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Wie reinige und kalibriere ich Pipetten und wie oft sollte ich dies tun?

Wie reinige und kalibriere ich Pipetten und wie oft sollte ich dies tun?


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Ich arbeite in einem Labor, in dem alle Pipetten geteilt werden. Wir haben oft Gaststudenten, die kommen und die Pipetten für ein kurzes Projekt benutzen. Wenn ich also mit ihnen arbeite, wurden sie möglicherweise mehrmals von anderen Leuten gehandhabt, seit ich sie das letzte Mal benutzt habe. Dies lässt mich befürchten, dass sie falsch gehandhabt wurden oder irgendwie weniger genau werden.

Wie reinige und kalibriere ich Pipetten? Und wie oft muss ich das machen?


Wie oft Sie Ihre Pipetten kalibrieren sollten, hängt von den Toleranzen Ihrer Anwendung ab. Für einige Anwendungen, wie das quantitative PCR-Setup, kann es sehr wichtig sein; für allgemeine Laborarbeiten kann man wahrscheinlich weniger speziell sein. Sie können ein Gefühl dafür bekommen, wie genau Ihre Pipetten sind, indem Sie DI-Wasser auf die Plattform einer empfindlichen (und kalibrierten!) Waage pipettieren. Wenn Sie die zufälligen und systemischen Fehler, die Sie dabei über mehrere Versuche erhalten, mit den vom Hersteller veröffentlichten Spezifikationen vergleichen, erhalten Sie eine gute Vorstellung davon, ob die Pipettenkalibrierung hilfreich ist, und geben Ihnen ein Gefühl dafür, wie sehr Sie sich interessieren. Beachten Sie auch, dass der Fehler mit der Lautstärke variieren kann; Sie sollten den Fehler über den gesamten Volumenbereich testen, für den Sie die Pipette verwenden möchten.

Die Reinigung und Kalibrierung von Pipetten ist für jedes Design spezifisch. Einige Pipetten, wie die von Gilson, sind nicht dazu gedacht, vom Benutzer kalibriert zu werden. Andere sind. Das vom Hersteller herausgegebene Pipetten-Benutzerhandbuch sollte es Ihnen sagen.

Bei einigen anspruchsvollen Anwendungen sind selbst gut kalibrierte und gut handhabbare Mikropipetten möglicherweise nicht ausreichend genau. Insbesondere habe ich Standardkurven durch serielle 10-fache Verdünnung für quantitative PCR erstellt, wobei ich mich sowohl a) darauf verlassen habe, dass meine Mikropipetten korrekt sind, als auch b) darauf vertraut, dass Pipetten mich nur in die richtige Richtung bringen, und absichtlich Volumina mit sequentiellem Unterschreiten und Korrigieren kleinere Pipetten, bis der Ablesewert auf der Waage stimmt, wenn das überhaupt klar ist. In beiden Fällen habe ich 900 ul Verdünnungsmittel und 100 ul der vorherigen Verdünnung verwendet, die meiner Meinung nach angenehm große Volumina sind. Ich fand, dass die letztere Kurve mir merklich bessere Regressionen lieferte.


Bei einer kürzlich durchgeführten Untersuchung von Methoden zur quantitativen Bestimmung der Konzentration von Aspirin in Lösung fand ich diese Verfahren hilfreich. Sie sind eine grobe Orientierung; Design und Verfahren variieren je nach Modell. Es kann ratsam sein, das mitgelieferte Handbuch zu lesen, aber zusammenfassend:

Kalibrierung

  1. Wird mindestens einmal pro Woche durchgeführt
  2. Wird in einem Raum mit der auf dem Glas angegebenen Temperatur durchgeführt (oder zumindest in einem Raum, in dem die Temperatur während der Kalibrierung nicht schwankt).

Zum Beispiel war eine Pipette, die ich verwendete, eine 10-ml-Pipette, die folgendermaßen vorgegangen wurde:

Spülen Sie die 10-ml-Pipette mit 10 ml Wasser. Pipettieren Sie 2 ml in ein tariertes Fläschchen mit Wasser auf einer 2-stelligen Waage. Dokumentieren Sie das Gewicht. Stellen Sie die Pipette auf 5 mL, pipettieren Sie 5 mL in das Fläschchen und dokumentieren Sie das Gewicht. Stellen Sie die Pipette auf 10 ml, pipettieren Sie 10 ml in das Fläschchen und dokumentieren Sie das Gewicht.

Im verlinkten Dokument sind jedoch Verfahren für Pipetten bis 100 μL angegeben. Vergleichen Sie dann die Werte aus der Masse mit den zulässigen Werten im Anhang. Eine kalibrierte Pipette ergibt ±1% der im Anhang angegebenen Masse, zum Beispiel die oben beschriebene Pipette I:

  1. 1,98-2,02 g
  2. 4,95-5,05 g
  3. 9,90-10,1 g

Die Reinigung kann durch Aufpipettieren und Spülen mit destilliertem Wasser (in meinem Fall) oder eher mit „nanopurem“ Wasser erreicht werden.


Einkanal-Mikropipetten:

Leichte Pipetten mit variablem Volumen für die genaue und präzise Probenahme und Abgabe von Flüssigkeiten.

  • Universal Tipcone – kompatibel mit international anerkannten Spitzen. Funktioniert am besten mit Microlit-Pipettenspitzen
  • Leichtgewicht mit Softgrip für höchsten Benutzerkomfort
  • Vollständig autoklavierbar bei 121°C, 15psi. für 10-15 Minuten
  • Kalibrierzertifikat mitgeliefert – Entspricht ISO 8655-Standards
  • Zertifizierungen – ISO 9001, ISO 13485, ISO 17025, CE

Für Preisinformationen kontaktieren Sie uns bitte unten ODER Anmelden

Die Microlit RBO Einkanal-Mikropipette mit variablem Volumen ist eine hochpräzise Mikropipette, die unter ergonomischen Gesichtspunkten entwickelt wurde. Es ermöglicht eine bemerkenswerte Benutzererfahrung und tadellose Genauigkeit in praktischen Laborumgebungen. Das Produkt wird dringend für Molekularbiologie, Mikrobiologie, Immunologie, Zellkultur, analytische Chemie, Biochemie, Genetik usw. empfohlen. 1 ml Pipette ist unser beliebtestes Mikropipettenmodell, gefolgt von der 200-ul-Pipette.

Was ist in der Box?

  1. Microlit Mikropipette
  2. 3-4 kompatible Tipps
  3. Pipettenkalibrierungswerkzeug
  4. Mikropipettenhalter
  5. Pipettenkalibrierzertifikat
  6. Benutzerhandbuch

Passen Sie die Lautstärke einfach mit dem Kolben an

Der Kolben wurde sorgfältig mit einem hochwertigen Federmechanismus entworfen, um eine hakenfreie und weiche Bewegung zu gewährleisten.

Verwenden Sie verschiedene Spitzen mit einem Universal Tipcone

Ein Universal Tipcone verbessert die Kompatibilität des Instruments und ermöglicht es ihm, problemlos mit den meisten international anerkannten Standardspitzen zu arbeiten. Es werden jedoch Microlit-Spitzen empfohlen.

Stellen Sie die Lautstärke mit Perfektion ein

Ein leises Klickgeräusch bei jedem Schritt sorgt für eine perfekte Lautstärkeeinstellung und verhindert versehentliche Änderungen.

Sicher aufbewahren mit einem Halter

Das Instrument enthält einen Halter, der eine einfache, effiziente und sichere Aufbewahrung ermöglicht.

Einfaches Auswerfen von Spitzen mit einem Spitzenauswerfer

Der Spitzenabwerfer ermöglicht einen einfachen Spitzenabwurf und einen bequemen Zugang zu Flaschen und Röhrchen mit schmalem Hals.

Ein speziell entwickelter großer Grippy bietet guten Halt und hohen Bedienkomfort während des Betriebs

Modell Nr. vol. Reichweite (uL) Inkrement (uL) Genauigkeit Lebenslauf
+% +uL +% +uL
RBO-2 0,2-2,0ul 0.002 2 0.04 1.2 0.024
RBO-10 0,5-10ul 0.02 1 0.1 0.5 0.05
RBO-20 2-20ul 0.02 0.8 0.16 0.4 0.08
RBO-50 5-50ul 0.1 0.8 0.4 0.4 0.2
RBO-100 10-100ul 0.2 0.6 0.6 0.2 0.2
RBO-200 20-200ul 0.2 0.6 1.2 0.2 0.4
RBO-1000 100-1000ul 1.0 0.6 6 0.2 2
RBO-5000 0,5-5ml 10.0 0.6 30 0.2 10
RBO-10000 1-10ml 20.0 0.6 60 0.2 20

Die oben genannten Fehlergrenzen (Genauigkeit und Variationskoeffizient) stimmen mit der auf dem Gerät angegebenen Nennkapazität (oder maximalen Lautstärke) überein. Diese werden erreicht, indem das Gerät mit destilliertem Wasser im Gleichgewicht und einer Umgebungstemperatur von 20 °C verwendet wird, während es gleichmäßig und gleichmäßig betrieben wird. Die Fehlergrenzen entsprechen der DIN EN ISO 8655-2.

Was unser Kunden sagen

Funktioniert gut für den vorgesehenen Zweck. Ich bin Biologielehrerin an einer High School und im Vergleich zu den 200-300-Dollar-Modellen, auf die ich normalerweise beschränkt bin, ist dies ein Glücksfall

Biologielehrer an der Schule
Öffentliche Schulen in Stafford County

"Microlit RBO-Mikropipetten und BEATUS Flaschenaufsatz-Dispenser ermöglichen uns die einfache Durchführung von bis zu 150 Bluttests pro Tag"


Pipettenreinigung

Der Reinigungsbedarf hängt von der verwendeten Pipette und der Flüssigkeit ab. Die chemische Verträglichkeit der Pipette sollte vor der Reinigung überprüft werden. Bei Bedarf sollten Schutzkleidung, Schutzbrille und Einmalhandschuhe getragen werden.

Tabelle 1. Reinigungsrichtlinien für manuelle Pipetten von Thermo Scientific. Siehe Gebrauchsanweisung für Richtlinien für elektronische Pipetten.

Pipettierbare FlüssigkeitenReinigungsrichtlinien
Wässrige Lösungen und PufferPipette öffnen, kontaminierte Teile gründlich mit destilliertem Wasser spülen und trocknen lassen.
Säuren und LaugenBeim Umgang mit Säuren oder Laugen empfiehlt es sich, den Spitzenkonus und den unteren Teil des Spitzenabwerfers häufiger mit destilliertem Wasser zu reinigen. Reinigen Sie wie unter „Wässrige Lösungen und Puffer“ beschrieben.
Organische LösungsmittelTauchen Sie die verschmutzten Teile in eine Reinigungslösung wie Deconex® 12 Basic. Mit destilliertem Wasser gründlich ausspülen und trocknen lassen.
Radioaktive LösungenÖffnen Sie die Pipette und legen Sie die kontaminierten Teile in eine starke Reinigungs- oder Reinigungslösung. Mehrmals mit destilliertem Wasser spülen und trocknen lassen.

  • DNA kann eliminiert werden, indem Pipettenteile für mindestens 15 Minuten in mindestens 3 % (w/v) Natriumhypochlorit eingetaucht werden (2,3). Mit destilliertem Wasser gut abspülen und trocknen lassen.
  • Behandeln Sie die Pipettenteile mit Thermo Scientific DNA AWAY Oberflächendekontaminationsmitteln gemäß den Anweisungen.
  • Eine 30-60-minütige UV-Exposition wird die DNA-Kontamination auf der Pipettenoberfläche weiter reduzieren, aber nicht vollständig beseitigen (4).
  • Zur Entfernung von RNA ist keine spezielle Behandlung erforderlich, da sie schnell abgebaut wird und empfindlich auf ubiquitäre RNasen reagiert.
  • RNase kann entfernt werden, indem die Pipette zuerst mit einer Detergenslösung gereinigt wird, gefolgt von gründlichem Spülen mit Wasser und dann 95 % Ethanol, um den Trocknungsprozess zu beschleunigen. Pipettenteile werden dann 10 Minuten in einer 3%igen Wasserstoffperoxidlösung eingeweicht. Schließlich werden die Teile gründlich mit DEPC-behandeltem Wasser gespült (5) und trocknen gelassen.
  • Behandeln Sie die Pipettenteile mit Thermo Scientific RNase AWAY Oberflächendekontaminationsmitteln gemäß den Anweisungen.
  • DNase kann durch Autoklavieren zerstört werden (15 Min., 121°C/250°F)

Vor dem Zusammenbau der Pipette den Kolben mit 70%igem Ethanol abwischen und mit dem der Pipette beiliegenden Gleitmittel schmieren. Verwenden Sie zum Entfernen von RNase eine frisch geöffnete Ethanolflasche und bereiten Sie 70 % Ethanol in DEPC-behandeltem Wasser zu.


Geplante Pipettenpflege

Alle Veränderungen in Life-Science-Labors in den letzten Jahrzehnten haben dazu geführt, dass einige Verbesserungen weniger geschätzt werden, als sie sein sollten, und das Pipettieren könnte eine davon sein.

Mike May, PhD

Wiederholbare Genauigkeit hängt von der richtigen Wartung ab

Die Werkzeuge zum Pipettieren haben sich in relativ kurzer Zeit von klobig zu anspruchsvoll entwickelt. Diese Werkzeuge ermöglichen jetzt ein genaues und wiederholtes Arbeiten mit mehreren Proben über einen weiten Bereich von Volumina. Um diese Hightech-Fähigkeiten zu erhalten, müssen die Tools jedoch ordnungsgemäß gewartet werden.

Um präzise zu bleiben und die gewünschte Leistung zu erbringen, müssen Pipettierwerkzeuge sauber sein. &bdquoHaben Sie ein Standardprotokoll für die tägliche Pflege&rdquo, sagt Melissa Waldroup, Produktmanagerin, Life Science bei Cole-Parmer (Vernon Hills, IL). &ldquoWenn Sie beispielsweise Säuren verwenden, reinigen Sie Ihre Pipetten täglich.&ldquo

Schon einfache Verbesserungen in der Pflege können einen Unterschied machen. &ldquoEines der wichtigsten Dinge, die wir empfehlen, ist, Ihre Pipetten in ihre Halterungen aufzuhängen&ldquo, sagt Savio Gadelha, Service-Produktmanager bei Rainin Instrument, einem Unternehmen von METTLER TOLEDO in Oakland, Kalifornien. &bdquoAuf diese Weise drückt die Schwerkraft alle Flüssigkeiten nach unten.&rdquo Er fügt hinzu: &bdquoDas ist einfach, und es kostet dich etwas.&ldquo

Viele Dinge können diese Werkzeuge kontaminieren. Waldroup sagt: &bdquoDie Pipette kann mit der Zeit kontaminiert oder kaputt gehen, weil anorganische Säuren und Laugen Kunststoffe zersetzen.&rdquo Manche Anwendungen erfordern besondere Sorgfalt. Als Beispiel sagt Gadelha, &ldquoForensik-Anwender sind in der Regel die häufigsten Nutzer von DNA-Dekontaminationsdiensten.&rdquo

Bleiben Sie kalibriert

&bdquoKalibrierung ist der Schlüssel&rdquo, sagt Waldroup. &bdquoWenn Sie das Gerät nicht kalibrieren, können Genauigkeit und Präzision nicht richtig sein.&rdquo Manchmal ist eine Messung, die auch nur geringfügig daneben liegt, von Bedeutung. &bdquoWenn eine ungenaue Pipette zur Herstellung von FDA-regulierten Produkten verwendet wird, kann es zu Lieferverzögerungen oder sogar zu einem Rückruf kommen&rdquo, sagt Gadelha.

Einige Wissenschaftler kalibrieren ihre eigenen Pipetten, und Waldroup sagt: &bdquoSie können Ihre eigenen Geräte für die überwiegende Mehrheit der mechanischen und elektronischen Pipetten kalibrieren&rdquo Trotzdem kann es gewöhnungsbedürftig sein, da das Werkzeug auseinander genommen werden muss und &bdquoSie müssen Stellen Sie sicher, dass die Anpassungen richtig sind, und müssen Sie die Tests wiederholen“, erklärt Waldroup.

Einige Unternehmen empfehlen, Pipetten zum Service einzusenden, anstatt dies selbst zu tun. &bdquoIn den meisten Fällen&ldquo&rdquo Gadelha&ldquo empfehlen wir den Leuten, die Pipetten nicht zu öffnen, weil sie viele Teile darin enthalten, mit denen sie möglicherweise nicht vertraut sind und nicht wissen, wie sie wieder zusammenpassen.&ldquo Er fügt hinzu: &bdquoWir bieten eine Vielzahl von Dienstleistungen, einschließlich vorbeugender Wartung, bei der es sich hauptsächlich um allgemeine Wartung handelt, und wir ersetzen einige wichtige Teile, die mit etwa 95 Prozent der Ausfälle verbunden sind.&rdquo

Wie oft eine Pipette kalibriert werden muss, hängt davon ab, wie oft sie verwendet wird. An der University of Wyoming in Laramie verwendet der Molekularbiologe Jesse &ldquoJay&rdquo Gatlin in seinem Labor eine Reihe von Pipetten und übergibt sie dem in Indianapolis ansässigen Integrated Instrument Services zur jährlichen Reinigung und Kalibrierung. Paul Mooney, ein Doktorand im Labor von Gatlin, sagt, &ldquoIntegrated Instrument Services reinigt, repariert und kalibriert Einkanalpipetten für $18 pro Pipette.&rdquo

Wenn Sie jemanden suchen, der sich um Ihre Pipettierwerkzeuge kümmert, gibt Nicole Anderson&mdashservice Operations Manager bei Gilson (Middleton, WI)&mdash einige Vorschläge. Erstens, sagt sie, &ldquoDie regelmäßige Wartung und Instandhaltung ist der beste Weg, um sicherzustellen, dass eine Pipette während ihrer gesamten Lebensdauer präzise bleibt.&ldquo Sie fügt hinzu, &ldquozur regelmäßigen Wartung gehört der Austausch von Verschleißteilen wie O-Ringen und Dichtungen. Nach der Wartung sollte die Pipette ebenfalls auf Genauigkeit überprüft und kalibriert werden.&rdquo

Als Beispiel sagt Gadelha, dass Rainin über &ldquosechs- und 7-stellige Waagen verfügt, die zum Kalibrieren von [2- und 10-Mikroliter]-Pipetten erforderlich sind, und Mehrkanalwaagen für Mehrkanalpipetten.&ldquo Er fügt hinzu: &ldquoWenn wir Rainin-Pipetten mit Trocken- Wir rüsten sie kostenlos auf die neue Lippendichtung auf.&rdquo Der Pipettenservice von Rainin umfasst &ldquobis zu 50 US-Dollar an Ersatzteilen und/oder Arbeitskosten für Reparaturen&rdquo, sagt er.

Reduzierung von Benutzerfehlern

Ein genaues Ergebnis zu erhalten, hängt auch vom Benutzer ab. &bdquoSie müssen Best Practices befolgen&mdash zum Beispiel, wie Sie die Pipette halten&ldquo, sagt Waldroup. Bei Mikrovolumina ist es besonders wichtig, die Protokolle für die ordnungsgemäße Verwendung zu befolgen. &bdquoBei größeren Volumina kann man es sich fast wie eine doppelte Kontrolle vorstellen&ldquo, sagt Waldroup. &bdquoFür 0,1 können Sie es genau ansehen, und Sie müssen wissen, dass es zu 100 Prozent genau ist.&rdquo

Auch Erfahrung und Ausbildung spielen eine Rolle. Anderson sagt: &bdquoEs braucht viel Zeit und Ressourcen, um neue Mitarbeiter in der richtigen Pipettiertechnik zu schulen.&ldquo Sie fügt hinzu, &ldquoMissbrauch kann zu Ungenauigkeiten und sogar zur Beschädigung einer Pipette führen.&rdquo

Tatsächlich können einige der Vorteile der heutigen Pipetten Herausforderungen in Bezug auf die Genauigkeit mit sich bringen. &bdquoDie meisten Labore führen heute viele verschiedene Pipettenmarken&rdquo, sagt Anderson. &bdquoDiese Vielfalt ermöglicht es den Benutzern, eine Pipette zu finden, die für sie geeignet ist, kann es jedoch einer Abteilung erschweren, ein umfassendes Standardverfahren für den Pipettenservice und die Wartung zu entwickeln.&ldquo

Kennen Sie Ihre Werkzeuge

Auf die Frage, welchen Spitzentip sie Pipettenbenutzern geben würde, sagt Waldroup: &bdquoEs gibt so viele verschiedene Arten von Pipetten, dass es schwierig ist, eine Gesamtspitze zu geben, aber ich würde sagen, lesen Sie die Gebrauchsanweisung, weil sie alle ein bisschen anders sind.&rdquo Sie Fügt hinzu, &ldquoStellen Sie sicher, dass Sie die Grundlagen kennen, z. B. wie man die Pipette hält, wie sie funktioniert und wie man sie pflegt.&rdquo

Bei der Reinigung von Pipettierwerkzeugen ist es zunehmend üblich, dass diese autoklaviert werden können. Nichtsdestotrotz weist Waldroup darauf hin: &bdquoSelbst bei autoklavierbaren Sterilisationsverfahren kann der Sterilisationsprozess in Temperatur und Zeit variieren.&rdquo

Andersons wichtigster Tipp zu Pipettierwerkzeugen ist, sicherzustellen, dass sie jährlich von einem geschulten Servicetechniker gewartet und gewartet werden, da Pipetten ein Präzisionsinstrument sind und viele Jahre halten, wenn sie richtig gepflegt werden.

In einer Welt von Sequenzern der nächsten Generation und PCR, die einfacher zu sein scheint als die Herstellung eines Box-Mix-Kuchens, vergessen wir oft, wie weit die heutigen Pipettenwerkzeuge gekommen sind. Die Fortschritte bedeuten jedoch, dass diese Werkzeuge eine gewisse Aufmerksamkeit erfordern, die eine Gummibirne aus alten Zeiten brauchte. Um die fortschrittliche Genauigkeit und Wiederholbarkeit heutiger Pipettierwerkzeuge zu erreichen, müssen Wissenschaftler sie sauber und kalibriert halten. Nur dann können Sie dem Pipettieren in Ihrem Labor vertrauen.


3 Warum eine regelmäßige Kalibrierung unerlässlich ist

Eine weitere Möglichkeit, die Lebensdauer Ihrer Pipetten zu verlängern, besteht darin, sie regelmäßig zu kalibrieren. Auch wenn Pipetten sorgfältig gehandhabt, sachgemäß gelagert und regelmäßig gereinigt werden, sollten sie regelmäßig vom Hersteller oder einem spezialisierten Kalibrierunternehmen kalibriert werden. Wir empfehlen Serviceintervalle von 12 oder 6 Monaten, je nach Bedarf Ihres Labors. Die Aufzeichnung vergangener Kalibrierungsdaten trägt dazu bei, dass die nächste nicht verpasst wird. Bei einigen elektronischen Pipetten und Pipettensoftwarepaketen können Sie Kalibrierungserinnerungen einstellen oder den Wartungsverlauf aufzeichnen, um Ihnen dabei zu helfen.

Eine regelmäßige Kalibrierung Ihrer Pipetten gewährleistet nicht nur präzise und genaue Ergebnisse, sondern kann Ihnen auch helfen, mögliche Probleme oder beschädigte Teile frühzeitig zu erkennen. Dadurch können sie oft repariert werden, bevor kostspieligere Reparaturen oder ein Austausch unvermeidlich werden.


2.1: Mikropipetten richtig verwenden

  • Beigetragen von Clare M. O&rsquoConnor
  • Außerordentlicher Professor Emeritus (Biologie) am Boston College

Die wohl wichtigste wissenschaftliche Ausrüstung, die Sie in diesem Kurs verwenden werden, sind verstellbare Mikropipetten, die Sie in fast jedem Experiment verwenden werden. Mikropipetten sind Präzisionsinstrumente, die entwickelt wurden, um genauund genauTransfervolumen im Mikroliterbereich. Sie können Mikroliter oder Milliliter als Volumeneinheiten in Ihren Labornotizbüchern und Laborberichten verwenden, aber achten Sie darauf, immer die von Ihnen verwendete Volumeneinheit anzugeben. Erinnern Sie sich an die Beziehungen zwischen Volumeneinheiten:

Genauigkeit und Präzision

Die Genauigkeit hängt davon ab, ob die Mikropipette das richtige Volumen abgibt. Präzise Ergebnisse
sind reproduzierbar. Lassen Sie uns eine Zielanalogie verwenden, um den Unterschied zwischen genauen und präzisen Ergebnissen zu demonstrieren. Stellen Sie sich vor, dass vier Schüler fünfmal versuchen, ins Schwarze zu treffen. Schüler A und B sind präzise, ​​während Schüler A und C genau sind.

Hersteller bestimmen die Genauigkeit und Präzision von Mikropipetten, indem sie definierte Volumina von destilliertem Wasser auf einen Tropfen übertragen, der dann auf einer Analysenwaage gewogen wird. Die Dichte von Wasser beträgt 1,0 Gramm pro ml bei 25 ̊C. Der Vorgang wird während des Kalibrierungsprozesses mehrmals wiederholt und die Daten werden verwendet, um die Genauigkeit und Präzision einer Mikropipette zu berechnen.

Genauigkeit bezieht sich auf die Leistung der Mikropipette relativ zu einem Standardwert (dem beabsichtigten Wert). Die Genauigkeit wird aus der Differenz zwischen dem tatsächlich von der Mikropipette abgegebenen Volumen und dem beabsichtigten Volumen berechnet. Beachten Sie, dass dies negativ oder positiv sein kann
Wert. Wenn Mikropipetten kalibriert werden, wird die Genauigkeit normalerweise in Prozent von . ausgedrückt
den ausgewählten Wert. Mikropipetten sind so konzipiert, dass sie mit Genauigkeiten innerhalb weniger Prozent (im Allgemeinen <3%) des beabsichtigten Wertes arbeiten. Die Genauigkeit einer Mikropipette nimmt etwas ab, wenn Mikropipetten so eingestellt sind, dass sie Volumina nahe den niedrigsten Werten in ihrem Bereich abgeben.

Precision gibt Auskunft über die Reproduzierbarkeit, ohne Bezug auf einen Standard. Präzision spiegelt zufällige Fehler wider, die nie vollständig aus einem Verfahren ausgeschlossen werden können. Somit sollte eine Reihe von wiederholten Messungen eine Normal- oder Binomialverteilung (Gegenteil) erzeugen. Die Präzision wird als Standardabweichung (s) des Messsatzes ausgedrückt. Bei einer Normalverteilung ist

2/3 der Messwerte liegen innerhalb einer Standardabweichung vom Durchschnitt oder Mittelwert (x) und 95 % der Messwerte liegen innerhalb von zwei Standardabweichungen vom Mittelwert. Die Standardabweichung für einen Satz von n Die Messung wird mit der folgenden Formel berechnet.

Auswahl der Mikropipette

Die Standardabweichung beschreibt die Verteilung der Messwerte relativ zum Mittelwert

Wir verwenden im Labor drei verschiedene Größen von Mikropipetten, die P20, P200 und P1000. Unsere Mikropipetten wurden von verschiedenen Herstellern bezogen, die Funktionsprinzipien sind jedoch die gleichen. Die Zahlen nach dem &ldquoP&rdquo beziehen sich auf die maximale Anzahl von Mikrolitern, die die Mikropipette transferieren soll. Beachten Sie, dass es einige Überschneidungen in den Bereichen der verschiedenen Mikropipetten gibt. Zum Beispiel können sowohl der P200 als auch der P20 verwendet werden, um 15 &mul zu übertragen, aber der P20 ist innerhalb dieses Bereichs genauer. Wählen Sie als Faustregel immer die Pipette mit dem kleinsten Volumen, die das Volumen überträgt.

Transfervolumen festlegen

Auf der Lautstärkeanzeige befinden sich drei Zahlen. Bei jeder der Mikropipetten geben Sie durch Drehen des Lautstärkereglers ein dreistelliges Volumen vor. Mit den Noniusmarkierungen auf dem unteren Zifferblatt können Sie auch zwischen den niedrigsten Zahlen extrapolieren. Die meisten Messungen, die Sie mit den Mikropipetten vornehmen, sind auf vier signifikante Stellen genau!

NOCH NIE drehen Sie das Anzeigerad über die obere oder untere Volumengrenze der Mikropipette hinaus! Dies könnte den Kolben beschädigen.

​​​​Volumina genau übertragen

Mikropipetten arbeiten durch Luftverdrängung. Der Bediener drückt einen Kolben nieder, der einen internen Kolben in eine von zwei verschiedenen Positionen bewegt. Der erste Stopp dient zum Befüllen der Mikropipettenspitze und der zweite Stopp zum Dispensieren des Inhalts der Spitze. Wenn der Bediener den Kolben bis zum ersten Anschlag herunterdrückt, verdrängt ein interner Kolben ein Luftvolumen, das dem Volumen entspricht, das auf der Volumenanzeigeskala angezeigt wird. Der zweite Stopp wird nur verwendet, um den Inhalt der Spitze zu dosieren.

Befüllen der Mikropipette

  • Entfernen Sie den Deckel von der Schachtel mit den Mikropipettenspitzen der richtigen Größe. P-1000-Spitzen können blau oder klar sein, während P-20- und P-200-Spitzen gelb oder klar sind.
  • Bringen Sie die Spitze an, indem Sie den Schaft der Mikropipette in die Spitze einführen und fest nach unten drücken (Abbildung rechts). Dadurch sollte eine luftdichte Verbindung zwischen der Spitze und dem Schaft der Mikropipette hergestellt werden.
  • Setzen Sie den Deckel der Spitzenbox wieder auf, um die restlichen Spitzen steril zu halten. Vermeiden Sie es, die Spitze (insbesondere das dünnere Ende) zu berühren, da die Spitzen steril sind.
  • Drücken Sie den Kolben der Mikropipette bis zum ERSTEN Anschlag.
  • Tauchen Sie die Spitze einige Millimeter unter die Oberfläche der aufzuziehenden Lösung in den

Pipette. Das Pipettieren ist am genauesten, wenn die Pipette senkrecht gehalten wird. Halten Sie den Winkel kleiner

als 20 ̊ von der Vertikalen für beste Ergebnisse.

dass das gesamte Probenvolumen in die Spitze eingedrungen ist. Lassen Sie den Kolben NICHT hochschnappen. Dies ist besonders beim Umfüllen größerer Volumina wichtig, da ein Spritzer den Schaft der Mikropipette verunreinigen könnte. Wenn Sie die Welle versehentlich verschmutzen, reinigen Sie sie sofort mit einem feuchten Kimwipe.

Legen Sie NIEMALS eine Mikropipette mit Flüssigkeit in der Spitze auf den Tisch!

Ausgeben des Inhalts der Mikropipette


Tipps zum Pipettieren mit geringem Volumen

Die Genauigkeit hängt von Ihnen ab: kennen Sie Ihre Pipette, warten Sie sie und üben Sie eine gute Technik.

Angelo DePalma, PhD

Die moderne Biologie-Laborarbeit ist zunehmend durch die Manipulation kleinster Volumina und Probenmengen geprägt. Mehrere Faktoren erklären diesen Trend: hochwertige Proben, die Fähigkeit, Veränderungen in geringen Volumina genau zu erkennen, und der anhaltende Ersatz der Radiomarkierung durch optische (insbesondere Fluoreszenz) Techniken, die Multiplex-Assays ermöglichen. Das altehrwürdige Reagenzglas wich Fläschchen, die größtenteils durch Mikrotiterplatten ersetzt wurden, in denen Mikroliter-Reaktionsvolumina und Nanoliter-Reagenzzusätze schnell zur Norm werden. Innerhalb dieser winzigen Volumina kommt Faktoren wie Temperatur, Pipettiertechnik und Dosiergenauigkeit eine extreme Bedeutung zu.

In einem wegweisenden Artikel von 2007 in Naturmethoden, betonte Gilson-Ingenieur Frédéric Millet, wie wichtig es ist, Proben, Pipetten und Spitzen an die Umgebungstemperatur anzupassen. Millet hatte entdeckt, dass das Pipettieren kalter Proben zu einer inkonsistenten Volumenabgabe führte, was ihn zu der Empfehlung führte, dass die Bediener die Spitze vor dem endgültigen Aufsaugen/Dispensieren vorbefeuchten, was darin besteht, die Probenflüssigkeit drei oder vier Mal aufzunehmen und zu dispensieren, bevor sie zur Probenabgabe aspiriert wird . Diese Technik, auch wenn sie zur Erhöhung der Genauigkeit ungeeignet ist, ermöglicht [Bedienern] eine bessere Reproduzierbarkeit, ein Schlüsselfaktor bei den am häufigsten verwendeten Laborprotokollen mit sich wiederholenden Pipettieraufgaben wie ELISA oder PCR.&rdquo

Zugehörige Infografik: Evolution der Pipette

Fehler entstehen dadurch, dass sich die Viskosität einer Flüssigkeit und ein ähnliches Volumen mit der Temperatur ändern. &bdquoWenn die Probe also sehr kalt ist, wird es sehr schwierig sein, Mikrovolumina aufzunehmen&ldquo fügt Briggs hinzu. &bdquoDas gleiche gilt, wenn die Raumtemperatur zu kalt ist. Bei normalen Volumina spielt die Temperatur keine Rolle, aber bei 0,2 Mikrolitern schon.&rdquo

Gilson liefert zusätzliche Spitzen für genaues Pipettieren mit geringem Volumen:

  • Die Genauigkeit hängt von Ihnen ab: kennen Sie Ihre Pipette, warten Sie sie und üben Sie eine gute Technik.
  • Betrachten Sie eine Pipette mit positiver Verdrängung (im Vergleich zu einem Modell mit Luftverdrängung). Luftverdrängungsmodelle sind anfällig für Temperatureinflüsse, da sich Luft bei Temperaturen stärker ausdehnt als Flüssigkeiten. Nachteil: Aufwand durch Austausch von Spitze und Verdrängerlauf.
  • Servicepipetten alle sechs bis zwölf Monate täglich kontrollieren und reinigen und senkrecht lagern.
  • Zu den bewährten Verfahren für Pipetten gehören langsames, sanftes Pipettieren, vertikales Halten der Pipette während des Ziehens, flaches Eintauchen der Spitzen in Proben und Pipettieren auf Seitenwände oder in Flüssigkeiten anstelle von Luft.
  • Prüfen Sie die Pipettengenauigkeit auf einer Analysenwaage mit Flüssigkeitsmassen im Bereich von 0,1 g. Abweichungen von mehr als 0,5% verdienen eine Überprüfung der Ausrüstung und/oder Technik. Denken Sie daran, dass Analysenwaagen viel genauer sind als jede Pipette.
  • Dosieren Sie die für Ihr Gerät geeigneten Volumina, verwenden Sie aber gleichzeitig das größtmögliche Volumen für Ihr Experiment. Ziehen Sie beispielsweise in Betracht, Proben zu verdünnen, um die gleiche Menge an Reagenz in einem größeren Volumen abzugeben. Gute Praxis vs. Best Practice

Kent Koeman, Leiter der Pipettentechnik-Schulung bei TTE Laboratories (Hopkinton, MA), stimmt Gilson bezüglich der Tipps zum Vorbefeuchten zu und bietet weitere Einblicke in das Vorbefeuchten und andere Feinheiten der Technik.

&bdquoDie Vorbenetzung dient dazu, die Innenseite der Spitze an die Eigenschaften der Flüssigkeit anzupassen. Ein häufiger Fehler beim Vorbefeuchten besteht darin, dass die Spitze vor dem Absaugen nicht sichtbar trocken ist. Es ist daher wichtig, durch zwei- oder dreimaliges Absaugen vorzubefeuchten und dann vollständig in die Quelle zu geben, damit die Spitze sichtbar trocken ist. Neue Spitzen müssen nicht verwendet werden, es sei denn, es handelt sich um eine Kreuzkontamination, aber wenn sie es sind, sollten sie auch vorgenässt werden.

&ldquoVersuchen Sie, beim Anbringen der Pipettenspitze konsequent vorzugehen. Ein Verklemmen der Spitze kann sie beschädigen&rdquo, sagt Koeman. Beachten Sie, dass einige Pipettenhersteller diese Variable eliminiert haben, indem sie federbelastete Spitzenkonen entwickelt haben. &bdquoWir haben beobachtet, dass insbesondere bei Pipetten, die größere Volumina liefern, das Anbringen der Spitze mit größerem Kraftaufwand zu einem höheren Messvolumen führen kann.&ldquo

Koeman empfiehlt, die Pipetten während des Aufsaugens in einem Winkel von 90 Grad zur Probe und zum Dispensieren in einem Winkel von 45 Grad zu halten.

&bdquoPipetten arbeiten mit der Schwerkraft, daher ist eine 90-Grad-Aspiration wichtig. Wir sehen keine zu große Variation des gemessenen Volumens, bis der Aspirationswinkel ungefähr 60 Grad erreicht, aber 90 Grad sind am besten. &bdquoPräzise Abgabe hängt von einer konsistenten Technik ab, aber eine genaue Abgabe hängt mehr von der richtigen Technik ab. Kombinieren Sie beides und Sie haben Best Practices.&rdquo

Koeman rät davon ab, Pipetten zu handhaben, wenn sie nicht in Gebrauch sind, hauptsächlich aus Gründen der Temperaturkontrolle. &bdquoIch glaube nicht, dass diese Empfehlung übertrieben ist, kein bisschen.&rdquo Er berichtet von Erfahrungen bei einer QC-Schulung bei einem großen Pharmaunternehmen, bei der Pipettenausfälle beim Anwender aufgetreten waren. &ldquoDie Daten zeigten eine deutliche Volumenänderung, wenn die Pipetten länger als zwei Minuten gehalten wurden.&ldquo

Das genaue Pipettieren sehr kleiner Volumina erfordert die gleiche Sorgfalt und die gleichen Best Practices, die Benutzer für größere Volumina befolgen sollten, jedoch in einem etwas größeren Ausmaß. &bdquoBenutzer müssen sich aller Faktoren bewusst sein, die die Messungen beeinflussen&rdquo, sagt Koeman. Benutzer müssen sich an die unveränderliche physikalische Wahrheit erinnern, dass systematische Fehler, die bei jeder Messung vorkommen, bei 5 Mikrolitern das Potenzial für größere Auswirkungen haben als bei 500 Mikrolitern.

In ähnlicher Weise verleiht die Kalibrierung ein Maß an Vertrauenswürdigkeit, das nur so gut ist wie die Kalibrierungsmethode selbst, daher muss bei sehr geringen Lautstärken besondere Sorgfalt walten. Bei Instrumenten mit geringem Volumen bedeutet dies, die Ergebnisse gravimetrisch mit einer stationären Sechs- oder Sieben-Stellen-Waage in einer kontrollierten Umgebung zu vergleichen.

Die Kritikalität des Pipettierens kommt daher ins Spiel. &bdquoAlle unsere QC-Pharma-Kunden benötigen einen Kalibriernachweis in Form eines ISO-Zertifikats, dass ihre Pipetten innerhalb der Spezifikationen funktionieren. Einige unregulierte Labore haben diese Anforderungen nicht, sollten aber dennoch immer Pipetten verwenden, die einwandfrei funktionieren und zuverlässige Ergebnisse liefern.&rdquo


  • Autor des Beitrags: admin
  • Beitrag veröffentlicht: 31. Oktober 2019
  • Beitragskategorie: cGMP / Doc / GLP
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Die Reinigung von Laborglas ist der Schlüssel zum Erfolg einer Analyse im pharmazeutischen Qualitätskontrolllabor. Selbst die maximal vorsichtig durchgeführte Laboranalyse kann zu falschen/falschen Ergebnissen führen, wenn während der Analyse ungereinigtes Glas verwendet wird.

Wenn die zur Messung von Lösungsmitteln / Probenlösungen oder Standardlösungen verwendeten Glaswaren mit zuvor analysierten Produktrückständen oder Reinigungsmitteln (Seifenlösung) usw. oder anderen Materialien verunreinigt sind, können Verschleppungen in die vorliegende Lösung, Proben oder Standardlösung erfolgen. Dies beeinträchtigt die Genauigkeit der Analyseergebnisse, kann die Probe verunreinigen und das Ergebnis kann außerhalb der Spezifikation liegen. Das bedeutet, dass der externe Peak bei der HPLC-Analyse usw.

Reinigung von Laborglas – Verfahren

Daher ist es von größter Bedeutung, das Laborglas physisch sauber und sauber zu halten, frei von anderen Produkten, Lösungsmitteln, Rückständen von Seifenlösung oder Reinigungsreagenz und Bakterien.

Das Labor sollte über ein validiertes Verfahren zur Reinigung von Glaswaren auf der Grundlage des Worst-Case-Ansatzes verfügen. Die einbeziehende Person sollte ausreichend geschult sein, um die Arbeit der Reinigung zu erledigen, und mit dem Verfahren vertraut sein.

Um Ihre Glaswaren sauber und ordentlich zu halten, müssen Sie sie sofort nach Gebrauch waschen. Legen Sie Glaswaren in Wasser, wenn Sie sie nicht sofort reinigen können, da sonst die Rückstände an den Glaswaren haften bleiben und es schwierig wird, sie zu entfernen.

Zur Reinigung von Glaswaren im Qualitätskontrolllabor:

Verwenden Sie Seifenlösung wie im Reinigungsverfahren für Glaswaren definiert (die Konzentration der Seifenlösung sollte dem validierten Verfahren entsprechen), Reinigungsmittel oder Reinigungspulver. Versuchen Sie, Seife und Reinigungspulver ohne Scheuermittel zu verwenden, da dies das Glas zerkratzen kann. Bei zu stark verschmutzten Glaswaren können Sie jedoch ein Reinigungspulver mit milder Scheuerwirkung verwenden, um ein gutes Reinigungsergebnis zu erzielen.

Chromsäurelösung ist wirksam bei der Reinigung von übermäßig getrübten oder verschmutzten Glaswaren. Um die Glaswaren gründlich zu schrubben, müssen Sie eine Bürste verwenden.

Herstellung von Chromsäure (H2CrO4):

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Chromsäure ist giftig, es wird nicht empfohlen, große Chargen davon herzustellen, die über einen längeren Zeitraum gelagert werden müssen.

Die Menge der Reagenzien (an den Reaktionen beteiligte Chemikalien) kann je nach Bedarf des Analytikers geändert werden. Before working with any reagent, Use appropriate safety equipment, such as chemical resistant goggles, gloves and lab coat. The room where the reagents are being prepared should also be ventilated and preferably done in a fume hood.

Step by Step Preparation of Chromic Acid for Cleaning of Glassware in Quality Control Laboratory :

Take 1000 ml volumetric flask or beaker and place carefully the 20 gram of sodium dichromate (Na2 Cr2 Ö7) or potassium dichromate (K2 Cr2 Ö7) in the volumetric flask or beaker. Add the water slowly about 100 ml by using small beaker or graduated pipette through the wall of flask or beaker, stir the same gently with glass rod till it covers into a paste form. Add more 400 ml water in same manner with continuous stirring with glass rod. While continuously stirring, carefully pour 300 milliliters of concentrated sulfuric acid (H2 SO4 (aq)) to the graduated cylinder or beaker and make up the volume up to 1000 ml with water.

Finally, pour the Chromic acid into a glass storage container with a stopper. Be sure to put a label on the glass storage container indicating it contains concentrated chromic acid and the date it was made. After the chromic acid has served its purpose or it has been in storage for a specific amount of time, it can be disposed of. Let’s discuss how to safely dispose of chromic acid.

Instructions for Glassware Cleaning in Quality Control Laboratory with Cromic Acid :

After cleaning, rinse the glassware with tap water. Allow the water to run into and over the glassware and then fill each piece with water. Fill test tubes, flasks, and other glassware with water and shake and empty them. Do this for at least 5-6 times to clean the glassware properly. For cleaning contaminated glassware, you will have to sterilize them too.

Washed Glassware must either be placed in a basket with their mouth downwards for allowing them to dry completely or they should be made to dry in an oven. You can also hang test tubes, flasks, and other Glassware on wooden pegs for drying them out. Stand dry cylinders, burettes, and pipettes on a towel for drying them properly.

Place clean glassware in a cabinet to protect it from dust. You can also make use of cotton, or cork, or can tape a piece of paper on the mouth of the glassware to prevent dirt and dust from entering the glassware. Keep washed, cleaned, and sterilised glassware pieces in special racks and at a distance to avoid any breakage.

With proper care and maintenance you can not only increase the life of your Glassware, but can also enhance your lab safety.

Quality Control Laboratory Glassware Cleaning Procedure :

General:
  • Wear Personal Protective Equipment’s (PPE’s) such as mask, goggles and hand gloves while cleaning of glassware.
  • Take the used glassware from the designated place and decant the liquid into the basin under running tap water (potable water) and solid waste into dedicated waste bin.
  • Dispose solvents, acids and solids in their respective container.
  • Rinse the glassware thoroughly with tap water (potable water) to remove any adhering solid from the surface, use nylon brush of suitable size if required.
  • Decant the tap water into wash basin by keeping glassware vertically downwards.
  • Soak new glassware for 4 to 5 hours in 1% HCl (take about 5 ml conc. hydrochloric acid in 500 ml volumetric flask containing about 200 ml potable water and dilute to the mark with potable water) or 1% v/v HNO3 ( take about 5 ml nitric acid in 500 ml volumetric flask containing about 200 ml potable water and dilute to the mark with potable water) before washing.
Preparation of Soap solution (Detergent solution preparation): Example : TEEPOL
  • Take 10 liter of potable water in a tray and add 0.5 liter of teepol. Make homogeneous solution by stirring.
  • Every day morning discard the detergent solution of previous day and prepare new soap solution for use.
Cleaning:
  • Dip the glassware into the container filled with detergent solution. In case where glass apparatus have a large size, add small quantity of the detergent solution and shake the glassware.
  • Rinse the glassware thoroughly with running tap water (potable water) by using nylon brush. In case of sticky material dip the glassware in detergent solution for half an hour then scrub it with nylon brush.
Burette:

Flush the burette with jet of running tap water (potable water) to remove cleaning agent completely.

Pipette:

Soak the pipette into the soap solution, rinse with potable water, followed by flushing with jet of running tap water (potable water), then rinse with purified water.


Methoden

Trainingstipps sind selbstgemachte Sätze markierter Pipettenspitzen, die den Auszubildenden beim Erlernen der Verwendung von Mikropipetten anleiten. In unserem Labor pipettieren wir am häufigsten zwischen 0,5 μl und 1000 μl, daher habe ich drei Sätze Trainingsspitzen entwickelt, die entweder mit der P1000-, P200/20- oder P10-Pipette verwendet werden. Um Trainingstipps herzustellen, pipettieren Sie eine Menge Wasser in die Pipettenspitze und markieren Sie den Meniskus mit einem schwarzen Marker. Markieren Sie jede Spitze nur bei einem einzigen Volumen. Es ist wichtig, dass die Linien auf den Trainingsspitzen möglichst parallel zur Basis der Spitze verlaufen. Das Wickeln des Klebebands leicht oberhalb und unterhalb des Meniskus, das Einfärben des freigelegten Bereichs und das Entfernen des Klebebands können sauberere Linien erzeugen, verlängern jedoch die Zeit, um jede Spitze herzustellen. Auf den P1000 Spitzen sind 1000 µl bis 200 µl in 50 µl Intervallen markiert. Bei P200/20-Spitzen werden 200 µl bis 20 µl in Abständen von 10 µl markiert. Darüber hinaus sind die P200/20-Spitzen auch mit 15, 10, 7,5, 5, 2 und 1 μl gekennzeichnet (Abbildung 1A).

(EIN) P200/20 Trainingsspitze, 200 µl–2 µl Spitzen. (B) Beispiele für Etiketten von Trainingsspitzen und wie sich 50-μl-Volumenunterschiede auf P1000-Spitzen registrieren.

(EIN) P200/20 Trainingsspitze, 200 µl–2 µl Spitzen. (B) Beispiele für Etiketten von Trainingsspitzen und wie sich 50-μl-Volumenunterschiede auf P1000-Spitzen registrieren.

Für P10-Spitzen wurden zwischen 10 µl und 1 µl in 1 µl-Intervallen markiert. Je nach Trainingssituation können mehr oder weniger Tipps angebracht sein. Auf einer Seite und der Oberseite jeder Spitze habe ich angegeben, welches Volumen die Markierung bezeichnet (Abbildung 1B). Die schwarzen Markierungslinien auf den Trainingstipps sind leichter zu erkennen als die klaren Abstufungen auf den Standardtipps. Darüber hinaus bieten die meisten Standardspitzen nur eine oder zwei Abstufungen, was die Fähigkeit der Schüler einschränkt, ihre Genauigkeit zu überprüfen. Die Trainingsspitzen sind in feineren Abstufungen und an einer einzigen Stelle markiert, so dass die Schüler deutlich sehen können, wie weit die Flüssigkeit für das angegebene Volumen die Spitze hinaufkommen sollte. Ein Schlüssel oben auf jeder Pipettenspitzenbox zeigt die Spitze an, die sich in jeder Vertiefung befindet (Abbildung 2). Der Schlüssel hilft den Schülern, das passende Trinkgeld schnell zu finden, und erhöht die Wahrscheinlichkeit, dass die Schüler das Trinkgeld wieder in den Slot zurückgeben, aus dem es stammt. Dies trägt dazu bei, die Trinkgeldreihenfolge beizubehalten, wenn mehrere Schüler eine Box verwenden.

Beispiel für einen Schlüssel oben auf der Box mit Trainingstipps.

Beispiel für einen Schlüssel oben auf der Box mit Trainingstipps.

Wenn der Trainierende genau pipettiert, steigt die Flüssigkeit bis zur Markierung an der Seite der Spitze, aber nicht darüber hinaus. Mit den Trainingstipps können die Schüler sofort sehen, ob sie die richtige Flüssigkeitsmenge in die Pipette aufziehen. Wenn die Schüler beim Drücken des Pipettenkolbens über den ersten Anschlag hinausdrücken oder die Flüssigkeit nicht langsam in die Spitze eintreten lassen, wird die Flüssigkeit nicht bis zur markierten Linie gezogen und/oder es bilden sich Blasen. Die markierten Linien lenken die Aufmerksamkeit der Schüler auf die Pipettenspitze, und es ist wahrscheinlicher, dass sie Blasen bemerken und ihre Technik anpassen. Wenn die Schüler außerdem die falsche Pipette verwenden – zum Beispiel P200, um 5 μl zu pipettieren – wird die Flüssigkeit die Markierung nicht erreichen. Schulungstipps erfordern keine Waage, damit die Schüler feststellen können, ob sie genau pipettiert haben. Eine Waage wird jedoch für die Pipettenkalibrierung benötigt und kann bei der Beurteilung der Fortschritte der Schüler hilfreich sein. Die Markierungsstrategie ist auf jede Pipettenspitzenmarke anwendbar und dauert ungefähr ein bis zwei Stunden pro Satz. Es wird nicht für jeden Schüler einer Klasse ein ganzes Set benötigt und da Trainingstipps nicht für Experimente verwendet werden sollten und nur ein Trainingswerkzeug sind, können sie mit H . mehrfach wiederverwendet werden20. Daher ist der Zeitaufwand für die Erstellung von Trainingstipps nicht schwer. Um den Prozess der Erstellung von Trainingstipps weiter zu rationalisieren, könnte man sich auf Pipettenspitzen konzentrieren, die üblicherweise in einem Kurs oder einer bestimmten Übung verwendet werden. Die einzigen Materialien, die für die Herstellung von Trainingstipps benötigt werden, sind Pipettenspitzen, ein feiner schwarzer Marker und H20, daher sind die Kosten minimal.

In unserem Labor haben wir festgestellt, dass das Üben mit Trainingstipps den Schülern hilft, eine gute Pipettiertechnik zu erlernen und ihre Aufmerksamkeit auf die Flüssigkeitsmenge zu richten, die in die Pipette aufgesaugt wird. Wir haben festgestellt, dass das Pipettieren von farbiger Flüssigkeit in Abhängigkeit von der Farbe der Spitze und dem zu pipettierenden Flüssigkeitsvolumen einen noch dramatischeren visuellen Maßstab liefern kann, um zu sehen, ob sie richtig pipettieren. Wichtig ist, dass die Trainingstipps den Schülern schnell zeigen, wenn sie nicht richtig pipettieren, und haben so dazu geführt, dass die Schüler viel früher Hilfe suchen. Die Implementierung dieser Trainingsmethode hat dazu geführt, dass sich die Schüler stärker auf das Erlernen des Pipettierens konzentrieren. Obwohl sich die Ausbildungszeit nicht erhöht hat, haben sich die Fähigkeiten der Schüler verbessert.

Die meisten Schüler sind mit μl-Volumen nicht vertraut, bevor sie mit Mikropipetten arbeiten. Trainingstipps bieten visuelle Benchmarks für den Unterschied zwischen Volumina, die selbst für das geschulte Auge sehr ähnlich erscheinen (Abbildung 1A und B). Solche kleinen Volumenunterschiede können dramatische Auswirkungen auf den Versuchserfolg und die Reproduzierbarkeit haben. Bei Flüssigkeitsmengen, die mit mehreren Spitzentypen genau pipettiert werden können, können die Schüler sehen, wie hoch die Flüssigkeit in jeder Spitze steigen sollte. Zum Beispiel sieht das Pipettieren von 5 μl anders aus und fühlt sich anders an, wenn Sie einen P10 im Gegensatz zu einem P20 verwenden (Abbildung 3A). Trainingstipps ermöglichen es den Schülern zu sehen, wie ein bestimmtes Flüssigkeitsvolumen unter diesen unterschiedlichen Umständen aussehen sollte.


Just as it is vital to clean your kitchen after cooking a meal, laboratory workbenches need to be cleaned between uses. Keeping your lab bench clean ensures leftover dirt or other materials do not contaminate future projects. You can also ensure dangerous substances don’t end up in the wrong places, possibly damaging equipment or cause a colleague harm.

General Audits

Lab directors should check their departments for cleanliness, but everyone is in charge of keeping work stations clean. A basic check does not need to impact lab processes but should be done every so often.

  • Aisles should be clear of boxes, supplies, or other obstructions.
  • Loose wires, cables, and computer cords should be tied and organized.
  • Lab floors should be mopped at least daily
  • Anti-fatigue mats should be replaced regularly to avoid dangerous ware.
  • Emergency areas like eyewash stations, showers, and fire extinguishers should remain unobstructed at all times.
  • Lab areas should be dusted and de-cluttered regularly.
  • Clean items that may not be part of regular testing or experiments. Wipe down chairs, telephones, computers, timers, pens, etc. daily to make sure contagions aren’t accidentally left behind.

Disinfection

Due to the use of chemicals and other hazardous materials used in laboratories, work stations should be more than organized they should be disinfected. Disinfection needs to happen after any spill as well as after every work shift. The CDC recommends the use of a ten percent bleach solution as the standard for disinfection, but other products might be preferred for your lab.

While some manufacturers of laboratory equipment may recommend specific cleaners on their gear, make sure the recommended cleaners are effective for the materials and chemicals that you use. You should also be aware that bleach can cause damage to some lab instruments. Ultimately, you want to use the correct product for the environment in which you are working.

Cleaning Procedures

1. Always use the appropriate protective gear. At a minimum, wear latex gloves and goggles. If you have longer hair, tie it up out of the way.

2. Remove loose items from the laboratory work station . Beakers, test tubes, pipettes, etc. should be relocated and washed appropriately.

3. To meet the minimum, 10 percent bleach, mix one-part bleach with nine parts water. This should be sufficient for most lab surfaces. Research your specific station material in case a different solution is required.

4. Dip a paper towel in the mixture and wipe the workbench surface thoroughly. Don’t forget to clean corners, edges, and undersides. You may need to use a wire brush or other device to remove some residue.

  • Caked-on material such as solidified agar or other gelatin-like products can be removed by boiling purified water in the equipment.
  • Organic materials, including soap residue, can be removed by rinsing with acetone.
  • An ethanol rinse is useful to sterilize lab equipment that requires all microorganisms to be removed before use.
  • RNAse Displace works well for equipment used in DNA research.

Keeping a clean, disinfected, and tidy workstation will ensure that your experiments and projects are accurate while protecting you and your colleagues from harmful chemicals. It is always better to over-clean than to under-clean. While most surfaces can be cleaned with a bleach solution, check with your specific equipment for requirements and recommendations.

Do you have tips for keeping your lab bench clean? Teile sie in den Kommentaren unten.


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