Information

Allosterische Regulation: Warum zusätzliche Moleküle einbeziehen?

Allosterische Regulation: Warum zusätzliche Moleküle einbeziehen?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Warum werden Moleküle wie Allolactose (für Lac-Repressor) oder 2,3-BPG (für Hämoglobin) für die allosterische Regulation verwendet und nicht die eigentlichen Moleküle, die an biochemischen Stoffwechselwegen beteiligt sind, wie Lactose und 1,3-BPG? Die Bildung solcher "zusätzlicher" Regulierungsbehörden erfordert Energie - was ist der Vorteil einer solchen Organisation?


Es ist eine interessante Frage, und es gibt viele mögliche Erklärungen.

Für den Fall von 2,3-BPG und 1,3-BPG kann ich zumindest eine kleine Hypothese aufstellen. Ich denke, der entscheidende Punkt ist, dass mir nicht klar ist, warum die Messung der 1,3-BPG-Konzentration sinnvoll wäre. Diese Konzentration muss tatsächlich in einem ziemlich engen Bereich gehalten werden, damit die Glykolyse funktioniert (beachten Sie, dass der gesamte untere Teil der Glykolyse sehr nahe am thermodynamischen Gleichgewicht liegt). Der Grund, warum ich 2,3-DPG für ein nützliches Regulationsmolekül halte, liegt gerade darin, dass seine Spiegel unabhängig von der Funktion der Glykolyse reguliert werden können. Die Aktivität der Enzyme im 1,3-BPG -> 2,3-BPG -> 3PG-Shunt kann unabhängig von der Kontrolle der normalen Glykolyse gesteuert werden und kann durch jeden physiologischen Parameter reguliert werden, der die 2,3-DPG-Konzentration darstellen soll .

Zu beachten ist auch, dass die typischen Konzentrationen von 2,3-BPG in roten Blutkörperchen tatsächlich um viele Größenordnungen höher sind als die von 1,3-BPG. Die sehr niedrigen Konzentrationen von 1,3-BPG sind eine notwendige Konsequenz der oben erwähnten Thermodynamik der Glykolyse – wenn die Konzentrationen von 1,3-BPG zu hoch sind, wird die GAPDH-Reaktion ungünstig. Daher kann es sein, dass die typische Konzentration von 1,3-BPG zu niedrig ist, um ein wirksamer Regulator von irgendetwas zu sein (weil es sehr stark binden müsste). Aber ich denke, dies ist ein weniger wichtiger Punkt als die Frage, "was bedeutet die Konzentration meines Reglers".

In anderen Fällen können biochemische Gründe am Werk sein – zum Beispiel können einige Moleküle einfach besser an das Protein binden, das Sie regulieren möchten, und deshalb wurden sie von der Evolution ausgewählt. Ich denke, dies ist ein Fall, in dem es schwierig sein wird, eine pauschale Erklärung zu finden – es ist besser, jeden Fall zu betrachten, zu überlegen, was die Signalbiologie zu messen versucht, und sich die relevanten Einschränkungen anzusehen.

Ich kenne die Antwort für 1,6-FBP und 2,6-FBP nicht und stelle fest, dass 1,6-FBP bei anderen Spezies das wichtigste regulatorische Molekül zu sein scheint. Man könnte argumentieren, dass es mehr Enzyme gibt, deren Aktivität Sie kontrollieren können, wenn 2,6-FBP der Regulator ist, und somit haben Sie irgendwie eine feiner abgestimmte Regulierung.


Allosterische Regulation

Abstrakt

Allosterische Regulation bezieht sich auf den Prozess zur Modulierung der Aktivität eines Proteins durch die Bindung eines Liganden, genannt Effektor, an eine Stelle, die sich topographisch von der Stelle des Proteins, der sogenannten aktiven Stelle, unterscheidet, in der die das Protein charakterisierende Aktivität getragen wird aus, sei es katalytisch (bei Enzymen) oder bindend (bei Rezeptoren) in der Natur. Das Wort allosterisch, griechisch für andere Stätte, wurde geprägt, um diese Besonderheit zu betonen. Die Modulation der Proteinaktivität wird durch die reversible Änderung der Proteinkonformation erreicht, die mit der Effektorbindung einhergeht. Effektoren, die die Aktivität erhöhen, werden als Aktivatoren bezeichnet, während diejenigen, die die Aktivität verringern, als Inhibitoren bezeichnet werden. Für die Zwecke dieses Artikels verwenden wir den Begriff Substrat, um einen Liganden anzugeben, der an das aktive Zentrum eines Enzyms oder eines Rezeptors gebunden ist, der die charakteristische Aktivität des Proteins erfährt.


Zugangsoptionen

Erhalten Sie vollen Zugriff auf Zeitschriften für 1 Jahr

Alle Preise sind Nettopreise.
Die Mehrwertsteuer wird später an der Kasse hinzugefügt.
Die Steuerberechnung wird während des Bezahlvorgangs abgeschlossen.

Erhalten Sie zeitlich begrenzten oder vollständigen Artikelzugriff auf ReadCube.

Alle Preise sind Nettopreise.


Was bedeutet allosterisch in der Biologie?

In der Biochemie, allosterisch Regulierung (oder allosterisch Kontrolle) ist die Regulierung eines Enzyms durch Bindung eines Effektormoleküls an einer anderen Stelle als der aktiven Stelle des Enzyms. Allosterisch Stellen ermöglichen Effektoren, an das Protein zu binden, was oft zu einer Konformationsänderung führt, die die Proteindynamik beinhaltet.

Was ist ein Beispiel für allosterische Regulation? Allosterisch Effektoren binden an ein Enzym at regulatorisch, oder allosterisch, Sites, die sich von der aktiven Site unterscheiden. Allosterisch Effektoren können Aktivität aktivieren oder hemmen. Isocitrat-Dehydrogenase des Krebs-Tricarbonsäurezyklus ist eine Beispiel eines allosterisch Enzym.

Zu wissen ist auch, was mit allosterischem Enzym gemeint ist.

Definition von Allosterisches Enzym Ein allosterisches Enzym ist ein Enzym die eine Region enthält, an die kleine regulatorische Moleküle ("Effektoren") zusätzlich zur Substratbindungsstelle binden und von dieser getrennt werden können und dadurch die katalytische Aktivität beeinflussen.

Was ist ein Substrat in der Biologie?

In der Biochemie ist die Substrat ist ein Molekül, auf das ein Enzym einwirkt. Enzyme katalysieren chemische Reaktionen mit Substrat(S). Bei einem einzelnen Substrat, das Substrat Bindungen an das aktive Zentrum des Enzyms und ein Enzym-Substrat Komplex entsteht.


Katalyse I - Aktivierungsenergie

Wie wird die Zellatmung reguliert? Wie wird ein biochemischer Prozess reguliert? Müssen Zellen auf spontane Reaktionen warten? Denken Sie daran, chemische Reaktionen, die freie Energie freisetzen, werden als exergonische Reaktionen bezeichnet. Exergonische Reaktionen setzen Energie frei, während endergonische Reaktionen Energie benötigen (absorbieren).

Jede Arbeitszelle hängt von Tausenden von exergonischen Reaktionen ab, die definitionsgemäß spontan auftreten. Verwechseln Sie Spontanität nicht mit Momentan. Tatsächlich dauert es lange, bis viele spontane Reaktionen auftreten. Dies liegt daran, dass eine gewisse Aktivierungsenergie benötigt wird, um eine Reaktion zu starten. Diese Abbildung zeigt den Weg einer exergonischen Reaktion. Beachten Sie, dass die freie Energie der Reaktion ansteigt, bevor sie nach Abschluss der Reaktion abfällt.


Abbildung 2. Spontane Reaktionen erfordern einen Energieeintrag. (Klicken um zu vergrößern)

Auch exergonische Reaktionen erfordern einen gewissen Energieeintrag, der als bezeichnet wird Aktivierungsenergie. Diese Energie wird benötigt, um Bindungen in den Reaktantenmolekülen aufzubrechen, dann wird noch mehr Energie (bei einer exergonischen Reaktion) freigesetzt, wenn sich die Bindungen in den Produktmolekülen bilden. Einige Reaktionen haben Aktivierungsenergiebarrieren, die niedrig genug sind, um sie bei Raumtemperatur ablaufen zu lassen, aber die meisten Reaktionen erfordern die Zufuhr von mehr Energie, bevor sie stattfinden. Dies ist kein abstraktes Konzept. Die Oxidation von Holz durch Sauerstoff (beim Verbrennen) ist eine stark exergonische Reaktion und erfolgt spontan. Glücklicherweise ist für uns, die in Holzhäusern leben, eine hohe Aktivierungsenergie erforderlich, damit diese Reaktion abläuft.

Zellen müssen zahlreiche Aktivierungsenergiebarrieren überwinden, um Stoffwechselprozesse durchzuführen. Dies geschieht nicht, indem man den Reaktionen zusätzliche Energie zuführt, um sie zu beschleunigen, sondern durch den Einsatz von Protein Katalysatoren namens Enzyme Reaktionen zu erleichtern. Enzyme fügen stattdessen keine Energie hinzu, sondern beschleunigen Reaktionen, indem sie die erforderliche Aktivierungsenergie senken, damit die Reaktionen bei normalen Stoffwechseltemperaturen ablaufen können. Diese Abbildung zeigt die energetische Beziehung zwischen einer enzymatisch katalysierten und einer nicht katalysierten Reaktion.


Informationen zum Autor

Mitgliedschaften

Department of Biochemistry, Albert Einstein College of Medicine, Bronx, NY, USA

Thomas P. Garner, Denis E. Reyna & Evripidis Gavathiotis

Medizinische Fakultät, Albert Einstein College of Medicine, Bronx, NY, USA

Thomas P. Garner, Dulguun Amgalan, Denis E. Reyna, Richard N. Kitsis & Evripidis Gavathiotis

Wilf Family Cardiovascular Research Institute, Albert Einstein College of Medicine, Bronx, NY, USA

Thomas P. Garner, Dulguun Amgalan, Denis E. Reyna, Richard N. Kitsis & Evripidis Gavathiotis

Albert Einstein Cancer Center, Albert Einstein College of Medicine, Bronx, NY, USA

Thomas P. Garner, Dulguun Amgalan, Denis E. Reyna, Richard N. Kitsis & Evripidis Gavathiotis

Abteilung für Zellbiologie, Albert Einstein College of Medicine, Bronx, NY, USA

Dulguun Amgalan & Richard N. Kitsis

Medizinische Fakultät, University of California, San Diego, La Jolla, CA, USA


Beispiele für unsere Forschung und Methoden sind

Bestimmen, wie posttranslationale Modifikationen das Proteinverhalten verändern

Posttranslationale Modifikationen (PTMs) umfassen eine Vielzahl von Veränderungen an Proteinen, nachdem diese von genetischen Codes in Ketten von Aminosäuren (Resten) übersetzt wurden, die durch Peptidbindungen verbunden sind. Solche Veränderungen umfassen das Hinzufügen chemischer Gruppen an spezifischen Stellen (typischerweise durch Enzyme, die selbst in sequentiellen biologischen Wegen modifiziert werden können), die Funktionsänderungen verursachen können. Dies ermöglicht sowohl schnelle Reaktionen auf Reize als auch die Regulierung von Schlüsselprozessen. Eine solche Regulierung kann bei Krankheiten, wie den überaktivierten PTM-vermittelten Zellwachstumswegen bei Krebs, fehlschlagen.

Kerntechnologien der Abteilung wie Massenspektrometrie und technisch hergestellte Antikörper haben das Ausmaß und die genaue Position von Zehntausenden von PTMs bestimmt.

Phosphorylierung einer Kinasedomäne: Ein Beispiel für posttranslationale Modifikation.

Bei der Phosphorylierung verändern Kinaseenzyme die Aktivität anderer Proteine, indem sie eine Phosphatgruppe (PO4) von einem anderen Molekül wie ATP übertragen. Diese Aktivitätsänderung durch posttranslationale Modifikation umfasst Sonstiges Kinasen – in diesem Fall ändert die Zugabe von Phosphaten ihre Form (Konformation), so dass sie aktiviert werden.

In dieser Animation wandelt sich eine Kinasedomäne (die das katalytische oder aktive Zentrum des Enzyms enthält) zwischen der inaktiven und der aktivierenden Konformation, indem eine Phosphatgruppe an die Seitenketten der Aminosäure Tyrosin hinzugefügt wird. Das Proteinrückgrat ist als braunes Band dargestellt. Die Tyrosinseitenketten, das ATP-Analogon und die Phosphate sind als Stäbchen mit Kohlenstoffatomen (hellblau), Sauerstoff (rot) und Phosphor (orange) dargestellt. Das ATP blendet während des Morphs ein, da es nur in die aktivierte Konformation des Enzyms passt. (Vorbehalt: Diese Morphe zeigt vor und nach experimentell bestimmten Veränderungen der Kinasen-Konformation aufgrund der Phosphorylierung, simuliert aber nicht unbedingt die Realität der Formänderung des Enzyms.)

Dieses Video enthält keinen Ton.

Aber das Verständnis, wie bestimmte Modifikationen die Proteinfunktion verändern, hinkt weit hinterher. Die physikalische Charakterisierung ist über zeitaufwendige Technologien mit höherer Auflösung (z. B. Röntgenkristallographie, NMR-Spektroskopie) möglich, aber es kann eine Herausforderung sein, ausreichende Mengen an gereinigten Proteinen komplett mit einem bestimmten PTM für die Untersuchung zu erhalten.

Computersimulationen können daher ein schnellerer und wichtiger Weg sein, um die wachsende Kluft zwischen der Entdeckung von PTMs und der Bestimmung ihrer regulatorischen Mechanismen und Wirkungen zu überbrücken. Insbesondere können solche Simulationen helfen zu analysieren, wie das Hinzufügen chemischer Gruppen an bestimmten Stellen die Energielandschaft eines Proteins verändert, indem die Atomstruktur neu angeordnet wird, um neue Formen zu stabilisieren, die eine veränderte Funktion ergeben.

Solche Simulationen zeigen Atome als geladene Kugeln mit unterschiedlichen Radien, die durch Federn verbunden sind, die chemische Bindungen darstellen. Der Ansatz berechnet die Gesamtenergie des Proteins in einem bestimmten Zustand unter Berücksichtigung der wichtigsten physikalischen Kräfte und ermöglicht so Vorhersagen darüber, wie die molekulare Energielandschaft durch ein Bindungsereignis verändert wird. Molekulardynamiksimulationen verfolgen die atomaren Wechselwirkungen im Zeitverlauf unter Verwendung der Newtonschen Bewegungsgesetze. Angesichts der Komplexität der Anwendung mathematischer Funktionen auf komplexe Systeme mit Tausenden von wechselwirkenden Atomen in mehreren Dimensionen – plus die Berücksichtigung der Auswirkungen des umgebenden Lösungsmittels – können selbst Simulationen, die auf Supercomputern ausgeführt werden, derzeit nur Bruchteile von Sekunden der molekularen Bewegung zur Analyse erfassen.

Phosphorylierung

Es wird geschätzt, dass bis zu 30 Prozent aller Proteine ​​phosphoryliert sind – sie haben eine oder mehrere Phosphatgruppen (PO4) durch Kinaseenzyme zu bestimmten Aminosäuren hinzugefügt – oft mehrfach, mit einer geschätzten halben Million Phosphorylierungsstellen im menschlichen Proteom und Zehntausenden von spezifischen Stellen, die derzeit in der Datenbank Phospho.ELM aufgeführt sind.

Dieses allgegenwärtige, schnelle, reversible PTM (Phosphatasen entfernen Phosphate) fungiert routinemäßig als Schalter, der die Aktivität von Proteinen als Reaktion auf Stimuli ein- und ausschalten oder ihre Aktivität subtiler einstellen kann. Es spielt eine regulatorische Rolle bei der zellulären Signalübertragung, dem Aufbau des Zytoskeletts, dem Stoffwechsel und dem Zellzyklus (Replikation). Es geht bei zahlreichen Krankheiten schief, darunter bei vielen Krebsarten.

Die Wissenschaftler der Abteilung verwenden Berechnungen, um Konformationsänderungen und Proteinbewegungen, die durch Phosphorylierung an bestimmten Stellen in einem Protein verursacht werden, zu simulieren, zu analysieren und vorherzusagen.

Wie verändert Phosphorylierung die Struktur eines Proteins?

In einem frühen Beispiel für die Simulation der Proteinphosphorylierung in silico demonstrierten die Forscher hier, dass es möglich ist, lokale phosphorylierungsbedingte Konformationsänderungen in sekundären Molekülstrukturen wie Schleifen und Helices mit nahezu atomarer Genauigkeit bei einer vorgegebenen Struktur und Modifikation vorherzusagen Seite? ˅.

Röntgenkristallographische Struktur des phosphorylierten CDK2-Proteins, gebunden an Cyclin A (in Blau), Kristallstruktur des nicht phosphorylierten CDK2/Cyclin A (in Grün) und die vorhergesagte Schleifenstruktur nach in silico-Phosphorylierung (in Rot). Molekülbild mit UCSF Chimera, entwickelt von UCSF Resource for Biocomputing, Visualization, and Informatics.

Insbesondere haben die Forscher hier zuvor für die Homologiemodellierung entwickelte Schleifenvorhersagealgorithmen angepasst, um Änderungen an der CDK2-Aktivierungsschleife bei Phosphorylierung eines konstituierenden Threoninrests vorherzusagen. (Die meisten Kinasen werden durch Phosphorylierung solcher Schleifenstrukturen aktiviert).

Bei diesem Ansatz wurden zunächst die potenziellen Diederwinkel des Rückgrats hierarchisch abgetastet, wodurch die Notwendigkeit reduziert wurde, alle potenziellen Konformationen der 11-Reste-Schleife mit und ohne das hinzugefügte Phosphat von Grund auf neu zu modellieren, indem modellierte Strukturen mit sterisch unmöglicher Überlappung der Atomradien eliminiert wurden. Mögliche Schleifenkonformationen hatten dann Restseitenketten und diejenigen in der angrenzenden Struktur, optimiert und energieminimiert.

Tatsächlich könnte eine solche Modellierung verwendet werden, um mechanistische Hypothesen über die Phosphorylierungsregulation für experimentelle Tests zu generieren (z. B. die Veränderung von Schlüsselresten durch ortsgerichtete Mutagenese). Diese frühe Fallstudie zeigte beispielsweise, dass die Phosphorylierung nicht nur die Struktur der Aktivierungsschleife verändert (ein modifizierter Threoninrest in der Schleife bewegt sich, um mit positiv geladenen Arginin-Seitenketten zu interagieren), sondern auch, dass sie verlängerte Seitenketten-Wasserstoffbrücken über die Schleife hinaus neu anordnet.

Analyse der Aktivierung eines Zytoskelettkomplexes

Forscher und Kollegen der Abteilung verwendeten molekulardynamische Simulationen, um zu beschreiben, wie die Phosphorylierung des Aktin-verwandten Proteins 2 (Arp2) eine Konformationsänderung im hochregulierten Arp2/3-Komplex induziert und so seine Aktivierung durch die Bindung weiterer Proteine, einschließlich nukleationsfördernder Faktoren (NPFs), ermöglicht ).

Arp2 fügt sich mit sechs anderen Proteinuntereinheiten zusammen, um den Komplex zu bilden, der eine zentrale Rolle bei der Bildung von Aktinfilamenten spielt, die zu zellulären Strukturen zusammengesetzt werden, die für viele Zwecke verwendet werden, einschließlich der Zellbewegung (Motilität). Eine Fehlregulation der Aktivität des Komplexes wurde mit Krebsmetastasen in Verbindung gebracht.

Während die Röntgenkristallographie von Arp2/3 in ungebundenen und gebundenen Strukturen nahelegte, dass vor der vollständigen Aktivierung große Strukturänderungen im Komplex erforderlich sind, half Computermodellierung zu zeigen, wie und warum diese Änderungen zustande kommen.

A] Ein auf Röntgenkristallographie basierendes Modell des Arp2/3-Komplexes. Die phosphorylierten Atome von Arp2-Threoninresten sind als grüne Kugeln dargestellt. B] Die Grafik zeigt die Variation der Positionen der Atome im Arp2-Rückgrat (Root-Mean-Square-Deviation oder RMSD) über 30-Nanosekunden-Simulationen des Proteins, wenn es nicht phosphoryliert (schwarz), phosphoryliert an einer Threonin-Position (T237, in Blau) ist -grau) und bei einem weiteren Threonin (T238, aqua blue).

In Anbetracht der durch Massenspektrometrie bestimmten PTM-Positionen modellierten Molekulardynamiksimulationen die Addition einer -2 geladenen Phosphatgruppe an zwei ungeladene Threonin-Aminosäuren. Trotz der Beschränkungen des Simulationszeitraums (30 Nanosekunden) gab es signifikant größere Strukturänderungen im phosphorylierten Arp2 im Vergleich zu einer Kontrollsimulation von unphosphoryliertem Arp2. Darüber hinaus deuten die Simulationen darauf hin, dass die elektrostatischen Veränderungen ein Netzwerk von Salzbrücken an der Grenzfläche mehrerer Untereinheiten destabilisieren, was zu einer Neuorientierung von Arp2 führt, die die Aktivierung des Komplexes ermöglicht.

Darüber hinaus entwickelten die Forscher eine in silico mutierte Form des Arp2/3-Komplexes, um zu testen, ob die Umwandlung von positiv geladenen Argininresten, die mit den phosphorylierten Arp2-Threoninen interagieren, zu Alaninen die Konformationsänderungen blockieren würde. Stattdessen sagten die Simulationen voraus, dass die mutierte Form die Aktivität erhöhen würde, ähnlich dem Effekt der Phosphorylierung. Nachfolgende In-vitro-Experimente bestätigten, dass die mutierte Form selbst in Abwesenheit von NPFs im Wesentlichen aktiv war.

Bewertung der Wasserstoffbrückenbindungsstärke von phosphorylierten Seitenketten

Phosphorylierte Reste sind dafür bekannt, dass sie H-Brücken über ihre Phosphatsauerstoffe akzeptieren, oft mit positiv geladenen Donorseitenketten (Arginin, Lysin) und Rückgrat-Amidgruppen. Diese Wasserstoffbrücken stabilisieren PTM-veränderte Konformationen, die Funktionsänderungen bewirken können.

Unter Verwendung niedermolekularer Analoga für phosphorylierte Seitenkettenakzeptoren (z. B. Methylphosphat für Phospho-Serin und Phospho-Threonin) und Donoren (z. B. Butylammonium für Lysin-Seitenketten) quantifizierten die Forscher die relative Stärke von Wasserstoffbrückenbindungen (gemessen in potenziellen Mitteln von Kraft) für gemeinsame Partner, Ladungszustände und Geometrien.

Die Wissenschaftler der Abteilung verwendeten verschiedene Simulationsarten, um die relative Stärke von Wasserstoffbrückenbindungen und Salzbrücken mit phosphorylierten Seitenketten zu analysieren. Dazu gehörten Molekulardynamiksimulationen mit expliziten Lösungsmittel- und Mehrfachbindungsgeometrien (die Wasserstoffbrückenenergien sind abhängig von der Lösungsmittelumgebung, zusätzlich zur Identität, Nähe und Orientierung der beteiligten Seitenketten) und quantenmechanische Rechnungen, die versuchten, asymmetrische Verteilungen von Elektronen (Teilladungen) in phosphorylierten Resten und Verschiebungen der Elektronen, die durch das starke elektrische Feld von Phosphaten hervorgerufen werden und die Polaritäten benachbarter Atome beeinflussen.

Insbesondere fanden die Forscher heraus, dass Arginin in der Lage ist, sehr starke Wasserstoffbrückenbindungswechselwirkungen mit Phosphoserin zu bilden, möglicherweise die stärkste Wasserstoffbrückenbindungswechselwirkung, die üblicherweise in Proteinen gefunden wird. Die Simulationen halfen auch zu erklären, warum ein häufig verwendetes In-vitro-Modell für die Proteinaktivierung durch Phosphorylierung, das Reste mit negativ geladenen Seitenketten (Asparagin- und Glutaminsäure) durch phosphorylierte ersetzt, manchmal unwirksam ist (dh Phosopho-Serine bilden stärkere Salzbrücken mit geladenen Resten) Spender in allen simulierten Orientierungen).

Die Simulationen hatten auch Auswirkungen auf die Entwicklung von Inhibitoren von SH2-Proteindomänen, die an phosphorylierte Tyrosinreste anderer Proteine ​​binden, um Signale im Zusammenhang mit dem Zellwachstum durch Membranen zu leiten, was sie zu einem Ziel für Krebsmedikamente macht.

PH-Regulierung von Proteinen

Das Zytoplasma der meisten Zellen bleibt dem neutralen pH-Wert sehr nahe, aber es gibt bei vielen Zellen im Laufe der Zeit kleine Schwankungen, und es gibt Unterschiede im pH-Wert zwischen normalen und Krebszellen. Wissenschaftler der Abteilung untersuchen zusammen mit Kollegen der UCSF eine neue Sichtweise, dass kleine Verschiebungen des intrazellulären pH-Werts eine Reihe von lebenswichtigen Zellprozessen, einschließlich Proliferation und Bewegung, regulieren können.

Da der pH-Wert ein Maß für die Konzentration von Wasserstoffionen (H + , auch Proton genannt) ist, schlagen die Forscher vor, dass seine intrazelluläre Dynamik als posttranslationale Modifikation angesehen werden kann, die reversibel Protonen innerhalb physiologischer pH-Bereiche hinzufügt und entfernt. Das Hinzufügen oder Entfernen eines Protons verändert die Seitenkettenladungen und kann einen Wasserstoffbrücken-Akzeptor in einen potentiellen Donor verwandeln. Wie bei anderen Modifikationen wie der Phosphorylierung können diese Veränderungen die Struktur und Funktion von Proteinen verändern.

Eine Minderheit von Proteinstellen sind Kandidaten für die Protonierung im normalen intrazellulären pH-Bereich, einschließlich solcher mit geeignet positionierten Histidin-Seitenketten. Nichtsdestotrotz kann eine Vielzahl von Proteinen, die als pH-Sensoren bezeichnet werden, durch die Modifikation verändert werden. Wie bei anderen PTMs können Computermethoden wie die Molekulardynamiksimulation relativ schnell und kostengünstig vorhersagen, wie sich die pH-bezogene Protonierung auf die Struktur und die Konformationsdynamik eines pH-Sensors auswirkt, wodurch funktionelle Veränderungen vorgeschlagen werden, die dann experimentell untersucht werden können.

Bestimmung eines Mechanismus zur pH-Regulation der Zellmigration

Die Zellmigration in Gewebe ist routinemäßig für die Wundheilung und die Immunantwort erforderlich, aber sie geht bei der Invasion und Metastasierung von Krebszellen schief.

Schema der allosterischen Bindung eines Protons an der pH-Sensorstelle an einem Modul des Talin-Proteins, die eine Konformationsänderung an einer etwa 40 entfernten Stelle verursacht, die die Bindungsaffinität des filamentösen Aktins verringert. Die durchschnittlichen Strukturen des Talin-Moduls aus den letzten fünf Nanosekunden der Computersimulationen bei konstantem pH von 6,0 und 8,0 zeigen, wie Veränderungen der Protonierung von Histidin- (H2418) und Glutaminsäure (E2481)-Resten in der pH-Sensorstelle oben (meist bei niedrigerem pH protoniert) , bei höherem pH deprotoniert) verändert die Konformation der Aktinbindungsstelle am Boden.

Es ist bekannt, dass ein erhöhter intrazellulärer pH (Alkalinität) die Zellmigration fördert und auch bei einer Vielzahl von metastasierenden Krebsarten beobachtet wird. Die Forscher hier verwendeten Molekulardynamiksimulationen, um einen zugrunde liegenden Mechanismus zu erforschen, insbesondere durch die Analyse eines Talinmoduls, das bei höherem pH-Wert eine geringere Aktinbindung zeigte. Computersimulationen zeigten, dass, wenn das einzige Histidin des Moduls protoniert wurde (wie bei niedrigen pH-Bedingungen), es Änderungen in der Konformation und Dynamik einer entfernten Bindungsstelle induzierte.

Dieser allosterische Effekt der spezifischen Protonierung wurde experimentell bestätigt, indem ein mutiertes Talin synthetisiert wurde, bei dem das Histidin durch Phenylalanin ersetzt wurde. Das mutierte Talin zeigte eine relativ pH-unempfindliche Aktinbindung. In mobilen Zellen exprimiert, verlängerte es die Lebensdauer fokaler Adhäsionen und verringerte die Migration.


Die meisten allosterischen Effekte können durch das konzertierte MWC-Modell von Monod, Wyman und Changeux oder durch das sequentielle Modell von . erklärt werden Koshland, Nemethy, und Filmer. Beide postulieren, dass Enzymuntereinheiten in einer von zwei Konformationen existieren – Angespannt (T) oder Entspannt (R), und dass entspannte Untereinheiten das Substrat leichter binden als diejenigen im angespannten Zustand. Die beiden Modelle unterscheiden sich am stärksten in ihren Annahmen über die Interaktion der Untereinheiten und die Präexistenz beider Zustände.

Konzertiertes Modell

  • Die konzertiertes Modell der Allosterie auch als bezeichnet Symmetriemodell oder MWC-Modell, postuliert, dass Enzymuntereinheiten so verbunden sind, dass eine Konformationsänderung in einer Untereinheit notwendigerweise auf alle anderen Untereinheiten übertragen wird. Daher müssen alle Untereinheiten in der gleichen Konformation vorliegen.
  • Das Modell besagt weiter, dass in Abwesenheit eines Liganden (Substrat oder sonstiges) das Gleichgewicht einen der Konformationszustände T oder R begünstigt.
  • Das Gleichgewicht kann durch die Bindung eines Liganden (des allosterischen Effektors oder Liganden) an eine andere Stelle als die aktive Stelle (die allosterische Stelle) in den R- oder T-Zustand verschoben werden.
  • Das Morpheein-Modell der allosterischen Regulation ist ein dissoziatives konzertiertes Modell.

Sequentielles Modell

Das sequentielle Modell der allosterischen Regulation besagt, dass Untereinheiten nicht so verbunden sind, dass eine Konformationsänderung bei einer eine ähnliche Änderung bei den anderen induziert. Somit benötigen nicht alle Enzymuntereinheiten die gleiche Konformation. Darüber hinaus schreibt das sequentielle Modell vor, dass Substratmoleküle über ein induziertes Fit-Protokoll binden.

Im Allgemeinen bildet das aktive Zentrum, wenn eine Untereinheit zufällig mit einem Substratmolekül kollidiert, im Wesentlichen einen Handschuh um sein Substrat. Während eine solche induzierte Anpassung eine Untereinheit vom angespannten Zustand in den entspannten Zustand überführt, überträgt sie die Konformationsänderung nicht auf benachbarte Untereinheiten. Stattdessen verändert die Substratbindung an einer Untereinheit die Struktur anderer Untereinheiten nur geringfügig, so dass ihre Bindungsstellen für das Substrat empfänglicher sind.


Konformationsänderung in Protein

Die Proteinkonformation ist von größter Bedeutung für das Verständnis biomolekularer Wechselwirkungen. Im einfachsten Szenario können zwei Moleküle ohne Änderung ihrer Konformation interagieren, wie im Schlüssel-Schloss-Modell. Molekulare Wechselwirkungen, die Konformationsänderungen in den wechselwirkenden Molekülen beinhalten, sind vielseitiger. Im Induzierten-Fit-Modell binden zwei Moleküle erst nach Konformationsänderungen an ihrer Grenzfläche optimal aneinander. Konformationsänderungen können auch außerhalb der Bindungsschnittstelle stattfinden. Dies ist oft die Voraussetzung für funktionelle Aktivität. Bei Proteinen wie Hämoglobin, die allosterisches Verhalten zeigen, beeinflusst die Bindung kleiner Moleküle in einer Region des Proteins seine Bindungsaffinität mit anderen Molekülen in einer entfernten Region. In Membranrezeptoren verursacht die Bindung von Liganden an die extrazelluläre Region Veränderungen an der zytoplasmatischen Region, so dass ein extrazelluläres Signal die intrazelluläre Aktivität verändern kann.

Konformationsänderungen in Proteinen werden durch ihre intrinsische Flexibilität ermöglicht. Diese Veränderungen können mit nur relativ geringem Energieaufwand erfolgen. Auf molekularer Strukturebene sind Konformationsänderungen einzelner Polypeptide das Ergebnis von Änderungen der Torsionswinkel der Hauptketten und der Seitenkettenorientierungen. Der Gesamteffekt solcher Veränderungen kann mit Umorientierungen einiger Reste und kleinen Torsionsänderungen in der regionalen Hauptkette lokalisiert werden. Andererseits können Torsionsänderungen, die an sehr wenigen kritisch platzierten Resten lokalisiert sind, zu großen Änderungen in der Tertiärstruktur führen. Der spätere Typ von Konformationsänderungen wird als Domänenbewegungen beschrieben.

Domainbewegungen

Domänenbewegungen haben zwei grundlegende Komponenten. Scharnierbewegungen können innerhalb von Strängen, Beta-Faltblättern und Alpha-Helices auftreten, die nicht durch tertiäre Packungskräfte eingeschränkt sind. Um sich als Drehpunkt für die Scharnierbewegung zu qualifizieren, muss der Rückstand sehr wenig Beschränkungen der Tertiärstruktur-Packung auf seiner Hauptkette aushalten. Das Scharnier liegt außerhalb der Schnittstelle zwischen den beiden Domänen, die durch das Scharnier miteinander verbunden sind. Beim Öffnen des Scharniers ist die Bewegung senkrecht zur Ebene der Schnittstelle, die nach dem Öffnen verloren geht. Die geschlossene Konformation wird normalerweise durch einen gebundenen Liganden stabilisiert. Dies ist notwendigerweise so, denn wenn die geschlossene Konformation ohne Liganden stark zusammengehalten wird, muss die Scharnieröffnung eine hohe Energiebarriere überwinden. Scherbewegungen treten parallel zur Grenzfläche zwischen dicht gepackten Polypeptidsegmenten auf. Diese Art von Bewegung wird durch zusätzliche Packungskontakte aufgrund ineinandergreifender Seitenketten stärker eingeschränkt. Eine ausreichend große Scherbereichsbewegung ist auf die Kombination einer Anzahl von Scherbewegungen zurückzuführen. Proteine, die scheren, haben oft eine geschichtete Architektur, wobei eine Scherung an Helix-Helix-, Helix-Faltblatt-, Helix-Schleife- und Blatt-Schleife-Grenzflächen auftreten kann. Helix-Helix-Scheren ist der vorherrschende Typ, normalerweise zwischen gekreuzten Helices mit Interhelikalwinkeln von 60 0 -90 0 .

Scharnierbewegungen treten im Kontext von Sekundärstrukturinteraktionen auf. Die Scharnierbewegung am verlängerten Strang beinhaltet einige große Änderungen der Torsionswinkel der Hauptkette an dem Scharnier, das zwei Domänen verbindet, nur eingeschränkt durch die Ramachandran-Zulassung von Torsionswinkeln. Da der Bereich der (phi, psi)-Winkel für ausgedehnte Litzen relativ groß ist, kann sich der Scharnierwinkel um bis zu 60 0 mit nur Torsionsänderungen in zwei Resten ändern. In Beta-Faltblättern können sich zwei benachbarte Stränge wie Scharniere einer Tür bewegen, mit zusätzlicher Einschränkung durch Wasserstoffbrücken, die das Blatt zusammenhalten. Um die gleiche Scharnierwinkeländerung zu erhalten, sind Torsionsänderungen bei drei oder mehr Resten erforderlich. Alpha-Helices werden durch ihre restriktiveren Wasserstoffbrückenbindungen weiter eingeschränkt, wodurch sie mehr Torsionswinkeländerungen mit kleiner Amplitude benötigen, um sich signifikant zu biegen. Prolin-geknickte Helix kann größere Torsionswinkeländerungen zulassen. Torsionswinkeländerungen können eine Alpha-Helix um etwa 3 Angström in eine 3-10-Helix dehnen. Es gibt auch Fälle, in denen sich eine lange Helix in zwei kleinere Helices aufspalten kann, die durch einen kurzen verlängerten Strang miteinander verbunden sind, der zuvor eine helikale Konformation hatte.

Scherbewegungen treten im Zusammenhang mit tertiären Strukturwechselwirkungen auf. Große Scherbewegungen, die die Verzahnung von einem Zustand in einen anderen bewirken, werden bei Domänenbewegungen nicht beobachtet, wie bei der Untereinheitsschnittstelle allosterischer Proteine. Andererseits sind kleine Scherbewegungen, die kein interdigitales Umpacken erfordern, bei Domänenbewegungen üblich. Diese Scherbewegungen werden durch kleine Änderungen der Seitenkettentorsionswinkel ohne signifikante Verformung der Hauptkettentorsionskonfiguration der Grenzflächensegmente aufgenommen. Als Folge bewirkt die Scherbewegung, dass sich die Segmente um bis zu 2 Angström bzw. 15 0 relativ zueinander verschieben und drehen.

Allosterische Übergänge

Multimere Proteine ​​haben aufgrund ihrer quartären Struktur eine zusätzliche Dimensionalität für Konformationsübergänge. Hämoglobin ist der klassische Prototyp allosterischer Proteine ​​mit kooperativem Verhalten. Im Fall von Neunaugen-Hämoglobulin wird die Kooperativität durch reversible Dissoziation und Assoziation von Untereinheiten vermittelt. Packungen an Untereinheitsschnittstellen werden alle zusammen abgebrochen. Bei menschlichem Hämoglobin wird dies durch ein Gleichgewicht zwischen zwei alternativen quartären Strukturen des Tetramers erreicht. Die Gesamtstrukturänderungen sind auf das Aufbrechen und die Bildung elektrostatischer Wechselwirkungen auf tertiärer und quartärer Ebene als Ergebnis der Bindung an Sauerstoff oder andere allosterische Effektoren zurückzuführen. An der Grenzfläche gibt es eine große Scherbewegung, die eine Neupackung beim Übergang zwischen angespannten und entspannten Zuständen beinhaltet. Kooperativität kann auch einzeln durch Einsparung von entropischer Energie realisiert werden, wie bei der Bindung von dimerem trp-Repressor und Immunglobulinen an Operator bzw. Antigen. Nach der Bindung eines Monomers an eine Bindungsstelle des Zielmoleküls mit Energieaufwand, um die Entropieabnahme zu bezahlen, erfordert die Bindung des anderen Monomers an eine benachbarte Bindungsstelle desselben Ligandenmoleküls weniger Energie für die Entropiereduktion, da die erste Bindung stellen Sie die beiden wechselwirkenden Moleküle nebeneinander, sodass das zweite Monomer bereits in der günstigen Position ist, um mit der zweiten Bindungsstelle zu interagieren, ohne die bimolekulare Komplexität noch viel mehr zu erhöhen.

Verweise

  1. Perutz MF. Mechanismen der Kooperativität und allosterischen Regulation in Proteinen. Quarterly Review of Biophysics 22:139-236, 1989
  2. Gerstein M, Lesk AM, Chothia C. Strukturelle Mechanismen für Domänenbewegungen in Proteinen. Biochemistry 33: 6739–6749, 1994.
  3. Janin J, Wodak SJ. Strukturdomänen in Proteinen und ihre Rolle in der Dynamik der Proteinfunktion. Prog Biophys molec Biol 42: 21–78, 1983.

Links für weitere Informationen

Danksagung: Die in diesem Hypertext präsentierten molekularen Modelle wurden mit R Sayles Raswin Molecular Graphics Window Version 2.6 erstellt.


Kovalente Modifikation

Die Aktivität eines Enzyms kann auch durch posttranslationale Modifikation oder die kovalente Bindung chemischer Gruppen an das Enzym an bestimmten Aminosäureresten verändert werden. Adding or removing these chemical groups changes the conformation of the enzyme, affecting activity. For some enzymes, the modified form is the active form, while for others, the unmodified form is more active.

One group that commonly regulates enzyme activity is Phosphat (‑PO3 2- ), which, in eucaryotes, is most frequently added to the hydroxyl group of serine, threonine or tyrosine residues.

The phosphorylation state of a target enzyme is controlled by the competing activities of a Proteinkinase, which adds phosphate, and a protein phosphatase, which removes phosphate.

Phosphorylation is frequently used to transmit and amplify signals from outside the cell to the nucleus to control gene expression. Improperly controlled phosphorylation is often implicated in the development of cancer.

Armed with this information about metabolic pathways, we are now in a position to study the major processes by which humans extract energy from biomolecules.

Helfen Sie uns, sein Lächeln mit Ihren alten Aufsätzen zu reparieren, es dauert Sekunden!

-Wir suchen frühere Aufsätze, Labs und Aufgaben, die Sie erfolgreich abgeschlossen haben!

Zusammenhängende Posts

Metabolism – body’s rate of energy utilization Two-thirds of energy used goes to support basal&hellip

Table 1. Solution concentrations, volumes and observations for Experiment 1: Observing the enzyme reaction. Test&hellip

Enzymes are specialized proteins that speed up chemical reactions (biological catalysts) Without enzymes, cellular chemical&hellip

The chemical reactions of metabolism are reversible, and they, too, would reach equilibrium if they&hellip

A Catalyst increases the rate of reaction by providing alternative energy pathway usually increasing&hellip

Autor: William Anderson (Schoolworkhelper-Redaktion)

Tutor und freiberuflicher Autor. Lehrer für Naturwissenschaften und Liebhaber von Essays. Zuletzt überprüfter Artikel: 2020 | St. Rosmarin Institution © 2010-2021 | Creative Commons 4.0


Schau das Video: Allosterische Regulation + Endprodukthemmung - Enzymregulation 56 - Biologie, Oberstufe (Kann 2022).