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Hühnergenom was sind die LGE-Chromosomen?

Hühnergenom was sind die LGE-Chromosomen?


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Das Hühnergenom identifiziert zwei "LGE"-Sequenzen im Hühnergenom. Handelt es sich um unterschiedliche Chromosomen oder um eine hochvariable Sequenz des Genoms, die in eine separate Sequenz eingefügt wird? Ich denke, es handelt sich nicht wirklich um separate Chromosomen… Es wäre toll, ein wenig über ihre Biologie zu wissen. die Papiere schienen mir nicht zu helfen.


LG steht für „Verknüpfungsgruppe“. Es scheint, dass die Chicken Genome Sequence Group (Hillier et al., 2004) den Mikrochromosomen (kleine Chromosomen, die typisch für Vögel und Reptilien sind) mehrere Kopplungsgruppen (Allele oder Gene, die dazu neigen, zusammen vererbt zu werden), in diesem Fall "Kopplungsgruppe" genannt, zugeordnet hat E64“ und „Gestängegruppe E22…“. Es gibt eine Menge mehr Mikrochromosomen, die mit den Nummern 28-31 und 33-38 nummeriert sind und deren Sequenzen noch nicht aufgelöst wurden (Burt, 2007).

Verweise:

  • Burt, D. W. (2007)Auftauchen des Huhns als Modellorganismus: Implikationen für Landwirtschaft und Biologie. Geflügel Wissenschaft. 86 (7), 1460-1471. Verfügbar ab: [Zugriff: 8. Februar 2012].
  • Hillier, L. D. W., Miller, W., Birney, E., Warren, W., Hardison, R. C., Ponting, C. P., Bork, P., Burt, D. W., Groenen, M. A. M. & Delany, M. E. (2004) Sequenz- und Vergleichsanalyse des Hühnergenoms bieten einzigartige Perspektiven auf die Evolution von Wirbeltieren. Natur. 432 (7018), 695-716.

Hühnergenom was sind die LGE-Chromosomen? - Biologie

Die Daten sollen uns helfen, unsere eigene Biologie besser zu verstehen, und können uns neue Einblicke in durch Vögel übertragene Krankheiten wie Salmonellen und Vogelgrippe geben.

Es könnte auch zu einem sprunghaften Wandel in der Lebensmittelindustrie mit der Entwicklung produktiverer und gesünderer Vögel führen.

Das International Chicken Sequencing Consortium berichtet über seine Arbeit in Nature.

"Das Huhn ist der erste Vogel sowie das erste Nutztier, dessen Genom sequenziert und analysiert wurde", sagte Richard Wilson von der Washington University School of Medicine in St. Louis, USA und leitender Forscher des Projekts.

Hauptthema der Studie war das Rote Dschungelhuhn (Gallus gallus), die Wildart, aus der vor mehreren tausend Jahren Hausgeflügel gezüchtet wurde.

Die Untersuchung des Konsortiums zeigt, dass das Huhn ungefähr eine Milliarde Basenpaare oder gebundene "Buchstaben" DNA besitzt. Dies vergleicht sich mit ungefähr drei Milliarden, die in Säugetieren wie dem Menschen gefunden werden.

Die Analyse zeigt, dass nur 2,5% des menschlichen Codes der Hühner-DNA zugeordnet werden können.

Es ist eine wichtige Erkenntnis. Dieser kleine Teil enthält Gene, die in den 310 Millionen Jahren, seit Menschen und Vögel einen gemeinsamen Vorfahren hatten, weitgehend erhalten geblieben sind.

„Wir glauben, dass die Teile des Genoms, die am widerstandsfähigsten gegenüber Veränderungen sind, diejenigen sind, die in der Evolutionsgeschichte für unser Überleben am entscheidendsten waren“, sagte Chris Ponting von der Universität Oxford, Großbritannien, der die Daten von Hühnern und Menschen verglichen hat.

"Diese 2,5% entsprechen 70 Millionen DNA-Buchstaben und unter diesen können wir zuerst nach Mutationen suchen, die mit menschlichen Krankheiten in Verbindung stehen. Tatsächlich hat uns das Hühnergenom geholfen, das menschliche Genom zu etwas Überschaubarem zu verdichten."

Das Huhn spielt seit langem eine wichtige Rolle in der Wissenschaft. Entwicklungsbiologen haben damit das Embryonalwachstum untersucht.

Biomedizinische Forscher haben durch die Untersuchung von Hühnern auch wichtige Fortschritte in der Immunologie und Krebsforschung erzielt. In der Hühnerforschung wurden das erste Tumorvirus und das erste Krebsgen identifiziert.

Alle diese Bereiche werden durch die Kenntnis des Genoms des Vogels vorangetrieben.

Die neuen Daten könnten der Wissenschaft einen Einblick in die Genetik von Resistenzen geben, was Forschern vielleicht helfen würde, bessere Impfstoffe zu entwickeln oder die Geflügelstämme zu identifizieren, die am wenigsten anfällig für Krankheitserreger sind.

„Diese Forschung gibt uns unglaubliche Werkzeuge, um die genetische Variation dieser Vögel zu untersuchen“, sagte Ewan Birney vom European Bioinformatics Institute in Cambridge, Großbritannien.

"Wir wissen, dass es große Unterschiede zwischen verschiedenen Hühnerstämmen und verschiedenen Vogelarten gibt, wie sie diese Krankheiten übertragen, aber wir wissen nicht, welche Gene wirklich daran beteiligt sind, die Übertragung von beispielsweise dem Grippevirus zu verhindern." er sagte BBC News.

"Mit dem Genom und den genetischen Werkzeugen, die uns dadurch zur Verfügung gestellt werden, werden wir in Zukunft eine viel bessere Plattform für diese Art von Forschung haben."

Andere Forscher erwarten auch große Vorteile für die Landwirtschaft, da die zugrunde liegenden biochemischen Triebkräfte von Merkmalen wie größeren Eiern und schmackhafterem, magererem Fleisch identifiziert werden können.

Auf reiner Forschungsebene gibt es jedoch einige echte Juwelen im Hühnergenom.

Dazu gehört die Erkenntnis, dass die Vögel einen ausgeprägten Geruchssinn haben. Wissenschaftler können auch Gene erkennen, die speziell mit Federn, Klauen und Schuppen zusammenhängen – Codesequenzen, die beim Menschen nicht vorkommen.


Hintergrund

Die Existenz von Männchen und Weibchen in sich sexuell fortpflanzenden Organismen und der damit verbundene Unterschied der phänotypischen Optima zwischen den Geschlechtern führt zu einem intergenomischen Konflikt sowohl in der Evolution der Gensequenzen als auch in der Genexpression. Abgesehen davon, dass die Minderheit des Genoms auf ein Geschlecht beschränkt ist, wie bei den Y-Chromosom-Sequenzen, gibt es somit einen Kompromiss zwischen den evolutionären genetischen Interessen der beiden Geschlechter. Eine Möglichkeit, wie Organismen auf einen solchen sexuellen Antagonismus reagieren könnten, besteht darin, eine geschlechtsspezifische Genexpression zu entwickeln, bei der die Fixierung eines sexuell antagonistischen Allels (von Vorteil bei einem Geschlecht, während es für das andere kostspielig ist) von der Entwicklung von Modifikatoren zur Herunterregulierung gefolgt wird Genexpression bei einem Geschlecht [1]. Durch Transkriptom-Profiling wird zunehmend erkannt, dass ein signifikanter Anteil des proteinkodierenden Genoms bei Männern und Frauen unterschiedliche Expressionsniveaus aufweist [2–4]. Viele dieser Gene würden nur in einem oder wenigen Geweben geschlechtsspezifisch sein [4], so dass die Gesamtzahl der als geschlechtsabhängig festgestellten Gene in der Regel mit der Anzahl der analysierten Gewebedaten von ansteigt Drosophila melanogaster [3] und Mäuse [4] weisen darauf hin, dass bis zu 50 % aller proteinkodierenden Gene einer geschlechtsspezifischen Regulation der mRNA-Expression unterliegen könnten. Darüber hinaus sind experimentelle Arbeiten in Drosophila melanogaster bestätigt das häufige genomische Auftreten von sexuell antagonistischen Allelen und deren Reaktion auf Selektion [5, 6].

In Übereinstimmung mit theoretischen Vorhersagen zur Wahrscheinlichkeit der Fixierung sexuell antagonistischer Mutationen [7] wurde beobachtet, dass Gene mit geschlechtsspezifischer Expression nicht zufällig im Genom verteilt sind. So sind beispielsweise im Körpergewebe von Nematoden, Fliegen und Säugetieren exprimierte männlich-biased Gene auf dem X-Chromosom unterrepräsentiert, ebenso wie Gene, die nach der Meiose in der Keimbahn exprimiert werden [8–11]. Bei Vögeln sind männliche Gene auf dem Z-Chromosom überrepräsentiert [12–14]. Es wurde experimentell gezeigt in Drosophila melanogaster dass das X ungewöhnlich ist, wenn es um Gene geht, die sexuellen Antagonismus verleihen [15].

Eine offensichtliche alternative Erklärung für die Beobachtung der geschlechtsspezifischen Expression von geschlechtsgebundenen Genen ergibt sich aus der Tatsache, dass die Gendosis zwischen den Geschlechtern unterschiedlich ist. Es ist jedoch bekannt, dass Organismen verschiedene Mechanismen entwickelt haben, um die Expression von X-chromosomalen Genen bei Männern und Frauen auszugleichen (Dosierungskompensation), einschließlich der Inaktivierung des X-Chromosoms bei Säugetieren, der Hochregulation der Genexpression auf dem einzelnen X-Chromosom von Drosophila Männchen und Herunterregulierung der Genexpression beider X-Chromosomen von Caenorhabditis elegans Hermaphroditen [16, 17]. Mit Ausnahme einzelner Gene, die sich einer Dosiskompensation entziehen [18], ist daher nicht zu erwarten, dass die geschlechtsgebundene Gendosis insgesamt zu Unterschieden in der Expression zwischen Männern und Frauen führt. Interessanterweise ist bei Vögeln der Status der Dosiskompensation unklar [19, 20]. Frühe Arbeiten zu geschlechtsgebundenen Gefiedermerkmalen bei Hühnern und anderen Vogelarten lieferten keine Hinweise auf einen Kompensationsmechanismus [21], und es folgte die bahnbrechende Beobachtung einer doppelten Dosis des Z-gebundenen Leberenzyms Aconitase, die bei Männchen exprimiert wurde im Vergleich zu Frauen [19]. Darüber hinaus weisen das Fehlen von Geschlechtschromatin und die synchrone Replikation der beiden Z-Chromosomen bei Männern darauf hin, dass keine Z-Chromosomen-Inaktivierung vorliegt [22, 24, 25]. Neuere Studien mit Real-Time-PCR-Experimenten haben der Frage eine weitere Dimension hinzugefügt, da das sich ergebende Muster heterogen ist, mit mehreren Beispielen für Gene, die bei beiden Geschlechtern in ähnlicher Weise exprimiert werden [23, 25, 26]. Wichtig ist, dass eine kürzlich durchgeführte Microarray-basierte Studie zur globalen Genexpression in somatischem Gewebe gezeigt hat, dass die Dosiskompensation von geschlechtsgebundenen Genen bei Hühnern weniger wirksam ist als bei Säugetieren [27]. Um dies genauer zu untersuchen, haben wir einen genomweiten Microarray-Ansatz gewählt, um die geschlechtsspezifische Genexpression sowohl in Körpergewebe als auch in Gonaden von Hühnern zu analysieren. Unsere Daten deuten darauf hin, dass bei Hühnern insgesamt keine Dosiskompensation auftritt, was bedeutet, dass die Mehrheit der geschlechtsgebundenen Gene bei Weibchen in geringerem Maße exprimiert wird als bei Männchen und dass bei Weibchen, aber nicht bei Männchen, die Expressionsniveaus von verknüpfte Gene sind im Allgemeinen niedriger als bei autosomalen Genen.


Ergebnisse

Expressionsprofilierung von Blastodermen und embryonalen Gonaden vom Tag 4,5 zeigt zumindest eine teilweise zellautonome molekulare Geschlechtsdifferenzierung bei Hühnern

Eine tiefe Transkriptom-Sequenzierung wurde verwendet, um die Genexpression zu zwei Entwicklungszeitpunkten in männlichen und weiblichen 12-h-Blastodermen (Hamburger und Hamilton-Stadium 1) und Tag 4,5 embryonalen Gonaden (Stadium 26) zu profilieren [25]. Der Grund für die Verwendung dieser Zeitpunkte war unser Fokus auf die Geschlechtsbestimmung. Blastodermen stellen das früheste zugängliche Entwicklungsstadium nach dem Legen dar, vor der Primitivstreifenbildung und Gastrulation. Dieses Stadium wurde gewählt, um speziell die Frage der zellautonomen molekularen Geschlechtsdifferenzierung vor der morphologischen Differenzierung zu behandeln. Das zweite Gewebe, embryonale Gonaden am Tag 4,5, repräsentiert den Zeitpunkt, zu dem die Gonaden bei jedem Geschlecht noch morphologisch identisch sind ('bipotentiell').

Sequenzierte Read-Paare wurden mit der Software TopHat 1.3.1 [26] auf das Hühnergenom (galGal3) abgebildet. Die Überlappung von Read-Paaren mit Ensembl-Genen wurde dann gezählt. Eine differenzielle Expressionsanalyse wurde durchgeführt, indem die weiblichen Zählungen gegen die männlichen Zählungen zu beiden Zeitpunkten unter Verwendung von edgeR [27] getestet wurden, mit einer falschen Entdeckungsrate (FDR) <0,05. Als positive Kontrollen dienten Gene, von denen bekannt ist, dass sie sexuell dimorph in E4.5-Gonaden exprimiert werden. Zum Beispiel, DMRT1 und AMH sind bekannt dafür, dass sie in den E4.5-Gonaden um etwa das Zweifache hochreguliert sind, und FOXL2 wird nur in weiblichen Gonaden bei E5.0 exprimiert. Inzwischen beide Aromatase und SOX9 werden nach E4.5 exprimiert und sollten in unseren Datensätzen nicht dimorph sein [28]. Diese Muster wurden in der RNA-Seq bestätigt (siehe Zusätzliche Datei 1, Abbildung S1), wodurch die Sequenzierungsergebnisse validiert wurden.

Unsere annotationsbasierte differenzielle Expressionsanalyse [29] ergab Hunderte von Genen, die zwischen Männern und Frauen in beiden Geweben unterschiedlich exprimiert wurden (362 in Blastodermen und 357 in den Gonaden) (Abbildung 1A und zusätzliche Dateien 2 und 3). Dies deutete auf eine robuste sexuell dimorphe Genexpression vor der Gonadenentwicklung hin und unterstützt die Vorstellung einer zellautonomen sexuellen Differenzierung auf molekularer Ebene bei Hühnern. Im Blastoderm waren die meisten der bei Männern hochregulierten Gene Z-gebunden (85 %), wobei ein kleinerer, aber signifikanter Anteil an Autosomen (12 %) annotiert war (Abbildung 1B). Dies deutet darauf hin, dass das Z-Chromosom nicht vollständig dosiskompensiert ist, wobei die durchschnittliche Expression von Z-gebundenen Genen bei Männern 1,6-fach höher ist als bei Frauen (siehe zusätzliche Datei 1 Abbildung S2), wie zuvor berichtet [30–32]. In der Zwischenzeit wurden bei Frauen hochregulierte Gene dem W-Chromosom (38%), Autosomen (39%) oder dem Un_random-Chromosom (21%) annotiert (Abbildung 1B). Letzteres repräsentiert ein virtuelles Chromosom einer nicht zusammengesetzten und nicht lokalisierten Hühnersequenz. Ein ähnlicher Trend wurde in den E4.5-Gonaden beobachtet (Abbildung 1B). Bemerkenswerterweise war in beiden Geweben eine sehr kleine Anzahl von Z-verknüpften Sequenzen weiblich-voreingenommen (Abbildung 1B). Diese stammen aus der MHM Locus (Male Hypermethylated), eine merkwürdige Sequenz, von der zuvor berichtet wurde, dass sie weiblich ist und von der angenommen wurde, dass sie eine Rolle bei der lokalisierten Dosiskompensation (Hochregulierung einiger benachbarter Z-Gene bei Frauen) spielt [33, 34].

RNA-seq-Analyse von embryonalen Hühnerblastodermen und embryonalen Gonaden am Tag 4,5 (Stadium 26). (EIN) Differentiell exprimierte annotierte Gene (Ensembl-basiert). Anzahl der Gene, die entweder eine männlich-voreingenommene differenzielle Expression (FDR <0,05 blau) oder eine weiblich-voreingenommene Expression (FDR <0,05 rot) in Blastodermen und E4,5-Gonaden zeigen. (B) Chromosomale Zuordnung von unterschiedlich exprimierten Genen, basierend auf annotierten Gendaten. In Blastodermen befanden sich weibliche Gene auf dem W- oder W_random-Chromosom (rot), den Autosomen (grau) oder den unassemblierten Un_random-Chromosomen (grün). Ein Z-gebundenes Gen zeigte eine weiblich-voreingenommene Expression (Aqua). Die überwiegende Mehrheit der männlich-voreingenommenen Gene war Z-gebunden (aqua) und autosomal (grau). Zwei waren auf Un_random-Chromosomen und null auf dem W-Chromosom. Ein ähnliches Muster wurde in den Gonaden beobachtet, wobei die Mehrheit bei den Männchen Z-gebunden und bei den Weibchen W-gebunden oder un_zufällig war. (C) Balkendiagramm, das die Anzahl der Gene mit sexuell dimorpher Expression in mindestens einem Gewebe auf den W-, Z-, autosomalen und Un_zufälligen Chromosomen veranschaulicht. Die Gene wurden auf verschiedene Muster der sexuell dimorphen Expression zwischen den Geweben getestet und gruppiert, ob sie einen signifikant größeren Unterschied im Verhältnis von Frau zu Mann in den Blastodermen (lila), den Gonaden (gelb) aufweisen oder ob kein signifikanter Unterschied beobachtet wird (aqua ) (FDR < 0,05) (Siehe auch Zusatzdatei 4, Tabelle S1c). (D) Balkendiagramm von Genen von Genen, die in mindestens einem Gewebe auf den W-, Z-, autosomalen und Un_zufälligen Chromosomen signifikant sexuell dimorph sind, ähnlich Fig. 1C). Hier werden Gene basierend auf einer Änderung der durchschnittlichen Expression zwischen Geweben gruppiert. Dargestellt ist die Anzahl der Gene, die in den Blastodermen (lila), höher in den Gonaden (gelb) und ohne signifikante Veränderung (blau) signifikant stärker exprimiert werden (FDR <0.05) (Siehe auch Zusatzdatei 4, Tabelle S1c) .

Einige Gene, die an der sexuellen Differenzierung der Gonaden beteiligt sind, beginnen nur in den Gonaden dimorph zwischen den Geschlechtern exprimiert zu werden (z. B. FOXL2). Diese Gene zeigten daher ein unterschiedliches Muster des Sexualdimorphismus von Blastoderm zu Gonade, d. h. das Verhältnis von Frau zu Mann war zwischen den Geweben signifikant unterschiedlich. Um zusätzliche Gene zu identifizieren, die diesen Unterschied im Sexualdimorphismus zeigen, haben wir einen robusten statistischen Test für den Unterschied in weiblicher: männlicher Faltenveränderung zwischen Geweben verwendet (siehe zusätzliche Datei 1 und 4). Von allen 43 W-gebundenen Ensembl-Sequenzen, die wir entdeckten, zeigte keines dieser Gene ein anderes Muster des Sexualdimorphismus (Abbildung 1C). Für Z-Gene, von denen 262 in mindestens einem Gewebe unterschiedlich exprimiert wurden, zeigten nur drei Gene (1%) ein signifikant unterschiedliches Muster des Sexualdimorphismus zwischen den Geweben (Abbildung 1C). Dazu gehörten zwei MHM-Locus-Gene, die eine starke Zunahme der weiblichen Expression in den Gonaden zeigen, und die endotheliale Tyrosinkinase (TEK) Gen, das im Blastoderm dimorpher war (ENSGALG00000018479, ENSGALG00000023324, ENSGALG00000001840). 40 autosomale Gene (25 %) und 22 Un_random-Gene (45 %) zeigten jedoch ein unterschiedliches Muster des Sexualdimorphismus zwischen den Geweben (Abbildung 1C). Diese Daten weisen darauf hin, dass sich geschlechtsspezifische molekulare Wege, die sich in den Blastodermen manifestieren, von denen in Gonaden unterscheiden, hauptsächlich aufgrund der unterschiedlichen autosomalen Genexpression. Angesichts der Tatsache, dass die Geschlechtschromosomengene in ihrem weiblichen:männlichen Verhältnis zwischen den beiden Geweben im Allgemeinen nicht abweichen, ist es interessant zu spekulieren, wie diese Gene dann verschiedene nachgeschaltete Gene in Blastodermen und Gonaden aktivieren können. Im Falle des DMRT1, eine bekannte Hodendeterminante, die in beiden Geweben in einem ähnlichen Verhältnis unterschiedlich exprimiert wird, fanden wir, dass das durchschnittliche Expressionsniveau ((männlich+weiblich)/2) dieses Gens von Blastoderm zu Gonade dramatisch anstieg. Wir haben daher alle Gene auf signifikante differentielle Expression zwischen Geweben getestet, unabhängig vom Geschlecht (siehe Zusätzliche Dateien 1 und 4). Tatsächlich zeigte eine Reihe von sexuell dimorph exprimierten W- und Z-Genen auch eine unterschiedliche Expression zwischen den Geweben, d. h. W-Gene - 23 (53%), Z-Gene - 194 (74%) (Abbildung 1D und zusätzliche Datei 4) . Diese in den Gonaden hochregulierten Gene (Fig. 1D und zusätzliche Datei 4) sind daher interessante Kandidatengene für die Geschlechtsdifferenzierung der Gonaden. Insgesamt deuten die Daten darauf hin, dass die relativen Expressionsniveaus von dimorphen geschlechtsgebundenen Genen ihre Fähigkeit erklären könnten, verschiedene nachgeschaltete Gene in verschiedenen Geweben zu regulieren.

Um Licht auf die molekularen Wege zu werfen, die der zellautonomen Geschlechtsdifferenzierung zugrunde liegen könnten, haben wir zunächst die Datensätze nach Genen gescreent, die an der Geschlechtsdifferenzierung der Gonaden beteiligt sind. Es wurde eine Liste von 117 Genen zusammengestellt, die zuvor mit der Wirbeltiergonadogenese in Verbindung gebracht wurden (siehe Zusatzdatei 5). Der Satz von Genen, die zwischen männlichen und weiblichen Blastodermen unterschiedlich exprimiert werden, wurde mit diesen Gonadogenese-Genen signifikant angereichert (P = 0,0098, exakter Test nach Fisher), hauptsächlich aufgrund von nicht kompensierten Z-gebundenen Genen (z. B. 17βHSDB4 (ENSGAL00000002187), DMRT1 (ENSGAL00000010160) und CFC1B (ENSGAL00000012623)). Nur ein differentiell exprimiertes autosomales „impliziertes Gonadengen“ wurde in diesem Gewebe differentiell exprimiert (VNN1, ENSGALG00000013992) (Zusatzdatei 2). Unter den W-gebundenen Sequenzen wurden keine Gene gefunden, die zuvor eine Rolle bei der Geschlechtsdifferenzierung der Gonaden bewiesen haben. Zusammengenommen weisen diese Daten darauf hin, dass Geschlechtschromosomengene bekannte sexuelle Differenzierungswege in Blastodermen beiderlei Geschlechts nicht aktivieren.

Im Gegensatz zu den Blastodermen zeigten die Gonaden einen anderen Satz unterschiedlich exprimierter autosomaler Gene, von denen viele eine bekannte Verbindung zur Geschlechtsdifferenzierung der Gonaden aufweisen, wie z FOXL2, Anti-Müller-Hormon (AMH), INHA (Inhibin-A) und HSP70 (ENSGALG00000011715). Dies weist darauf hin, dass die Geschlechtschromosomen am embryonalen Tag 4,5 (Stadium 25), 1 bis 2 Tage vor dem Einsetzen der Geschlechtsdifferenzierung der Gonaden (Stadien 29-30), Entwicklungsprogramme initiiert haben, die spezifisch mit der Geschlechtsdifferenzierung der Gonaden verbunden sind.

Diese Befunde zeigen, dass die Geschlechtschromosomen in den beiden hier untersuchten Geweben unterschiedliche sexuell dimorphe molekulare Wege in Gang setzen. Die meisten der differenziell exprimierten Gene, die in Blastodermen und Gonaden nachgewiesen wurden, hatten jedoch keine vorherige Verbindung zur sexuellen Differenzierung. Um potenzielle Pfade zu charakterisieren, die bei Frauen aktiviert sind gegen männlichen Geweben untersuchten wir die Genontologie aller Gene, die ausschließlich in Blastodermen oder Gonaden differentiell exprimiert wurden, mit den DAVID-Programmen [35]. Die drei oberen Cluster von GO-Begriffen für jede Gruppe sind in (Zusätzliche Datei 1, Abbildung S10) dargestellt. Angesichts der geringen Anzahl von Genen zeigten nur sehr wenige GO-Terme eine signifikante Anreicherung, wenn wir für mehrere Tests (Benjamini) korrigierten, jedoch zeigten zahlreiche Gene, die an der Reparatur von Zellstress und DNA-Schäden beteiligt sind, eine geschlechtsspezifische Expression im Blastoderm. Verschiedene Mitglieder des Leberfibrose-Wegs wurden ebenfalls unterschiedlich exprimiert (A2M und Spalte3A1 bei Frauen hochreguliert, und IL1R2 und EGF bei Männern). Die geschlechtsspezifische Genexpression in der Leber wurde bereits beschrieben und umfasst >1.000 Gene, die ein breites Spektrum biologischer Prozesse beeinflussen [36]. Für Gene, die spezifisch in den Gonaden unterschiedlich exprimiert wurden, beinhalteten die Top-GO-Begriffe die neuroaktive Ligand-Rezeptor-Interaktion (P Wert = 0,0081). Zu diesen Genen gehören der GABA-Rezeptor Alpha 4 und zwei Glutamat-Rezeptoren. Unter der Liste der autosomalen Gene, die in den Gonaden des Tages 4,5 in sexuell dimorpher Weise exprimiert wurden, befanden sich mehrere Transkriptionsfaktoren, die zuvor nicht mit dem Geschlecht in Verbindung gebracht wurden an sich (vier hochreguliert bei Frauen und sechs bei Männern) (Zusätzliche Datei 2). Diese Daten zeigen die Beteiligung unterschiedlicher molekularer Wege an den beiden untersuchten Geweben.

Wie bereits erwähnt, zeigten Z- und W-gebundene Gene im Allgemeinen eine ähnliche dimorphe Expression sowohl in Blastodermen als auch in Gonaden (Abbildung 1C), während viele autosomale Gene nur in einem Gewebe unterschiedlich exprimiert wurden (Abbildung 1C). Darüber hinaus zeigte ein signifikanter Anteil der Gene, die auf dem Un_Random-Chromosom annotiert waren, ein stabiles dimorphes Expressionsprofil (Abbildung 1C). Diese nicht zugeordneten Sequenzen können tatsächlich auf Geschlechtschromosomen abgebildet werden, insbesondere auf das schlecht annotierte W-Chromosom. Der Beweis für diese Schlussfolgerung wurde durch ihre Geschlechtsausdrucksverhältnisse gestützt, die denen der Geschlechtschromosomengene ähnelten (Zusätzliche Dateien 2 und 3). Da das W-Geschlechtschromosom des Huhns und seine potenzielle Rolle bei der Bestimmung des Geschlechts von Vögeln derzeit kaum verstanden sind, nutzten wir die RNA-seq-Daten, um diese Sequenzen definitiv zu annotieren und die W-gebundene Genexpression zu untersuchen.

Annotation des W-Chromosoms

Angesichts der robusten W-gebundenen Genexpression in beiden Blastodermen bis hin zu E4.5-Gonaden dachten wir, dass dieses Chromosom eine wichtige Rolle bei der Geschlechtsbestimmung und der zellautonomen molekularen Geschlechtsdifferenzierung spielen könnte. Allerdings ist das W-Geschlechtschromosom des Huhns derzeit unvollständig annotiert und seine Sequenz ist nur teilweise zusammengesetzt. Angesichts der Herausforderungen, die mit der Sequenzierung des W-Chromosoms verbunden sind, haben wir das W-Transkriptom und seine potenzielle Rolle bei der Geschlechtsbestimmung von Vögeln genauer untersucht. Zwei Ansätze wurden verwendet, um offene Leserahmen voller Länge für das W-Transkriptom zu konstruieren, genomgesteuert und genomunabhängig (de novo) Montage.

Potentielle falsch annotierte W-Gene wurden anfänglich durch ihre weibliche spezifische Expression (Ensembl) identifiziert (siehe Methoden und Materialien). Ein signifikanter Anteil der Reads wurde jedoch auch außerhalb annotierter Gene kartiert. Am bemerkenswertesten war, dass 62 % der Lesevorgänge, die dem Un_random-Chromosom zugeordnet waren, nicht in annotierten Genen enthalten waren (Zusätzliche Datei 1, Abbildung S3). Wir stellten die Hypothese auf, dass einige dieser Sequenzen nicht annotierte W-gebundene Contigs waren. Um nicht annotierte Gene zu identifizieren, erweiterten wir unsere Analyse der RNA-seq-Daten mit einem genomgeführten Transkript-Assembly-Verfahren, Cufflinks [37]. Die Cufflinks-Analyse wurde durch Zuordnung zum Hühnergenom (Galgal4) durchgeführt, und ein Satz von Hühnertranskripten wurde erstellt, indem Cufflinks 1.3.0 auf den zugeordneten Lesevorgängen ausgeführt wurde (siehe Zusätzliche Datei 1). Ein signifikanter Anteil der exprimierten W-Gene, die durch die Cufflinks-Analyse identifiziert wurden, kodierte für retrovirale Elemente mit mindestens einem offenen Leserahmen, der Homologie zu einem retroviralen Protein zeigte (mit einem e-Wert <0,001 unter Verwendung von BLAST). Zusammen mit Pseudogenen wurden diese Sequenzen aus der nachfolgenden Analyse herausgefiltert (siehe Methoden und Materialien und ergänzende Methoden in Zusatzdatei 1).

Diese Analyse ermöglichte die Zusammenstellung von 26 W-gebundenen Genen (Tabelle 1). Die meisten dieser Gene wurden zuvor als W-verknüpft vorgeschlagen oder bestätigt [22], aber wir identifizierten zwei neue W-verknüpfte Sequenzen, TXN-ähnlich und SUB1-W. Darüber hinaus sind zwei W-gebundene Gene, RPL17-W und HNRPK-W, liegen auf dem Un_random-Chromosom wie in [22] beschrieben und von uns bestätigt. Innerhalb der intronischen Region dieser Gene befinden sich zwei annotierte kleine nukleoläre RNAs (SNORD58-W-1 und SNORD58-W 2) und eine microRNA (mIR-7b-W), die nicht als W-verknüpft dokumentiert sind. Geben Sie die Lage des Wirtsgens und das Vorhandensein eines Gametologen auf dem Z-Chromosom an, diese Gene sollten dem W-Chromosom zugeordnet werden.

Sowohl während der Ensembl- als auch der Cufflinks-Analyse wurde festgestellt, dass in mindestens 12 Fällen mehrere identifizierte Transkripte das gleiche mutmaßliche Protein kodierten (Suppl. Tabelle 3). Während in einigen Fällen, wie z TIPP-W und FAF, dies war auf mehrere Kopien des Gens im Genom zurückzuführen, in vielen Fällen gab es eine einzelne Kopie des Gens, die jedoch auf nicht zusammenhängende oder mit Lücken versehene Regionen des Genoms aufgeteilt war. Genom-geführte Assemblies wie Cufflinks sind durch die Qualität des Genoms limitiert und Transkripte können nicht über Segmente des Genoms zusammengefügt werden, die nicht korrekt eingerüstet sind oder Lücken in der zusammengesetzten Sequenz enthalten. Dies gilt insbesondere für die Un_random- und W_random-Chromosomen, die unassemblierte Fragmente des Genoms enthalten. Um dieses Problem anzugehen, haben wir eine genomunabhängige (de novo) Transkript-Assembly mit der Software ABySS [38, 39] und verwendet die de-novo zusammengesetzte Transkripte, um verschiedene Cufflinks-Gene wieder zusammenzusetzen. Dies ermöglichte es, Gene, die zuvor verschiedenen Regionen eines Chromosoms oder sogar über verschiedene Chromosomen hinweg zugeordnet waren, zu einem einzigen Gen zusammenzufügen (Details siehe Zusatzdatei 1). Abbildung 2 zeigt die Ergebnisse einer solchen Analyse für fünf repräsentative Gene, RASA-W, ST8SIA-W, GOLPH-3-W, ZSWIM6-W und NEDD4-W (die verbleibenden assemblierten W-Transkripte sind in Abbildung S4 angegeben, siehe Zusätzliche Datei 1). Abgeleitete vollständige Transkripte werden zusammen mit den von Ensembl annotierten Sequenzen und den von Cufflinks und ABySS-Assemblies abgeleiteten Sequenzen gezeigt. Zum Beispiel die RASA-W Transkript wurde zusammengesetzt, indem sieben Sequenzen zusammengefügt wurden, die zuvor teilweise dem W und teilweise verschiedenen Fragmenten des Un_random- und W_random-Chromosoms zugeordnet wurden.

Abgrenzung der vollständigen W-verknüpften Transkriptsequenz. Vollständige Transkriptsequenzen für alle W-exprimierten Gene wurden unter Verwendung eines kombinierten Ansatzes bestimmt, bei dem Transkripte von Cufflinks, dem Abyss de-novo Montage und die neuesten Hühnerannotationsdaten (Ensembl). Ein Beispiel des offenen Leserasters für fünf W-gebundene Gene ist gezeigt. Die schraffierten Rechtecke stellen die verschiedenen genomischen Regionen dar, an denen Sequenzen ausgerichtet werden könnten: das W/W_random-Chromosom (rot), das Un_random-Chromosom (grün), Autosomen (grau) und Lücken repräsentieren die fehlende genomische Sequenz. Die farbigen Balken unten zeigen die entsprechenden Transkripte, die durch die Analysen von Ensembl (Aqua), Manschettenknöpfe (gelb) und ABySS (blau) definiert wurden. Die oberen Diagramme repräsentieren die Read Coverage für die weibliche Gonadenprobe (schwarz) und die Blastodermprobe (grau).

Mit diesem Ansatz konnten die offenen Leserahmen von W-gebundenen mRNAs mit Ausnahme eines Gens vollständig zusammengebaut werden, NEDD4-ähnlich-W. Dies führte zur Charakterisierung von zehn Genen, von denen aufgrund der schlechten Anordnung des W-Chromosoms bisher nur ein Teil ihres ORF bekannt war. Von diesen Genen schätzen wir, dass im Durchschnitt 60 % der Sequenz des offenen Leserahmens zuvor fehlten, die entweder in Ensembl oder auf Genbank verfügbar war (zusätzliche Datei 6). Eine anschließende Expressionsanalyse von W-Genen wurde durch Kartierung von Reads auf die neu zusammengesetzten vollständigen cDNA-Sequenzen durchgeführt. Die endgültigen FPKM-Werte (Fragments Per Kilobase of Exon per Million Fragments Mapping) sind in Tabelle 1 dargestellt.

Die vollständigen W-gekoppelten Transkripte, die in diesem RNA-Seq-Screen identifiziert wurden, zeigten Gen-Ontologien mit unterschiedlichen Funktionen, von denen keines offensichtlich mit der sexuellen Differenzierung in Verbindung gebracht wird (Tabelle 1 und Tabelle S3 – Zusätzliche Datei 6). Die Listen enthielten jedoch Gene, die Proteine ​​spezifizieren, die mit der Transkriptionsregulation assoziiert sind (ZSWIM6-W, ZNF532-W, MIER3-W, BTF3-W, SUB1-W), Signalisierung (SMAD2-W, SMAD7-W, RASA1-W), der Ubiquitinierungsweg (UBAP2-W, UBE2R2-W), das Antioxidans Thioredoxin (TXN-wie-W), die ATP-Synthase, ATP5A1-W, und das abweichende Nukleotid-bindende Protein, HINWEIS. Wie oben angemerkt, zeigten die meisten W-gebundenen Gene keine signifikanten Expressionsänderungen zwischen den beiden untersuchten Geweben (Tabelle 1). Die am stärksten exprimierten Gene in beiden Geweben waren HINT-W, RPL7-W, ATPA5A1-W, BTF3-W, VCP-ähnlich-W und hnRNKP.

Bestätigung weiblicher eingeschränkter Expression und W-Verknüpfung

Die RNA-seq-Daten zeigten, dass das W-Geschlechtschromosom des Huhns mehr Gene beherbergt als bisher angenommen und dass diese Gene eine robuste Transkriptionsaktivität aufweisen. Alle W-Gene wurden sowohl in Blastodermen als auch in E4.5-Gonaden exprimiert. Um die RNA-Seq zu validieren, wurde eine quantitative RT-PCR an vier repräsentativen Genen unter Verwendung von W-Gen-spezifischen Primern durchgeführt. Die PCR-Amplifikation wurde in weiblichen, aber nicht in männlichen Blastoderm- und Gonaden-RNA-Proben nachgewiesen (Fig. 3A und 3B), wodurch die weibliche spezifische Expression bestätigt wurde. Für einige dieser Gene, ganzes Reittier vor Ort Hybridisierung bestätigte auch die weibliche Gonaden-spezifische Expression (Zusatzdatei 1, Abbildung S5). Die FISH-Kartierung wurde verwendet, um die W-Verknüpfung zu validieren, die ein einzelnes Signal in weiblichen, aber nicht in männlichen Zellen zeigte (Abbildung 3B-E und zusätzliche Datei 1, Abbildung S6). Darüber hinaus bestätigte die PCR-Analyse für vorhergesagte oder neue Gene, die noch nicht dem W zugeordnet wurden, dass sie spezifisch in weiblicher, aber nicht in männlicher Hühnergenom-DNA vorhanden sind (siehe Materialien und Methoden und Abbildung S6 in Zusatzdatei 1).

Validierung von RNA-seq durch quantitative RT-PCR und Bestätigung der W-Verknüpfung. (EIN) Blastoderm-Expressionsanalyse von vier repräsentativen W-Genen, KCMF-W, RASA-W, MIER3-W und ZNF532. Expression war bei Weibchen (rot) nachweisbar, aber nicht bei Männchen (blau). Die normalisierte W-Genexpression wird als Mittelwert +/- SEM . gezeigt n = 3 ** P <0.05. (SEIN) FISH-Kartierung von Genen, die durch RNA-Seq auf das W-Geschlechtschromosom in Metaphase-Spreads von weiblichen Hühnern identifiziert wurden. Als Sonden wurden BAC-Klone verwendet. (B) BAC-Klon Ch261-113E6 (ZNR-W, BTF3-W) (rot) und BAC Ch261-178N8 (RASA1-W, BTF3-W) (Grün). (C) BAC-Klon Ch261-107E4 (HNRPK2-W, GOLPH3-W (rot). (D) BAC-Klon Ch261-60P24 (ZNF532-W, SnoR58-W) (rot). (E) BAC-Klon Ch261-114G22 (UBE2R2-W, RASA1-W, SnoR121A-W) (rot). Metaphase-Chromosomen werden mit DAPI (blau) gefärbt. In jedem Fall und nur in weiblichen Zellen wurde ein einziges Signal nachgewiesen, das die W-Verknüpfung bestätigte.

Konservierung und relative Expression von W-gebundenen Genen und ihren Z-Gametologen

Die in dieser Studie zusammengestellten vollständigen W-gekoppelten Transkripte wurden verwendet, um nach Homologen auf dem Z-Chromosom (Gametologe) zu screenen. Alle W-gebundenen Gene mit Ausnahme von FAF (Female Associated Factor) wurden Gametologe auf dem Z gefunden. Es gab eine hohe Sequenzhomologie zwischen fast allen W- und Z-gebundenen Kopien sowohl auf DNA-Ebene (durchschnittlich 88,4% Identität, Tabelle 1) als auch auf Proteinebene (Durchschnitt .). von 90,3% Identität, Tabelle 1). Eine Ausnahme war das Gen HINWEIS, das 41% Sequenz- und 48,5% Aminosäurehomologie mit seinem Z-Gametolog zeigte (Tabelle 1). Die Entwicklung neuer Funktionen unter W-gebundenen Genen wurde untersucht, indem die Raten synonymer und nicht-synonymer Substitution für jedes ZW-Genpaar berechnet wurden [40] und ist in Tabelle 1 und als gleitendes Fenster über jedes Genpaar in Abbildung S7 dargestellt ( Zusätzliche Datei 1). Der dN/dS-Wert für HINWEIS war das höchste aller W-Gene (0,6), was darauf hindeutet, dass es dem geringsten reinigenden Selektionsdruck ausgesetzt war.

Die kombinierte Expression der W- und Z-Gametologe wurde sowohl in Blastodermen als auch in Gonaden bewertet und ist in 4 gezeigt. Für praktisch alle exprimierten W-gebundenen Gene wurde auch der Z-Gametologe exprimiert, und zwar in beiden Geweben. (Ausnahme war FAF, dem ein Z-Gametologue fehlt). Die Gesamtexpression der W- und Z-Gametologen bei Frauen war in den meisten Fällen vergleichbar mit der Expression der beiden Z-gebundenen Kopien bei Männern, wobei Z und W typischerweise gleichermaßen zur Gesamtexpression bei Frauen beitrugen (Abbildung 4A, B). This suggests that most W/Z gametologues in the chicken embryo effectively operate in an autosomal-like fashion (having two functional copies in both male and female). However in some cases, the combined W/Z gene expression in females was significantly higher than the total Z-linked expression in males and was primarily due to W transcription. In the blastoderm, this was the case for HINT, SMAD2 und MIER-3(Figure 4A). In E4.5 gonads, female expression was higher for HINT, MIER3, the putative transcription factor ZSWIM6, VCP-like (Valosin-containing protein) and ST8SIA3 (a sialyltransferase-like gene) (Figure 4B).

Expression levels of W/Z gametologue pairs. Expression of W-linked genes (red) compared to their Z-linked gametologues (blue), for blastoderms (EIN) and gonads (B). The total combined expression of gametologue pairs is shown for females (red - W/blue - Z, left bar in pair) and males (ZZ -blue only, right bar in pair). The shaded data are shown on an adjusted FPKM scale (inset). Genes with significantly different expression between the sexes are identified (* P <0.01).


Construction of a radiation hybrid map of chicken chromosome 2 and alignment to the chicken draft sequence

Hintergrund: The ChickRH6 whole chicken genome radiation hybrid (RH) panel recently produced has already been used to build radiation hybrid maps for several chromosomes, generating comparative maps with the human and mouse genomes and suggesting improvements to the chicken draft sequence assembly. Here we present the construction of a RH map of chicken chromosome 2. Markers from the genetic map were used for alignment to the existing GGA2 (Gallus gallus chromosome 2) linkage group and EST were used to provide valuable comparative mapping information. Finally, all markers from the RH map were localised on the chicken draft sequence assembly to check for eventual discordances.

Ergebnisse: Eighty eight microsatellite markers, 10 genes and 219 EST were selected from the genetic map or on the basis of available comparative mapping information. Out of these 317 markers, 270 gave reliable amplifications on the radiation hybrid panel and 198 were effectively assigned to GGA2. The final RH map is 2794 cR6000 long and is composed of 86 framework markers distributed in 5 groups. Conservation of synteny was found between GGA2 and eight human chromosomes, with segments of conserved gene order of varying lengths.

Abschluss: We obtained a radiation hybrid map of chicken chromosome 2. Comparison to the human genome indicated that most of the 8 groups of conserved synteny studied underwent internal rearrangements. The alignment of our RH map to the first draft of the chicken genome sequence assembly revealed a good agreement between both sets of data, indicative of a low error rate.


Hintergrund

Genomes sizes (as measured by the DNA mass per diploid nucleus) are smaller on average in birds than in other tetrapod classes, and genome sizes within the class Aves show less variation than those of other tetrapod classes [1,2]. It has been proposed that reduced genome size in birds represents an adaptation to the high rate of oxidative metabolism in birds, which results primarily from the demands of flight [1-4]. Cell size and nuclear genome mass are correlated in vertebrates, and cell sizes of birds are smaller than those of mammals [1]. Smaller cells are advantageous in an animal with a high rate of oxidative metabolism because a smaller cell has a greater surface area per volume of cytoplasm, thus facilitating gas exchange.

An alternative to the hypothesis that the reduced genome size is adaptive is the hypothesis that it resulted from an event of genomic DNA loss that was fixed in the ancestor of all birds due to genetic drift. The fixation of even a deleterious mutation is possible if the population undergoes an extreme bottleneck [5]. Some authors have argued that such a bottleneck may have occurred in the ancestor of birds at the end of the Cretaceous period [6], although this conclusion is not consistent with recent molecular evidence placing the radiation of the avian orders well prior to that time [7].

In order to decide whether genome reduction in birds was adaptive or due to a random event, Hughes and Hughes [8] compared the lengths of corresponding introns of orthologous chicken (Gallus gallus) and human (Homo sapiens) genes. They found that corresponding introns were significantly shorter in chickens, indicating that numerous independent deletions have occurred in the introns of birds. These results support the hypothesis that genome size reduction in birds is adaptive, since it is unlikely that such a large number of independent deletion events were due to chance alone. Additional evidence in support of the adaptive hypothesis is provided by the observation that a secondary increase in genome size has occurred in avian lineages which have become flightless or have reduced flying ability [9].

It has been suggested that an important factor in genome size reduction in birds has been that birds have lower levels of repetitive DNA than other vertebrates [10]. Genomes of mammals and reptiles are estimated to consist of about 30�% repeats, while those of birds have been estimated to consist of only 15�% repeats [10-12]. In birds chromosomes are of two types: a minority of macrochomosomes (3𠄶 μm in length) and a larger number of microchromosomes (0.5𠄲.5 μm in length). In the chicken, there are six pairs of macrochromosomes, and thirty-three pairs of microchromosomes [13]. There is a high rate of chiasma formation on avian microchromosomes, and this may be an adaptation that ensures correct pairing of these chromosomes during meiosis and mitosis [14]. Burt [10] proposed that the avoidance of repeats in the avian genome may in turn be an adaptation that enhances the probability of chiasma formation between homologous microchromosomes. This hypothesis and the hypothesis that genome size reduction represents an adaptation to flight are not mutually exclusive, since both factors may be at work simultaneously. Consistent with Burt's hypothesis, Wicker et al. [15] reported that in the chicken genome the ratio of repeats to protein-coding genes is higher on macrochromosomes than on minochromosomes.

The sequencing of a substantial portion of the chicken genome has made it possible to examine quantitatively the distribution of repeating sequences on different chromosomes in the genome. Here we compare the distribution of repeats on 28 sequenced autosomes of chicken with that on the 22 human autosomes in order to test the hypothesis that reduction in repeat density in the avian genome has occurred as a result of adaptive evolution.


Status of the current preliminary genome assemblies

Preliminary assemblies for alligator and crocodile are available. The assembly for alligator additionally uses information from a 120× physical coverage, Illumina 1.5 kbp mate-pair library. The current crocodile assembly was generated with 80× coverage from a 380 bp paired-end Illumina library. The statistics for the length and contiguity of these two assemblies are shown in Table 1. These assembly statistics are on par with other early stage de novo assemblies using short read data [7, 70].

To obtain early estimates of potential TE content, we analyzed the current assemblies using RepeatMasker and a custom repeat library. The library consisted of all vertebrate TEs identified in RepBase [71] and a set of potential TEs identified by applying RepeatScout [72] to both raw 454 data and to the current assemblies (D. Ray, unpublished data). Consistent with earlier studies [59, 73, 74], much of the repetitive content of the genome comprises non-long terminal repeat (non-LTR) retrotransposons from the CR1 family (Figure 3). There is also high content of Chompy-like miniature inverted-repeat transposable elements (MITEs) [75], Penelope retrotransposons, ancient short interspersed repetitive elements (SINEs), and satellite/low complexity regions. Overall, 23.44% of the alligator and 27.22% of the crocodile genome assemblies are annotated as repetitive compared with 50.63% seen in humans. Thus, this preliminary analysis provides further evidence that these reptilian genomes might be easier to assemble than typical mammalian genomes due to their lower repeat content.

The size of different repeat families classified in our current alligator and crocodile assemblies. Despite more long-distance insert libraries for alligator, more repeats were found in the crocodile assembly. This strongly suggests that crocodiles have more repeats than do alligators, and perhaps the difference will become even more striking as the crocodile assembly improves.

We also examined GC content across the assemblies (Figure 4). Alligators and crocodiles appear to have a higher mean GC content than many other vertebrates. Additionally their large standard deviation in GC content across contigs is similar to that of birds and mammals, suggesting that their base composition is heterogeneous and likely contains GC-rich isochores. This is unlike the situation in the lizard (Anolis) and frog (Xenopus), which lack strong isochores based upon analyses of genomic data [76], or the turtle Trachemys scripta, which appears to lack strong isochores based upon analyses of expressed genes [77]. However, these results are consistent with previous analyses of ESTs that suggested the existence of GC-rich isochores in the alligator genome [62, 77]. Thus, these crocodilian genome data extend the results of the previous analyses and confirm the genome-wide nature of GC-content heterogeneity in crocodilian. We expect improved crocodilian genome assemblies to further illuminate the details of isochore structure in reptiles.

The distribution of GC proportion across several species. Note that alligators and crocodiles have a higher overall proportion of GC than many other vertebrates, as predicted by early BAC-end scans [42]. Abbreviation: SD standard deviation.


Reviewers' comments

Reviewer's report 1

Igor Zhulin, University of Tennessee and Oak Ridge National Laboratory

This is an interesting discovery of novel viral families in the chicken genome, which accounts for more than 2% of the genome sequence. I do not have any major concerns regarding this paper and support its publication however, I would like to offer some comments for authors' consideration, mainly regarding the clarity and presentation.

Authors' response

We are grateful to the reviewer Dr. Igor Zhulin for providing a number of very specific and constructive comments regarding the clarity and presentation of the manuscript. We revised the paper according to his suggestions.

Reviewer's report 2

Itai Yanai, Harvard University

I support publication of this manuscript.


Offene Forschung

This Whole Genome Shotgun project has been deposited at DDBJ/ENA/GenBank under the accession WUCP00000000. The version described in this paper is version WUCP01000000. Raw read sequences generated in the de novo sequencing have been deposited in the Sequence Read Archive (SRA) at NCBI under the project access ion PRJNA380312. Published genome data used in the analyses can be found under the following accession codes: G. gallus (GRCg6a [ftp://ftp.ensembl.org/pub/release-96/fasta/gallus_gallus/dna/]) M. gallopavo (UMD2 [ftp://ftp.ensembl.org/pub/release-96/fasta/Meleagris_gallopavo/dna/]). More dataset, as well as the pipelines and scripts, can be found in figshare https://figshare.com/projects/Phasianus_colchicus_genome_sequencing_and_assembly/88112.

Dateiname Beschreibung
men13296-sup-0001-Supinfo.docxWord document, 3.7 MB Supplementary Material
men13296-sup-0002-Supinfo.docxWord document, 36 KB Supplementary Material
men13296-sup-0003-TablesS4andS6.xlsxapplication/excel, 600 KB Tables S4 and S6

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Turkey Genetics 101

I love watching the turkeys on Martha&rsquos Vineyard. They travel in small family groups of two parents with chicks and adolescents, coalescing into larger tribes.

When it rains, wild turkeys go about their business, pecking at food &ndash I&rsquove yet to see one raise it&rsquos mouth and drown. And they have feelings. My daughter and I once watched as 4 turkeys stood around a comrade who&rsquod just been run over, clearly distraught. None left, even as cars went by.

I saw a family of 7 perched on a branch in size order, crapping in unison. And one early morning I turned a corner and faced a lawn of turkeys. I froze and counted them &ndash 42 &ndash a little afraid, because the hens are quite enormous. They turned and stared as I quietly backed away.

Like humans, a few individuals can become deranged. On Father&rsquos Day in 2008, for example, a &rdquohostile, feral turkey&rdquo chased two cops onto their patrol car. A man who had raised the unfortunate Tom tried to help his pet when the officers shot and killed the terrorist turkey. Later, neighbors and a UPS delivery person corroborated the police view that Tom was indeed violent, and there was much concern that the &ldquosociopath with feathers&rdquo had transmitted his errant behavioral genes to the next generation.

For the most part, the turkeys of Martha&rsquos Vineyard are oblivious to gaping humans and the occasional yapping canine. Maybe that&rsquos because the island&rsquos somewhat limited biodiversity offers no natural predators, just a human population that surges in the summer with many folk who aren&rsquot used to sharing space with large, wild birds.

I haven&rsquot checked the DNA of the turkeys of Martha&rsquos Vineyard, but I&rsquod bet their immune systems are a lot tougher than those of the barnyard variety. Instead of the ginormous &ldquobreasts&rdquo (why do we speak of breasts in birds, who do not lactate?) that cause the broad-breasted &ldquoindustrial&rdquo white turkey to topple over, these wild turkeys have more dark meat (more myoglobin), which enables them to suddenly soar up into the treetops at a clap of thunder, and to have flown to the island in the first place, reaching speeds, according to PETA, of 55 mph.

Having followed the turkeys of Martha&rsquos Vineyard for years, and not particularly liking to eat their brethren, I thought I&rsquod compile a listicle of a dozen facts about the genetics of Meleagris gallopavo.

1. The domesticated turkey originated in Mexico in about 800 BC. Their races, like races in humans, are defined by a superficial characteristic &ndash plumage color &ndash rather than full gene-based ancestry. Only a half dozen or so of the turkey&rsquos 16,000 genes contribute to plumage color, just like a handful of our 20,000 genes impart skin color. All commercial lines descend from one ancestral group, although the American Poultry Association recognizes 7 breeds.

2. Like human chromosomes, turkey chromosomes were initially described rather vaguely. A 1931 paper describes 4 big J-shaped chromosomes, 2 big rods, 3 short rods, and 29 globes. Today we know the genome is splayed out over 39 pairs of autosomes. Like all birds, males have two Z chromosomes and females one Z and one W, somewhat the opposite of humans, in whom females are the homogametic sex (XX).

3. The turkey genome project got underway at Virginia Tech in 2008, and the sequence of a hen named Nici was published in 2010. Nici means &ldquoNicholas inbred,&rdquo after famed turkey farmer George Nicholas who, at Nicholas Turkey Breeding Farms in Sonoma, California, turned the wild bird into today&rsquos barely recognizable top-heavy product of extreme artificial selection. Conventional agriculture fosters far more profound change than the one-gene-at-a-time tweaking of GMOs.

4. Nici was the spawn of 9 generations of full-sib matings. The brother-sister matings left just enough heterozygosity to provide interesting gene variants, but not enough diversity to gum up the sequencers and assemblers. Having the turkey genome sequence will enable breeders to select traits based on genotype rather than phenotype, which can theoretically help to preserve some of the valuable traits hidden in the recessive state.

5. The turkey genome is 1.1 billion bases. Unlike the rush to sequence the human genome, with the turkey interest is more on annotation &ndash figuring out what genes do and how that can make farmers money &ndash than in accumulating sequences from different individuals.

6. The turkey was the fifth farm animal to have its genome done, following the pig, cow, sheep, and chicken. The duck was done in 2013.

7. Not surprisingly, the turkey genome is similar to that of the chicken, differing most obviously by some two dozen chromosomal inversions. The turkey genome sequence is being used to fill in some gaps in the chicken genome sequence, although at 1.8 SNPs per kilobase, turkeys have a less diverse genomes than do chickens, which have 5.5. The reason: the ancestral chicken population was much larger than the ancestral turkey population. The turkey genome has five regions of exceptional genetic uniformity, and the mitochondrial genome is also much less diverse.

8. An autosomal recessive condition of turkeys is red blood cells that have two nuclei.

9. Turkeys have superb vision. With five types of the visual pigment rhodopsin, 7 types of photoreceptors, and 4 types of cones, they can see into the ultraviolet. We can&rsquot. They also have a type of T cell receptor apparently unique to them.

10. Industrial turkeys are more likely to suffer from non-inherited diseases than inherited ones. The list is long. Being smashed into close quarters can trigger feather picking (auto and allo), stampeding, and a hardness of the underfoot called bumblefoot. Poor nutrition can soften bones and enlarge hocks. Poisons include milkweed and aflatoxin.

Turkeys can give us Newcastle disease (viral respiratory), Chlamydia psittaci (bacterial respiratory), tuberculosis, and typhoid. They also get a host of fungal conditions (thrush, brain, skin, lungs), protozoan woes (blackhead), more viral (flu, bluecomb, tumors) and bacterial infections (erysipelas, cholera, pox, and a malodorous infection of the navel), gross worms (redworm, flukes, round worms, tapeworms) and of course lice, ticks, and mites. Highly selective breeding teamed with overuse of antibiotics has pummeled their immune systems. Industrialized turkeys are particularly susceptible to aflatoxin poisoning from fungus growing on feed corn, which causes liver cancer in humans. A glutathione s-transferase gene variant that detoxes aflatoxin, found in wild turkeys, has been bred out of their domesticated relatives.

11. Intense selection for a huge white breast and ultra-accelerated growth, reaching &ldquomarket weight&rdquo in 131 days compared to 185 among my avian friends on Martha&rsquos Vineyard, kills heart and skeletal muscle cells, collapses legs, deforms skeletons, and decimates immunity.

12. Five natural &ldquoheritage&rdquo varieties of turkeys had more red blood cells, proteins, T cell responses, and disease resistances compared to industrial birds. Heritage turkeys also make more vitamin C, which birds synthesize and therefore don&rsquot need to consume, and the vitamin enhances immunity. The heritage birds enjoy &ldquolower mortality rate, the ability to mate naturally, excellent hatchability, active foraging, intelligence, and overall attractiveness. The only parameters on which the industrial strains excel are feed conversion and rate of gain,&rdquo according to one review.

Meleagris gallopavo is a beautiful animal. No wonder Ben Franklin wanted the turkey to be the national bird.