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Wie kann ich feststellen, ob die Regulation auf transkriptionaler oder translationaler Ebene erfolgt?

Wie kann ich feststellen, ob die Regulation auf transkriptionaler oder translationaler Ebene erfolgt?


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Ich habe einen Artikel gelesen, http://www.pnas.org/content/109/8/E471.short, in dem die Autoren behaupten, dass (e475)

Die Translation des TfR (Transferrin-Rezeptor) wird durch Sequenzen in den 3'- und 5'-UTRs (untranslatierten Regionen) seiner mRNA reguliert. Um die Regulation der TfR-Spiegel unabhängig von der Translationskontrolle zu untersuchen, haben wir die Spiegel von TfR-EGFP gemessen, die von einem Plasmid exprimiert wurden, dem die regulatorischen Sequenzen fehlen, die in der endogenen TfR-mRNA vorhanden sind ( 6A ). Endogene und GFP-markierte exprimierte TfR-Spiegel wurden als Reaktion auf Rabenosyn-5-Depletion gleichermaßen reduziert. Ausschluss einer Wirkung dieses Proteins auf die transkriptionelle oder translationale Kontrolle der TfR-Expression.

Ich glaube, verstanden zu haben, dass der Effekt nicht posttranslational sein kann, da TfR-GFP keine Region für die translationale Regulation besitzt und daher nicht durch einen translationsaktiven Regulationsfaktor reguliert werden kann.

Meine Frage ist: Würde die obige Aussage, dass Rabenosyn-5 keinen Einfluss auf die Proteintranskription hat, nicht einen Nachweis erfordern, dass der mRNA-Spiegel durch dieses Protein nicht beeinflusst wird?

Abb. 6A, http://www.pnas.org/content/109/8/E471.figures-only


Aus dem Abschnitt Methoden:

Humaner TfR in Plasmid-cDNA war ein Geschenk von Tim McGraw (Weill-Cornell Medical College, New York, NY). Humane TfR-cDNA wurde im Leseraster mit EGFP in den Clontech pEGFP-N1-Vektor an den XhoI- und BamHI-Restriktionsstellen subkloniert.

Dieses TfR-GFP-Fusionsprotein besitzt nicht den endogenen TfR-Promotor. Es ist daher wahrscheinlich, dass es nicht von einem TF reguliert wird, der die TfR-Transkription direkt regulieren würde.

Daraus schließen sie, dass Rabenosyn-5 dies nicht tut speziell regulieren die TfR-Expression.


Wie die Transkription wird die Translation durch Proteine ​​gesteuert, die binden und den Prozess initiieren. In der Übersetzung wird der Komplex, der sich zusammensetzt, um den Prozess zu starten, als bezeichnet Initiationskomplex. Die Regulierung der Bildung dieses Komplexes kann die Translationsgeschwindigkeit erhöhen oder verringern (Abbildung 1).

Abbildung 1 Die Genexpression kann durch Faktoren kontrolliert werden, die den Translationsinitiationskomplex binden.

B. Übersetzungsverordnung

Da mRNAs dazu gemacht sind, translatiert zu werden, ist es wahrscheinlich, dass dies standardmäßig der Fall ist! Wir wissen, dass CAP- und Poly(A)-Schwänze auf mRNAs für eine effiziente Translation erforderlich sind, da mRNAs, denen die eine und/oder die andere fehlt, schlecht translatiert werden. Außerdem gibt es kaum Hinweise darauf, dass Zellen den Prozess des Abdeckens oder der Polyadenylierung oder die Strukturen selbst modifizieren.

Die Translationsregulation zielt typischerweise auf die Initiation ab. Sie kann global sein und die Synthese vieler Polypeptide gleichzeitig beeinflussen, oder spezifisch sein und ein einzelnes Polypeptid beeinflussen. Globale Regulierung beinhaltet Veränderungen in der Aktivität von eukaryotischen Initiationsfaktoren (eIFs), die typischerweise die gesamte zelluläre Proteinsynthese beeinflussen würden. Die spezifische Regulation beinhaltet Bindungssequenzen oder -regionen auf einer oder wenigen mRNAs, die spezifische regulatorische Proteine ​​und/oder andere Moleküle erkennen und binden. Diese Bindung kontrolliert die Translation nur dieser mRNAs, ohne die allgemeine Proteinbiosynthese zu beeinträchtigen. mRNA-Strukturmerkmale, die an der Translation und an der Translationsregulation beteiligt sind, sind unten dargestellt.

Wir werden drei Beispiele für die translationale Kontrolle der Genexpression betrachten.

1. Spezifische Translationskontrolle durch mRNA-bindende Proteine

Ferritin ist ein zelluläres Eisenspeicherprotein, das aus Polypeptiden der schweren und leichten Kette besteht. Die Translation von Ferritin in Eisenmangelzellen wird gehemmt. In Abwesenheit von Ferritinproduktion setzen Ferritin-Eisen-Komplexe Eisen für den Stoffwechsel frei. Die 5&rsquo-UTR der mRNAs für beide Ketten enthalten Stamm-Schleifen-Bindungsstellen, die spezifisch eisenregulierende Proteine (IRP1, IRP2). Wenn Ferritin-mRNAs an IRPs gebunden sind, wird die Translationsinitiation blockiert. Die Hemmung der Ferritintranslation durch IRPs ist unten dargestellt.

Normalerweise scannt der Initiationskomplex die 5&rsquo-UTR einer mRNA. Wenn es die normale Translationsstartstelle findet, kann es die große Untereinheit binden und mit der Translation des Polypeptids beginnen. In Eisenmangelzellen wird angenommen, dass das Scannen durch den Initiationskomplex physikalisch durch sterische Hinderung blockiert wird.

2. Koordination der Häm- und Globinsynthese

Berücksichtige das Retikulozyten (die Vorläufer von Erythrozyten, die roten Blutkörperchen bei Säugetieren) synthetisieren globin Proteine. Sie synthetisieren auch Häm, ein eisengebundenes Porphyrin-Ring-Molekül. Jedes Globin muss an ein einzelnes Häm binden, um eine Hämoglobin-Proteinuntereinheit zu bilden. Ein Retikulozyten würde eindeutig nicht zu viel Globinprotein und zu wenig Häm produzieren oder umgekehrt. Es stellt sich heraus, dass hemin (ein Vorläufer von Häm) reguliert die Initiation der Translation sowohl von (alpha)- als auch (eta)-Globin-mRNAs. Denken Sie daran, dass zur Aufrechterhaltung der Globin-mRNA-Translation die BIP-eIF2 nach jedem Zyklus der Translationselongation erzeugt wird, muss gegen frisches GTP ausgetauscht werden. Dies wird erleichtert durch die eIF2B Initiationsfaktor. eIF2B können in phosphorylierten (inaktiven) oder nicht phosphorylierten (aktiven) Zuständen vorliegen. Um sicherzustellen, dass Globin im Vergleich zur Häm-Biosynthese nicht unter- oder überproduziert wird, müssen die Spiegel von aktivem vs. inaktivem eIF2B durch kontrolliert werden hemin. Hämin akkumuliert, wenn nicht genügend Globinpolypeptid vorhanden ist, um sich mit Häm in der Zelle zu verbinden. Überschüssiges Hämin bindet und inaktiviert HCR-Kinase, verhindert die Phosphorylierung von eIF2B. Da unphosphoryliertes eIF2B aktiv ist, erleichtert es den GTP/GDP-Austausch, der für eine fortgesetzte Translation erforderlich ist. Somit stellt eine fortlaufende Initiation sicher, dass die Translation der Globin-mRNA mit den Hämspiegeln Schritt halten kann. Mit anderen Worten, wenn die Hämin-Produktion der Globin-Produktion voraus ist, wird dies mehr Globin-Translation fördern.

Wenn die Globin- und Hämspiegel ungefähr äquimolar werden, ist kein Hämin mehr vorhanden. Es dissoziiert dann von der aktiven HCR-Kinase. Die nun aktive Kinase katalysiert die eIF2B-Phosphorylierung. Phospho-eIF2B ist inaktiv und kann den GTP/BIP-Swap auf eIF2 nicht ermöglichen. Die somit blockierte Initiation der Globin-mRNA-Translation ermöglicht eine geringere Geschwindigkeit der Globin-Polypeptid-Translation, um mit der Häm-Synthese Schritt zu halten. Die Regulation der Translationsinitiation von Globin-mRNA durch Hämin ist unten gezeigt.

3. Translationale Regulation von Hefe GCN4

Wie die Koordination der Häm- und Globinproduktion basiert die Regulation des GCN4-Proteins auf der Kontrolle der Fähigkeit der Zellen, GTP gegen GDP auf eIF2 auszutauschen. Diese Regulierung ist jedoch um einiges komplexer, obwohl Hefe ein primitiverer Eukaryont ist! GCN4 ist ein globaler Transkriptionsfaktor das die Transkription von bis zu 30 Genen in den Synthesewegen von 19 der 20 Aminosäuren steuert! Die Entdeckung, dass der Mangel an Aminosäuren dazu führte, dass Hefezellen ihre Produktion von Aminosäuren in den Zellen steigerten, führte zur Entdeckung der Allgemeine Aminosäurekontrolle (GAAC) Mechanismus, an dem GCN4 beteiligt ist. GCN ist die Abkürzung für gallgemein CKontrolle neindrücklich, unter Hinweis auf seine globalen, positiven Regulierungswirkungen. Es stellte sich heraus, dass das GCN4-Protein auch an der Stressgenexpression, der Glykogenhomöostase, der Purinbiosynthese und hellip beteiligt ist, und zwar an der Wirkung von bis zu 10% aller Hefegene! Hier konzentrieren wir uns auf den GAAC-Mechanismus.

Hefezellen, die mit reichlich Aminosäuren ausgestattet sind, müssen diese nicht synthetisieren. Unter diesen Bedingungen ist GCN4 in basalen (d. h. niedrigen) Konzentrationen vorhanden. Wenn den Zellen Aminosäuren fehlen, steigt der GCN4-Spiegel innerhalb von zwei Stunden um das Zehnfache an, was zu einem Anstieg der allgemeinen Aminosäuresynthese führt. Diese schnelle Reaktion tritt auf, weil ein Mangel an Aminosäuren eine Zunahme der Aktivität von . signalisiert GCN2, ein Proteinkinase. Die GCN2-Kinase katalysiert die Phosphorylierung von GDPeIF2. Wie wir bereits gesehen haben, kann phosphorylierter eIF2B GTP nicht gegen GDP auf dem eIF2 austauschen, in diesem Fall mit den unten gezeigten Ergebnissen.

Hier liegt ein Paradox vor. Sie würden erwarten, dass eine Verlangsamung der GTP-eIF2-Regeneration die gesamte Proteinsynthese hemmt, und das tut es auch. Jedoch stimulieren die reduzierten Spiegel von GTP-eIF2 irgendwie auch die Translation der GCN4-mRNA, was zu einer erhöhten Transkription der Aminosäuresynthesegene führt. Mit anderen Worten, Aminosäuremangel führt dazu, dass Hefezellen verfügbare Substrate verwenden, um ihre eigenen Aminosäuren herzustellen, damit die Proteinsynthese fortgesetzt werden kann und gleichzeitig die Bildung von Initiationskomplexen deaktiviert wird!

Lassen Sie uns dieses Paradox vorerst akzeptieren und sehen Sie sich an, wie ein Mangel an Aminosäuren zu einer erhöhten Translation des GCN4-Proteins und einer Hochregulierung der Aminosäurebiosynthesewege führt. Zunächst müssen wir die Struktur der GCN4-mRNA verstehen. Beachten Sie in der Abbildung unten die 4 kurzen uORFs im 5&rsquoUTR der RNA spielen diese eine Schlüsselrolle bei der GCN4-Translationsregulation.

Wir haben zuvor festgestellt, dass, wenn eine ternäre Komplex (TC)-assoziierte 40S-ribosomale Untereinheit eine mRNAs scannt und die ORF-Startstellen für ihr Polypeptid findet, sich Initiationskomplexe bilden, 60S-ribosomale Untereinheiten binden und die Translation beginnt. Die GCN4-mRNA hat vier uORFs in ihrer 5&rsquo-UTR. Während uORFs nur wenige Aminosäuren kodieren, bevor sie auf ein Stoppcodon treffen, können sie auch beim Scannen erkannt werden. Wenn TCs und 40S-Untereinheiten reichlich vorhanden sind, scheinen sie uORFs gegenüber dem ORF der kodierenden Region von GCN4 zu involvieren, wie unten dargestellt.

Unter diesen Bedingungen ermöglicht aktives eIF2B den GTP/GDP-Swap auf GDP-eIF2, was zu einem effizienten GTP-eIF2-Recycling und hohen TC-Gehalten führt. TCs binden kleine Untereinheiten während des Scannens und/oder an den Startstellen von uORFs und bilden Initiationskomplexe, die dann 60S-ribosomale Untereinheiten binden und die uORF-Translation beginnen. Der Effekt besteht darin, das Scannen an den uORFs vorbei zu verlangsamen, wodurch die Initiationskomplexbildung am eigentlichen GCN4-ORF gehemmt wird.

Was passiert in Kulturen von Hefezellen mit einem Mangel an Aminosäuren, wenn GTP-eIF2 nicht effizient regeneriert werden kann und TCs knapp sind? Um dies zu überprüfen, signalisiert ein Mangel an Aminosäuren einen Anstieg der GCN2-Kinase-Aktivität, was zu einer Phosphorylierung und Inaktivierung von eIF2B führt. Inaktives Phospho-eIF2 erleichtert den GTP/GDP-Austausch bei GDP-eIF2 nicht und hemmt die Proteinsynthese insgesamt. Die resultierende Reduktion von GTP-eIF2 senkt auch die Spiegel von TC und TC-assoziierten 40S-Untereinheiten. Die Abbildung unten zeigt, wie dieses Phänomen die GCN4-Translation hochreguliert, auch wenn die Translation anderer mRNAs zurückgegangen ist.


Regulation der Genexpression: Negative und positive Regulation

Die zwei Arten der Genexpressionsregulation sind: (1) negative Regulation und (2) positive Regulation. Und diskutieren Sie auch über einige iwichtige Begriffe, die im Zusammenhang mit der Regulation der Genexpression verwendet werden.

Die meisten Gene eines Organismus produzieren spezifische Proteine ​​(Enzyme), die wiederum spezifische Phänotypen erzeugen. Die Gene, deren mRNA-Transkripte in Proteine ​​übersetzt werden, werden als Strukturgene bezeichnet. Jede Zelle eines Organismus besitzt alle normalerweise in der Art vorkommenden Strukturgene, aber nur ein kleiner Bruchteil davon ist zu einem bestimmten Zeitpunkt in einer Zelle funktionsfähig.

In Prokaryonten synthetisieren Zellen im Allgemeinen nur die Enzyme, die sie in einer bestimmten Umgebung benötigen. Beispielsweise produzieren in Gegenwart von Laktose gezüchtete E. coli-Zellen reichlich (bis zu 3000 Moleküle/Zelle) β-Galactosidase, das Enzym, das Laktose hydrolysiert. In Abwesenheit von Laktose wird jedoch nur sehr wenig von diesem Enzym (weniger als 3 Moleküle/Zelle) produziert.

In Eukaryoten produzieren die Zellen verschiedener Organe unterschiedliche Proteine, die für ihre Funktion benötigt werden. Rote Blutkörperchen enthalten eine hohe Hämoglobinkonzentration, während Leukozyten (weiße Blutkörperchen) überhaupt kein Hämoglobin haben.

Anscheinend gibt es eine genaue Kontrolle über die Arten von Proteinen oder Enzymprodukten in einem bestimmten Gewebe oder einer bestimmten Zelle zu einem bestimmten Zeitpunkt. Eine solche Kontrolle der Genaktivität, d. h. der Proteinproduktion, die die Funktion nur derjenigen Gene erlaubt, deren Produkte in einer gegebenen Zelle zu einem gegebenen Zeitpunkt benötigt werden, wird als Genregulation bezeichnet.

Die Enzymsynthese hängt in einem Abbauprozess hauptsächlich von zwei Faktoren ab, die Enzymsynthese hängt von der Verfügbarkeit des abzubauenden Moleküls ab. Wenn das Molekül in größerer Menge vorhanden ist, wird die Enzymsynthese größer und umgekehrt. Bei einem Biosyntheseweg wird die Synthese eines Enzyms durch das Endprodukt gesteuert. Wenn das Endprodukt mehr ist, wird die Enzymsynthese geringer und umgekehrt.

Es gibt zwei Arten der Genregulation, nämlich:

(1) Negative Regulierung und

(1) In negativer Regelung:

In der Zelle/im System ist ein Inhibitor vorhanden, der die Transkription durch Inaktivierung des Promotors verhindert. Dieser Inhibitor wird als Repressor bezeichnet. Zur Initiierung der Transkription ist ein Induktor erforderlich. Der Induktor wirkt als Antagonist des Repressors. Bei der negativen Regulation erhöht die Abwesenheit des Produkts die Enzymsynthese und die Anwesenheit des Produkts verringert die Synthese.

(2) In positiver Regelung:

Ein Effektormolekül (das ein Protein oder ein Molekülkomplex sein kann) aktiviert den Promotor für die Transkription. In einem abbauenden System kann entweder ein negativer oder ein positiver Mechanismus wirken, während in einem Biosyntheseweg ein negativer Mechanismus wirkt (z. B. lac-Operon).

Das Phänomen der Genexpression kann wie folgt weiter ausgeführt werden:

1. Genexpression ist der Mechanismus auf molekularer Ebene, durch den ein Gen sich im Phänotyp eines Organismus exprimieren kann.

2. Der Mechanismus der Genexpression umfasst die biochemische Genetik. Es besteht aus der Synthese von spezifischen RNAs, Polypeptiden, Strukturproteinen, proteinartigen Biochemikalien oder Enzymen, die die Struktur oder Funktion spezifischer Merkmale kontrollieren.

3. Genregulation ist der Mechanismus des Aus- und Einschaltens der Gene je nach Bedarf der Zellen und Entwicklungsstand.

4. Aufgrund dieser Regulierung werden bestimmte Proteine ​​in nur 5-10 Molekülen synthetisiert, während andere in mehr als 100.000 Molekülen pro Zelle gebildet werden.

5. Es gibt zwei Arten von Genregulationen, positiv und negativ.

6. Bei der negativen Genregulation exprimieren die Gene ihre Wirkung so lange, bis ihre Aktivität unterdrückt wird.

7. Diese Art der Genregulation wird auch als unterdrückbare Regulation bezeichnet.

8. Die Repression ist auf ein Produkt regulatorischer Gene zurückzuführen.

9. Positive Genregulation ist diejenige, bei der die Gene nicht exprimiert werden, bis sie dazu veranlasst werden.

10. Sie wird daher induzierbare Regulation genannt.

11. Hier entfernt ein Produkt eine biochemische Substanz, die die Gene in nicht-exprimiertem Zustand hält.

12. Da die Gene ihre Wirkung durch Enzyme ausdrücken, werden ihre Enzyme auch als induzierbare Enzyme und unterdrückbare Enzyme bezeichnet.

Die Genregulation wird auf vier Ebenen ausgeübt:

1. Transkriptionsebene, wenn das primäre Transkript gebildet wird.

2. Verarbeitungsebene beim Spleißen und Klemmenergänzungen.

3. Transport von mRNA aus dem Kern in das Zytoplasma.

Wichtige Begriffe, die im Zusammenhang mit der Regulation der Genexpression verwendet werden:

Im Operon Proteinmoleküle, die die Transkription verhindern. Der Vorgang der Transkriptionshemmung wird als Repression bezeichnet.

Die Substanz, die die Initiation der Transkription ermöglicht (z. B. Lactose im lac-Operon). Ein solcher Vorgang wird als Induktion bezeichnet.

Eine Kombination aus Repressor und einem Metaboliten, der die Proteinsynthese verhindert. Ein solcher Vorgang wird als Co-Repression bezeichnet.

Ein Enzym, dessen Produktion durch Zugabe des Substrats zum Kulturmedium gesteigert wird. Ein solches System wird als induzierbares System bezeichnet.

Ein Enzym, dessen Produktion durch Zugabe eines Endprodukts gehemmt werden kann. Ein solches System ist als unterdrückbares System bekannt.

6. Konstitutives Enzym:

Ein Enzym, dessen Produktion unabhängig vom Stoffwechselzustand der Zelle konstant ist.

Hemmung der Transkription durch Repressor durch Inaktivierung des Promotors, z. B. im lac-Operon.

Verstärkung der Transkription durch ein Effektormolekül durch Aktivierung eines Promotors.


DNA-Modifikation: Methylierung

Auch das DNA-Molekül selbst kann durch Methylierung modifiziert werden. DNA-Methylierung tritt in sehr spezifischen Regionen auf, die als CpG-Inseln bezeichnet werden. Dies sind Bereiche der DNA, die eine hohe Häufigkeit von Cytosin- und Guanindinukleotid-DNA-Paaren (CG) enthalten. Das „p“ steht für die Phosphatgruppe, die Teil der Phosphodiesterbindung zwischen Cytosin und Guanin (CG) ist. 5-4 veranschaulicht den Unterschied zwischen einem Gen, das eine CpG-Insel enthält, und einer normalen Gen-Promotorsequenz. Diese befinden sich in den Promotorregionen von Genen. Die Cytosinbase des CG-Paares kann methyliert sein, was oft dazu führt, dass das Gen stummgeschaltet wird, weil Transkriptionsfaktoren nicht mehr an den Promotor binden können, da die Methylgruppe diese Interaktion blockiert. In einigen Fällen werden Gene, die während der Entwicklung der Gameten eines Elternteils stummgeschaltet wurden, in ihrem stummgeschalteten Zustand an die Nachkommen weitergegeben. Solche Gene sollen geprägt sein. Die Ernährung der Eltern oder andere Umweltbedingungen können die Methylierungsmuster von Genen beeinflussen, was wiederum die Genexpression verändert. Darüber hinaus können äußere Umweltveränderungen nach der Geburt der Nachkommen den Methylierungsstatus von Genen dynamisch verändern, was sich auf die menschliche Gesundheit auswirken kann (Abbildung 5-4). Einige dieser Reize sind Traumata, körperliche Aktivität, Rauchen, Alkoholkonsum, Umweltschadstoffe und Fettleibigkeit.

Die Methylierung von Histonen kann die Methylierung von DNA beeinflussen. DNA-Methyltransferasen (bei der DNA-Methylierung wichtige Enzyme) scheinen von Chromatinregionen mit spezifischen Histonmodifikationen angezogen zu werden. Hochmethylierte (hypermethylierte) DNA-Regionen mit deacetylierten (fehlende Acetylgruppen) Histone sind eng gewunden und transkriptionell inaktiv.

Abbildung 5-4: Beispiel einer DNA-Sequenz, die eine bekannte CpG-Insel ist. Die CG-Sequenz ist gelb. Beachten Sie die große Menge an CG-Dinukleotiden. Das ATG in Rot bezeichnet den Beginn der Translation für dieses Gen. Dies bedeutet, dass diese Region wahrscheinlich stark methyliert ist, was die Transkription dieses Gens zum Schweigen bringt. Veränderungen in der Sequenz von CpG-Inseln können zu einer Fehlregulation von Genen und einer unangemessenen Produktion von Proteinen führen, die letztendlich zu Krankheitsphänotypen führen können. Das rechte Bild stellt einen DNA-Bereich dar, der nicht von CpG-Inseln reguliert wird.

Epigenetische Veränderungen sind nicht so dauerhaft wie eine Mutation in der DNA-Sequenz, obwohl sie oft über mehrere Zellteilungsrunden hinweg bestehen bleiben und vererbbar sein können.

Chromatin-Remodeling verändert die chromosomale Struktur (offen oder geschlossen) nach Bedarf. Wenn ein Gen transkribiert werden soll, werden die Histonproteine ​​und die DNA in der chromosomalen Region, die dieses Gen kodiert, so modifiziert, dass die Promotorregion geöffnet wird, damit RNA-Polymerase und andere Proteine, sogenannte Transkriptionsfaktoren, binden und die Transkription initiieren können. Soll ein Gen ausgeschaltet oder stummgeschaltet bleiben, weisen die Histonproteine ​​und die DNA unterschiedliche Modifikationen auf, die eine geschlossene chromosomale Konfiguration signalisieren. In dieser geschlossenen Konfiguration haben die RNA-Polymerase und die Transkriptionsfaktoren keinen Zugang zur DNA und eine Transkription kann nicht stattfinden ( Abbildung 5-5).

Abbildung 5-5: Histonproteine ​​und DNA-Nukleotide können chemisch modifiziert werden. Modifikationen beeinflussen den Nukleosomenabstand und die Genexpression. (Kredit: Änderung der Arbeit durch NIH)


Woher weiß eine Pflanze, wann sie altern muss?

Während des Workshops wurde deutlich, dass die Pflanzenalterung auf mehreren Ebenen reguliert wird. Der Versuch, die Ursachen und Folgen der Seneszenz zu trennen, wirft jedoch mehrere „Huhn und Ei“-Probleme auf. Was kommt zum Beispiel zuerst – transkriptionale oder posttranskriptionelle Regulation, Alter oder Stress, Metaboliten oder Genexpression? Neueste Forschungen ermöglichen es, ein Modell vorzuschlagen, in dem altersabhängige Veränderungen der Chromatin- und möglicherweise auch der Telomerstruktur ein Blatt oder eine Pflanze dazu bringen könnten, auf seneszenz-induzierende Umweltreize wie Tageslänge oder Stress zu reagieren (Abb. 1) . Diese Stimuli könnten die Genexpression entweder direkt oder beispielsweise über Pflanzenhormone, Metaboliten oder reaktive Sauerstoffspezies regulieren. Veränderungen im Stoffwechsel sind wahrscheinlich sowohl die Ursache als auch die Folge von transkriptionalen und posttranskriptionalen Veränderungen. Darüber hinaus könnte eine möglicherweise altersbedingte Umstellung der posttranslationalen Modifikation, wie die Hypusination von eIF5A, die Proteinsynthese regulieren. Während nachgelagerte Prozesse, wie der Abbau von Chlorophyll, hoch konserviert sind ( Armstead et al., 2007 ), gibt es viele verschiedene Wege, wie Seneszenz induziert werden kann. Die Aufschlüsselung der kausalen Zusammenhänge im Regulierungsnetzwerk bleibt daher eine anspruchsvolle Aufgabe.

Hypothetisches Modell für Regulationsmechanismen, die die Seneszenz in Pflanzen kontrollieren.


16.11 Fragen zum kritischen Denken

Alle Zellen eines Organismus teilen sich das Genom. Während der Entwicklung entwickeln sich jedoch einige Zellen zu Hautzellen, während sich andere zu Muskelzellen entwickeln. Wie können die gleichen genetischen Anweisungen zu zwei verschiedenen Zelltypen im gleichen Organismus führen? Begründen Sie Ihre Antwort ausführlich.

  1. Wenn Lactose und Glucose im Medium vorhanden sind, wird die Transkription des lac-Operons induziert.
  2. Wenn Laktose vorhanden ist, aber Glukose fehlt, wird das lac-Operon reprimiert.
  3. Lactose wirkt als Induktor des Lac-Operons, wenn Glucose fehlt.
  4. Lactose wirkt als Induktor des lac-Operons, wenn Glucose vorhanden ist.
  1. Mutationen in Strukturgenen stoppen die Transkription.
  2. Mutiertes lacY produziert ein abnormales β-Galactosidase-Protein.
  3. Mutiertes lacA produziert ein Protein, das eine Acetylgruppe auf β-Galactosidase überträgt.
  4. Die Transkription wird fortgesetzt, aber Laktose wird nicht richtig verstoffwechselt.

Bei einigen Krankheiten schaltet die Veränderung epigenetischer Modifikationen Gene ab, die normalerweise exprimiert werden. Wie könnten Sie diesen Prozess hypothetisch umkehren, um diese Gene wieder einzuschalten?

  1. Bei neuen Sämlingen sind bei Kälteexposition Histonacetylierungen vorhanden, Methylierung tritt auf.
  2. Bei neuen Sämlingen treten bei Kälteexposition Histon-Deacetylierungen auf, Methylierung tritt auf.
  3. Bei neuen Sämlingen sind bei Kälteexposition Histonmethylierungen vorhanden, es kommt zu einer Acetylierung.
  4. Bei neuen Sämlingen treten bei Kälteexposition Histonmethylierungen auf, es kommt zur Deacetylierung.
  1. Mutierte Promotoren verringern die Transkriptionsrate, indem sie die Bindungsstelle für den Transkriptionsfaktor verändern.
  2. Mutierte Promotoren erhöhen die Transkriptionsrate, indem sie die Bindungsstelle für den Transkriptionsfaktor verändern.
  3. Mutierte Promotoren verändern die Bindungsstelle für Transkriptionsfaktoren, um die Transkriptionsrate zu erhöhen oder zu verringern.
  4. Mutierte Promotoren verändern die Bindungsstelle für Transkriptionsfaktoren und unterbrechen dadurch die Transkription des benachbarten Gens.
  1. Die Transkriptionsrate würde ansteigen und die Zellfunktion verändern.
  2. Die Transkriptionsrate würde abnehmen und die Zellfunktionen hemmen.
  3. Die Transkriptionsrate nimmt aufgrund der Verstopfung der Transkriptionsfaktoren ab.
  4. Die Transkriptionsrate steigt aufgrund der Verstopfung der Transkriptionsfaktoren.

Die will nicht Der Transkriptionsweg ist für wichtige Veränderungen während der Tierentwicklung verantwortlich. Basierend auf dem unten gezeigten Transkriptionsweg. In diesem Diagramm zeigen Pfeile die Umwandlung einer Substanz in eine andere an. Quadratische Linien oder Linien ohne Pfeilspitzen zeigen die Hemmung des Produkts unterhalb der Linie an. Auf dieser Grundlage, wie würde erhöht? will nicht Genexpression die Expression von Bar-1&bgr;

  1. RBPs können zuerst an die RNA binden und verhindern so die Bindung von miRNA, die RNA abbaut.
  2. RBPs binden die miRNA und schützen so die mRNA vor dem Abbau.
  3. RBPs methylieren miRNA, um ihre Funktion zu hemmen und so den mRNA-Abbau zu stoppen.
  4. RBPs steuern den Abbau von miRNA mit Hilfe eines DICER-Proteinkomplexes.
  1. UV-Strahlen können die Methylierung und Acetylierung von Proteinen verändern.
  2. RNA-bindende Proteine ​​werden durch Phosphorylierung modifiziert.
  3. Externe Reize können eine Deacetylierung und Demethylierung des Transkripts verursachen.
  4. UV-Strahlen können eine Dimerisierung der RNA-bindenden Proteine ​​verursachen.
  1. Die Phosphorylierung von Proteinen kann die Translation, den RNA-Shuttle, die RNA-Stabilität oder die posttranskriptionale Modifikation verändern.
  2. Die Phosphorylierung von Proteinen kann die DNA-Replikation, Zellteilung, Pathogenerkennung und RNA-Stabilität verändern.
  3. Phosphorylierte Proteine ​​beeinflussen nur die Translation und können durch Veränderung der p53-Funktion Krebs verursachen.
  4. Phosphorylierte Proteine ​​beeinflussen nur das RNA-Shuttle, die RNA-Stabilität und posttranslationale Modifikationen.
  1. UV-Strahlen könnten eine Methylierung und Deacetylierung der Gene verursachen, die die Zugänglichkeit und Transkription der DNA verändern könnten.
  2. Die UV-Strahlen könnten eine Phosphorylierung und Acetylierung der DNA und Histone verursachen, was die Transkriptionsfähigkeiten der DNA verändern könnte.
  3. UV-Strahlen könnten eine Methylierung und Phosphorylierung der DNA-Basen verursachen, die dimerisiert werden könnten, wodurch die DNA nicht zugänglich wird.
  4. Die UV-Strahlen können eine Methylierung und Acetylierung von Histonen verursachen, wodurch die DNA dichter gepackt wird und zu Unzugänglichkeit führt.
  1. Diese Medikamente halten die demethylierten und die acetylierten Formen der DNA aufrecht, um die Transkription der notwendigen Gene „an“ zu halten.
  2. Die demethylierte und die acetylierte Form der DNA werden umgekehrt, wenn das stummgeschaltete Gen exprimiert wird.
  3. Das Medikament methyliert und acetyliert die stummgeschalteten Gene, um sie wieder „einzuschalten“.
  4. Medikamente halten die DNA-Methylierung und -Acetylierung aufrecht, um unwichtige Gene in Krebszellen zum Schweigen zu bringen.
  1. Das Verständnis der Genexpressionsmuster in Krebszellen wird die fehlerhaften Gene identifizieren, was bei der Bereitstellung der entsprechenden medikamentösen Behandlung hilfreich ist.
  2. Das Verständnis der Genexpression wird helfen, Tumorzellen für die Antigentherapie zu diagnostizieren.
  3. Ein Genprofiling würde die Zielgene der krebserregenden Krankheitserreger identifizieren.
  4. Brustkrebspatientinnen, die keinen EGFR exprimieren, können auf eine Anti-EGFR-Therapie ansprechen.
  1. Personalisierte Medikamente würden je nach Art der Mutationen und dem Expressionsmuster des Gens variieren.
  2. Die Medikamente werden basierend auf der Art des Tumors im Körper einer Person verabreicht.
  3. Die personalisierten Medikamente werden nur basierend auf den Symptomen des Patienten bereitgestellt.
  4. Die Medikamente variieren in der Regel je nach Schweregrad und Stadium des Krebses.
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Dieser Text basiert auf Openstax Biology for AP Courses, Senior Contributing Authors Julianne Zedalis, The Bishop's School in La Jolla, CA, John Eggebrecht, Cornell University Contributing Authors Yael Avissar, Rhode Island College, Jung Choi, Georgia Institute of Technology, Jean DeSaix , University of North Carolina at Chapel Hill, Vladimir Jurukovski, Suffolk County Community College, Connie Rye, East Mississippi Community College, Robert Wise, University of Wisconsin, Oshkosh

Dieses Werk ist ohne zusätzliche Einschränkungen unter einer Creative Commons Attribution-NonCommercial 4.0 Unported License lizenziert.


Wie wird die Genexpression in Prokaryoten und Eukaryoten reguliert?

Genexpression ist der Prozess der Transkription von DNA in RNA, gefolgt von der Translation in Proteine. Es ist ein streng regulierter Prozess sowohl bei Prokaryoten als auch bei Eukaryoten. Die Regulation der Genexpression ist an der Produktion entweder einer erhöhten oder einer verringerten Menge an Genprodukten beteiligt. An der Regulation der Genexpression ist ein breites Spektrum von Mechanismen beteiligt.

  1. Replikationsebene – Mutationen können zu Veränderungen der Genexpression führen.
  2. Transkriptionsebene – Aktivatoren und Repressoren regulieren die Transkription.
  3. Ebene nach der Transkription – RNA-Splicing ist an der Regulation der Genexpression auf posttranskriptioneller Ebene beteiligt.
  4. Übersetzungsebene – Die Translation eines mRNA-Moleküls in eine Aminosäuresequenz eines Proteins wird durch verschiedene Prozesse wie den RNA-Interferenzweg gesteuert.
  5. Nachübersetzungsebene – Die Synthese eines Proteins kann durch die Kontrolle der posttranslationalen Modifikationen reguliert werden.

Verschiedene Ebenen der Regulation der Genexpression sind in . gezeigt Abbildung 1.

Abbildung 1: Regulation der Genexpression


Glossar der Techniken zum Studium der Proteinsynthese und Translationsregulation

Zur Untersuchung der Translationsregulation wurden mehrere verschiedene Techniken eingesetzt, von der alten (aber immer noch verwendeten) Pulse-Chase-Markierung bis hin zu moderneren Techniken, die sich die Methoden der Ganzgenom-Sequenzierung zunutze machen. Hier werden einige der Techniken erklärt und einige Protokolle zitiert.

Pulskennzeichnung ist eine Technik, die zum Identifizieren der Proteinsyntheserate pro Zeiteinheit verwendet wird. Das Verfahren basiert auf dem Einbau von radioaktiv markierten Aminosäuren, normalerweise [35S]Methionin/Cystein, durch die Pflanze über eine Reihe von Zeitpunkten. Die Proteine ​​werden dann extrahiert und die neu synthetisierten Proteine, die die markierte Aminosäure eingebaut haben, werden durch SDS-PAGE, gefolgt von Autoradiographie und Densitometrie oder durch Szintillationszählung nachgewiesen. Es wurden auch Protokolle entwickelt, die die Verwendung radioaktiver Markierungen vermeiden und stattdessen nichtnatürliche Aminosäuren verwenden (Schmidt et al., 2009 Wang et al., 2017a ), aber noch nicht in Anlagen umgesetzt.

Mobilfunkfreie Übersetzungssysteme sind nützlich für das Studium der molekularen Mechanismen der Translation in vitro. Das am weitesten verbreitete zellfreie System, das in Studien zur Pflanzentranslation verwendet wird, ist Weizenkeimextrakt (Oliver et al., 1996 ), aber auch ein zellfreies Arabidopsis-System ist verfügbar (Murota et al., 2011 ).

Polysomenfraktionierung ist eine klassische Technik, die es ermöglicht, den Translationszustand einer ganzen Pflanze oder eines spezifischen Gewebes zu untersuchen, d. h. die Translationseffizienz auf globaler Ebene oder einer bestimmten interessierenden mRNA abzuleiten. Dieses Verfahren wird immer noch weit verbreitet praktiziert und beinhaltet die Verwendung von Saccharosegradienten und Ultrazentrifugation, um die Polysomen basierend auf der Anzahl der Ribosomen, die sie enthalten, zu trennen. Die im Gradienten aufgelöste zentrifugierte Probe wird dann in Fraktionen aufgeteilt (wobei die unteren dichteren Fraktionen schwerere Polysomen enthalten und die oberen leichteren Fraktionen einzelne ribosomale Untereinheiten enthalten) und die RNAs werden aus den Fraktionen isoliert, um mit Expressionsstudien fortzufahren, wie Northern Blot, RT -PCR, Microarray oder Next-Generation-Sequenzierung (Mustroph et al., 2009b).

Translatierende Ribosomen-Affinitätsreinigung (TRAP) ist ein auf Affinitätschromatographie basierendes Ribosomen-Reinigungsverfahren, bei dem ein spezifisches ribosomales Protein markiert und dann immunpräzipitiert wird, um die von den markierten Ribosomen gebundenen mRNAs zu isolieren. Next-Generation-Sequencing der Ribosomen-gebundenen mRNAs gibt Aufschluss über den Translationszustand der Zelle (Zanetti et al., 2005 Mustroph et al., 2009b). Diese Technik beruht wie die Polysomenfraktionierung auf polysomaler RNA als Proxy für die Translation, kann jedoch nicht zwischen translatierenden Ribosomen und solchen, die nicht produktiv auf mRNAs blockiert sind, unterscheiden.

Ribo-seq (auch bekannt als Ribosomen-Fußabdruck) ist eine Technologie mit höherer Auflösung, die die genaue Position der Ribosomen auf einer mRNA aufdeckt und die Unterscheidung zwischen Ribosomen, die in 5′-UTRs blockiert sind, und solchen, die in kodierenden Regionen positioniert sind, ermöglicht. Polysomale RNAs werden dabei entweder durch Ultrazentrifugation durch ein Saccharosekissen oder durch säulenbasierte Gelfiltrationsverfahren isoliert und anschließend mit einer RNase behandelt. Da jedes translatierende Ribosom einen kurzen Abschnitt seiner jeweiligen mRNA abschirmt, wobei die exponierten Teile aller Transkripte durch die RNase-Behandlung abgebaut werden, liefert die Sequenzierung der überlebenden Fußabdrücke mit Ansätzen der nächsten Generation Informationen auf Codon-Ebene darüber, wo sich die Ribosomen auf jedem befanden und jedes Transkript. Ursprünglich für Hefe entwickelt (Ingolei et al., 2009 ), wurden auch in Anlagen effiziente Ribo-seq-Protokolle implementiert (Hsu et al., 2016 Kaufmann et al., 2016 ).

Sequenzierungsbasierte Strukturkartierung der RNA-Sekundärstruktur mit doppelstrang- und einzelstrangspezifischen Nukleasen ist eine Technik, die eine genomweite Analyse der RNA-Sekundärstruktur ermöglicht, indem doppelsträngige (ds) und einzelsträngige (ss) Regionen in RNA-Molekülen kartiert werden, die aus dem Verdau von RNAs mit ds- und ss-spezifischen Nukleasen abgeleitet werden. Komplexe RNA-Proben werden in zwei Teile geteilt und alternativen Nuklease-Behandlungen unterzogen. ssRNAs werden durch die Verwendung von ssRNasen abgebaut und dsRNAs werden gereinigt und in Sequenzierungsbibliotheken umgewandelt. In parallel, the second half of the sample is treated with dsRNases, and the remaining ssRNAs are isolated and converted into sequencing libraries. Comparative analysis of the reads allows the generation of an unbiased and comprehensive collection of RNA secondary structure models (Li et al., 2012b).

Structure-seq is a state-of-the-art technique that combines dimethyl sulfate (DMS) methylation with next-generation sequencing to quantitatively measure RNA secondary structure at a genome-wide level and single-nucleotide resolution, both in vivo und in vitro. DMS methylates unpaired As and Cs (all paired nucleotides are protected) and this results in the termination of reverse transcription products. Comparison of the sequencing results between DMS-treated and untreated samples pinpoints unpaired As and Cs. Thus, high DMS reactivity indicates less structured regions which account for loops, bulges, mismatches or joining regions (Ding et al., 2014 ).

In addition, new techniques that study mRNA degradation intermediates at a genome-wide level, such as parallel analysis of RNA ends (PARE) (Zhai et al., 2014 ) or genome-wide mapping of uncapped and cleaved transcripts (GMUCT) (Gregory et al., 2008 ), have been developed and aid in the study of ribosome positioning, translation and co-translational degradation. These techniques involve the capture of the 5′ monophosphorylated ends of cleaved 3′ end mRNA products and make sequencing libraries by ligating RNA adapters.