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Was sind Hyphenkompartimente?

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Die Hyphen sind die sich verzweigenden Filamente, aus denen das Myzel eines Pilzes besteht. Hyphenkompartimente sind Teil der Hyphen. Was sind sie genau?


Ich habe bei Google schnell nach "hyphalen Fächern" gesucht und die Anzahl der Online-Texte / -Bücher / -Zitate, die diesen Begriff verwenden, ist, gelinde gesagt, ziemlich mager. Eines der Bilder, die ich gefunden habe, war dies-

Und ich bin zu dem Schluss gekommen, dass--

Hyphenzellen (nur bei septierten Arten) werden als Hyphenkompartimente bezeichnet.

Zitat aus Wikipedia (lesen Sie, wenn Sie nichts über septische und koenocytische Hyphenarten wissen)

Eine Hyphe (Plural Hyphen, aus dem Griechischen ὑφή, huphḗ, „Netz“) ist eine lange, verzweigte filamentöse Struktur eines Pilzes, Oomyceten oder Actinobakteriums. Bei den meisten Pilzen sind Hyphen die Hauptform des vegetativen Wachstums und werden zusammen als a . bezeichnet Myzel.

Eine Hyphe besteht aus einer oder mehreren Zellen, die von einer röhrenförmigen Zellwand umgeben sind. Bei den meisten Pilzen werden Hyphen durch innere Querwände, die "Septen" (singuläres Septum) genannt werden, in Zellen unterteilt. Septen sind normalerweise von Poren perforiert, die groß genug sind, damit Ribosomen, Mitochondrien und manchmal Kerne zwischen den Zellen fließen können. Das Hauptstrukturpolymer in Pilzzellwänden ist typischerweise Chitin, im Gegensatz zu Pflanzen und Oomyceten, die Zellulosezellwände haben. Einige Pilze haben aseptierte Hyphen, was bedeutet, dass ihre Hyphen nicht durch Septen geteilt werden.

Hyphen haben einen durchschnittlichen Durchmesser von 4-6 µm.


Um zu verstehen, wie Hyphen in Pilzen gebildet werden, ist es wichtig, den Lebenszyklus von Pilzen zu verstehen. Der Lebenszyklus von Pilzen beginnt mit der Produktion von Sporen, die in den Fruchtkörpern des Organismus produziert werden.

Sobald die Sporen in die Umgebung freigesetzt/verteilt werden (durch Wind, Tiere usw.), beginnen sie zu keimen, um Hyphen zu produzieren, die sich dann weiter entwickeln, um das Myzel zu bilden. Dies hängt jedoch auch von der Art der Umgebung ab, auf der die Spore landet.

Mit ausreichend Nährstoffen, Wärme und Feuchtigkeit können Sporen besser keimen als in Umgebungen ohne solche geeigneten/günstigen Bedingungen.

An der Spitze dieser röhrenförmigen Strukturen findet das Wachstum dieses Pilzes und damit der Hyphen statt. In diesem Fall werden an der Spitze der Hyphen ständig neue Zellen gebildet, wenn sich die Struktur weiter verlängert. Dies geschieht durch einen Prozess, der als apikale Elongation bezeichnet wird.

* Einige Hyphen werden durch Septen in Zellen unterteilt, während andere nicht geteilt werden.


Einführung

Makroskopische Pilze wie Morcheln, Pilze, Puffballs und die im Lebensmittelhandel erhältlichen Kulturpilze stellen nur einen kleinen Bruchteil der Vielfalt im Reich der Pilze dar. Die Schimmelpilze zum Beispiel sind eine große Gruppe mikroskopisch kleiner Pilze, zu denen viele der wirtschaftlich wichtigen Pflanzenparasiten, allergene Arten und opportunistische Krankheitserreger von Menschen und anderen Tieren gehören. Sie zeichnen sich durch filamentöse, vegetative Zellen aus, die Hyphen genannt werden. Eine Masse von Hyphen bildet den Thallus (Vegetationskörper) des Pilzes, der aus Myzel besteht. Die phylogenetisch primitiveren Schimmelpilze (z. B. Wasserpilze, Brotschimmel und andere sporangiale —saclike𠅏orms) produzieren cenocytic Filamente (mehrkernige Zellen ohne Querwände), während die fortgeschritteneren Formen Hyphen mit Querwänden (Septen) produzieren, die sich unterteilen das Filament in einkernige und mehrkernige Kompartimente. Das Septum sorgt jedoch immer noch für die zytoplasmatische Kommunikation, einschließlich der interzellulären Migration von Kernen. Viele Pilze kommen nicht als Hyphen vor, sondern als einzellige Formen, sogenannte Hefen, die sich vegetativ durch Knospung vermehren. Einige der opportunistischen Pilzpathogene des Menschen sind dimorph, wachsen in der Natur als Myzel und im Körper als sich vegetativ vermehrende Hefe. Candida ist ein Beispiel für einen solchen dimorphen Pilz (Abb. 73-1). Es kann in vivo schnell von der Hefe- in die Hyphenphase übergehen, was teilweise zu seinem Erfolg beim Eindringen in das Wirtsgewebe beiträgt.

Abbildung 73-1

Dimorphismus in C albicans. DYC, Tochterhefezelle GT, Keimröhre H, Hypha Ph, Pseudohypha YMC, Hefemutterzelle. (X8,980) (Aus Cole, GT, Kendrick B: Biology of Conidial Fungi. Vol. 1. Academic Press, San Diego, 1981, mit Genehmigung.)

Die echten Pilze erhalten ihre Kohlenstoffverbindungen aus unbelebten organischen Substraten (Saprophyten) oder lebenden organischen Materialien (Parasiten) durch Aufnahme von Nährstoffen durch ihre Zellwand. Kleine Moleküle (z. B. einfache Zucker und Aminosäuren) sammeln sich in einem wässrigen Film um die Hyphen oder Hefen an und diffundieren einfach durch die Zellwand. Makromoleküle und unlösliche Polymere (z. B. Proteine, Glykogen, Stärke und Cellulose) müssen dagegen vorverdaut werden, bevor sie von der Pilzzelle aufgenommen werden können. Dieser Prozess beinhaltet die Freisetzung spezifischer proteolytischer, glykolytischer oder lipolytischer Enzyme aus der Hyphe oder Hefe, den extrazellulären Abbau des Substrats bzw. der Substrate und die Diffusion der Verdauungsprodukte durch die Pilzzellhülle (Abb. 73-2). Pilzpathogene sind auf diese Verdauungsenzyme angewiesen, um natürliche Wirtsbarrieren zu durchdringen.

Abbildung 73-2

(A) Extrazelluläre Verdauung und absorbierende Ernährung bei Pilzen. (B) Invasive Hyphen von C albicans in geschichtetem Epithelgewebe des Mäusemagens. (X4,250).


Pilze und Fliegenpilze

Pilze und Fliegenpilze bilden eine große Gruppe von Pilzen, die im Boden oder in verrottendem Holz leben. Ihre Myzelien breiten sich im Boden oder im Totholz aus, lösen und absorbieren die organischen Stoffe. Die Fruchtkörper von Psalliota campestris (Feldpilz) und Psalliota arvensis (Pferdepilz) sind essbar. Die Fruchtkörper von Fliegenpilzen sind meist ungenießbar oder sogar giftig.

Fruchtkörper. Unter günstigen Bedingungen verdichten sich einige der Hyphen direkt unter dem Boden und bilden einen kugelförmigen Körper, der schnell wächst und über die Oberfläche drängt. Während dieser Körper wächst, entwickelt er drei verschiedene Regionen: einen Stiel, eine Kappe und Kiemen. Zuerst ist die Kappe rundum mit dem Stiel verbunden, später bricht die Kappe durch das schnelle Wachstum von Stiel und Kappe ab und hinterlässt einen Gewebering, den Ring, rund um den Stiel.

Die Kiemen sind anfangs rosa, später dunkelbraun, und sind flache Gewebeblätter, die vom Stiel strahlenförmig ausgehen und von der Unterseite der Kappe senkrecht nach unten hängen. Zum äußeren Rand hin, wo die Kiemen weiter auseinander liegen, sind halblange und viertellange Kiemen zwischen den ganzen Kiemen eingestreut.

Die Oberfläche der Kiemen produziert Millionen von Sporen, die in die Zwischenräume zwischen den Kiemen „abgefeuert&rsquo werden und zu Boden fallen oder in Luftströmungen fortgetragen werden. Es wird angenommen, dass der Fruchtkörper dieses Pilzes während der drei oder vier Tage seines aktiven Lebens etwa eine halbe Million Sporen pro Minute freisetzt.

Jede Spore ist unter geeigneten Bedingungen in der Lage, ein Myzel zu produzieren, das schließlich zu einem Fruchtkörper heranwachsen kann.


Elektronisches Zusatzmaterial ist online unter https://doi.org/10.6084/m9.figshare.c.5001059 verfügbar.

Veröffentlicht von der Royal Society unter den Bedingungen der Creative Commons Attribution License http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/, die eine uneingeschränkte Nutzung gestattet, sofern der ursprüngliche Autor und die Quelle angegeben werden.

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Materialen und Methoden

Stämme, Medien und Wachstumsbedingungen

C. albicans und S. cerevisiae Die in dieser Studie verwendeten Stämme sind in Tabelle S1 des ergänzenden Materials aufgeführt. Sofern nicht anders angegeben, wurden die Stämme entweder in YPD (1% Hefeextrakt, 2% Bactopepton und 2% Glucose) oder GMM (2% Glucose und 6,79 g/l Hefe-Stickstoffbase) gezüchtet. Zum C. albicans Hefewachstum wurden die Zellen bei 30 °C gezüchtet und für das Hyphenwachstum wurden die Medien mit 10 % Serum ergänzt und bei 37 °C inkubiert.

Genlöschung

Gen-Deletionsmutanten wurden konstruiert durch sequentielles Deletieren der zwei Kopien eines Gens aus BWP17 (Wilson et al., 1999). Eine Gendeletionskassette wurde konstruiert, indem ein selektierbares Markergen flankiert wurde. HIS1 oder ARG4, mit AB- und CD-DNA-Fragmenten (jeweils ~400 bp), die den 5'- bzw. 3'-untranslatierten Regionen des Zielgens entsprechen. Transformanten wurden unter Verwendung geeigneter Dropout-GMM selektiert, und die korrekte Deletion wurde durch Southern-Blotting oder PCR bestätigt (Daten nicht gezeigt). Konstruieren C. albicans Stämme gelöscht von SEC3 zusammen mit CDC10 oder CDC11, ein URA3 Flipper-Kassette wurde konstruiert, indem die 4,2-kb .- URA3 Flipper (Morschhauser et al., 1999) mit den AB- und CD-DNA-Fragmenten entsprechend der 5′- und 3′-UTR von SEC3. Diese Kassette wurde verwendet, um beide Kopien von zu zerstören SEC3 aus BWP17. Dann die beiden Kopien von CDC10 oder CDC11 wurden nacheinander gelöscht mit ARG4- und SEINE-markierte Kassetten aus dem sek3Δ-Stamm (WYL33).

GFP-Tagging

Um ein Sec3p-GFP-Fusionsprotein unter der Kontrolle seines nativen Promotors zu exprimieren, wurden die C-terminalen 1965 bp von SEC3 orf wurde durch PCR amplifiziert mit KpnIch und XhoI-Stellen an 5′- bzw. 3′-Enden angefügt, gespalten mit KpnIch und XhoI und kloniert im Frame mit der GFP-Sequenz am KpnICH-XhoI-Stellen im Plasmid pCIpGFPutr (Zheng et al., 2003). Das resultierende Plasmid wurde linearisiert durch BglII bei nt 814 und transformiert in BWP17 oder WYL27. Für das N-terminale GFP-Tagging von Sec4p ist die SEC4 orf wurde PCR-amplifiziert mit ClaIch und PSTI-Stellen an 5′- bzw. 3′-Enden angefügt, gespalten mit ClaIch und PSTI und kloniert im Frame mit der GFP-Sequenz am ClaICH-PSTI-Stellen in pCIpGFPutr, was pGFP-Sec4-utr ergibt. Ein 1311-bp-Fragment von SEC4 Promotor wurde PCR-amplifiziert mit KpnIch und XhoI-Stellen an den 5′- bzw. 3′-Enden hinzugefügt, gespalten mit KpnIch und XhoIch, und geklont am KpnICH-XhoI-Stellen in pGFP-Sec4-utr. Das resultierende Plasmid wurde linearisiert durch HindIII bei nt –880 und integriert am SEC4 chromosomaler Promotor. Um Sec15p mit GFP zu markieren, wird das C-terminale 810-bp-Fragment von SEK15 orf wurde PCR-amplifiziert mit KpnIch und XhoI-Stellen an 5′- bzw. 3′-Enden angefügt, gespalten mit KpnIch und XhoI und kloniert im Frame mit der GFP-Sequenz am KpnICH-XhoI-Stellen in pCIpGFPutr. Das resultierende Plasmid wurde linearisiert durch ÖkoRV bei nt 1317 und in WYL27 und BWP17 umgewandelt. Um Cdc42p zu taggen, muss das gesamte CDC42 orf wurde PCR-amplifiziert mit ClaIch und PSTI-Stellen an 5′- bzw. 3′-Enden angefügt, gespalten mit ClaIch und PSTI, und dann im Frame mit der GFP-Sequenz am ClaICH-PSTI-Stellen im Plasmid pMet3-GFPutr (Li et al., 2005). Das resultierende Plasmid wurde linearisiert durch StuIch bei nt 204 und in WYL27 und BWP17 umgewandelt. Um Cdc3p zu taggen, muss das gesamte CDC3 orf wurde durch PCR amplifiziert mit KpnIch und XhoI-Stellen an 5′- bzw. 3′-Enden angefügt, gespalten mit KpnIch und XhoI und kloniert im Frame mit der GFP-Sequenz am KpnICH-XhoI-Stellen in pCIpGFPutr. Das resultierende Plasmid wurde linearisiert durch BglII bei nt 1227 und integriert in die Stämme BWP17 und WYL27. Um die zu konstruieren S. cerevisiae sec3Δ Rettungskonstrukt, S. cerevisiae SEC3 Promoter und das gesamte CaSEC3 orf wurden zuerst durch PCR amplifiziert und dann durch Fusions-PCR verbunden. Dieses Fusionsprodukt wurde zunächst zur Amplifikation in pGEM-Teasy (Promega) kloniert und dann durch Verdau mit . ausgeschnitten SackII und AscIch, und geklont am SackII und AscIch Seiten in der CEN Plasmid pRS316. Das resultierende Plasmid wurde in die S. cerevisiae sec3Δ Stamm NY2448.

Co-Immunpräzipitation

Zellen in 200 ml Übernachtkulturen wurden durch Zentrifugation geerntet und dann in 2 ml HEPES-Lysepuffer mit 50 mM HEPES (pH 7,5), 1 mM EDTA, 5 % Glycerin, 0,05 % Tween 20, 105 mM KCl und dem . resuspendiert und lysiert Protease-Inhibitor-Mix (Roche). Die Zellen wurden durch fünf Runden von 45-sekündigem Schlagen bei 5000 U/min aufgebrochen. in einem Micro Smash TM MS-100-Perlenbesen (TOMY Medico, Minato-ku, Japan) mit 1 Minute Kühlen auf Eis zwischen den Runden. Das Lysat wurde durch Zentrifugation bei 10.000 . geklärt g zweimal. Mit Anti-Myc-Antikörpern beschichtete Beads wurden zweimal mit 500 &mgr;l Lysepuffer gewaschen und dann mit 2 ml des geklärten Lysats 2 Stunden bei 4 °C gemischt. Nach zweimaligem Waschen mit dem Lysepuffer wurden die Kügelchen in Gelladepuffer gekocht und die gebundenen Proteine ​​wurden durch SDS-PAGE getrennt und dann durch Western-Blot-Analyse sondiert. Die Membran wurde zuerst unter leichtem Schütteln in phosphatgepufferter Kochsalzlösung mit 0,1 % Tween-20 (PBST) und 5 % fettfreier Trockenmilch für 1 Stunde bei Raumtemperatur eingetaucht, dann wurde die Membran in PBST inkubiert, das 1 % Milch und die Primärmilch enthielt Antikörper, gefolgt von Inkubation in PBST, das 1% Milch und den Meerrettich-Peroxidase-gekoppelten sekundären Antikörper enthält. Die Membran wurde unter Verwendung des ECL-Systems (Amersham) entwickelt.

Aktin- und Zellwandfärbung und Mikroskopie

Die Färbung von Kernen, Zellwand und Aktinstrukturen erfolgte wie zuvor beschrieben (Zheng et al., 2003). Zur Bildgebung wurde ein Leica DMR-Fluoreszenzmikroskop verwendet, das mit der METAMORPH-Software (Molecular Devices Corporation, Sunnyvale, CA) verbunden war.


12.16 Grundlagen der Pilzentwicklungsbiologie

Die Hauptmerkmale der Entwicklungsbiologie von Pilzen wurden von Moore (2005) als eine Reihe von Prinzipien zusammengefasst. Die Liste (unten) fasst die meisten Beobachtungen zusammen, die in der Prägenomik-Ära oben diskutiert. Es beginnt mit der Erinnerung, dass sich bei vielen Pilzen Hyphen von der vegetativen Form unterscheiden, die normalerweise ein Myzel bildet, und sich zu Geweben mit multihyphen Strukturen zusammenballen, die lineare Organe sein können, die parallele Anordnungen von Hyphen betonen, oder kugelige Massen, die die Verflechtung von Hyphen betonen, wie z als Sklerotien und Früchte der größeren Ascomycota und Basidiomycota. Die Reihe von Prinzipien, von denen die Morphogenese von Pilzen abhängen soll, von denen sich die meisten sowohl von Tieren als auch von Pflanzen unterscheiden, sind wie folgt:

  • Prinzip 1: Die grundlegende Zellbiologie von Pilzen, von der die Entwicklung abhängt, besteht darin, dass sich Hyphen nur an ihrer Spitze erstrecken und sich Querwände nur im rechten Winkel zur Längsachse der Hyphen bilden.
  • Prinzip 2: Die Morphogenese der Pilze hängt von der Platzierung der Hyphenäste ab. Die Erhöhung der Anzahl der Wachstumsspitzen durch Hyphenverzweigung entspricht der Zellproliferation bei Tieren und Pflanzen. Um sich zu vermehren, muss sich die Hyphe verzweigen, und um ein organisiertes Gewebe zu bilden, müssen die Position des Austretens der Zweige und ihre Wachstumsrichtung kontrolliert werden.
  • Prinzip 3: Die Molekularbiologie des Managements von Zell-zu-Zell-Interaktionen bei Pilzen unterscheidet sich völlig von der bei Tieren und Pflanzen. Umfassende Genomuntersuchungen ergaben keine Hinweise auf Sequenzen des Pilzgenoms, die entscheidende Tierregulatoren sind, noch auf Pflanzenkontrollsequenzen.
  • Prinzip 4: Pilzmorphogenetische Programme sind in Entwicklungsunterroutinen organisiert, die integrierte Sammlungen genetischer Informationen sind, die zu einzelnen isolierten Merkmalen des Programms beitragen. Die Ausführung aller Entwicklungsunterprogramme zum richtigen Zeitpunkt und am richtigen Ort führt zu einer normalen Struktur. Entwicklungssubroutinen sind äquivalent zu den Transkriptionsclustern, Transkriptionswellen der differentiellen Genexpression und differentiell exprimierten Gensets, die im Transkriptionsprogramm des Genoms nachgewiesen werden.
  • Prinzip 5: Da Hyphen nur an ihrer Spitze wachsen, reicht die globale Veränderung zu Tropenreaktionen aller Hyphenspitzen in einer Struktur aus, um grundlegende Fruchtkörperformen zu erzeugen.
  • Prinzip 6: über lokalisierte räumliche Skalen wird die Koordination durch eine Induktorhyphe erreicht, die das Verhalten eines umgebenden Hyphenknotens und/oder Zweiges reguliert. Diese werden Hyphenknoten genannt und haben zwei Schicksale, sie werden je nach Temperatur und Beleuchtung entweder zu Sklerotien- oder Fruchtkörperinitialen (hohe Temperatur und Dunkelheit begünstigen Sklerotienlicht und niedrigere Temperaturen begünstigen den Fruchtkörperweg).
  • Prinzip 7: Die Reaktion von Geweben auf tropische Signale und die Reaktion von Hyphenknoten auf ihre Induktorhyphen, gekoppelt mit dem Fehlen seitlicher Kontakte zwischen Pilzhyphen analog zu den Plasmodesmen, Gap Junctions und Zellfortsätzen, die benachbarte Zellen in pflanzlichen und tierischen Geweben miteinander verbinden, legen nahe, dass Die Entwicklung von Pilzen wird durch Morphogene reguliert, die hauptsächlich über die extrazelluläre Umgebung kommuniziert werden. Die Hochregulierung genomischer Transkripte in der Kategorie „extrazelluläre Matrix“ entspricht dem, was über die Bedeutung der extrazellulären Matrix für die Bildung von Hyphenknoten bekannt ist, die während ihrer Reifung und Verdichtung Flüssigkeitströpfchen ausscheiden.
  • Prinzip 8: Pilze können extreme Zelldifferenzierungen in benachbarten Hyphenkompartimenten zeigen, selbst wenn die Poren in der Querwand offen zu sein scheinen (beurteilt durch Transmissionselektronenmikroskopie).
  • Prinzip 9: Meiozyten scheinen die einzigen Hyphenzellen zu sein, die ihrem Entwicklungsschicksal verpflichtet sind. Andere hochdifferenzierte Zellen behalten die Totipotenz – die Fähigkeit, vegetative Hyphenspitzen zu erzeugen, die aus der differenzierten Zelle herauswachsen, um ein vegetatives Myzel wiederherzustellen. Die Genomanalyse zeigt, dass Pilze im Allgemeinen über zahlreiche Gene verfügen, die an der Erzeugung epigenetischer Markierungen durch DNA-Methylierung beteiligt sind.
  • Prinzip 10: Pilze tolerieren beim Erreichen einer morphogenetischen Struktur und/oder einem Differenzierungszustand erhebliche Ungenauigkeiten (= Ausdruck von Fuzzy-Logik), was dazu führt, dass selbst die anormalsten Fruchtkörper (verursacht durch Fehler in der Ausführung der Entwicklungsunterprogramme) noch in der Lage, lebensfähige Sporen zu verteilen, und schlecht (oder falsch) differenzierte Zellen, die immer noch eine nützliche Funktion erfüllen.
  • Prinzip 11: Mechanische Wechselwirkungen beeinflussen die Form und Form des gesamten Fruchtkörpers beim Aufblasen und Reifen und erzeugen oft die Form, mit der wir am besten vertraut sind.

Diese Grundsätze bilden die Kette und den Schuss der Leinwand, auf der die pilzliche Entwicklungsbiologie von den Zell- und Molekularbiologen der Prägenomik-Ära aufgebaut wurde. Jetzt ist es an der genomische Systemanalytiker den Rest der einzelnen Details der Geschichten auf diese Leinwand zu malen (Kües & Navarro-González, 2015 Kües et al., 2018 Halbwachs et al., 2016 Pelkmans et al., 2016 Hibbett et al., 2017 Stajich, 2017).

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Kapitel 12: Entwicklung und Morphogenese. Die folgenden Anhangselemente sind diesem Kapitel beigefügt: Don Emmeluths lateinische und griechische Ableitungen Zehn Möglichkeiten, einen Pilz zu machen und Genomische Systemanalyse von Pilz-Starter-Referenzen, erstellt eine 74-seitige PDF-Datei zum Preis von FÜNF US$ ($5)
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Hyphalbeitrag zur Wasseraufnahme in Mykorrhiza-Pflanzen, abhängig von der Pilzart und dem Wasserzustand

Abfliegen. de Microbiología del Suelo y Sistemas Simbióticos, Estación Experimental del Zaidín (CSIC), Apdo. 419, E-18008 Granada, Spanien.

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Abstrakt

Vesikulär-arbuskuläre Mykorrhizen können die Widerstandsfähigkeit von Pflanzen gegen Trockenheit durch eine Reihe von Mechanismen erhöhen, wie z. Ein wesentlicher Beitrag von vesikulär-arbuskulären Mykorrhiza (VAM)-Hyphen zur Wasseraufnahme wurde jedoch nicht eindeutig nachgewiesen. Ziel dieser Untersuchung war es, den Beitrag von Hyphen zweier VAM-Pilze zur Wasseraufnahme und zum Wassertransport durch die Wirtspflanze zu untersuchen. Kopfsalat (Lactuca sativa L.) wurden Pflanzen in einem durch ein Sieb in zwei Kammern geteilten Behälter gezüchtet. Eine war von Wurzeln besetzt, die andere nur von VAM-Hyphen, die der Schirm passieren ließ. Wurzeln wurden von den VAM-Pilzen besiedelt Glomus Deserticola oder Glomus fasciculatum, oder wurden ungeimpft gelassen, aber P-ergänzt. Wasser wurde dem Hyphenkompartiment in einem Abstand von 10 cm vom Sieb (Wurzel) zugeführt. CO2 Austauschrate, Wassernutzungseffizienz, Transpiration, Stomataleitfähigkeit und photosynthetische Phosphornutzungseffizienz von VAM- oder P-modifizierten Kontrollpflanzen wurden auf drei Ebenen der Wasseranwendung im Hyphenkompartiment bewertet. Die Ergebnisse zeigen, dass ein Großteil des Wassers von den Hyphen in VAM-Pflanzen aufgenommen wurde. VAM-Pflanzen, die Zugang zum Hyphenkompartiment hatten, hatten höhere Wasser- und Nährstoffgehalte. G. deserticola funktionierte effizient unter Wasserlimitierung und Myzel aus G. fasciculatum-kolonisierte Pflanzen reagierten sehr empfindlich auf Wasser im Medium. Diese Diskrepanz im VAM-Verhalten spiegelt die verschiedenen Fähigkeiten jedes Pilzes entsprechend dem Bodenwasserstand wider. Unterschiedliche Fähigkeiten spezifischer Myzelien wurden auch in Bezug auf Ernährungs- und Blattgasaustauschparameter ausgedrückt. G. fasciculatum führte zu einer signifikanten Steigerung der Nettophotosynthese und der Wassernutzungseffizienz im Vergleich zu G. deserticola und P-gedüngte Pflanzen. Im Gegensatz dazu ist die G. deserticola Die Behandlung war am effizientesten und beeinflußte die N-, P- und K-Ernährung, die Blattleitfähigkeit und die Transpiration. Da keine Unterschiede in der intra- und extraradikalen Hyphenausdehnung der beiden Endophyten gefunden wurden, zeigen die Ergebnisse, dass Mykorrhiza-Hyphen Wasser aufnehmen können und sowohl das Verhalten dieser beiden VAM-Pilze als auch die beteiligten Mechanismen erheblich variieren in ihren Auswirkungen auf die Wasserverhältnisse der Pflanzen.


21st Century Guidebook to Fungi, ZWEITE AUSGABE, von David Moore, Geoffrey D. Robson und Anthony P. J. Trinci

Bei filamentösen Pilzen findet keine Zelltrennung statt, dennoch ist es möglich, Ereignisse während des Pilzwachstums als analog zu denen zu interpretieren, die die Duplizierungszyklus von einzelligen Organismen. Die wichtigsten morphologischen Ereignisse im Duplikationszyklus in Aspergillus nidulans sind wie folgt (Abb. 14) (Fiddy & Trinci, 1976):

  • Als letzter Schritt im vorherigen Zyklus wird das apikale Kompartiment durch die Bildung von zwei bis sechs . auf etwa die Hälfte seiner ursprünglichen Länge reduziert septen (Querwände) an der Rückseite des Fachs.
  • Das neu gebildete apikale Kompartiment nimmt weiterhin linear zu und die Kerne wandern etwas langsamer zur Hyphenspitze.
  • Das Zytoplasmavolumen pro Kern nimmt zu, bis in einem kritischen Verhältnis die Kerne mehr oder weniger synchron zur Teilung angeregt werden (eine einzelne Mitose dauert 5 Minuten, und die Mitose aller 50 Kerne, die in der durchschnittlichen apikalen Zelle gefunden werden, dauert etwa 12 Minuten.) Fach von A. nidulans.
  • Auf die Mitose folgt während der letzten 7% des Duplikationszyklus die Bildung von zwei bis sechs Septen im hinteren Teil des apikalen Kompartiments, wodurch seine Länge um die Hälfte reduziert wird.

Die Dauer von a Duplizierungszyklus in apikalen Kompartimenten führender Hyphen von Ein Spergillus nidulans (2,1 Stunden) ist identisch mit der Verdopplungszeit des Organismus in Flüssigkultur ein weiterer Hinweis darauf, dass die Ausdehnung der apikalen Kompartimente unbeschränkt ist. In der Natur, Ein Spergillus nidulans hat etwa 50 Kerne in jedem apikalen Kompartiment, aber Duplikationszyklen dieser Art wurden in apikalen Kompartimenten führender Hyphen von Arten beschrieben, die monokaryotisch (ein Kern pro Kompartiment), dikaryotisch (zwei Kerne pro Kompartiment) und mehrkernig (bis zu etwa 75 Kerne pro Kompartiment).

Die Anzeichen sind, dass synchrone Mitose in apikalen Hyphenkompartimenten führender Hyphen wird durch a . reguliert Größenerkennungsmechanismus ähnlich wie bei der Spalthefe Schizosaccharomyces pombe, wobei die Mitose ausgelöst wird, wenn das Verhältnis [zytoplasmatisches Volumen]:[Anzahl der Kerne] einen kritischen Wert überschreitet.

Ein wichtiger Kontrastpunkt between the duplication cycle of fungi and those of animals and plants is that in fungi there is no necessary quantitative or spatial relationship between division of the nuclei and division of the cytoplasm by cross-wall formation (septation). Contrast the diagram in Fig. 14 with the situation in an animal cell in which einer mother cell is divided into zwei mitotic daughters by a cleavage furrow across the equator of the division spindle and with that in a plant cell in which einer mother cell is divided into zwei mitotic daughters by a new cell wall (cell plate) appearing across the equator of the division spindle. In contrast, mitoses of the 50 nuclei in the average apical compartment of A spergillus nidulans sind nicht accompanied by formation of 50 septa. There is, of course, a temporal relationship between karyokinesis und Zytokinese in fungi (septation occurring towards the end of the duplication cycle) but there is Nein strict arithmetical relationship of the sort ‘one division spindle = one septum’.


Non-Septate Hyphae

These types of hyphae are also called aseptate or coenocytic. They represent a more primitive form of fungi and are the ancient ancestors of septate hyphae. Fungi of the genus Mucor and the division Zygomycetes are non-septate. Non-septate hyphae do have some septa, but they are found only at the branching points. If there were no septa at all, the entire fungus would be at risk of compromise if even one hypha were damaged.


The drawings above illustrate hyphae with septa (A) and without (B).