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6.2: Altersbedingte Veränderungen des Skelettmuskelsystems - Biologie

6.2: Altersbedingte Veränderungen des Skelettmuskelsystems - Biologie


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Mit zunehmendem Alter nimmt die Masse der Skelettmuskulatur im ganzen Körper ab. Richtige Ernährung und Bewegung können den Verlust von Muskelzellen verlangsamen, aber auch Vererbung scheint ein Faktor zu sein.

Mit dem Verlust der Skelettmuskelmasse geht der Verlust der Skelettmuskelkraft einher. Bei den meisten Menschen kommt es bis zum Alter von 70 Jahren nur zu einer Verringerung der Kraft von zehn bis zwanzig Prozent. Nach dem siebzigsten Lebensjahr kann die Abnahme der Kraft auf fünfzig Prozent ansteigen.


Muskelechogenität und Veränderungen im Zusammenhang mit Alter und Body-Mass-Index

Einführung: Im Alter gehen Muskelfasern verloren und werden durch Fett- und Fasergewebeinfiltration ersetzt. Dieser Prozess verringert die Muskelqualität und beeinflusst im Laufe der Zeit das Erscheinungsbild des Gewebes auf Ultraschallbildern. Erhöhte Muskel-"Echogenität" stellt Veränderungen dar, die durch Fett- und Fasergewebeinfiltration verursacht werden und kann mit neu entwickelter Software quantifiziert werden.

Zielsetzung: Um die Skelettmuskelqualität durch Echogenität zu untersuchen, wurden Schätzungen anhand des Body-Mass-Index (BMI) und des Alters der Teilnehmer vorgenommen.

Methoden: Dies war eine Querschnittsstudie, die am Pennington Biomedical Research Center, Baton Rouge, Louisiana, mit 117 Teilnehmern (57 Männer und 60 Frauen) mit einem Durchschnittsalter (±SD) 38,9 ± 17,0 Jahre und einem BMI von 28,6 ± 6,2 kg/m² durchgeführt wurde. Alle Teilnehmer wurden mit Ultraschall (LOGIQ GE Healthcare) unter Verwendung eines 5,0-MHz-Linearwandlers untersucht. Bei den Teilnehmern wurde die Muskeldicke durch Ultraschall an 4 anatomischen Stellen gemessen (Bizeps und Trizeps brachialis, Oberschenkelquadrizeps und Wadentrizeps). Die Echogenität wurde mit einer speziellen Software (Pixel Health) analysiert, die das Bild in Graustufen bewertete.

Ergebnisse: Laut BMI waren 41 % der Teilnehmer fettleibig. Es gab eine positive Korrelation zwischen dem Alter und der Echogenität der Oberschenkelmuskulatur (rP = 0,534, P < 0,0001) und eine negative Korrelation zwischen Oberschenkel-Muskel-Echogenität und Dicke (rP = –0,395, P <.0001). Bei Teilnehmern mit Übergewicht und Adipositas im Alter von 50 Jahren oder älter wurde eine hohe Muskelechogenität festgestellt (P < 0,05).

Abschluss: Höheres Alter und ein höherer BMI waren mit stärkeren Echogenitätssignalen und geringerer Muskeldicke verbunden. Menschen mit Übergewicht, Fettleibigkeit und/oder über 50 Jahren haben eine reduzierte Muskelqualität bei geringerer Muskeldicke, wie mit Ultraschall beobachtet.

Schlüsselwörter: Körperzusammensetzung Echogenität ältere Menschen Muskel Adipositas Ultraschall.


Abstrakt

Das Altern ist mit einer verringerten Knochenmasse und einer Ansammlung von Knochenmark-Adipozyten verbunden. Sowohl knochenbildende Osteoblastenzellen als auch Knochenmarkadipozyten stammen aus einer Stammzellpopulation innerhalb des Knochenmarkstromas, die als stromale (skelettartige oder mesenchymale) Stammzellen des Knochenmarks (BMSC) bezeichnet wird. In der vorliegenden Übersichtsarbeit geben wir auf der Grundlage der aktuellen Literatur einen Überblick über die physiologischen Alterungsprozesse, die Veränderungen in der Zuordnung der BMSC-Linien, eine Verbesserung der Adipozyten- und Osteoblastendifferenzierung verursachen, die zu einer allmählichen Erschöpfung des regenerativen Potenzials von Stammzellen und zu Knochendefekten führen Gewebehomöostase und Stoffwechsel. Wir diskutieren Strategien, um den „jugendlichen“ Zustand von BMSC zu erhalten, die altersbedingte Adipositas des Knochenmarks zu reduzieren und den insgesamt negativen Auswirkungen des Alterns auf das Knochengewebe entgegenzuwirken mit dem Ziel, die Knochenbrüchigkeit und das Risiko von Frakturen zu verringern.


Auswirkungen des Alterns auf den Bewegungsapparat

Ab etwa dem 30. Lebensjahr nimmt die Knochendichte bei Männern und Frauen ab. Dieser Verlust der Knochendichte beschleunigt sich bei Frauen nach der Menopause. Dadurch werden die Knochen brüchiger und brechen eher (siehe Osteoporose), insbesondere im Alter.

Mit zunehmendem Alter sind die Gelenke von Knorpel- und Bindegewebeveränderungen betroffen. Der Knorpel in einem Gelenk wird dünner und Bestandteile des Knorpels (die Proteoglykane – Substanzen, die helfen, die Widerstandsfähigkeit des Knorpels bereitzustellen) werden verändert, was das Gelenk weniger belastbar und anfälliger für Schäden machen kann. So gleiten bei manchen Menschen die Gelenkflächen nicht mehr so ​​gut übereinander wie früher. Dieser Prozess kann zu Arthrose führen. Außerdem werden die Gelenke steifer, weil das Bindegewebe innerhalb von Bändern und Sehnen steifer und brüchiger wird. Diese Änderung schränkt auch den Bewegungsbereich der Gelenke ein.

Muskelschwund (Sarkopenie) ist ein Prozess, der etwa im Alter von 30 Jahren beginnt und das ganze Leben lang fortschreitet. Dabei nehmen die Menge an Muskelgewebe und die Anzahl und Größe der Muskelfasern allmählich ab. Die Folge der Sarkopenie ist ein allmählicher Verlust von Muskelmasse und Muskelkraft. Dieser leichte Verlust der Muskelkraft belastet bestimmte Gelenke (wie die Knie) stärker und kann eine Person für Arthritis oder Stürze anfällig machen. Glücklicherweise kann der Verlust an Muskelmasse und Kraft durch ein regelmäßiges Trainingsprogramm teilweise ausgeglichen oder zumindest deutlich verzögert werden.

Auch die Arten der Muskelfasern werden durch das Altern beeinflusst. Die Zahl der Muskelfasern, die sich schneller zusammenziehen, nimmt viel stärker ab als die Zahl der Muskelfasern, die sich langsamer zusammenziehen. Dadurch können sich die Muskeln im Alter nicht mehr so ​​schnell zusammenziehen.


URSACHEN VON SARCOPENIE

Es wird allgemein angenommen, dass die Ursache der Sarkopenie multifaktoriell ist, wobei Umweltursachen, Krankheitsauslöser, Aktivierung von Entzündungswegen, mitochondriale Anomalien, Verlust von neuromuskulären Verbindungen, reduzierte Satellitenzellzahlen und hormonelle Veränderungen alle vermutlich dazu beitragen ( 1 ). Zusätzlich zu diesen Ursachen haben die jüngsten Fortschritte im Verständnis der molekularen Signalwege, die zur Erhaltung der Skelettmuskulatur beitragen, dazu beigetragen, Gewebewachstumsfaktor (TGF)-β-Signalgebung, Apoptose-Aktivierung und Abnahme der mitochondrialen Funktion als potenziell wichtig für die Auslösung hervorzuheben Sarkopenie, wie unten genauer beschrieben.

Multifaktorielle Ursache der Sarkopenie. Die Ovale stellen Domänen dar, von denen bekannt ist, dass sie die Aufrechterhaltung der Skelettmuskelkraft und -masse in alternden Organismen beeinflussen.

Umweltbedingte Ursachen werden normalerweise in eine Abnahme der Aktivität und eine Abnahme der Nahrungsaufnahme unterteilt. Ältere Erwachsene sind weniger aktiv, zum Teil aufgrund der erhöhten chronischen Krankheitslast, die zu Schmerzen und Müdigkeit führt [20]. Darüber hinaus tragen ein Rückgang der ausreichenden Protein- und Kalorienzufuhr sowie eine Überernährung, die zu sarkopenischer Fettleibigkeit und einem beschleunigten Verlust von Muskelmasse und -funktion führt, wesentlich zur Sarkopenie bei älteren Erwachsenen bei [14▪,21]. Zusammengenommen werden diese Umwelteinflüsse einer multifaktoriellen, altersbedingten Veränderung der Biologie überlagert, die zu einem Rückgang der Skelettmuskelmasse und -kraft führt, wie unten beschrieben.

Erstens wird angenommen, dass die Abnahme der Anzahl der neuromuskulären Verbindungen mit dem daraus resultierenden Abfall von schnell kontrahierenden oder Typ-II-Muskelfasern eine wichtige Rolle beim altersbedingten Muskelabbau spielt [22]. Jüngste Studien an älteren weiblichen Mäusen haben eine bemerkenswerte Zunahme des Prozentsatzes vollständig denervierter neuromuskulärer Verbindungen gezeigt, insbesondere in den schnell zuckenden Muskelfasern wie dem Extensor digitorum longus [23▪]. Interessanterweise ist die Anzahl der Motoneuronen im Rückenmark, die diesen Bereich innervieren, nicht verringert, was darauf hindeutet, dass es sich eher um eine axonale Abnahme als um eine Veränderung des Nervenkörpers an sich handelt. Aufgrund der potentiellen Bedeutung dieses Verlustes für die Entwicklung einer Sarkopenie beim Menschen wurde eine möglicherweise wichtige neue diagnostische Screening-Messung, das C-terminale Agrin-Fragment, als Marker für den Rückgang der neuromuskulären Verbindung bei älteren Männern identifiziert [24]. Zweitens trägt ein Rückgang der Hormone, die für die Aufrechterhaltung der Muskelmasse wichtig sind, einschließlich des insulinähnlichen Wachstumsfaktors 1, Dehydroepiandrosteronsulfat, Testosteron und Östrogen, wahrscheinlich zur Sarkopenie bei [25,26]. Diese Pfade bieten auch wichtige potenzielle Möglichkeiten für Interventionen [27]. Drittens ist bekannt, dass die Aktivierung des Entzündungsweges, wahrscheinlich aufgrund einer Vielzahl von Krankheits- und Alterungsursachen, einen wichtigen Beitrag zur Sarkopenie leistet [28]. Eine Studie [29] über die Serumspiegel des entzündlichen Zytokins Interleukin-6 und seine Beziehung zur Muskelkraft bei älteren Frauen zeigte einen stärkeren Rückgang der Gehfähigkeit, ein höheres Risiko für die Entwicklung einer körperlichen Behinderung, teilweise erklärt durch einen parallelen Rückgang der Skelettmuskulatur Stärke. Dies kann teilweise auf den wichtigen Einfluss einer chronischen inflammatorischen Zytokin-Exposition auf Satellitenzellen in Muskelfasern zurückzuführen sein. Der Beitrag einer Entzündung bei älteren Erwachsenen kann aus mehreren Quellen stammen. Sicherlich gehören chronische Krankheitszustände zu den häufigsten Auslösern der Aktivierung von Entzündungswegen. Viele entzündlich-rheumatische Erkrankungen wie systemischer Lupus erythematodes und RA werden mit Muskelschwund in Verbindung gebracht, von dem angenommen wird, dass er mit der chronischen Aktivierung von Entzündungswegen zusammenhängt, die wiederum die Muskelregeneration negativ beeinflussen [30▪]. Viele andere chronische Erkrankungen, einschließlich Nierenversagen und kongestiver Herzinsuffizienz, beschleunigen wahrscheinlich die Entwicklung einer Sarkopenie durch die Zunahme von Entzündungsmediatoren [31].

Schließlich wird der altersbedingte Verlust der Fähigkeit, die Skelettmuskulatur wieder aufzufüllen und zu ersetzen, immer deutlicher. Skelettmuskelstammzellen, die für die Regeneration der Skelettmuskulatur bei älteren und jüngeren Erwachsenen von entscheidender Bedeutung sind, scheinen bei älteren Erwachsenen dadurch beeinträchtigt zu sein, dass sie viel langsamer wandern als jüngere Zellen, und ihre Motilität wird möglicherweise teilweise durch niedrige Konzentrationen von behindert Integrin-Expression [32▪▪].

Neuere molekulare Erkenntnisse im Zusammenhang mit Sarkopenie

Den oben beschriebenen eher physiologischen Ursachen liegen eine Vielzahl alters- und krankheitsbedingter biologischer Veränderungen zugrunde, die die Anfälligkeit älterer Erwachsener für die Entwicklung einer Sarkopenie erhöhen [16▪]. Einige wichtige neue Studien haben dazu beigetragen, die altersbedingten molekularen Auslöser der Sarkopenie zu beleuchten. Die mitochondriale Funktion und mitochondriale Biogenese scheinen in der Skelettmuskulatur älterer Erwachsener verändert zu sein, was wiederum zu einer veränderten Skelettmuskelmasse und -funktion beitragen kann [33▪▪]. Kürzlich wurde festgestellt, dass altersbedingte Veränderungen im Angiotensin-System eine entscheidende Rolle bei der Heilung der Skelettmuskulatur und bei der Atrophie der Skelettmuskulatur spielen [34▪▪]. Wichtig ist, dass in derselben Studie der Angiotensin-Typ-1-Rezeptorblocker Losartan dazu beiträgt, die Heilung der Skelettmuskulatur zu beschleunigen und eine Atrophie durch Nichtgebrauch bei behandelten älteren Mäusen zu verhindern, wahrscheinlich als Reaktion auf die Herunterregulierung der TGF-β-Wege. Es wurde auch gezeigt, dass Losartan die Anzahl der Angiotensin-Typ-2-Rezeptoren in den Mitochondrien älterer Mäuse erhöht, was wiederum einen Teil der verbesserten Skelettmuskelheilung erklärt, die bei älteren mit Losartan behandelten Mäusen beobachtet wurde [35▪]. Apoptose oder programmierter Zelltod kann auch eine wichtige Rolle bei der Entwicklung der Sarkopenie spielen. Vorläufige Studien zu Proteinen, die mit Apoptose assoziiert sind, zeigten eine Hochregulation bei älteren Erwachsenen mit Unterschenkelmuskelvolumen und langsamerer Ganggeschwindigkeit, was darauf hindeutet, dass Apoptose zu diesem Muskelabbau beitragen kann. Der Apoptose-induzierende Faktor, der normalerweise im intermitochondrialen Membranraum lokalisiert ist, wurde kürzlich gefunden, um Skelettmuskelvorläufer oder Satellitenzellen vor Apoptose zu schützen, solange er nicht in das Zytoplasma der Zellen freigesetzt wurde [36]. Schließlich deuten neuere Beweise darauf hin, dass eine veränderte transkriptionelle Regulation von mRNA und Translation von Proteinen Proteine, die für die Myogenese wichtig sind, negativ beeinflusst, einschließlich Pax 7, Myogenin und MyoD [37].

Interventionen bei Sarkopenie

Obwohl beim Verständnis der multifaktoriellen Ursachen der Sarkopenie erhebliche Fortschritte erzielt wurden, konzentrierten sich die meisten Interventionen auf die Verbesserung der umweltbedingten Ursachen der Sarkopenie, nämlich durch Steigerung der Aktivität und Bereitstellung einer angemessenen Ernährung. Angesichts der hohen Prävalenz der Sarkopenie und des engen Zusammenhangs mit Müdigkeit, Funktionsverlust und chronischen Erkrankungen wurde die Entwicklung von Interventionen von Pharmaunternehmen und Forschern als ein entscheidend wichtiges Ziel für Interventionen bei älteren Erwachsenen angepriesen [38]. Obwohl eine groß angelegte klinische Studie, die auf die Prävention oder Behandlung von Sarkopenie an sich abzielt, nicht versucht wurde, haben viele Studien indirekt auf Sarkopenie abzielt, indem sie altersbedingte Beeinträchtigungen der körperlichen Funktion als Ergebnis verwendet haben. Ergebnisse klinischer Interventionsstudien bei den ältesten und gebrechlichsten Pflegeheimbewohnern haben eine signifikante funktionelle Verbesserung durch eine Kombination aus Ernährung und Widerstandstraining gezeigt [39]. Jüngste klinische Studien zeigen dies weiterhin mit signifikanten Anstiegen der Muskelproteinsynthese bei älteren Erwachsenen, die körperliche Aktivität und Ernährung erhalten [40▪]. Andere Gruppen verfeinern weiterhin die beste Trainingsmethode zur Behandlung oder Vorbeugung von Sarkopenie [10,16▪,41]. Diese Interventionen scheinen die Dysfunktion von Satellitenzellen, den Rückgang der neuromuskulären Verbindungen und die mitochondriale Biogenese positiv zu beeinflussen. Obwohl bereits endokrine Interventionen entwickelt wurden, die auf Muskelfunktion und -kraft abzielen, haben, wenn überhaupt, nur wenige Wirksamkeit gezeigt [26]. Zukünftige pharmazeutische Interventionen bei Sarkopenie werden wahrscheinlich auch auf sehr spezifische molekulare Signalwege wie das Angiotensin-System, die Apoptose und die mitochondriale Funktion abzielen.

Um die nächste Generation von Studien zur Sarkopenie per se zu entwickeln, wird es wichtig sein, eine Konsensdefinition zu entwickeln, die für eine Reihe von Studien und Populationen verwendet werden kann, um die Sicherheit und Wirksamkeit von Sarkopenie zu bestimmen. Die Internationale Arbeitsgruppe für Sarkopenie hat Empfehlungen zum Design von klinischen Phase-IIB-Studien entwickelt und warnt davor, dass geeignete Muskelmasse- und Körperfunktionsmessungen zusammen mit ausreichenden Zeiträumen erforderlich sind, um jede vorgeschlagene pharmazeutische Intervention angemessen zu testen [42]. Die EWGSOP empfiehlt außerdem nachdrücklich, dass in jeder klinischen Definition Messungen der Muskelmasse, Muskelkraft und/oder der funktionellen Leistung verwendet werden [19], was die Operationalisierung und Validierung einer diagnostischen Screening-Methodik für Sarkopenie erleichtern wird, die in vielen Populationen reproduziert werden kann , in klinischen Studien eingesetzt und in die Praxis der Altersmedizin integriert.


Methoden

Tiere, Wohn- und Studiendesign

Männliche Dunkin Hartley Meerschweinchen (N =�) wurden im Alter von 6 Wochen von Charles Rivers, UK bezogen. Die Tiere wurden in großen Buchten (4 m x 8 m) mit freiem Zugang zu Standard-Meerschweinchenfutter (Purina, UK) und Wasser in Gruppen gehalten. Im Alter von 2, 3, 5 und 7  Monaten wurden sechs Tiere basierend auf ihrer Nähe zum Mediangewicht der Kohorte ausgewählt und wie unten beschrieben euthanasiert. Alle Tierverfahren wurden von der University of Nottingham ethisch genehmigt und in voller Übereinstimmung mit dem Animals (Scientific Procedures) Act von 1986 durchgeführt.

Termination und Histopathologie

Die Tiere wurden durch intraperitoneale Injektion von Pentobarbital-Natrium euthanasiert und der Tod wurde durch zervikale Dislokation bestätigt. Kniegelenke wurden für die histopathologische Analyse erhalten, indem ein Schnitt mit voller Dicke 2਌m oberhalb und unterhalb der Patella vorgenommen wurde. Die Fugen wurden mit Formalin fixiert und in 10 % Ameisensäure vor der Verarbeitung durch routinemäßige vakuumunterstützte Wachsinfiltration entkalkt. Mit Toluidinblau gefärbte koronale Stufenschnitte wurden in Abständen von 300 μm hergestellt und mit einem histologischen Bewertungssystem bewertet, das für Meerschweinchenproben optimiert und validiert wurde [35]. Pathologische Merkmale an jedem Kondylus wurden kombiniert, um einen femoralen, tibialen und kombinierten OA-Score zu berechnen. Der Beobachter war in allen Fällen sowohl hinsichtlich der Tierzahl als auch des Alters verblindet.

Bioproben

Ganze bilaterale Quadrizepsmuskelproben, einschließlich des Rectus femoris, wurden seziert, gewogen und sofort in mit flüssigem Stickstoff gekühltem Isopentan schockgefroren. Es wurde darauf geachtet, dass kein Fettgewebe oder zusätzliche Muskeln eingeschlossen wurden, insbesondere die Tensor fasciae latae und der Sartorius, die sich innerhalb des präparierten Bereichs befinden. Vollblut wurde über Herzpunktion in Gerinnsel-Aktivatorröhrchen (Sarstedt) gezogen und Serum wurde durch Zentrifugation gewonnen. Das gesamte Serum wurde vor der Analyse bei �ଌ aufbewahrt.

Extraktion der Gesamt-RNA

Gesamt-RNA wurde aus 100 mg Probe unter Verwendung von TRIzol Regent (Invitrogen) gemäß Standardverfahren extrahiert. Kontaminierende genomische DNA wurde durch RQ RNase-Free DNase I Digestion (Promega) gemäß den Standardanweisungen des Herstellers entfernt. Die resultierende Gesamt-RNA wurde in molekularbiologischem Wasser (Promega) resuspendiert. Die gesamte RNA wurde vor der Verwendung bei �ଌ gelagert.

Reverse Transkription

Komplementäre DNA des ersten Strangs (cDNA) wurde von 1 μg Gesamt-RNA unter Verwendung von zufälligen Hexameren und Moloney-Maus-Leukämievirus-Reverse-Transkriptase (MMLV) in einem Endvolumen von 25-μL, wie vom Hersteller (Promega) beschrieben, revers transkribiert.

Primer-Design

Zuvor veröffentlichte Oligonukleotidprimer [36] wurden von MWG Eurofins Operon bezogen (Tabelle  1 ).

Quantitative PCR

Quantitative PCR-Reaktionen wurden dreifach mit 5 μL cDNA in SYBR 1 Mastermix (Roche), 0,25 mM Vorwärts- und Rückwärtsprimern in einem Endvolumen von 15 μL durchgeführt. Die Zyklusparameter waren 95ଌ für 5 Minuten vor 35 Zyklen von 10 Sekunden bei 95ଌ, 10 Sekunden bei 55ଌ und 30 Sekunden bei 72ଌ. Die Einzelsignalerfassung wurde auf 72ଌ eingestellt. Alle Reaktionen wurden auf einer 384-Well-Mikrotiterplatte auf einem LightCycler LC480 (Roche), konfiguriert für die SYBR-Grün-Bestimmung, wie von den Herstellern angegeben, durchgeführt. Die Schmelzkurvenanalyse wurde am Ende jedes abgeschlossenen Analyselaufs durchgeführt, um sicherzustellen, dass nur das spezifische Produkt amplifiziert wurde. Alle quantitativen PCR-Daten wurden auf die gesamte Erststrang-cDNA-Konzentration nach reverser Transkription unter Verwendung von OliGreen (Invitrogen) normalisiert.

Serum CTX II-Beurteilung

Die Serum-CTX II-Konzentration wurde durch einen validierten Enzymimmunoassay bestimmt, der einen monoklonalen Antikörper enthält, der für das Neo-Epitop spezifisch ist, das gebildet wird, wenn Kollagen Typ II abgebaut wird, um CTX II zu bilden (Serum Cartilaps, IDS, USA). Die Proben wurden gemäß den Anweisungen des Herstellers unter Verwendung von 25 μL Meerschweinchenserum gegen Standards verarbeitet, die aus Ratten-CTX II mit bekannten Konzentrationen (0�.6 pg/ml) hergestellt wurden. Alle Proben wurden doppelt analysiert und ein Variationskoeffizient von υ % wurde als akzeptabel erachtet.

Stoffwechselpotenzial der Skelettmuskulatur

Die Enzymaktivitäten der Isocitratdehydrogenase (ICDH) und Laktatdehydrogenase (LDH) wurden als Index des oxidativen (aeroben) Stoffwechsels bzw. des glykolytischen (anaeroben) Stoffwechsels gemessen. Beide Enzymaktivitäten wurden nach der Originalmethode von Brandstetter, 1998 [56] gemessen.

Serum nach Aktivierung reguliert, normale T-Zellen exprimiert und sezerniert (RANTES) Bewertung

Die RANTES-Expression im Serum wurde durch einen fluoreszierenden Enzyme-linked Immunosorbent Assay (ELISA) (BioRad) bestimmt. Serumproben von allen Meerschweinchen wurden wie vom Hersteller empfohlen gegen eine Reihe von Rattenzytokinstandards (0𠄳.200 pg/ml) und eine Probenverdünnung von 1:3 analysiert, wobei insgesamt 30 μL verwendet wurden Seren. Alle Proben wurden dreifach analysiert (Bio-Plex 200), wobei ein Variationskoeffizient von υ % als akzeptabel erachtet wurde.

Statistische Analyse

Alle Daten werden als Mittelwert ± Standardfehler des Mittelwerts (SEM) gemeldet, sofern nicht anders angegeben. Vergleiche zwischen mehreren Gruppen wurden durch Varianzanalyse (ANOVA) mit GraphPad Software V5.0 (Prism) mit Dunnett’s Post-hoc-Test (Vergleich aller experimentellen Gruppen mit der 2 Monatsgruppe) durchgeführt, wobei P π.05.


Einige neuere Erkenntnisse

  • CT-Beurteilung des Timings für die Ossifikation der medialen Klavikulaepiphyseΐ] "Das Schlüsselbein ist der erste Knochen, der im sich entwickelnden Embryo verknöchert und der letzte, der die epiphysäre Vereinigung abschließt. Es ist die letztere anhaltende Wachstumsphase, die das Interesse von Skelettbiologen und Forensikern gleichermaßen geweckt hat, die kollektiv erkennen die wichtige Gelegenheit, die dieser Knochen bietet, das Skelettalter über die Lebensspanne vor der Geburt bis zum frühen Erwachsenen abzuschätzen. Die aktuelle Forschung ist hauptsächlich darauf ausgerichtet, die Anwendbarkeit der Fusion in der medialen Epiphyse zu bewerten, insbesondere zur Bestimmung des Alters der Volljährigkeit bei Lebenden. . Es wird eine Übergangsanalyse verwendet um Altersspannen zu berechnen und das Durchschnittsalter für den Übergang zwischen einem unfusionierten, fusionierten und fusionierten Status zu bestimmen ist 21,92 (männlich) und 21,47 (weiblich)."
  • Verknöcherung der Wirbelsäule bei menschlichen Föten: histologische und computertomographische UntersuchungenΑ] „Über den Zeitpunkt des Einsetzens und Fortschreitens der Wirbelsäulenverknöcherung herrscht in der Literatur keine Einigkeit. Histologische und röntgenologische Untersuchungen wurden an 27 menschlichen Föten im Alter von 9 bis 21 Wochen durchgeführt.Es wurde festgestellt, dass die Verknöcherung der Wirbel bei Föten im Alter von 10 und 11 Wochen beginnt. Ossifikationszentren treten zuerst für Neuralarchen in den Hals- und oberen Brustwirbeln auf und durch die Ende der 11. Woche sind sie in allen thorakalen und lumbalen Neuralbögen vorhanden Beim Wirbelzentrafetus von 10 Wochen wurden Verknöcherungen in den unteren 7 Brust- und ersten Lendenwirbeln gefunden , alle thorakalen, alle lumbalen und 4 sakralen Wirbelzentren." Computertomographie
  • Ein bildbasiertes Skelettgewebemodell für das ICRP-ReferenzneugeboreneEs wurde festgestellt, dass die Verteilungen des aktiven Knochenmarks in vernünftiger Übereinstimmung mit den zuvor von der ICRP angegebenen übereinstimmen. Es wurden jedoch signifikante Unterschiede in der Gesamtskelett- und ortsspezifischen Masse des trabekulären und kortikalen Knochens zwischen dem aktuellen und dem ICRP-Neugeborenenskelett festgestellt Letztere verwendet ein altersunabhängiges Verhältnis von 80 %/20 % kortikaler und trabekulärer Knochen für das Referenzneugeborene. In der aktuellen Studie wird ein Verhältnis von eher 40 %/60 % basierend auf Neugeborenen-CT und Mikro-CT verwendet Skelettbildanalysen. Diese Veränderungen der mineralischen Knochenzusammensetzung können erhebliche dosimetrische Auswirkungen haben, wenn man eine lokalisierte Knochenmarkdosimetrie für Radionuklide in Betracht zieht, die auf mineralischen Knochen beim Neugeborenen abzielen."

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Methoden

Themen

An dieser Studie nahmen 38 nicht adipöse Probanden (8 Männer und 10 Frauen im Alter zwischen 25 und 45 Jahren und 10 Männer und 10 Frauen im Alter zwischen 65 und 85 Jahren) teil. Es wurden bereits Daten von 8 jungen Männern und 8 jungen Frauen berichtet [11]. Keiner der Probanden übte regelmäßige körperliche Aktivitäten aus (d. h. er trieb 𢙁.5 h·wk -1 ) oder nahm Medikamente (einschließlich hormoneller Kontrazeptiva oder Hormonersatztherapie) ein, und keiner berichtete über übermäßigen Alkoholkonsum oder den Konsum von Tabakwaren. Alle Probanden wurden nach Abschluss einer umfassenden medizinischen Untersuchung, die eine Anamnese und körperliche Untersuchung, Standard-Bluttests und einen oralen Glukose-Toleranztest (75 g) umfasste, als gesund eingestuft (Tabelle ​ (Tabelle1). 1 ) . Von allen Probanden wurde vor ihrer Teilnahme an der Studie eine schriftliche Einverständniserklärung eingeholt, die vom Human Research Protection Office der Washington University School of Medicine in St. Louis, MO, genehmigt wurde.

Tabelle 1

Probanden’ anthropometrische und grundlegende metabolische Merkmale zum Zeitpunkt des Screenings

 MÄNNERFRAUENANOVA
JungAltJungAltSexAlterInteraktion
Alter Jahre) 40 ±𠂒 69 ±𠂑 37 ±𠂒 73 ±𠂒 0.84 π.001 0.10
Körpermasse (kg) 81 ±𠂔 81 ±𠂓 69 ±𠂒 61 ±𠂔 π.001 0.22 0.25
Body-Mass-Index (kg/m 2 ) 26.5 ±𠂑.0 25,9 ±𠂐,8 25,0 ±𠂐,8 24.0 ±𠂑.3 0.09 0.44 0.84
Fettmasse (kg) 18 ±𠂒 21 ±𠂒 22 ±𠂑 23 ±𠂓 0.16 0.34 0.61
Fettmasse (% Körpermasse) 21 ±𠂒 25 ±𠂒 32 ±𠂑 36 ±𠂒 π.001 0.055 0.97
Fettfreie Masse (kg) 63 ±𠂒 60 ±𠂒 47 ±𠂒 38 ±𠂑 π.001 0.002 0.17
Fettfreie Masse (% Körpermasse) 79 ±𠂒 75 ±𠂒 68 ±𠂑 64 ±𠂒 π.001 0.055 0.97
Appendikuläre Muskelmasse (kg) 27,5 ±𠂑.1 24.9 ±𠂐.7 18.0 ±𠂐.9 14.1 ±𠂐.5 π.001 π.001 0.46
Appendikulärer Muskelmasseindex (kg/m 2 ) 9.0 ±𠂐.2 8.0 ±𠂐.2 6.5 ±𠂐.2 5.5 ±𠂐.2 π.001 π.001 0.99
Nüchtern-Plasmaglukose (mg/dl) 93 ±𠂑 95 ±𠂓 87 ±𠂑 90 ±𠂑 0.005 0.18 0.54
2 h nach OGTT-Plasmaglukose (mg/dl) 94 ±𠂗 111 ±𠂘 93 ±𠂔 106 ±𠂗 0.66 0.03 0.77
HOMA-IR 1,46 ±𠂐.32 1,59 ±𠂐.27 1.08 ±𠂐.22 1.16 ±𠂐.23 0.13 0.69 0.91
Systolischer Blutdruck (mm Hg) 109 ±𠂓 119 ±𠂕 105 ±𠂓 126 ±𠂖 0.69 π.001 0.21
Diastolischer Blutdruck (mm Hg) 69 ±𠂒 74 ±𠂓 65 ±𠂓 68 ±𠂔 0.14 0.21 0.70
Plasmatriglyceride (mg/dl) 88 ±� 102 ±� 66 ±𠂘 72 ±� 0.04 0.43 0.75
Gesamtplasmacholesterin (mg/dl) 170 ±� 193 ±𠂗 172 ±𠂘 197 ±𠂘 0.74 0.01 0.89
LDL-Cholesterin (mg/dl) 106 ±𠂙 125 ±𠂖 97 ±𠂗 109 ±𠂘 0.09 0.03 0.61
HDL-Cholesterin (mg/dl) 47 ±𠂔 49 ±𠂓 62 ±𠂔 73 ±𠂔 π.001 0.09 0.25
Testosteron (ng/ml) 4.8 ±𠂐.5 5.7 ±𠂐.5 0,9 ±𠂐.1 0.8 ±𠂐.1 π.001 0.26 0.18
Östradiol (pg/ml) 25 ±𠂒 18 ±𠂒 62 ±𠂙 a 8 ±𠂓 b 0.01 π.001 π.001
Progesteron (ng/ml)0.24 ±𠂐.100.28 ±𠂐.085.08 ±𠂑.53 a 0.23 ±𠂐.07π.01π.01π.01

Werte sind Mittelwerte ± SEM. HOMA-IR: Homöostase-Modellbewertung der Insulinresistenz. OGTT: oraler Glukosetoleranztest.

a Wert unterscheidet sich deutlich von Werten bei Männern und alten Frauen (P <𠂐.01). b Wert deutlich unterschiedlich von Werten bei Männern (P <𠂐.05).

Versuchsprotokoll

Ungefähr zwei Wochen vor der Proteinmetabolismusstudie wurden die Gesamtkörpermasse, Fettmasse, fettfreie Masse (FFM) und die appendikuläre Muskelmasse (Tabelle ​ (Tabelle1) 1 ) der Probanden mithilfe von Dual-Energy-Röntgenabsorptiometrie gemessen (Delphi-W-Densitometer, Hologic, Waltham, MA) [29]. Der appendikuläre Muskelmasseindex, ein Maß für die Muskelmasse, angepasst an individuelle Höhenunterschiede, wurde berechnet, indem die gesamte appendikuläre Muskelmasse (kg) durch die Körpergröße zum Quadrat (m 2 ) geteilt wurde [30]. Die Probanden wurden angewiesen, sich an ihre übliche Ernährung zu halten und drei Tage vor der Proteinmetabolismus-Studie auf starke körperliche Aktivitäten zu verzichten. Wir haben die Menstruationszyklusphase bei unseren jungen Frauen nicht kontrolliert, da Miller et al. [31] zeigten, dass die Geschwindigkeit der Muskelproteinsynthese während der Follikel- und Lutealphase des Menstruationszyklus nicht unterschiedlich ist, und wir [11] haben festgestellt, dass es bei jungen Frauen keinen Zusammenhang zwischen den Plasmaöstradiol- oder Progesteronkonzentrationen und dem Muskelprotein FSR gibt . Am Abend vor der Studie wurden die Probanden in die Clinical Research Unit der Washington University School of Medicine aufgenommen. Um 2000 h aßen sie eine Standardmahlzeit mit 50,2 kJ pro kg Körpergewicht (15 % als Protein, 55 % als Kohlenhydrate und 30 % als Fett). Die Probanden ruhten dann im Bett und fasteten (außer Wasser) bis zum Abschluss der Studie am nächsten Tag. Bei

0600 h am nächsten Morgen wurde eine Kanüle in eine Vene im Unterarm oder in die Fossa antecubitalis eines Armes zur Infusion von stabilen isotopenmarkierten Tracern, Insulin, Glukose und Aminosäuren eingeführt, eine weitere Kanüle wurde in eine Vene des kontralaterale Hand (die auf 55ଌ erwärmt wurde), um arterielle Blutproben zu entnehmen. Bei

0800 h, grundiert, konstante Infusionen von [Ring- 2  H5Phenylalanin (Grunddosis: 2,8 μmol·kg FFM -1 , Infusionsrate: 0,08 μmol·kg FFM -1 ·min -1 ) und [6,6- 2  H2Glukose (Grunddosis: 18 μmol·kg Körpergewicht -1 , Infusionsrate: 0,22 μmol·kg Körpergewicht -1 ·min -1 ), beide bezogen von Cambridge Isotope Laboratories Inc. (Andover, MA) wurden gestartet und sieben Stunden aufrechterhalten. Vier Stunden nach Beginn der Tracer-Infusionen wurde eine hyperinsulinämische-hyperaminoazidämisch-euglykämische Klammer begonnen und für drei Stunden aufrechterhalten. Humaninsulin (Novolin R, Novo Nordisk, Princeton, NJ) wurde mit einer Rate von 20 mU·m -2 Körperoberfläche (BSA)·min -1 infundiert (initiiert mit Priming-Dosen von 80 mU·m -2 BSA·min -1 für die ersten 5 Minuten und 40 mU·m -2 BSA·min -1 für weitere 5 Minuten). Plasma amino acid availability was increased by providing an intravenous amino acid mixture (Travasol 10%, Baxter, Deerfield, IL) infused at a rate of 105 mg amino acids·kg FFM -1 ·h -1 (priming dose: 35 mg amino acids·kg FFM -1 ). During the insulin infusion, euglycemia at a blood glucose concentration of

5.5 mM was maintained by variable rate infusion of 20% dextrose solution (Baxter, Deerfield, IL) which was enriched (2.5%) with [6,6- 2  H2Glucose. To adjust for the increased plasma amino acid availability and reduced hepatic glucose production during the clamp procedure, the [ring- 2  H5phenylalanine and [6,6- 2  H2glucose infusion rates were increased to 0.12 μmol·kg FFM -1 ·min -1 (phenylalanine) and decreased to 0.11 μmol·kg body wt -1 min -1 (glucose), respectively.

3 ml each) were obtained before beginning the tracer infusion and at 60, 90, 180, 210, 220, 230, 240, 270, 300, 330, 360, 390, 400, 410, and 420 min to determine phenylalanine and glucose tracer-to-tracee ratios (TTR) in plasma and plasma concentrations of insulin, glucose, myostatin, follistatin, phenylalanine, and leucine (thought to be a major regulator of muscle protein synthesis [32]). Additional blood samples (

1 ml each) were obtained every 10 minutes during the clamp procedure to monitor plasma glucose concentration. Muscle tissue (

50-100 mg) was obtained under local anesthesia (lidocaine, 2%) from the quadriceps femoris by using a Tilley-Henkel forceps [33] at 1 h, 4 h and 7 h after starting the tracer infusion to determine the muscle protein fractional synthesis rate (FSR) during basal conditions (1 h – 4 h) and during the hyperinsulinemic-hyperaminoacidemic-euglycemic clamp (4 h – 7 h) and the mRNA expressions (initial biopsy at 1 h only) of myostatin, myoD, and follistatin.

Sample processing and analyses

To determine plasma glucose concentration, blood was collected in pre-chilled tubes containing heparin, plasma was separated immediately by centrifugation and glucose concentration was measured immediately. All other blood samples were collected in pre-chilled tubes containing EDTA, plasma was separated by centrifugation within 30 min of collection and then stored at �ଌ until final analyses. Muscle samples were rinsed in ice-cold saline immediately after collection, cleared of visible fat and connective tissue, frozen in liquid nitrogen and stored at �ଌ until final analyses were performed.

Plasma glucose concentration was measured on an automated glucose analyzer (Yellow Spring Instruments, Yellow Springs, OH). Plasma insulin concentration was determined by radioimmunoassay (Linco Research, St. Louis, MO). Commercially available ELISA kits were used to determine the concentrations of testosterone, estradiol, progesterone (all IBL America, Minneapolis, MN), myostatin (ALPCO Diagnostics, Salem, NH) and follistatin (Rɭ Systems, Minneapolis, MN) in plasma.

To determine the labeling of plasma glucose, plasma proteins were precipitated with ice-cold acetone, and lipids were extracted with hexane. The aqueous phase, containing glucose, was dried by speed-vac centrifugation (Savant Instruments, Farmingdale, NY), glucose was derivatized with heptafluorobutyric acid and the TTR was determined by using gas-chromatography/mass-spectrometry (GC-MS, Hewlett-Packard MSD 5973 system with capillary column) as previously described [34].

To determine plasma concentrations of leucine and phenylalanine and the labeling of plasma phenylalanine, known amounts of nor-leucine and [1- 13 𠂜]phenylalanine were added to an aliquot of each plasma sample, plasma proteins were precipitated, and the supernatant, containing free amino acids, was collected to prepare the T-butyldimethylsilyl (T-BDMS) derivative of leucine and phenylalanine to determine their TTRs by GC-MS (MSD 5973 System, Hewlett-Packard) [35,36]. To determine phenylalanine labeling in muscle proteins and in tissue fluid, samples (

20 mg) were homogenized in 1 ml trichloroacetic acid solution (3% w/v), proteins were precipitated by centrifugation, and the supernatant, containing free amino acids, was collected. The pellet containing muscle proteins was washed and then hydrolyzed in 6 N HCl at 110ଌ for 24 h. Amino acids in the protein hydrolysate and supernatant samples were purified on cation-exchange columns (Dowex 50 W-X8-200, Bio-Rad Laboratories, Richmond, CA), and the t-BDMS derivative of phenylalanine prepared to determine its TTR by GC-MS (MSD 5973 System, Hewlett-Packard) analysis [35,36]. The extent of phenylalanine labeling in plasma (from arterialized blood samples), muscle tissue fluid, and muscle protein were calculated based on the simultaneously measured TTR of standards of known isotope labeling.

Muscle myostatin, myoD and follistatin gene expression was evaluated by using RT-PCR. RNA was isolated in RNA-Bee reagent (Tel-Test, Inc, Friendswood, TX), quantified spectrophotometrically (NanoDrop 1000, Thermo Scientific, Waltham, MA) and reverse transcribed (Taqman Reverse Transcription Kit, Applied Biosystems, Foster City, CA) by using the SYBR Green Master Mix (Applied Biosystems, Carlsbad, CA) on an ABI 7500 real-time PCR system (Applied Biosystems, Carlsbad, CA) using the following primer sequences (all 5' to 3'). Myostatin forward: ACC TGT TTA TGC TGA TTG TTG CT, reverse: GAG CTG TTT CCA GAC GAA GTT TA. MyoD forward: CGC CAT CCG CTA TAT CGA GG, reverse: CTG TAG TCC ATC ATG CCG TCG. Follistatin forward: GTA ATC GGA TTT GCC CAG AGC, reverse: GCA GGC AGG TAG CCT TTC T. Results were normalized to the 36B4 housekeeping gene.

Calculations

The muscle protein FSR was calculated from the rate of [ring- 2  H5phenylalanine incorporation into muscle protein, using a standard precursor-product model as follows: FSR = 㥎P/ENS ×𠂑/T ×� where 㥎P is the change between two consecutive biopsies in extent of labeling (TTR) of protein-bound phenylalanine. ENS is the mean labeling over time of the precursor for protein synthesis and T is the time between biopsies. The free phenylalanine labeling in muscle tissue fluid was chosen to represent the immediate precursor for muscle protein synthesis (i.e., aminoacyl-T-RNA) [37].

Glucose rates of appearance (Ra) in plasma during basal conditions and during the clamp procedure were calculated by dividing the glucose tracer infusion rate by the average plasma (from arterialized blood samples) glucose TTR during the last 30 min of the basal period and the last 30 min of the clamp, respectively. Glucose Ra during basal conditions represents endogenous glucose Ra and thus an index of hepatic glucose production rate. During the clamp procedure, glucose Ra represents the sum of endogenous glucose Ra and the rate of infused glucose. Endogenous glucose Ra during the clamp was therefore calculated by subtracting the glucose infusion rate from glucose Ra glucose rate of disappearance (Rd) was assumed to be equal to glucose Ra plus the tracer infusion rate. The homeostasis model assessment of insulin resistance (HOMA-IR) score was calculated by dividing the product of basal glucose and insulin concentrations (expressed in mM and mIU/l, respectively) by 22.5 [38].

Statistische Analyse

All data sets were normally distributed. Two-way analysis of variance (ANOVA with age and study condition, i.e., basal vs. clamp as factors) was used to compare the muscle protein FSR, and substrate and hormone concentrations in young and old men and in young and old women, respectively. In addition, 2-way ANOVA with age and sex as factors was used to compare the basal muscle protein FSR, the anabolic response to increased amino acid and insulin availability, plasma substrate, hormone and myogenic regulatory factor concentrations, and muscle gene expression amongst all four groups (young men, old men, young women, and old women). When significant interactions were found, Tukey’s post-hoc procedure was used to locate the differences. EIN P-value of 𢙀.05 was considered statistically significant. Data are presented as means ± SEM unless otherwise noted (i.e., Figure ​ Figure1). 1 ). Statistical analyses were carried out by using the PASW statistical software package 18 (IBM, Armonk, NY).

Skeletal muscle protein fractional synthesis rate (FSR) during basal, post-absorptive conditions (top) and the increase in muscle protein FSR in response to the hyperinsulinemic-hyperaminoacidemic-euglycemic clamp procedure (bottom) in young and old men and young and old women. Data are median (central horizontal line), inter-quartile range (box), and minimum and maximum values (vertical lines). Bars not sharing the same letter are significantly different from each other (P <𠂐.05).


MATERIALEN UND METHODEN

Study population. InCHIANTI is an epidemiological study of risk factors for mobility disability in old age. The InCHIANTI study population is a representative sample of the population living in Greve in Chianti and Bagno a Ripoli, two small towns located in the Chianti countryside of Tuscany, Italy. The study design and data collection have been previously described (11). Of the initial 1,453 subjects who received an in-home interview, 277 were excluded from the analyses because information on muscle function and calf muscle cross-sectional area for these participants was not available, either because they refused to come to the clinic for an examination or were too sick to be evaluated. To avoid the possible interference of neurological impairments in the measure of muscle function, participants with a diagnosis of stroke (n = 55), Parkinson's disease (n = 9), peripheral neuropathy (n = 4), and cognitive impairment (Mini Mental State Examination Score ≤ 21 n = 78) were also excluded. The final study population thus included 1,030 persons, 469 men and 561 women, dispersed over a wide age range of 20–102 yr. The study protocol was examined and approved by the Italian National Institute of Research and Care on Aging ethics committee. All participants were informed of the study procedure, purposes, and known risks, and all gave their informed consent.

Measures. After the home interview, participants received a full standardized medical and functional evaluation by, respectively, a geriatrician and an experienced physical therapist, both of whom had received special training on the assessment tools used in this study. The objective assessment of physical function was performed within 4 wk after the interview in a dedicated laboratory.

In particular, isometric muscle strength was assessed on eight muscle groups of the lower extremity by a hand-held dynamometer, by using a standard protocol (2). We measured strength with isometric dynamometry because this method could be used both in the InCHIANTI study clinic and in the participants' homes for those who could not come to the study clinic. All measures of lower extremity muscle strength were highly correlated (Pearson's correlation coefficients ranging from 0.87 to 0.92). Therefore, in the analyses presented here, we used only knee-extension torque to indicate lower extremity muscle strength.

Measures of upper extremity muscle strength were isometric shoulder adduction and handgrip. Between them, we selected the handgrip for the present analysis because the assessment of handgrip is easy, reliable, and inexpensive. Furthermore, there is strong evidence in the literature that handgrip is a strong predictor of disability and mortality (27, 28). We decided to include both measures of lower and upper extremity muscle strength because previous studies suggested that the rate of age-associated decline in muscle strength is quite different in these two anatomic regions (13). In fact, the correlation between handgrip and isometric strength of the lower extremity muscle groups was moderately high, ranging from 0.70 to 0.72. In previous studies, the intraclass correlation coefficients for duplicate measures of knee-extension isometric strength and handgrip strength were, respectively, 0.81 and 0.85 for interrater reliability and 0.79 and 0.98 for test-retest reliability (2, 25). Lower extremity muscle power was measured in a single leg extension movement, according to the method described by Bassey and Short (4). The value of the best performance obtained over eight repetitions on the right side and eight repetitions on the left side was used in the analysis. Using this method, Bassey and Short (4) reported that the coefficient of variation for retests obtained after 1 wk was 9.4%.

Crude values of muscle power were divided by individual body weights, and the resulting values were multiplied by the gender-specific average body weight for the study population. These weight-adjusted values of muscle power are expressed in a scale that is comparable with the values directly obtained from the power rig. In exploratory analyses, we also obtained a weight-adjusted measure of muscle power using a regression approach. However, because the correlation between the measures obtained with the two different types of adjustment was 0.98 in men and 0.94 in women, only the simpler measure that does not require a regression model was used in the analysis.

A lower leg peripheral quantitative computerized tomography (pQCT) was performed in all participants by means of a recent generation device (XCT 2000, Stratec, Pforzheim, Germany) to evaluate calf muscle cross-sectional area. Data presented here were derived from standard 2.5-mm-thick transverse scans obtained at 66% of the tibia length, proximal to the anatomic marker. Previous studies demonstrated that this is the region with the largest outer calf diameter, with little variability across individuals (29). The total dose of radiation administered to the participants was <1 mrem.

The cross-sectional images obtained from the pQCT were analyzed by using the BonAlyse software (BonAlyse, Jyvaskyla, Finland http://www.bonalyse.com). Different tissues in the analysis were separated according to different density thresholds: a density value of 35 mg/mm 3 was used to separate fat from muscle tissue, and 180 mg/mm 3 to separate muscle from bone tissue.

To assess walking ability, we collected both subjective and objective information. The subjective evaluation consisted of asking participants to estimate the maximum distance they could walk without difficulty. The interviewer provided examples of distances taken from real life. For instance, for the participants living in Greve in Chianti, 1 km was exemplified as the distance between the municipal building and the local hospital. Based on responses, we categorized participants into able or unable to walk 1 km without stopping, feeling fatigued, or developing symptoms.

To measure walking speed, two photocells connected to a recording chronometer were placed at the beginning and the end of a 4-m course established at the site clinic. Participants were instructed to stand with both feet touching the starting line and to begin walking at their usual pace after a verbal command. The time between the activation of the first and the second photocell was recorded. The average of two walks was used to compute a measure of walking speed. The coefficient of variation between duplicate trials was 5.2%, and only in 3.7% of the participants did the second measure differ by >20% from the first one. Use of aids (canes or walkers) was allowed for this test. The 4-m walk test has been used extensively in previous studies, and its concurrent and predictive validity and its sensitivity to change have been confirmed in large epidemiological studies (17, 18, 23, 24). For the purpose of this analysis, low walking speed was defined as walking slower than 0.8 m/s. After exclusion of those who where unable to walk, this value approximately identified the lowest quintile of the speed distribution in our population.

Statistische Analyse. All analyses were performed separately in men and women. Continuous variables are reported as means ± SD and categorical values as a percentage. Anthropometric characteristics were compared between age groups by using ANOVA. By analogy with the standard criteria for the diagnosis of osteoporosis and in accordance with Baumgartner et al. (5) and Melton et al. (21), the definition of sarcopenia was based on the comparison between individual muscle parameters and average values calculated in healthy, young adults. For example, in men 20–29 yr old, knee extension torque was 802.0 ± 202.6 N/dm. Therefore, all male participants with knee extension torque <396.8 N/dm (802.0 - 2 ± 202.6) were considered to be affected by sarcopenia. Using an analogous method, we also identified participants who could be defined as sarcopenic based on their values of handgrip, lower extremity muscle power, and calf muscle cross-sectional area. Then we calculated the prevalence of sarcopenia for each one of these four possible definitions. To study the relationship between muscle parameters and performance in mobility tasks, we computed the percentage of participants walking slower than 0.8 m/s and of those unable to walk 1 km without difficulty. Percentages were compared by using age-adjusted tests for trend obtained by logistic regression models. Furthermore, we obtained receiver operator characteristic (ROC) curves for each muscle parameter using, for reference, the two above-mentioned definitions of poor mobility. In a ROC analysis, the area under the curve (AUC) estimated for each muscle parameter yields a discriminative value in the identification of a participant walking slower than 0.8 m/s and unable to walk for 1 km without difficulty. AUCs for the four muscle parameters were compared by using the De Long method implemented in the statistical software ACCUROC for Windows, version 2.5 (8, 19). From the ROC curves, we identified optimal diagnostic cut points as those yielding the best compromise between sensitivity and specificity in the identification of each of the two mobility outcomes. Finally, using logistic regression models, we obtained crude and age-adjusted odd ratios estimating the probability of poor mobility associated with having a specific muscle parameter below vs. above the optimal cutoff threshold.


Dietary Advice [ edit | Quelle bearbeiten]

The Society for Sarcopenia, Cachexia, and Wasting convened an expert panel to develop nutritional recommendations for sarcopenia prevention and management.This panel concluded that for preventing and treating this condition key components are

The greatest effects are observed when resistance training and high protein diets are combined and appear to act synergistically.

  • Specifically, consuming 20-35 grams of protein per meal is advised, as such amounts provide sufficient amino acid content to maximize MPS, thus minimizing age-related muscle loss. eg Chicken Breast: 23.1 g Protein Per 100 g, Canned Tuna: 23.6 g Protein Per 100 g, Cocoa: 20 g Protein Per 100 g, Cheddar Cheese: 24.9 g Protein Per 100 g.Beef Jerky: 33.2 g Protein Per 100 g. [35]
  • Additionally, patients with sarcopenia are recommended to consume 1.0 - 1.2 g/kg (body weight)/day

Is there a role for supplements? [ bearbeiten | Quelle bearbeiten]

There is some evidence suggesting that additional supplementation with the amino acid Leucine (or its metabolite HMB) could potentially increase the effects of resistance training to combat sarcopenia [36] [37] . A randomised double-blind study has found that supplementation with l-leucine can be used in the treatment of sarcopenia in older individuals [38] .


Schau das Video: DNA-opbygning (Kann 2022).


Bemerkungen:

  1. Binah

    Absolut lässige Übereinstimmung

  2. Wilburn

    Ich meine, du erlaubte den Fehler. Ich kann meine Position verteidigen. Schreiben Sie mir in PM, wir werden diskutieren.

  3. Miramar

    Sorry, topic has confused. Is distant

  4. Nixkamich

    der sehr nützliche Satz

  5. Masruq

    Was zu erwarten war, der Schreiber war untypisch geglüht!



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