH-Einheit unter dem pKein einer Säure liegen 91 Prozent der Moleküle in der HA-Form bei einer pH-Einheit über dem p . vorKein, 91 Prozent sind in der Form A −. So nimmt die Pufferkapazität schwacher Säuren und Basen bei mehr als einer pH-Einheit schnell von ihrem p . abKein Werte. Mit anderen Worten, die Zugabe der gleichen Molzahl Säure zu einer Lösung, die eine Mischung aus HA und A enthält −, die einen pH-Wert nahe dem p . hatKein der Säure führt zu einer geringeren pH-Änderung, als wenn HA und A − nicht vorhanden wären oder wenn der pH weit von p entfernt wäreKein Wert.

Abbildung 2-21

Die Titrationskurve von Essigsäure (CH3COOH). Das pKein für die Dissoziation von Essigsäure in Wasserstoff- und Acetat-Ionen beträgt 4,75. Bei diesem pH-Wert ist die Hälfte der Säuremoleküle dissoziiert. Da der pH-Wert auf einer logarithmischen Skala gemessen wird, ändert sich die Lösung von (mehr.)

Alle biologischen Systeme enthalten einen oder mehrere Puffer. Phosphorsäure (H3Bestellung4) ist ein physiologisch wichtiger Puffer Phosphationen kommen in Zellen in beträchtlichen Mengen vor und sind ein wichtiger Faktor bei der Aufrechterhaltung oder Pufferung des pH-Wertes des Cytosols. Phosphorsäure

Abbildung 2-22

Die Titrationskurve von Phosphorsäure (H3Bestellung4). Dieses biologisch allgegenwärtige Molekül hat drei Wasserstoffatome, die bei unterschiedlichen pH-Werten dissoziieren, Phosphorsäure hat also drei pKein Werte, wie in der Grafik angegeben. Die schattierten Bereiche kennzeichnen die pH-Bereiche — innerhalb (mehr.)

In Nukleinsäuren kommt Phosphat als Diester vor, der an zwei Kohlenstoffatome benachbarter Ribosezucker gebunden ist:

Das pKein für die Dissoziation des einzelnen —OH-Protons beträgt etwa 3, was dem pKein für die Dissoziation des ersten Protons von Phosphorsäure. Daher ist jeder Phosphatrest in Desoxyribonukleinsäure (DNA) oder Ribonukleinsäure (RNA) dissoziiert und trägt bei neutralem pH-Wert eine negative Ladung, weshalb DNA und RNA als Nukleinsäure bezeichnet werden Säuren:


Diskussion

Das Niveau der NADP-abhängigen GDH-Aktivität war deutlich stammabhängig ( Tanous et al. 2002 Williams et al. 2004, 2006). Einige Stämme von Lakt. plantarum, Lakt. rhamnosus DPPMA19 und Lakt. parabucknerii B48F3 waren die aktivsten. Erstens zeigte diese Studie das Vorhandensein von NADP-GDH-Aktivität in Spezies wie Lakt. Kurve und Lakt. parabucknerii ( Helinck et al. 2004). Auf jeden Fall muss das tatsächliche Potenzial der NADP-GDH-Aktivität unter Temperatur-, pH- und NaCl-Bedingungen der Käsereifung untersucht werden ( Kieronczyk et al. 2004 Williams et al. 2006). Das experimentelle Design, mit dem die interaktive Wirkung von Umweltparametern auf die Enzymaktivität untersucht wurde, wurde zuvor von anderen Autoren übernommen (Laan et al. 1998 Curtin et al. 2001 ) für andere mikrobielle Enzyme, die an der Käsereifung beteiligt sind. Insgesamt wirkten sich die getesteten Temperatur- und pH-Werte negativ auf die NADP-GDH-Aktivität aller Stämme aus. Im Gegenteil, die Wirkung von NaCl auf die NADP-GDH-Aktivität war je nach Stamm positiv, negativ oder neutral. Außerdem variierte der Grad der Anpassung von NADP-GDH an Temperatur-, pH- und NaCl-Bedingungen der Käsereifung deutlich zwischen den Laktobazillenstämmen. Lactobacillus plantarum DPPMA13 und insbesondere DPPMA49 waren die einzigen Stämme, die eine relativ hohe NADP-GDH-Aktivität (30–100 % der unter optimalen Bedingungen gefundenen Enzymaktivität) bei Temperatur-, pH- und NaCl-Werten während der Käsereifung beibehielten. Im Gegenteil, der NADP-GDH-aktivste Stamm, Lakt. plantarum DPPMA63 zeigte die geringste Anpassungsfähigkeit des Enzyms an Temperatur-, pH- und NaCl-Werte, die während der Käsereifung gefunden wurden. Die in dieser Studie gefundenen Ergebnisse könnten nützlich sein, um zu erklären, warum einige Stämme eine in vitro Die GDH-Aktivität erhöhte die Bildung wichtiger Aromastoffe nicht, wenn sie im Käsemodellsystem verwendet wurde ( Kieronczyk et al. 2004). Hohe Zahl von Lakt. plantarum wurden in italienischen (z. B. Pecorino), spanischen (z. B. Manchego, Cabrales und Roncal), Portugiesisch (z. B. Picante), griechischen (z. B. Feta), britischen, irischen und US-amerikanischen (z. B. Cheddar) Käsesorten ( Gobbetti et al. 2007). Dennoch kann die Expression stressbedingter Proteine ​​und Enzyme während des Wachstums unter den feindlichen Bedingungen der Käsereifung deutlich variieren ( Wouters et al. 2000 De Angelis und Gobbetti 2004). Nach unserem besten Wissen liegen keine Informationen über die Regulierung der Ausprägung von GDH Gen in LAB unter käseähnlichen Bedingungen (Temperatur, pH und NaCl) existiert in der Literatur. Solche Studien zum Ausdruck von GDH Gen wurden nur gemeldet für Prevotella ruminicola (Wen und Morrison 1996), Neisseria-Meningitiden (Pagliaruolo et al. 2004) und Debaryomyces hansenii (Alba-Lois et al. 2004). Die teilweise GDH Sequenzen, die in dieser Studie gefunden wurden, zeigten eine hohe Identität mit GDH Sequenzen von Lakt. plantarum WCFS1, Lakt. Sakei, Lakt. casei BL23, Lakt. laktis und Streptokokken thermophilus. Insgesamt wurde eine hohe Variabilität zwischen den partiellen GDH Sequenzen von Stämmen, die zur Art gehören Lakt. plantarum speziell für DPPMA49. Im Vergleich zu den anderen Stämmen könnte die höchste Aktivität von DPPMA49 selbst bei niedriger Temperatur, pH und hoher Konzentration von NaCl mit der unterschiedlichen GDH-Aminosäuresequenz in Verbindung gebracht werden. Die RT-PCR-Analyse ergab, dass GDH Ausdruck von Lakt. plantarum DPPMA49 wurde bei niedriger Temperatur (<13°C) herunterexprimiert und durch NaCl (1,87–5,62%) überexprimiert. Die gleiche Wirkung von NaCl wurde auch für berichtet D. hansenii (Alba-Lois et al. 2004 ). GDH wurde unter Bedingungen von 4°C, pH 6,0 und 3,75% NaCl nicht exprimiert (Tabelle 4). Dies könnte offensichtlich im Gegensatz zu der GDH-Aktivität (1·30 U) stehen, die unter Verwendung der Zytoplasmafraktion von . gemessen wurde Lakt. plantarum DPPMA49 unter den gleichen Bedingungen (Tabelle 2). Eine solche Diskrepanz könnte jedoch dadurch erklärt werden, dass die Zytoplasmafraktion aus einer 24 Stunden alten Kultur stammt, die unter optimalen Bedingungen (MRS, 30°C) gezüchtet wurde, und daher kann angenommen werden, dass die GDH unter diesen exprimiert wurde Bedingungen. Mit anderen Worten, die in Tabelle 2 angegebene Enzymaktivität könnte eine Restaktivität sein. Im Gegensatz dazu wurde die RT-PCR-Analyse (Tabelle 4) mit Zellen durchgeführt, die unter Bedingungen von 4°C, pH 6,0 und 3,75% NaCl wuchsen.

Als Zusatzstarter bei der Käseherstellung verwendet, Lakt. plantarum DPPMA49 zeigte nach 60 Tagen Reifung eine hohe Anzahl lebensfähiger Zellen und demonstrierte damit eine hohe Fähigkeit, saure Bedingungen und Hunger zu tolerieren. Wie zuvor gezeigt ( Tanous et al. 2002 Williams et al. 2004, 2006), erhöhte die Zugabe von α-Ketoglutarat oder NADP-GDH aktiven LAB-Stämmen als Zusatzstarter den FAA-Katabolismus. Insgesamt tragen die Abbauwege von Aminosäuren durch LAB zur Produktion von ATP direkt oder durch Protonentranslokation bei, wodurch die Menge an ATP reduziert wird, die für den Protonenausgleich benötigt wird ( Konings 2002 Teusink et al. 2006). Kürzlich Teusink et al. (2006) berichteten, dass die Transaminierung und der Abbau von aromatischen und verzweigtkettigen Aminosäuren durch protonenmotorische Kraft-getriebene Transhydrogenase-Reaktion ATP erzeugen kann. Die Transhydrogenase ist eine sehr günstige Reaktion, da sie kataboles NADP regeneriert und NADPH für die Biosynthese produziert. Die anaerobe Oxidation von NADH ermöglicht eine geringere Ethanolbildung und damit mehr Acetat bei gleichzeitiger ATP-Produktion ( Teusink et al. 2006). Andere Autoren ( Higuchi et al. 1997) haben gezeigt, dass ganze Zellen von Lactobazillen sp. waren in der Lage, ATP in Gegenwart von Glutamat zu synthetisieren. Nach den vorgenannten Erwägungen ist Lakt. plantarum DPPMA63 zeigte eine geringere Zelldichte in 60 Tage gereiftem Käse im Vergleich zu DPPMA49. Eine erhöhte Zelldichte von DPPMA63 wurde in Käse gefunden, dem α-Ketoglutarat zugesetzt wurde. Nach früheren Studien ( Yvon et al. 1998 Banken et al. 2001 ) unterschied sich der VOC-Anteil von Käse, der mit dem kommerziellen Starter, dem kommerziellen Starter und DPPMA49 oder DPPMA63 hergestellt wurde, mit oder ohne Zusatz von α-Ketoglutarat. Der höchste Gehalt an Alkoholen, Aldehyden, verschiedenen und Carbonsäuren wurde in Käse mit DPPMA49 gefunden. Bei Zugabe von α-Ketoglutarat zu Käse, der mit diesem Zusatz hergestellt wurde, wurde kein weiterer Anstieg der VOC festgestellt. Im Gegensatz dazu erhöhte α-Ketoglutarat die VOC-Konzentration in Käse, der mit dem kommerziellen Starter hergestellt wurde, und insbesondere in Käse, der mit DPPMA63 hergestellt wurde, stark. Der höchste VOC-Gehalt aus dem Abbau von verzweigtkettigen und aromatischen Aminosäuren in Käse, der mit DPPMA49 hergestellt wurde, bestätigt die Bedeutung von GDH für die Geschmacksbildung in Käse. VOC wie 3-Methyl-1-butanal (käsig, schokoladig, malzartig), 3-Methyl-1-butansäure (käsig, verschwitzt) und Phenylacetaldehyd (blumig) sind einige der wichtigsten Geruchsstoffe in Hart- und Halbschalen -Hartkäsesorten (Rezensionen siehe Ardö 2006 Gobbetti et al. 2007 ).

Die Ergebnisse dieser Studie tragen zum Wissen über Enzyme bei, die am Abbau von Aminosäuren beteiligt sind, und können als wichtiges Merkmal für die Auswahl von Käsestämmen verwendet werden. Aus industrieller Sicht könnte die Verwendung von Stämmen, die den Katabolismus von FAA begünstigen, einen wirtschaftlichen Vorteil darstellen, da dies den Käsegeschmack erhöhen und/oder die Reifezeit verkürzen würde.


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