Information

Wird der Poly(A)-Schwanz hinzugefügt, während die Transkription noch im Gange ist?

Wird der Poly(A)-Schwanz hinzugefügt, während die Transkription noch im Gange ist?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Das habe ich in Campbell gelesen

… Spleißung und Poly-A-Schwanzaddition können auch stattfinden, während die Transkription noch im Gange ist.

Wie kann der Poly(A)-Schwanz hinzugefügt werden, während die Transkription noch im Gange ist?


Es ist etwas komplizierter als die obigen Kommentare vermuten lassen.

Handschuhschneider, K et al. (2007)RNA-Polymerase II pausiert und assoziiert mit Prä-mRNA-Prozessierungsfaktoren an beiden Enden von Genen. Natur Struktur- und Molekularbiologie 15: 71-78

Die Autoren präsentieren Beweise dafür, dass RNA polII 0,5 - 1,5 kb stromabwärts der Poly(A)-Stelle pausiert, an der Prozessierungsfaktoren rekrutiert werden (Spaltungsstimulationsfaktor oder CstF und Spaltungspolyadenylierungs-Spezifitätsfaktor, CPSF). Die Polymerase ist also immer noch an der Matrize und der prämRNA beteiligt, wenn die Prozessierung initiiert wird, obwohl sie das Transkript möglicherweise nicht aktiv verlängert.

"Die Lokalisierung des aktiven polII-3'-End-Prozessierungskomplexes gut stromabwärts der Poly(A)-Konsensussequenz stimmt gut mit der Spaltung von . überein Chironomus BR1-Transkripte nach 600 Basen der Downstream-Sequenz wurden transkribiert. Dieses Modell wird auch durch die Tatsache gestützt, dass eine effiziente Spaltung der Poly(A)-Stelle einen intakten RNA-Tether erfordert, der die Poly(A)-Stelle mit der stromabwärts gelegenen Polymerase verbindet.“ (Referenzen werden im Original zitiert).

Es ist eine semantische Frage, ob man dies cotranskriptionale Verarbeitung nennt.

[Übrigens ist dies ein weiteres Beispiel, das der allgemein verbreiteten Vorstellung widerspricht, dass die Evolution alles optimiert, um ATP zu erhalten – hier haben wir den Transkriptionsprozess, der die Energie von ungefähr 1000 Phosphodiesterbindungen verwirft pro Transkript.]

UPDATE @WYSIWYG Die Polymerase geht an der Stelle vorbei, an der das Poly(A) schließlich hinzugefügt wird, und stellt weitere 1000 Basen RNA her, bevor sie anhält, um Faktoren zu rekrutieren, die für die anschließende Spaltung an der jetzt liegenden pol(A)-Stelle benötigt werden. dahinter". Danach wird der Poly(A)-Schwanz am neu geschaffenen 3'-Ende hinzugefügt. Die Initiierung der Poly(A)-Addition (in dem Sinne, dass die Spaltung ein obligatorischer erster Schritt im Prozess ist) wird also durchgeführt, während die Polymerase noch involviert ist. Ich stimme zu, dass die tatsächliche Zugabe von Poly(A) in keiner Weise als cotranskriptionell angesehen werden kann.

Ich habe versucht, darauf hinzuweisen, dass es nicht einfach darum geht, dass die Polymerase auf die Spaltstelle trifft und abfällt, um einen zweiten nicht verknüpften Prozess zu ermöglichen.


Wie andere bereits gesagt haben, erfolgt das Spleißen cotranskriptional, aber Sie können die RNA nicht aktiv transkribieren, während sie transkribiert wird. Es ist jedoch allgemein anerkannt, dass ein Transkript polyadenyliert werden kann, während die RNA-Polymerase noch transkribiert – dies wird als Torpedomodell bezeichnet. Der Unterschied besteht darin, dass das Transkript zwischen der Polymerase und dem polyA gespalten wurde, aber sie waren immer noch Teil desselben Transkriptionsereignisses. Siehe die Abbildung hier… http://www.nature.com/nsmb/journal/v11/n12/fig_tab/nsmb1204-1156_F1.html


Wird der Poly(A)-Schwanz hinzugefügt, während die Transkription noch im Gange ist? - Biologie

Biologie C2006 / F2402 - Frühjahr 2003 - Fragen und Antworten -- Letzte Frage hinzugefügt 01.04.2003 19:46

Was? h Hormone den IP3/DAG-Signaltransduktionsweg nutzen?

Einige Beispiele sind TRH, Angiotensin, Vasopressin (ADH) und Oxytocin. Wir lernen jedoch immer noch die Details darüber, welche Hormone welchen Weg nutzen, und es scheint, dass ein einzelnes Hormon mehrere Wege nutzen kann, daher ist es nicht sinnvoll, diese an dieser Stelle auswendig zu lernen. Wenn es eine Verallgemeinerung gibt, könnte es sein, dass IP3/DAG von Hormonen verwendet wird, die zur Kontraktion der glatten Muskulatur führen, wie Oxytocin, das die Kontraktion der Uterusmuskulatur stimuliert, und Vasopressin, das die Vasokonstriktion stimuliert.

Bei Frage 4-17 A2 haben Sie geantwortet, dass der Transkriptionsbeginn
stromabwärts vom Kernpromotor, aber in den Lehrbüchern
Diagramme lassen den Anschein erwecken, dass der Transkriptionsbeginn ein Teil ist
des Kernpromotors an der am weitesten stromabwärts gelegenen Seite. Ist es nicht richtig zu sagen, dass der Beginn der Transkription
„Teil des Kernpromotors“, was war eine der Entscheidungen?

Ich habe mir diese Frage angesehen und stimme zu, dass entweder "Core-Promotor" oder
"downstream" ist angemessen, wenn die Antwort richtig erklärt wird. Die
Transkriptionsbeginn wird normalerweise als Teil des Core-Promotors angesehen, ist aber
befindet sich ganz am 5 'Ende davon (wie Sie sagen), was der Punkt ist, an dem ich ankam.
Vielleicht wäre eine bessere Frage: "Bezogen auf die proximale Regulierung"
Elemente des Kernpromotors oder relativ zur TATA-Box, wo ist der Beginn der Transkription?" Ich werde dies in der nächsten Ausgabe korrigieren müssen.

Betreff: Frage 4-9-B. Könnte die Antwort auch „Initiierung der Übersetzungsrate“ lauten?

Die Frage ist nicht „Wie konnte es passieren?“, sondern „Was ist das?“ höchstwahrscheinlich
Erklärung?" Dann ist die Antwort die höchstwahrscheinlich (wenn nicht der einzige)
Erläuterung.

Betreff: Frage 4-11-A. Konnte nicht auch "Modifikation der Protein-Post-Übersetzung" als diese beantworten
könnte die Fähigkeit von Typ A zur Polymerisation hemmen?

Gleicher Punkt wie vorherige Antwort. Beachten Sie, dass die Frage besagt, dass diff. Fibronektin-Typen variieren in der Aminosäuresequenz.
Da dies ausreichend ist, um den Unterschieden in der Dimerisierung Rechnung zu tragen, besteht keine Notwendigkeit, einen zusätzlichen Faktor, wie beispielsweise eine Modifikation, heranzuziehen. Wenn verschiedene Fibronectine die GLEICHE Aminosäuresequenz haben und unterschiedlich dimerisieren, wäre eine Proteinmodifikation eine sinnvolle Erklärung.

Betreff: Frage 4-11-B. Warum ist das alt. Spleißen, keine Genfamilie?
Die Antwort zeigt an, dass DNA und Primärtranskript gleich sein sollten und
dass der Unterschied zwischen Protein A und B entstanden ist durch
Unterschiede beim Spleißen. Wenn in den Skripten Variationen diskutiert werden
Proteinfunktion wird Divergenz in der DNA diskutiert, um Proteine
derselben Familie können unterschiedliche Eigenschaften haben. Könnte die DNA von A und
B haben sich im Laufe der Zeit leicht verändert, oder wären A und B Fibronektin nicht?
als Proteinfamilie angesehen? So könnten die strukturellen Unterschiede nicht auch
auf Unterschiede in der DNA und damit auf dem Primärtranskript zurückgeführt werden?

Das Problem besagt, dass es nur EIN Gen für Fibronektin gibt. Also muss die DNA
immer gleich sein. Sie haben es hier nicht mit mehreren Genen zu tun, die
Teil derselben Genfamilie sind und sich zu einer Familie von Proteinen aufgespalten haben. Du
haben es stattdessen mit nur einem Gen zu tun, das eine Familie von Proteinen ergibt, indem
alternatives Spleißen desselben Transkripts.

Warum ist die Thyreoglobulin-Kette nicht hydrophob? Besteht es aus etwas anderem als Tyrosin?

Thyroglobulin ist wie andere Glykoproteine ​​hydrophil. Es ist ein langes Protein, eine Kette von über 5000 Aminosäuren, von denen nur etwa 140 Tyrosin sind.

Ich habe Vorlesung neun wiederholt und bin auf etwas gestoßen, das ich nicht ganz verstanden habe. Zum alternativen Spleißen und Handout 9B:
1) Gibt es einen Grund dafür, dass eine polyA-Stelle einer anderen vorgezogen wird?

In Bezug auf die Zell- und Organismusfunktion ja. Wenn eine polyA-Stelle verwendet wird, hat die Zelle einen membrangebundenen Antikörper, der das Vorhandensein von Antigen nachweisen kann, wenn die andere polyA-Stelle verwendet wird, produziert die Zelle große Mengen an löslichem (sekretiertem) Antikörper, der verwendet werden kann, um das Antigen zu inaktivieren. Die Anwesenheit von Antigen schaltet das System vom ersten in den zweiten Zustand. Diese Antwort auf das Antigen ist für den Organismus insgesamt "nützlich" - sie ermöglicht es einem mehrzelligen Organismus, den "richtigen" Antikörper zu produzieren, um einen bestimmten infektiösen Erreger zu zerstören, aber nur, wenn dieser Erreger auftaucht. Der Organismus schaltet nicht absichtlich oder bewusst um – dies ist eine mechanistische Reaktion, die sich über Millionen von Jahren entwickelt hat. Die Organismen, die auf diese Weise reagierten, überlebten die Infektion, blühten und hinterließen viele Nachkommen, die die gleiche Immunantwort aufbauen konnten, die nicht auf diese Weise reagierten (indem sie Antikörper als Reaktion auf Antigene bildeten), sich nicht so gut reproduzierten und starben aus.

2) Was genau ist die Rolle von Intron 4? trägt es die Sequenz für polyA-Stelle 1? Daher wird beim Entfernen auch die polyA-Stelle 1 entfernt?

Ja, das ist richtig. Was Sie hier haben, ist eine Konkurrenz – wenn zuerst das Intron 4 gespleißt wird (vor der Addition von Poly A), ist die Poly A-Stelle 1 weg, die Exons 5 und 6 sind im Transkript enthalten und die zweite Poly A-Stelle wird verwendet, um Transkription beenden. Wenn jedoch Poly A hinzugefügt wird, bevor Intron 4 ausgespleißt werden kann, endet die Transkription am Ende von Exon4/Start von Intron 4 und der Rest von Intron 4 und die restlichen Exons werden nicht transkribiert.

3) Weitere Fragen zu Handout 9B (hinzugefügt am 30.03.):
(a) Ich habe Ihre Antworten auf die obigen Fragen dazu im Web gelesen, verstehe aber immer noch nicht ganz.
Ich verstehe nicht, wie der mRNA ein Polya-Schwanz hinzugefügt werden kann, wenn Intron 4 nicht ausgespleißt wird. Spaltt das Poly-A-Additionsenzym das primäre Transkript an der Poly-A-Additionsstelle 1 auf Intron 4 und fügt dann die A's hinzu?

Jawohl.

(b) Zweitens, findet das Spleißen statt, während das primäre Transkript noch transkribiert wird? Oder ist es zuerst fertig, bevor das Spleißen und die Poly A-Addition stattfinden?

Ich denke, Sie können Ihre Frage selbst beantworten. Wenn die Transkription zuerst abgeschlossen wurde und das gesamte Spleißen danach erfolgte
Transkription, wo würde das Poly A hinzugefügt werden?

Im Unterricht gestellte Frage zur Fallstudie Jod in Indien: Warum entwickeln Menschen in Indien Kropf, wenn sie das billige Salz verwenden, das durch Verdunstung von Meerwasser gewonnen wird. Sollte das nicht Jod enthalten, das sich im Meer befindet?

Meerwasser enthält zwar Jod, aber die Konzentration ist etwas niedrig und die Menschen essen nicht viel Salz. Wenn Jod in Grundwasser, Meeresfrüchte und Pflanzen aufgenommen wird, können Sie viel in Ihre Ernährung aufnehmen. Aber wenn Salz durch die Verdunstung von Meerwasser hergestellt wird, kristallisiert hauptsächlich Natriumchlorid, mit etwas Magnesium, Kalzium und Kalium. Das im Meerwasser vorhandene Jod geht beim Reinigungsprozess verloren, daher muss sogar Salz aus Meerwasser mit Jod versetzt werden.


40 Eukaryotische RNA-Verarbeitung

Eukaryontische mRNAs müssen mehrere Verarbeitungsschritte durchlaufen, bevor sie vom Zellkern in das Zytoplasma transferiert und in ein Protein übersetzt werden können. Die zusätzlichen Schritte, die an der Reifung der eukaryotischen mRNA beteiligt sind, erzeugen ein Molekül, das viel stabiler ist als eine prokaryontische mRNA. Eukaryontische mRNAs dauern typischerweise mehrere Stunden, während die typische prokaryontische mRNA nicht länger als fünf Sekunden dauert.

Das mRNA-Transkript ist umhüllt von RNA-stabilisierende Proteine um zu verhindern, dass es abgebaut wird, während es verarbeitet und aus dem Kern exportiert wird.

An einem Ende des wachsenden Transkripts wird eine spezielle Nukleotid-„Kappe“ hinzugefügt, die auch einen Abbau verhindert und der Zelle hilft, dieses Molekül als mRNA zu erkennen, die translatiert werden sollte.

Sobald die Transkription abgeschlossen ist, fügt ein Enzym eine Kette von ungefähr 200 Adeninresten an das Ende der mRNA an, die als bezeichnet wird Poly-A-Schwanz. Diese Modifikation schützt die prä-mRNA weiter vor Abbau und signalisiert zellulären Faktoren, dass das Transkript in das Zytoplasma exportiert werden muss.

Eukaryotische Gene bestehen aus proteinkodierenden Sequenzen, die als bezeichnet werden Exons (Ex-on bedeutet, dass sie Exgedrückt) und intervening sequenzen genannt Introns (int-ron bezeichnet ihre intabendliche Rolle kann man sich auch vorstellen als intabbrechende Sequenzen). Introns werden während der Verarbeitung aus der Prä-mRNA entfernt. Intronsequenzen in mRNA kodieren keine Aminosäuren, die Teil von Proteinen werden. Es ist wichtig, dass alle Introns einer prä-mRNA vor der Proteinsynthese vollständig und präzise entfernt werden, damit sich die Exons zusammenschließen, um die richtigen Aminosäuren zu kodieren. Wenn der Prozess auch nur um ein einziges Nukleotid fehlschlägt, würde die Sequenz der wieder zusammengefügten Exons verschoben und das resultierende Protein wäre funktionslos. Der Vorgang des Entfernens von Introns und des Wiederverbindens von Exons wird als . bezeichnet Spleißen (Abbildung 5). Introns werden entfernt und abgebaut, während sich die Prä-mRNA noch im Kern befindet.

Abbildung 5: Eukaryotische mRNA enthält Introns, die ausgespleißt werden müssen. Eine 5′ Kappe und ein 3′ Schwanz werden ebenfalls hinzugefügt.


Biologie 171

Am Ende dieses Abschnitts können Sie Folgendes tun:

  • Beschreiben Sie die verschiedenen Schritte der RNA-Verarbeitung
  • Verstehen Sie die Bedeutung von Exons, Introns und Spleißen für mRNAs
  • Erklären Sie, wie tRNAs und rRNAs verarbeitet werden

Nach der Transkription müssen eukaryotische Prä-mRNAs mehrere Verarbeitungsschritte durchlaufen, bevor sie translatiert werden können. Auch eukaryotische (und prokaryotische) tRNAs und rRNAs werden prozessiert, bevor sie als Komponenten in der Proteinsynthesemaschinerie fungieren können.

MRNA-Verarbeitung

Die eukaryotische Prä-mRNA durchläuft eine umfangreiche Verarbeitung, bevor sie translatiert werden kann. Eukaryotische Protein-kodierende Sequenzen sind nicht kontinuierlich, wie dies bei Prokaryoten der Fall ist. Die kodierenden Sequenzen (Exons) werden durch nichtkodierende Introns unterbrochen, die entfernt werden müssen, um eine translatierbare mRNA herzustellen. Die zusätzlichen Schritte der eukaryotischen mRNA-Reifung erzeugen auch ein Molekül mit einer viel längeren Halbwertszeit als eine prokaryontische mRNA. Eukaryotische mRNAs halten mehrere Stunden, während die typischen E coli mRNA dauert nicht länger als fünf Sekunden.

Prä-mRNAs werden zunächst mit RNA-stabilisierenden Proteinen umhüllt, die die Prä-mRNA vor Abbau schützen, während sie verarbeitet und aus dem Zellkern exportiert wird. Die drei wichtigsten Schritte der Prä-mRNA-Prozessierung sind das Hinzufügen von stabilisierenden und signalgebenden Faktoren an den 5′ und 3′ Enden des Moleküls und die Entfernung der Introns ((Abbildung)). In seltenen Fällen kann das mRNA-Transkript nach der Transkription „bearbeitet“ werden.


Die Trypanosomen sind eine Gruppe von Protozoen, zu denen der Erreger gehört Trypanosoma brucei, das in großen Teilen Afrikas Nagana bei Rindern und Schlafkrankheit beim Menschen verursacht ((Abbildung)). Das Trypanosom wird von Stechfliegen in der Gattung getragen Glossina (allgemein als Tsetsefliegen bezeichnet). Trypanosomen und praktisch alle anderen Eukaryoten haben Organellen, die Mitochondrien genannt werden, die die Zelle mit chemischer Energie versorgen. Mitochondrien sind Organellen, die ihre eigene DNA exprimieren und von denen angenommen wird, dass sie die Überreste einer symbiotischen Beziehung zwischen einem Eukaryonten und einem verschlungenen Prokaryonten sind. Die mitochondriale DNA von Trypanosomen stellt eine interessante Ausnahme vom zentralen Dogma dar: Ihre Prä-mRNAs haben nicht die richtigen Informationen, um ein funktionelles Protein zu spezifizieren. Dies liegt in der Regel daran, dass der mRNA mehrere U-Nukleotide fehlen. Um dies zu beheben, führt die Zelle einen zusätzlichen RNA-Verarbeitungsschritt namens RNA-Editierung durch.


Andere Gene im mitochondrialen Genom kodieren für 40 bis 80 Nukleotide lange Leit-RNAs. Eines oder mehrere dieser Moleküle wechselwirken durch komplementäre Basenpaarung mit einigen der Nukleotide im prä-mRNA-Transkript. Allerdings ist die Leit-RNA hat mehr A-Nukleotide als die prä-mRNA hat U-Nukleotide, mit denen sie binden kann. In diesen Regionen schleift die Leit-RNA aus. Die 3′ Enden von Guide-RNAs haben einen langen Poly-U-Schwanz, und diese U-Basen werden in Regionen des Prä-mRNA-Transkripts eingefügt, an denen die Guide-RNAs eine Schleife bilden. Dieser Prozess wird vollständig durch RNA-Moleküle vermittelt. Das heißt, Leit-RNAs – und nicht Proteine ​​– dienen als Katalysatoren bei der RNA-Bearbeitung.

RNA-Editing ist nicht nur ein Phänomen von Trypanosomen. In den Mitochondrien einiger Pflanzen werden fast alle Prä-mRNAs editiert. RNA-Editierung wurde auch bei Säugetieren wie Ratten, Kaninchen und sogar Menschen identifiziert. Was könnte der evolutionäre Grund für diesen zusätzlichen Schritt in der Prä-mRNA-Verarbeitung sein? Eine Möglichkeit besteht darin, dass die Mitochondrien, die Überreste alter Prokaryonten sind, eine ebenso alte RNA-basierte Methode zur Regulierung der Genexpression haben. Um diese Hypothese zu untermauern, unterscheiden sich Änderungen an prä-mRNAs je nach zellulären Bedingungen. Obwohl spekulativ, könnte der Prozess der RNA-Editierung ein Überbleibsel aus einer Urzeit sein, als RNA-Moleküle anstelle von Proteinen für die Katalyse von Reaktionen verantwortlich waren.

5′ Kappen

Während die Prä-mRNA noch synthetisiert wird, wird eine 7-Methylguanosin-Kappe über eine Phosphatbindung an das 5′-Ende des wachsenden Transkripts angehängt. Diese funktionelle Gruppe schützt die entstehende mRNA vor Abbau. Darüber hinaus erkennen Faktoren, die an der Proteinsynthese beteiligt sind, die Kappe, um die Translation durch Ribosomen zu initiieren.

3′ Poly-A-Schwanz

Sobald die Elongation abgeschlossen ist, wird die Prä-mRNA durch eine Endonuklease zwischen einer AAUAAA-Konsensussequenz und einer GU-reichen Sequenz gespalten, wobei die AAUAAA-Sequenz auf der Prä-mRNA verbleibt. Ein Enzym namens Poly-A-Polymerase fügt dann eine Kette von ungefähr 200 A-Resten hinzu, die als Poly-A-Schwanz bezeichnet wird. Diese Modifikation schützt die prä-mRNA weiter vor Abbau und ist auch die Bindungsstelle für ein Protein, das zum Exportieren der prozessierten mRNA in das Zytoplasma notwendig ist.

Prä-mRNA-Spleißen

Eukaryotische Gene bestehen aus Exons, die proteinkodierenden Sequenzen entsprechen (Ex-on bedeutet, dass sie Exgedrückt) und intervening Sequenzen genannt Introns (int-ron bezeichnet ihre intdienende Rolle), die an der Genregulation beteiligt sein können, aber während der Verarbeitung aus der prä-mRNA entfernt werden. Intronsequenzen in mRNA kodieren keine funktionellen Proteine.

Die Entdeckung von Introns kam in den 1970er Jahren für Forscher überraschend, die erwarteten, dass Prä-mRNAs Proteinsequenzen ohne weitere Verarbeitung spezifizieren würden, wie sie es bei Prokaryonten beobachtet hatten. Die Gene höherer Eukaryoten enthalten sehr oft ein oder mehrere Introns. Diese Regionen können regulatorischen Sequenzen entsprechen, jedoch ist die biologische Bedeutung von vielen Introns oder sehr langen Introns in einem Gen unklar. Es ist möglich, dass Introns die Genexpression verlangsamen, weil es länger dauert, prä-mRNAs mit vielen Introns zu transkribieren. Alternativ können Introns nicht-funktionelle Sequenzreste sein, die im Laufe der Evolution von der Fusion alter Gene übrig geblieben sind. Dies wird durch die Tatsache unterstützt, dass separate Exons oft separate Proteinuntereinheiten oder -domänen kodieren. Größtenteils können die Sequenzen von Introns mutiert werden, ohne dass das Proteinprodukt letztendlich beeinflusst wird.

Alle Introns einer prä-mRNA müssen vor der Proteinsynthese vollständig und präzise entfernt werden. Wenn der Prozess auch nur um ein einziges Nukleotid fehlschlägt, würde sich der Leserahmen der wieder zusammengefügten Exons verschieben und das resultierende Protein wäre dysfunktional. Der Vorgang des Entfernens von Introns und des Wiederverbindens von Exons wird als Spleißen bezeichnet ((Abbildung)). Introns werden entfernt und abgebaut, während sich die Prä-mRNA noch im Kern befindet. Das Spleißen erfolgt durch einen sequenzspezifischen Mechanismus, der sicherstellt, dass Introns entfernt und Exons wieder mit der Genauigkeit und Präzision eines einzelnen Nukleotids verbunden werden.Obwohl das Intron selbst nicht kodiert, sind Anfang und Ende jedes Introns mit spezifischen Nukleotiden markiert: GU am 5′ Ende und AG am 3′ Ende des Introns. Das Spleißen von Prä-mRNAs wird durch Komplexe von Proteinen und RNA-Molekülen durchgeführt, die als Spleißosomen bezeichnet werden.


Fehler beim Spleißen werden mit Krebs und anderen menschlichen Krankheiten in Verbindung gebracht. Welche Mutationen können zu Spleißfehlern führen? Denken Sie an verschiedene mögliche Ergebnisse, wenn Spleißfehler auftreten.

Beachten Sie, dass mehr als 70 einzelne Introns vorhanden sein können und jedes den Prozess des Spleißens durchlaufen muss – zusätzlich zum 5′-Capping und dem Hinzufügen eines Poly-A-Schwanzes – nur um ein einzelnes, translatierbares mRNA-Molekül zu erzeugen.

Sehen Sie sich RNA-Spleißen (Video) an, um zu sehen, wie Introns beim RNA-Spleißen entfernt werden.

Verarbeitung von tRNAs und rRNAs

Die tRNAs und rRNAs sind Strukturmoleküle, die bei der Proteinsynthese eine Rolle spielen, jedoch werden diese RNAs selbst nicht translatiert. Prä-rRNAs werden transkribiert, prozessiert und im Nukleolus zu Ribosomen zusammengesetzt. Prä-tRNAs werden im Zellkern transkribiert und prozessiert und dann in das Zytoplasma freigesetzt, wo sie für die Proteinsynthese an freie Aminosäuren gebunden werden.

Die meisten tRNAs und rRNAs in Eukaryoten und Prokaryoten werden zuerst als langes Vorläufermolekül transkribiert, das mehrere rRNAs oder tRNAs umfasst. Enzyme spalten dann die Vorläufer in Untereinheiten, die jeder strukturellen RNA entsprechen. Einige der Basen von prä-rRNAs sind methyliert das heißt, ein –CH3 Zur Stabilität wird eine funktionelle Methylgruppe hinzugefügt. Prä-tRNA-Moleküle unterliegen auch einer Methylierung. Wie bei Prä-mRNAs erfolgt die Exzision von Untereinheiten in eukaryontischen Prä-RNAs, die dazu bestimmt sind, tRNAs oder rRNAs zu werden.

Reife rRNAs machen etwa 50 Prozent jedes Ribosoms aus. Einige der RNA-Moleküle eines Ribosoms sind rein strukturell, während andere katalytische oder bindende Aktivitäten haben. Reife tRNAs nehmen durch lokale Basenpaarungsregionen, die durch intramolekulare Wasserstoffbrückenbindungen stabilisiert werden, eine dreidimensionale Struktur an. Die tRNA faltet sich, um die Aminosäurebindungsstelle an einem Ende und das Anticodon am anderen Ende zu positionieren ((Abbildung)). Das Anticodon ist eine aus drei Nukleotiden bestehende Sequenz in einer tRNA, die durch komplementäre Basenpaarung mit einem mRNA-Codon interagiert.


Abschnittszusammenfassung

Eukaryotische Prä-mRNAs sind mit einer 5′ Methylguanosin-Kappe und einem Poly-A-Schwanz modifiziert. Diese Strukturen schützen die reife mRNA vor Abbau und helfen, sie aus dem Zellkern zu exportieren. Prä-mRNAs werden auch gespleißt, bei dem Introns entfernt und Exons mit Einzelnukleotid-Genauigkeit wieder verbunden werden. Nur fertige mRNAs, die 5′-Capping, 3′-Polyadenylierung und Intron-Spleißen durchlaufen haben, werden vom Zellkern in das Zytoplasma exportiert. Prä-rRNAs und Prä-tRNAs können durch intramolekulare Spaltung, Spleißen, Methylierung und chemische Umwandlung von Nukleotiden prozessiert werden. Selten wird auch eine RNA-Editierung durchgeführt, um fehlende Basen einzufügen, nachdem eine mRNA synthetisiert wurde.

Kunstverbindungen

(Abbildung) Fehler beim Spleißen werden mit Krebs und anderen menschlichen Krankheiten in Verbindung gebracht. Welche Mutationen können zu Spleißfehlern führen? Denken Sie an verschiedene mögliche Ergebnisse, wenn Spleißfehler auftreten.

(Abbildung) Mutationen in der Spleißosom-Erkennungssequenz an jedem Ende des Introns oder in den Proteinen und RNAs, aus denen das Spleißosom besteht, können das Spleißen beeinträchtigen. Mutationen können auch neue Spleißosom-Erkennungsstellen hinzufügen. Spleißfehler können dazu führen, dass Introns in gespleißter RNA zurückgehalten werden, Exons ausgeschnitten werden oder die Lage der Spleißstelle verändert wird.

Freie Antwort

Patienten mit chronischer lymphatischer Leukämie tragen oft Nonsense-Mutationen in ihrer Spleißosomenmaschinerie. Beschreiben Sie, wie diese Mutation des Spleißosoms die endgültige Position und Sequenz einer Prä-mRNA verändern würde.

Nonsense-Spleißosom-Mutationen würden den Spleißschritt der mRNA-Prozessierung eliminieren, so dass die reifen mRNAs ihre Introns behalten und perfekt zur gesamten DNA-Matrizensequenz komplementär wären. Die mRNAs würden jedoch immer noch der 5’-Kappe und dem Poly-A-Schwanz hinzugefügt werden, und daher hat jede das Potenzial, zur Translation in das Zytoplasma exportiert zu werden.

Glossar


Zentrales Dogma

Nukleotidcode jedoch. Zahlreiche Beweise belegen beispielsweise, dass dieser Code die Grundlage für die Produktion verschiedener Moleküle ist, darunter RNA und Protein. Die Forschung hat auch gezeigt, dass die in der DNA gespeicherten Anweisungen in zwei Schritten "gelesen" werden: Transkription und Translation. Bei der Transkription wird ein Teil der doppelsträngigen DNA-Matrize

entsteht ein einzelsträngiges RNA-Molekül. In einigen Fällen ist das RNA-Molekül selbst ein "fertiges Produkt", das eine wichtige Funktion innerhalb der Zelle erfüllt. Oftmals folgt jedoch der Transkription eines RNA-Moleküls ein Translationsschritt, der schließlich zur Produktion eines Proteinmoleküls führt.

Transkription visualisierenDer Prozess der Transkription lässt sich durch Elektronenmikroskopie visualisieren (Abbildung 1). Tatsächlich wurde er erstmals 1970 mit dieser Methode beobachtet. In diesen frühen

elektronenmikroskopische Aufnahmen erscheinen die DNA-Moleküle als "Stämme", von denen viele RNA-"Zweige" ausgehen. Wenn DNAse und RNAse (Enzyme, die DNA bzw. RNA abbauen) zu den Molekülen hinzugefügt wurden, eliminierte die Anwendung von DNAse die Stammstrukturen, während die Verwendung von RNAse die Zweige auslöschte.

DNA ist doppelsträngig, aber zu jedem Zeitpunkt dient nur ein Strang als Matrize für die Transkription, der andere Strang wird als nichtkodierender Strang bezeichnet. In den meisten Organismen kann der DNA-Strang, der als kodierende Matrize für ein Gen dient, für andere Gene innerhalb desselben Chromosoms nicht kodierend sein.

Nachdem festgestellt wurde, dass die Boten-RNA (mRNA) als Kopie der chromosomalen DNA dient und die Sequenz von Aminosäuren in Proteinen spezifiziert, stellte sich die Frage, wie dieser Prozess auf natürliche Weise abläuft. Schon lange war bekannt, dass in natürlich gewonnenen Proteinen nur 20 Aminosäuren vorkommen. Es war auch bekannt, dass mRNA nur vier Nukleotide enthält: Adenin (A), Uracil (U), Guanin (G) und Cytosin (C). Somit werden 20 Aminosäuren von nur vier einzigartigen Basen in der mRNA kodiert, aber wie wird diese Kodierung erreicht?

Der Transkriptionsprozess

Der Transkriptionsprozess beginnt, wenn sich ein Enzym namens RNA-Polymerase (RNA pol) an den DNA-Matrizenstrang anheftet und beginnt, die Produktion komplementärer RNA zu katalysieren. Polymerasen sind große Enzyme, die aus ungefähr einem Dutzend Untereinheiten bestehen, und wenn sie auf DNA aktiv sind, werden sie typischerweise auch mit anderen Faktoren komplexiert. In vielen Fällen signalisieren diese Faktoren, welches Gen transkribiert werden soll.

In eukaryontischen Zellen existieren drei verschiedene Arten von RNA-Polymerase, während Bakterien nur eine haben. In Eukaryoten transkribiert RNA pol I die Gene, die die meisten ribosomalen RNAs (rRNAs) kodieren, und RNA pol III transkribiert die Gene für eine kleine rRNA sowie die Transfer-RNAs, die eine Schlüsselrolle beim Translationsprozess spielen, sowie andere kleine regulatorische RNA-Moleküle. Somit ist es RNA pol II, die die Boten-RNAs transkribiert, die als Matrizen für die Produktion von Proteinmolekülen dienen.

Der erste Schritt der Transkription ist die Initiation, wenn die RNA pol an die DNA stromaufwärts (5') des Gens an einer spezialisierten Sequenz, die als Promotor bezeichnet wird, bindet. Bei Bakterien bestehen Promotoren meist aus drei Sequenzelementen, bei Eukaryoten sind es sogar sieben Elemente.

In Prokaryoten haben die meisten Gene eine Sequenz, die Pribnow-Box genannt wird, wobei die Konsensussequenz TATAAT etwa zehn Basenpaare von der Stelle entfernt positioniert ist, die als Ort der Transkriptionsinitiation dient. Nicht alle Pribnow-Boxen haben genau diese Nukleotidsequenz, diese Nukleotide sind einfach die am häufigsten vorkommenden an jeder Stelle. Obwohl Substitutionen vorkommen, ähnelt jede Box dennoch ziemlich genau diesem Konsens. Viele Gene haben auch die Konsensussequenz TTGCCA an einer Position 35 Basen stromaufwärts der Startstelle, und einige haben ein sogenanntes Upstream-Element, das eine AT-reiche Region 40 bis 60 Nukleotide stromaufwärts ist, die die Transkriptionsrate erhöht (Abbildung 2). . In jedem Fall bindet das RNA-pol-"Kernenzym" an eine andere Untereinheit, die Sigma-Untereinheit genannt wird, um ein Holoenzym zu bilden, das in der Lage ist, die DNA-Doppelhelix abzuwickeln, um den Zugang zum Gen zu erleichtern. Die Sigma-Untereinheit vermittelt der RNA-Polymerase die Promotorspezifität, dh sie ist dafür verantwortlich, der RNA-Polymerase mitzuteilen, wo sie binden soll. Es gibt eine Reihe verschiedener Sigma-Untereinheiten, die an verschiedene Promotoren binden und daher beim Ein- und Ausschalten von Genen bei sich ändernden Bedingungen helfen.

Eukaryontische Promotoren sind komplexer als ihre prokaryontischen Gegenstücke, zum Teil, weil Eukaryonten die oben erwähnten drei Klassen von RNA-Polymerase aufweisen, die verschiedene Sätze von Genen transkribieren. Viele eukaryontische Gene besitzen auch Enhancer-Sequenzen, die in beträchtlicher Entfernung von den betroffenen Genen zu finden sind. Enhancer-Sequenzen kontrollieren die Genaktivierung durch Bindung mit Aktivatorproteinen und Veränderung der 3-D-Struktur der DNA, um zu helfen, RNA pol II "anzuziehen", wodurch die Transkription reguliert wird. Da eukaryotische DNA eng als Chromatin verpackt ist, erfordert die Transkription auch eine Reihe spezialisierter Proteine, die helfen, den kodierenden Strang zugänglich zu machen.

In Eukaryoten findet sich der "Kern"-Promotor für ein von pol II transkribiertes Gen am häufigsten unmittelbar stromaufwärts (5') der Startstelle des Gens. Die meisten pol II-Gene haben eine TATA-Box (Konsensussequenz TATTAA) 25 bis 35 Basen stromaufwärts der Initiationsstelle, die die Transkriptionsrate beeinflusst und die Lage der Startstelle bestimmt. Eukaryotische RNA-Polymerasen verwenden eine Reihe von essentiellen Cofaktoren (gemeinsam als allgemeine Transkriptionsfaktoren bezeichnet), und einer davon, TFIID, erkennt die TATA-Box und stellt sicher, dass die richtige Startstelle verwendet wird. Ein weiterer Cofaktor, TFIIB, erkennt eine andere gemeinsame Konsensussequenz, G/C G/C G/C G C C C, ungefähr 38 bis 32 Basen stromaufwärts.

Die Ausdrücke "stark" und "schwach" werden oft verwendet, um Promotoren und Enhancer entsprechend ihrer Wirkungen auf die Transkriptionsraten und dadurch auf die Genexpression zu beschreiben. Eine Veränderung der Promotorstärke kann schädliche Wirkungen auf eine Zelle haben, was oft zu einer Krankheit führt. Zum Beispiel transformieren einige tumorfördernde Viren gesunde Zellen, indem sie starke Promotoren in die Nähe von wachstumsstimulierenden Genen einfügen, während Translokationen in einigen Krebszellen Gene, die "ausgeschaltet" werden sollten, in die Nähe starker Promotoren oder Enhancer bringen.

Enhancer-Sequenzen tun, was ihr Name vermuten lässt: Sie wirken, um den Promotor zu verstärken. Die Proteine, die dieses Schleifen ermöglichen, werden Aktivatoren genannt, während diejenigen, die es hemmen, Repressoren genannt werden. Aufgrund der Geschwindigkeit, mit der Gene transkribiert werden, und ihre Wirkung kann sehr stark sein. Enhancer können Tausende von Nukleotiden von den Promotoren entfernt sein, mit denen sie interagieren, aber sie werden durch die Schleifenbildung der DNA in ihre Nähe gebracht. Diese Schleifenbildung ist das Ergebnis von Wechselwirkungen zwischen den an den Enhancer gebundenen Proteinen und den an t . gebundenen Proteinen

Die Transkription eukaryontischer Gene durch die Polymerasen I und III wird auf ähnliche Weise initiiert, aber die Promotorsequenzen und Transkriptionsaktivatorproteine ​​variieren.

Sobald die Transkription initiiert ist, entwickelt sich die DNA-Doppelhelix und die RNA-Polymerase liest den Matrizenstrang, wobei Nukleotide am 3'-Ende der wachsenden Kette hinzugefügt werden. Bei einer Temperatur von 37 Grad Celsius werden in Bakterien neue Nukleotide mit einer Geschwindigkeit von etwa 15-20 Aminosäuren pro Sekunde hinzugefügt (Dennis &. Bremer, 1974), während Eukaryoten mit etwa fünf bis acht Aminosäuren pro Sekunde viel langsamer fortschreiten zweitens (Izban & Luse, 1992).

Terminatorsequenzen werden nahe den Enden von kodierenden Sequenzen gefunden. Bakterien besitzen zwei Arten dieser Sequenzen. In rho-unabhängigen Terminatoren werden invertierte Wiederholungssequenzen transkribiert, die sich dann in Haarnadelschleifen auf sich selbst zurückfalten können, wodurch RNA pol pausiert und das Transkript freigesetzt wird. Auf der anderen Seite nutzen rho-abhängige Terminatoren einen Faktor namens rho, der das während der Transkription gebildete DNA-RNA-Hybrid aktiv abwickelt und dadurch die neu synthetisierte RNA freisetzt.

Bei Eukaryoten erfolgt die Termination der Transkription durch unterschiedliche Prozesse, abhängig von der genau verwendeten Polymerase. Bei pol I-Genen wird die Transkription unter Verwendung eines Terminationsfaktors durch einen ähnlichen Mechanismus wie die rho-abhängige Termination in Bakterien gestoppt. Die Transkription von pol III-Genen endet nach der Transkription einer Terminationssequenz, die einen Polyuracil-Abschnitt enthält, durch einen Mechanismus, der der Rho-unabhängigen prokaryotischen Termination ähnelt. Die Termination von pol II-Transkripten ist jedoch komplexer.

Die Transkription von pol II-Genen kann Hunderte oder sogar Tausende von Nukleotiden über das Ende einer kodierenden Sequenz hinaus andauern. Der RNA-Strang wird dann von einem Komplex gespalten, der mit der Polymerase zu assoziieren scheint. Die Spaltung scheint mit der Termination der Transkription gekoppelt zu sein und erfolgt an einer Konsensussequenz. Reife pol II mRNAs sind am 3'-Ende polyadenyliert, was zu einem Poly(A)-Schwanz führt dieser Prozess folgt der Spaltung und wird auch mit der Termination koordiniert.

Sowohl die Polyadenylierung als auch die Termination verwenden dieselbe Konsensussequenz, und die gegenseitige Abhängigkeit der Prozesse wurde Ende der 1980er Jahre durch Arbeiten mehrerer Gruppen nachgewiesen. Eine Gruppe von Wissenschaftlern, die mit Mausglobin-Genen arbeitet, zeigte, dass die Einführung von Mutationen in die Konsensussequenz AATAAA, die bekanntermaßen für die Poly(A)-Addition notwendig ist, sowohl die Polyadenylierung als auch die Transkriptionstermination hemmt. Sie maßen das Ausmaß der Termination durch Hybridisieren von Transkripten mit den verschiedenen Poly(A)-Konsensussequenz-Mutanten mit Wildtyp-Transkripten, und sie konnten eine Abnahme des Hybridisierungssignals feststellen, was darauf hindeutet, dass die richtige Termination gehemmt wurde. Sie schlossen daher, dass eine Polyadenylierung für die Termination notwendig ist (Logan et al., 1987). Eine andere Gruppe erzielte ähnliche Ergebnisse unter Verwendung eines Affenvirussystems, SV40 (Affenvirus 40). Sie führten Mutationen in eine poly(A)-Stelle ein, die dazu führten, dass mRNAs weit über dem Wildtyp akkumulierten (Connelly & Manley, 1988).

Die genaue Beziehung zwischen Spaltung und Termination muss noch bestimmt werden. Ein Modell nimmt an, dass die Spaltung selbst die Termination auslöst, ein anderes schlägt vor, dass die Polymeraseaktivität beeinflusst wird, wenn sie die Konsensussequenz an der Spaltungsstelle passiert, vielleicht durch Veränderungen der assoziierten Transkriptionsaktivierungsfaktoren. Daher konzentriert sich die Forschung auf dem Gebiet der prokaryotischen und eukaryotischen Transkription immer noch darauf, die molekularen Details dieses komplexen Prozesses zu enträtseln, Daten, die es uns ermöglichen, besser zu verstehen, wie Gene transkribiert und zum Schweigen gebracht werden.

Die Diskrepanz zwischen der Zahl der Nukleinsäurebasen und der Zahl der Aminosäuren schließt sofort die Möglichkeit eines Codes von einer Base pro Aminosäure aus. Tatsächlich könnten nicht einmal zwei Nukleotide pro Aminosäure (ein Dublett-Code) 20 Aminosäuren ausmachen (mit vier Basen und einem Dublett-Code gäbe es nur 16 mögliche Kombinationen [42 = 16]). Somit wäre die kleinste Kombination von vier Basen, die alle 20 Aminosäuren kodieren könnte, ein Triplett-Code. Ein Triplett-Code erzeugt jedoch 64 (43 = 64) mögliche Kombinationen oder Codons. Somit bringt ein Triplettcode das Problem mit sich, dass mehr als dreimal so viele Codons vorhanden sind wie Aminosäuren. Entweder erzeugen diese "Extra"-Codons Redundanz, wobei mehrere Codons dieselbe Aminosäure codieren, oder es müssen stattdessen zahlreiche Sackgassen-Codons vorhanden sein, die mit keiner Aminosäure verbunden sind.

Vorläufige Beweise dafür, dass der genetische Code tatsächlich ein Triplett-Code war, stammen aus einem Experiment von Francis Crick und Sydney Brenner (1961). Dieses Experiment untersuchte die Wirkung von Rasterverschiebungsmutationen auf die Proteinsynthese. Frameshift-Mutationen stören den genetischen Code viel stärker als einfache Basensubstitutionen, da sie eine Baseninsertion oder -deletion beinhalten und somit die Anzahl der Basen und ihre Positionen in einem Gen ändern. Zum Beispiel verursacht das Mutagen Proflavin Frameshift-Mutationen, indem es sich selbst zwischen DNA-Basen einfügt. Die Anwesenheit von Proflavin in einem DNA-Molekül stört somit die Replikation des Moleküls, so dass in die resultierende DNA-Kopie eine Base eingefügt oder deletiert wird.

Crick und Brenner zeigten, dass Proflavin-mutierte Bakteriophagen (Viren, die Bakterien infizieren) mit Einzelbasen-Insertions- oder Deletionsmutationen keine funktionellen Kopien des vom mutierten Gen kodierten Proteins produzieren. Die Produktion defekter Proteine ​​unter diesen Umständen kann auf eine fehlgeleitete Translation zurückgeführt werden. Mutierte Proteine ​​mit Zwei- oder Vier-Nukleotid-Insertionen oder -Deletionen waren ebenfalls nicht funktionsfähig. Einige mutierte Stämme wurden jedoch wieder funktionsfähig, wenn sie insgesamt drei zusätzliche Nukleotide anhäuften oder wenn ihnen drei Nukleotide fehlten. Dieser Rettungseffekt lieferte überzeugende Beweise dafür, dass der genetische Code für eine Aminosäure tatsächlich ein Drei-Basen- oder Triplett-Code ist.

Den genetischen Code entschlüsseln

Nachdem die aufstrebende Molekularbiologie-Gemeinde vom Triplett-Code überzeugt war, begann der Wettlauf um die Entschlüsselung, welche Tripletts welche Aminosäuren spezifizierten. Der einfachste Weg, den Code zu entschlüsseln, besteht darin, mit einem mRNA-Molekül bekannter Sequenz zu beginnen, damit die Synthese eines Proteins zu steuern und dann die Aminosäuresequenz des synthetisierten Proteins zu bestimmen. Dann könnte der Vergleich der ursprünglichen mRNA-Sequenz mit der Aminosäuresequenz des synthetisierten Proteins ein Mittel zum direkten Entschlüsseln des genetischen Codes bereitstellen.

Als dieses Entschlüsselungsprojekt durchgeführt wurde, hatten die Forscher jedoch noch nicht die Vorteile moderner Sequenzierungstechniken. Um diese Herausforderung zu umgehen, stellten Marshall W. Nirenberg und Heinrich J. Matthaei (1962) ihre eigene einfache, künstliche mRNA her und identifizierten das von ihr kodierte Polypeptidprodukt. Dazu verwendeten sie das Enzym Polynukleotid-Phosphorylase, das alle gefundenen RNA-Nukleotide zufällig aneinanderfügt. Nirenberg und Matthaei begannen mit den einfachsten möglichen Codes. Konkret fügten sie einer Lösung von reinem Uracil (U) Polynukleotid-Phosphorylase hinzu, sodass das Enzym RNA-Moleküle erzeugen würde, die vollständig aus einer Sequenz von U bestehen. Diese Moleküle wurden als Poly(U)-RNAs bezeichnet. Jede poly(U)-RNA enthielt somit eine reine Reihe von UUU-Codons unter der Annahme eines Triplett-Codes. Diese poly(U)-RNAs wurden zu 20 Röhrchen gegeben, die Komponenten für die Proteinsynthese enthielten (Ribosomen, aktivierende Enzyme, tRNAs und andere Faktoren). Jedes Röhrchen enthielt eine der 20 Aminosäuren, die radioaktiv markiert waren. Von den 20 Röhrchen lieferten 19 kein radioaktives Polypeptidprodukt. Nur ein Röhrchen, das mit der markierten Aminosäure Phenylalanin beladen war, ergab ein Produkt. Nirenberg und Matthaei hatten daher gefunden, dass das UUU-Codon in die Aminosäure Phenylalanin übersetzt werden kann.Ähnliche Experimente unter Verwendung von Poly(C)- und Poly(A)-RNAs zeigten, dass Prolin vom CCC-Codon und Lysin vom AAA-Codon codiert wurde.

In weiteren Experimenten zur Entschlüsselung der anderen Codons stellten Nirenberg und seine Kollegen künstliche RNAs her, die definierte Anteile von zwei oder drei verschiedenen Basen enthielten. Wie zuvor erwähnt, verbindet Polynukleotid-Phosphorylase Nukleotide zufällig als Ergebnis, diese künstlichen RNAs enthielten zufällige Mischungen der Basen im Verhältnis zu den Mengen der gemischten Basen. Daher lieferten die resultierenden Produkte Hinweise, die die Forscher verwenden konnten, um mögliche Codon-Aminosäure-Beziehungen abzuleiten.

Wenn beispielsweise A und C mit Polynukleotid-Phosphorylase gemischt wurden, enthielten die resultierenden RNA-Moleküle acht verschiedene Triplett-Codons: AAA, AAC, ACC, ACA, CAA, CCA, CAC und CCC. Diese acht zufälligen poly(AC)-RNAs produzierten Proteine, die nur sechs Aminosäuren enthielten: Asparagin, Glutamin, Histidin, Lysin, Prolin und Threonin. Denken Sie daran, dass frühere Experimente bereits gezeigt hatten, dass CCC und AAA für Prolin bzw. Lysin kodieren. Somit konnten die vier neu eingebauten Aminosäuren nur von AAC, ACC, ACA, CAA, CCA und/oder CAC kodiert werden. Mit dem Random-Sequence-Ansatz war die Dekodierung fast abgeschlossen, aber es blieb noch einiges zu tun.

So nutzten H. Gobind Khorana und seine Kollegen 1965 eine andere Methode, um den genetischen Code weiter zu knacken. Diese Forscher hatten die Erkenntnis, chemisch synthetisierte RNA-Moleküle mit bekannten sich wiederholenden Sequenzen anstelle von Zufallssequenzen zu verwenden. Beispielsweise sollte eine künstliche mRNA alternierender Guanin- und Uracil-Nukleotide (GUGUGUGUGUGU) in Translation als zwei alternierende Codons, GUG und UGU, gelesen werden und somit ein Protein aus zwei alternierenden Aminosäuren kodieren. Die Translation der künstlichen GUGU-mRNA ergab ein Protein mit abwechselnden Cystein- und Valinresten. Diese Technik allein konnte jedoch nicht bestimmen, ob beispielsweise GUG oder UGU für Cystein kodierten.

Als nächstes entwickelten Nirenberg und Philip Leder eine Technik, bei der Ribosomen-gebundene Transfer-RNAs (tRNAs) verwendet wurden. Sie zeigten, dass eine kurze mRNA-Sequenz – selbst ein einzelnes Codon (drei Basen) – immer noch an ein Ribosom binden kann, selbst wenn diese kurze Sequenz nicht in der Lage wäre, die Proteinsynthese zu steuern. Das Ribosom-gebundene Codon konnte dann mit einer bestimmten tRNA, die die durch das Codon spezifizierte Aminosäure trug, Basenpaare bilden.

Nirenberg und Leder synthetisierten daher viele kurze mRNAs mit bekannten Codons. Anschließend fügten sie die mRNAs nacheinander zu einer Mischung aus Ribosomen und Aminoacyl-tRNAs mit einer radioaktiv markierten Aminosäure hinzu. Für jeden bestimmten sie, ob die Aminoacyl-tRNA an die kurze mRNA-ähnliche Sequenz und das Ribosom gebunden war (der Rest passierte den Filter), was schlüssige Beweise für die jeweilige Aminoacyl-tRNA lieferte, die an jedes mRNA-Codon band.

Degeneration des Aminosäurecodes

Eine Untersuchung der vollständigen Codon-Tabelle ermöglicht es, sofort zu bestimmen, ob die "extra”-Codons mit Redundanz- oder Dead-End-Codes assoziiert sind (Fig. 3). Beachten Sie, dass beide Möglichkeiten im Code vorkommen. Es gibt nur wenige Fälle, in denen ein Codon für eine Aminosäure kodiert, beispielsweise das Codon für Tryptophan. Beachten Sie auch, dass das Codon für die Aminosäure Methionin (AUG) als Startsignal für die Proteinsynthese in einer mRNA fungiert. Darüber hinaus umfasst der genetische Code auch Stop-Codons, die für keine Aminosäure kodieren. Die Stopcodons dienen als Terminationssignale für die Translation. Wenn ein Ribosom ein Stopcodon erreicht, stoppt die Translation und das Polypeptid wird freigesetzt.

Nachdem die Wissenschaftler festgestellt hatten, dass die Boten-RNA (mRNA) als Kopie der DNA jedes Gens diente und die Sequenz der Aminosäuren in Proteinen spezifizierte, hatten sie sofort viele weitere Fragen zum Prozess der Proteinbildung. Konkret wussten diese Forscher, dass Proteine ​​aus 20 verschiedenen Aminosäuren bestehen. Darüber hinaus wussten sie auch, dass mRNA nur vier Nukleotide enthält: Adenin (A), Cytosin (C), Guanin (G) und Uracil (U). Aber wie genau könnten diese vier Nukleotide für alle 20 Aminosäuren kodieren? Die Antwort auf diese Frage stellte sich als einfacher heraus, als man erwarten würde.

Bestimmung der Anzahl der Nukleotide pro Aminosäure

Die Forscher wussten sofort, dass der genetische Code komplexer ist als eine Nukleotidperaminosäure. Wenn dies der Fall wäre, könnte die DNA einer Person schließlich nur für vier verschiedene Aminosäuren kodieren. Tatsächlich könnten sogar zwei Nukleotide pro Aminosäure (d. h. ein Dublett-Code) nicht für 20 Aminosäuren verantwortlich sein, da ein solcher Code nur 16 Permutationen (vier Basen an jeder von zwei Positionen = 4 × 4 = 16 Aminosäuren) bereitstellt.

So stellten frühe Forscher schnell fest, dass die kleinste Kombination von As, Cs, Gs und Us, die alle 20 Aminosäuren in der RNA kodieren könnte, ein Triplett-Code (drei Basen) sein würde. Eine Triplettkombination oder ein Codon würde 64 mögliche Kombinationen ermöglichen (vier Basen an jeder der drei Positionen = 4 × 4 × 4 = 64). Bei nur 20 Aminosäuren würde ein Triplett-Code jedoch auch Redundanz suggerieren – mit anderen Worten, mehr als ein Codon könnte der gleichen Aminosäure entsprechen, oder es könnte sogar "Ersatz" oder ungenutzte Codons geben. Wenn solche "Ersatz"-Codons vorhanden waren, was war ihr Zweck? Haben sie den Code "aufgebrochen", ähnlich wie Kommas in einem Satz? Außerdem, wie könnte ein Drei-Nukleotid-Code von der Protein-bildenden Maschinerie des Ribosoms "gelesen" werden? War es ein überlappender oder nicht überlappender Code? War es ein kontinuierlicher Code oder gab es "Kommas" (Ersatznukleotide) zwischen Codons, die als Signale für die nächste Aminosäure dienten? Diese Fragen wurden durch mehrere elegante Experimente beantwortet.

Bei der Untersuchung der genauen Beschaffenheit des genetischen Codes wandten sich Wissenschaftler zunächst der Frage nach möglichen Überschneidungen zu. Insbesondere die Forscher Akira Tsugita und Heinz Fraenkel-Conrat (1960) schlugen vor, dass bei einer Überlappung des Codes eine Mutation (oder Veränderung) in einem Nukleotid Veränderungen in mehr als einer Aminosäure im resultierenden Protein verursachen würde. Glücklicherweise hatten es Tsugita und Fraenkel-Conrat durch die jüngsten technologischen Fortschritte ermöglicht, die Aminosäuresequenz in kurzen Proteinen zu bestimmen. Durch den Vergleich von Proteinsequenzen aus nicht mutierter und mutierter DNA konnten sie dieses Problem lösen. Zunächst behandelte das Forschungsteam die DNA des Tabakmosaikvirus mit salpetriger Säure, was zu einer Punktmutation in der DNA-Sequenz führte. Dann verglichen sie das von der mutierten DNA produzierte Protein mit dem von der "normalen" viralen DNA produzierten. Auffallenderweise enthielt die Aminosäuresequenz des "mutanten" Proteins eine Änderung in nur einer Aminosäure, was stark auf die Verwendung eines nicht überlappenden Codes hinweist.

Die Ergebnisse von Tsugita und Fraenkel-Conrat allein konnten jedoch nicht klären, ob der genetische Code in Sätzen von drei Nukleotiden oder vielleicht mehr gelesen wurde. Dieses Thema wurde von einem separaten Forschungsteam, bestehend aus Francis Crick, Leslie Barnett, Sydney Brenner und Richard Watts-Tobin, angegangen. 1961 lieferte diese Gruppe durch Experimente mit dem Bakteriophagen T4 (einem bakterienspezifischen Virus) den ersten Beweis für einen Triplett-Code.

Insbesondere entwickelten diese Forscher einen cleveren Assay, der es ihnen ermöglichte, die Eigenschaften des genetischen Codes nach der Einführung einer besonderen Art von Mutation, der sogenannten Frameshift-Mutation, abzuleiten. Eine Frameshift-Mutation wird entweder durch das Hinzufügen oder die Deletion einer Base in der ursprünglichen DNA-Sequenz verursacht, was wiederum dazu führt, dass die proteinbildende Maschinerie Positionen (oder Leserahmen) auf der RNA verschiebt. Ein solcher Frameshift verändert die Codongruppierungen, und somit wird das entsprechende Protein ab dem Zeitpunkt der Mutation mit falschen Aminosäuren hergestellt

In ihrer Arbeit führte das Forschungsteam zunächst eine einzelne Frameshift-Mutation in ein virales Protein ein, das an der Infektion von E. coli-Bakterien beteiligt ist. (Bakterieninfektion war das Ergebnis in diesem Experiment.) Diese Hinzufügung einer einsamen Rasterverschiebungs-Mutation machte das resultierende Protein unwirksam. Die Forscher führten dann zusätzliche Frameshift-Mutationen ein, in der Hoffnung, dass dadurch der korrekte Leseraster wiederhergestellt würde (und das Protein wiederum eine Rolle bei der Infektion von E. coli spielen könnte). Das Experiment hat funktioniert! Wenn beispielsweise die erste Mutation eine Base (+) hinzufügte, konnte eine spätere Suppressor-Mutation (-), die eine Base löschte, den Code wieder auf den richtigen Weg bringen.

Interessanterweise stellte das Team fest, dass die Einführung von drei separaten Frameshift-Mutationen, die jeweils eine Base (+ + +) zu derselben DNA hinzufügten, manchmal (wenn sie nahe beieinander waren) auch in der Lage war, den Code wieder auf den richtigen Weg zu bringen. In ähnlicher Weise könnten auch drei Mutationen, die eine Base (- - -) deletiert haben, Proteinfunktion und Infektiosität retten. Daher wurde der Code nur durch Nicht-Triplett-Änderungen abgeworfen. Dieser Befund stützte stark die Existenz eines Triplett-Codes oder zumindest eines Codes, der in Vielfachen von drei Basen geschrieben wurde. Als Crick und seine Kollegen ihre Ergebnisse analysierten, waren sie die ersten, die erkannten, dass der genetische Code auf einem Vielfachen von drei Basen basiert!


9.3 Transkription

Sowohl bei Prokaryoten als auch bei Eukaryoten besteht die zweite Funktion der DNA (die erste war die Replikation) darin, die Informationen bereitzustellen, die zum Aufbau der Proteine ​​​​notwendig sind, damit die Zelle alle ihre Funktionen erfüllen kann. Dazu wird die DNA „gelesen“ oder in ein mRNA-Molekül transkribiert. Die mRNA liefert dann den Code, um ein Protein durch einen Prozess namens Translation zu bilden. Durch die Prozesse der Transkription und Translation wird ein Protein mit einer spezifischen Sequenz von Aminosäuren aufgebaut, die ursprünglich in der DNA kodiert wurde. Dieses Modul behandelt die Details der Transkription.

Das zentrale Dogma: DNA kodiert RNA RNA kodiert Protein

Der Fluss der genetischen Information in Zellen von der DNA über die mRNA zum Protein wird durch das zentrale Dogma (Abbildung 9.14) beschrieben, das besagt, dass Gene die Sequenzen von mRNAs spezifizieren, die wiederum die Sequenzen von Proteinen spezifizieren.

Das Kopieren von DNA in mRNA ist relativ einfach, wobei für jedes im DNA-Strang gelesene komplementäre Nukleotid ein Nukleotid an den mRNA-Strang angefügt wird. Die Translation zum Protein ist komplexer, da Gruppen von drei mRNA-Nukleotiden einer Aminosäure der Proteinsequenz entsprechen. Wie wir im nächsten Modul sehen werden, ist die Translation zum Protein jedoch immer noch systematisch, so dass die Nukleotide 1 bis 3 der Aminosäure 1 entsprechen, die Nukleotide 4 bis 6 der Aminosäure 2 und so weiter.

Transkription: von DNA zu mRNA

Sowohl Prokaryoten als auch Eukaryoten führen im Wesentlichen den gleichen Transkriptionsprozess durch, mit dem wichtigen Unterschied des membrangebundenen Kerns in Eukaryoten. Da die Gene im Zellkern gebunden sind, erfolgt die Transkription im Zellkern und das mRNA-Transkript muss in das Zytoplasma transportiert werden. Den Prokaryoten, zu denen Bakterien und Archaeen gehören, fehlen membrangebundene Kerne und andere Organellen, und die Transkription erfolgt im Zytoplasma der Zelle. Sowohl bei Prokaryoten als auch bei Eukaryoten erfolgt die Transkription in drei Hauptstadien: Initiation, Elongation und Termination.

Einleitung

Die Transkription erfordert, dass sich die DNA-Doppelhelix im Bereich der mRNA-Synthese teilweise entwindet. Der Abwickelbereich wird als Transkriptionsblase bezeichnet. Die DNA-Sequenz, an die die an der Transkription beteiligten Proteine ​​und Enzyme binden, um den Prozess einzuleiten, wird als Promotor bezeichnet. In den meisten Fällen existieren Promotoren stromaufwärts der Gene, die sie regulieren. Die spezifische Sequenz eines Promotors ist sehr wichtig, da sie bestimmt, ob das entsprechende Gen ständig, zeitweise oder kaum transkribiert wird (Abbildung 9.15).

Verlängerung

Die Transkription geht immer von einem der beiden DNA-Stränge aus, der als Template-Strang bezeichnet wird. Das mRNA-Produkt ist komplementär zum Matrizenstrang und fast identisch mit dem anderen DNA-Strang, dem sogenannten Nicht-Template-Strang, mit der Ausnahme, dass die RNA ein Uracil (U) anstelle des Thymins (T) in der DNA enthält. Während der Elongation läuft ein Enzym namens RNA-Polymerase entlang der DNA-Matrize und fügt Nukleotide durch Basenpaarung mit der DNA-Matrize ähnlich der DNA-Replikation hinzu, mit dem Unterschied, dass ein RNA-Strang synthetisiert wird, der nicht an die DNA-Matrize gebunden bleibt. Bei fortschreitender Elongation wird die DNA vor dem Kernenzym kontinuierlich abgewickelt und dahinter wieder aufgewickelt (Abbildung 9.16).

Beendigung

Sobald ein Gen transkribiert ist, muss die prokaryontische Polymerase angewiesen werden, von der DNA-Matrize zu dissoziieren und die neu hergestellte mRNA freizusetzen. Abhängig vom zu transkribierenden Gen gibt es zwei Arten von Terminationssignalen, aber beide beinhalten wiederholte Nukleotidsequenzen in der DNA-Matrize, die dazu führt, dass die RNA-Polymerase blockiert, die DNA-Matrize verlässt und das mRNA-Transkript freisetzt.

Nach Beendigung ist der Transkriptionsprozess abgeschlossen. In einer prokaryotischen Zelle wäre das Transkript zum Zeitpunkt der Termination bereits verwendet worden, um zahlreiche Kopien des kodierten Proteins teilweise zu synthetisieren, da diese Prozesse unter Verwendung mehrerer Ribosomen (Polyribosomen) gleichzeitig ablaufen können (Abbildung 9.17). Im Gegensatz dazu schließt das Vorhandensein eines Kerns in eukaryotischen Zellen eine gleichzeitige Transkription und Translation aus.

Eukaryotische RNA-Verarbeitung

Die neu transkribierten eukaryontischen mRNAs müssen mehrere Verarbeitungsschritte durchlaufen, bevor sie vom Zellkern in das Zytoplasma transferiert und in ein Protein übersetzt werden können. Die zusätzlichen Schritte, die an der Reifung der eukaryotischen mRNA beteiligt sind, erzeugen ein Molekül, das viel stabiler ist als eine prokaryontische mRNA. Eukaryontische mRNAs halten beispielsweise mehrere Stunden, während die typische prokaryontische mRNA nicht länger als fünf Sekunden dauert.

Das mRNA-Transkript wird zunächst mit RNA-stabilisierenden Proteinen beschichtet, um zu verhindern, dass es abgebaut wird, während es verarbeitet und aus dem Zellkern exportiert wird. Dies geschieht während die Prä-mRNA noch synthetisiert wird, indem eine spezielle Nukleotid-„Kappe“ an das 5'-Ende des wachsenden Transkripts angefügt wird. Zusätzlich zur Verhinderung des Abbaus erkennen Faktoren, die an der Proteinsynthese beteiligt sind, die Kappe, um die Translation durch Ribosomen einzuleiten.

Sobald die Elongation abgeschlossen ist, fügt ein Enzym eine Kette von ungefähr 200 Adeninresten an das 3'-Ende an, den sogenannten Poly-A-Schwanz. Diese Modifikation schützt die prä-mRNA weiter vor Abbau und signalisiert zellulären Faktoren, dass das Transkript in das Zytoplasma exportiert werden muss.

Eukaryotische Gene bestehen aus proteinkodierenden Sequenzen, den sogenannten Exons (Ex-on bedeutet, dass sie Exgedrückt) und intervening Sequenzen genannt Introns (int-ron bezeichnet ihre intehrende Rolle). Introns werden während der Verarbeitung aus der Prä-mRNA entfernt. Intronsequenzen in mRNA kodieren keine funktionellen Proteine. Es ist wichtig, dass alle Introns einer prä-mRNA vor der Proteinsynthese vollständig und präzise entfernt werden, damit sich die Exons zusammenschließen, um die richtigen Aminosäuren zu kodieren. Wenn der Prozess auch nur um ein einziges Nukleotid fehlschlägt, würde die Sequenz der wieder zusammengefügten Exons verschoben und das resultierende Protein wäre funktionslos. Der Vorgang des Entfernens von Introns und des Wiederverbindens von Exons wird als Spleißen bezeichnet (Abbildung 9.18). Introns werden entfernt und abgebaut, während sich die Prä-mRNA noch im Kern befindet.


Beendigung

Sobald ein Gen transkribiert ist, muss die prokaryontische Polymerase angewiesen werden, von der DNA-Matrize zu dissoziieren und die neu hergestellte mRNA freizusetzen. Abhängig vom zu transkribierenden Gen gibt es zwei Arten von Terminationssignalen, aber beide beinhalten wiederholte Nukleotidsequenzen in der DNA-Matrize, die dazu führt, dass die RNA-Polymerase blockiert, die DNA-Matrize verlässt und das mRNA-Transkript freisetzt.

Nach Beendigung ist der Transkriptionsprozess abgeschlossen. In einer prokaryotischen Zelle wäre das Transkript zum Zeitpunkt der Termination bereits verwendet worden, um zahlreiche Kopien des kodierten Proteins teilweise zu synthetisieren, da diese Prozesse unter Verwendung mehrerer Ribosomen (Polyribosomen) gleichzeitig ablaufen können (Abbildung 9.17). Im Gegensatz dazu schließt das Vorhandensein eines Kerns in eukaryotischen Zellen eine gleichzeitige Transkription und Translation aus.

Abbildung 9.17 Mehrere Polymerasen können ein einzelnes bakterielles Gen transkribieren, während zahlreiche Ribosomen gleichzeitig die mRNA-Transkripte in Polypeptide übersetzen. Auf diese Weise kann ein bestimmtes Protein in der Bakterienzelle schnell eine hohe Konzentration erreichen.

Wird der Poly(A)-Schwanz hinzugefügt, während die Transkription noch im Gange ist? - Biologie

C2006/F2402 '10 ÜBERBLICK ZU VORTRAG #9

(c) 2010 Dr. Deborah Mowshowitz, Columbia University, New York, NY . Letzte Aktualisierung 17.02.2010 12:28 .

Handzettel: Handouts sind 9A -- RNA-Verarbeitung 9B -- Alternative Verarbeitung/Spleißen (nicht im Web).

I. Abschluss der Transkription -- Einige Funktionen, die beim letzten Mal nicht abgedeckt wurden. Siehe Notizen vom letzten Mal für Details

  • Die Regulation kann "+" oder "-" sein, abhängig von der Funktion des Proteins (& seiner Bindungsstelle)

  • Negativkontrolle – Wenn die Bindung des regulatorischen Proteins die Transkription blockiert.

  • Positive Kontrolle – Wenn die Bindung des regulatorischen Proteins die Transkription verstärkt.

  • Euk vs. Prok. -- Negativkontrolle (Einsatz von Repressoren) scheint bei Prok häufiger vorzukommen. positive Kontrolle (Verwendung von Aktivatoren) häufiger in EuK. (Siehe 1. Tabelle auf Handout 8A)

  • Wie Sie positive und negative Kontrolle unterscheiden – durch die Auswirkungen von Deletionen.

B. Basale TFs für RNA pol. II.

1. Terminologie: Basal-TFs für Pol II heißen TFIIA, TFIIB usw.

2. Der wichtigste ist TFIID es selbst hat viele Untereinheiten. Die am häufigsten untersuchte Untereinheit ist TBP (TAN EINER Binding Protein -- Siehe Becker-Abb. 21-14 (21-15).) Erkennt TATA-Box, wenn eine vorhanden ist.

3. Andere Polymerasen haben auch TFs , aber TFs für Pol II sind von großem Interesse, da Pol II → mRNA

C. Wichtige Erinnerung: Basale TFs binden zuerst an den Kernpromotor und dann bindet RNA pol an sie. Es braucht viele Proteine, um loszulegen. RNA-Polymerase tut nicht direkt an die DNA binden.

D. Koordinatensteuerung. Eine Gruppe von Genen kann als Reaktion auf dasselbe Signal (Hitzeschock, Hormon usw.) alle gleichzeitig ein- oder ausgeschaltet werden.

1. Prokaryoten vs. Eukaryoten: Beide prok. und euk. Koordinatenkontrolle aufweisen, aber der Mechanismus ist anders. (Siehe Tabelle unten.)

2. Lokalisierung von koordiniert gesteuerten Genen

(ein). In Prokaryoten liegen koordinativ gesteuerte Gene zusammen in Operons.

(B). In Eukaryoten müssen koordiniert gesteuerte Gene nicht nahe beieinander liegen – sie müssen nur die gleichen (cis-wirkenden) Kontrollelemente haben. Siehe Sadava 14.16 (14.14).

(ein). Alle Gene, die im gleichen Zelltyp und/oder unter den gleichen Bedingungen aktiviert wurden, teilen die gleichen Kontrollelemente – daher reagieren diese Gene alle auf die gleichen regulatorischen TFs. Das Ergebnis sind mehrere mRNAs, die alle als Reaktion auf dasselbe Signal (s) hergestellt wurden.

(B). Die meisten Gene besitzen mehrere (cis-wirkende) Kontrollelemente. Daher wird die Transkription der meisten Gene von mehr als einem TF beeinflusst.

(C).Die Transkription eines bestimmten Gens hängt von den Kombinationen von TFs ab, nicht nur einem, die in diesem Zelltyp verfügbar sind.

4. Unterschiede in den TFs. Unterschiedliche Zelltypen machen unterschiedliche regulatorische TFs. Dazu werden verschiedene Gruppen von koordinativ gesteuerten Genen an-/ausgeschaltet. Siehe Becker Abb. 23-24.

5. Vergleich der Situation bei Prokaryoten vs. multizellulären Eukaryoten:

II. Gesamtregulation der eukaryotischen Genexpression -- Was muss getan werden, um mehr oder weniger Protein herzustellen? Ein anderes Protein? Welche Schritte können geregelt werden?

A. Wenn Zellen unterschiedliche Proteine ​​herstellen, wie wird das kontrolliert? Wenn zwei eukaryontische Zellen (aus einem vielzelligen Organismus) unterschiedliche Proteine ​​herstellen, was ist dann (normalerweise) anders?

Beispiele: Hühnereileiterzellen produzieren Ovalbumin – Hühner-RBC produzieren Globin*

Menschliche Leberzellen produzieren Transferrin – menschliche Vorläufer von Erythrozyten produzieren Globin

*Hinweis: Hühner-RBC haben im Gegensatz zu menschlichen RBC Kerne

1 . Ist DNA anders? (Nein, außer in Zellen des Immunsystems.)

2. Ist mRNA anders? (Antwort: ja). Dies bedeutet, dass Sie gewebespezifische Sequenzen aus einer cDNA-Bibliothek erhalten können. (cDNA-Bibliothek = Sammlung aller cDNAs eines bestimmten Zelltyps.) DNA von jedem Zelltyp ist die gleiche mRNA und daher ist cDNA nicht. Siehe Becker Abb. 23-20.

3. Ist der Chromatinzustand normalerweise anders? (Ans: ja) Wie wird das getestet? Methode und Ergebnis wie zuvor beschrieben. Siehe Abbildung 23-17 bei Becker.

4. Warum ist der Zustand des Chromatins anders? Ist der Unterschied in den cis-wirkenden regulatorischen Sequenzen oder den trans-wirkenden Faktoren? (Antwort wird in der Klasse besprochen.) Siehe Becker-Abb. 23-24.

5. Wenn mRNAs unterschiedlich sind, warum ist das so? Ist der Unterschied ausschließlich auf Unterschiede in der Transkription zurückzuführen?

A. Transkription ist in verschiedenen Zellen unterschiedlich.

Wie könnte es anders sein? Es könnte sein, dass alle Zellen alle Gene transkribieren, aber nur einige RNAs in das Zytoplasma exportiert werden und die restlichen nukleären RNAs abgebaut werden. Das ist nicht der Fall. In jedem Zelltyp werden nur ausgewählte Gene transkribiert, und RNAs aus diesen Genen werden verarbeitet, um mRNA herzustellen. (Für ein Experiment, das dies zeigt, siehe Abbildung 23-19 bei Becker.)

B. Verarbeitung kann unterschiedlich sein: Spleißen und Verarbeitung derselben Primärtranskripte können unterschiedlich sein (in verschiedenen Zellen oder zu unterschiedlichen Zeiten). Unterschiedliche mRNAs (und somit Proteine) können aus demselben Transkript durch alternatives Spleißen und/oder Poly-A-Addition hergestellt werden. Details und Beispiel unten.

Um die Transkription zu überprüfen, versuchen Sie es mit den Aufgaben 4R-5 und 4R-6A.

B. Wie kann die Menge des synthetisierten Proteins kontrolliert werden? Wenn die Zelle mehr oder weniger Protein produziert, welche Schritte werden dann reguliert?

1. In Prokaryoten (zum Vergleich) – relativ einfach zu verarbeiten.

A. Die meiste Regulierung bei der Transkription.

B. Die Übersetzung in das gleiche Fach wie die Transkriptionsübersetzung erfolgt automatisch.

C. Die meisten mRNAs haben eine kurze Halbwertszeit.

2. In Eukaryoten -- Die Genexpression hat viel mehr Schritte und Komplikationen als bei Prokaryoten -- mehr zusätzliche Regulationspunkte -- nicht nur bei der Transkription. Siehe Becker Abb. 23-11 oder Sadava 14.12 (14.11).

A. Die Transkription ist der Hauptkontrollpunkt, aber auch andere Schritte werden oft geregelt.

B. Transkription und Übersetzung erfolgen in separaten Fächern. Die Übersetzung erfolgt nicht automatisch.

(1). 2. Transkript muss verarbeitet werden (gekappt, gespleißt, polyadenyliert usw.) – jeder dieser Schritte kann reguliert werden, und es gibt mehr als einen Weg, die meisten Primärtranskripte zu verarbeiten.

(2). mRNA muss ins Zytoplasma transportiert werden.

(3). Translation kann reguliert werden (unabhängig von der Transkription) -- kann die Nutzung und/oder das Schicksal von mRNA steuern, nicht nur die Versorgung mit mRNA. Kann für jede bestimmte mRNA 1 oder beide der folgenden regulieren:

(ein). Initiierungsrate -- kann steuern, wie oft Ribosomen anlagern und die Translation starten.

(B). Abbaurate -- kann die Halbwertszeit von mRNA kontrollieren.

C. Verschiedene eukaryotische mRNAs haben unterschiedliche Halbwertszeiten. Einige mRNAs sind langlebig und einige haben eine sehr kurze Halbwertszeit.

Um die Regulierung zu überprüfen, try Probleme 4-11 & 4-12.


III. Verarbeitung von eukaryotischen mRNA-Transkripten Was braucht es, um eine funktionierende eukaryotische mRNA zu erhalten, sobald die Transkription beginnt?

A. Kappen und Poly A -- Siehe Handout 9A.

Die meisten eukaryotischen Transkripte, die als mRNA verwendet werden, müssen an beiden Enden modifiziert (sowie gespleißt) werden, bevor sie in das Zytoplasma transportiert und zur Translation verwendet werden können. Am 5'-Ende wird normalerweise ein "Cap" und am 3'-Ende ein "Poly-A-Ende" hinzugefügt. Die erforderlichen Schritte sind auf Handout 9A dargestellt. (Die Zahlen unten entsprechen den Schritten auf dem Handout.)

(1) Beginn der Transkription.

A. Der Beginn der Transkription wird normalerweise durch einen gebogenen Pfeil angezeigt.

B. Die eingerahmten Bereiche der DNA = Exons reine DNA dazwischen = Intron.

A. Ein modifiziertes G wird kurz nach Beginn der Transkription an das 5'-Ende des Transkripts angefügt, während das Transkript noch erstellt wird.

B. Das G wird "rückwärts" hinzugefügt, so dass eine Verbindung von 5' zu 5' besteht. (Für Neugierige: Der Aufbau der Kappe und wie sie mit dem Transkript verbunden ist, zeigt Ihre Texte siehe Abb. Becker 21-18.)

C. Die Kappe wird auf dem Handout als ausgefüllter Kreis dargestellt.

(3) Die Transkription wird bis zum Ende des Gens oder der Transkriptionseinheit oder geringfügig darüber hinaus fortgesetzt.

A. Möglicherweise gibt es in Eukaryoten keinen festen Stopp für die Transkription (für die Produktion der meisten mRNA). Die Zugabe von Poly A (siehe unten) kann das genaue 3'-Ende des Transkripts bestimmen.

B. Die meisten, aber nicht alle eukaryotischen mRNAs enthalten Poly A.

C. Zur Erinnerung: In Eukaryoten erfolgt die Produktion von rRNA & tRNA durch verschiedene RNA-Polymerasen, die etwas unterschiedliche Eigenschaften haben. diese RNAs haben kein Poly A. (Für Details siehe Texte.)

A. An das 3'-Ende der RNA wird ein Poly-A-Schwanz – eine Reihe von A von einigen hundert Länge – angefügt.

B. Wachstum von AA. ist 5' bis 3' unter Verwendung von ATP, Enzym und Abspaltung von Pyrophosphat wie üblich. Es wird keine Vorlage verwendet.

C. Die Sequenz AAUAAA ist das Signal für das entsprechende Enzym, das Transkript etwas stromabwärts zu schneiden und die A-Reihe hinzuzufügen. (Downstream = in 3'-Richtung auf der mRNA oder dem Sense-Strang.)

D. Beachten Sie, dass die A's am 3'-Ende und das G der Kappe nicht in der Matrizen-DNA kodiert sind.

e. Auf dem Handout Spaltung des Transkripts = Schritt 4 Zugabe von Poly A = Schritt 5. Diese beiden Schritte können gleichzeitig erfolgen.

(6) Zum Spleißen eingerichtet. In Schritt 6 ist mit der RNA nichts passiert, außer dass sie markiert wurde, um Exons und Introns anzuzeigen (damit wir das Spleißen erklären können).

A. Wenn das Transkript von der DNA freigesetzt wird, weist es bereits eine Kappe am 5'-Ende und einen Poly-A-Schwanz am 3'-Ende auf. Diese RNA – an beiden Enden modifiziert, aber nicht gespleißt – wird normalerweise als primäres Transkript oder Prä-mRNA bezeichnet.

B. Einige Texte bezeichnen unmodifizierte RNA als primäres Transkript, aber ein solcher Zustand existiert nicht wirklich, da die prä-mRNA modifiziert wird, bevor sie aus der DNA freigesetzt wird.

C. Die RNA ist jetzt zum Spleißen bereit (Schritte 7-9 auf dem Handout). Siehe auch Becker Abb. 21-22 (21-23) oder Sadava 14.10 (14.9).

B. Spleißen von eukaryotischer mRNA

1. Ein typisches Bild eines Gens mit Introns und Exons (als Referenz) . Das Bild unten zeigt einen Abschnitt des Sense-Strangs der DNA, der ein Gen mit 3 Exons und 2 Introns enthält. (Das Bild auf dem Handout hat 2 Exons und ein Intron.) Konventionen:

Das Bild auf dem Handout zeigt doppelsträngige DNA, aber Gene werden oft wie im Bild unten gezeigt, wobei nur der Sense-Strang tatsächlich eingezeichnet ist.

Die Transkription würde am 5' (linken) Ende von Exon 1 beginnen und nach rechts gehen.

Wichtige Merkmale des Introns: Verzweigungspunkt, 5'-Spleißstelle (auch Donorstelle genannt) und 3'-Spleißstelle (auch Akzeptorstelle genannt). Diese werden nur für das erste Intron gezeigt. (Siehe auch Abb. 21-22 (21-23) in Becker oder 14.11 (14.10) in Sadava.)

Beachten Sie auch, dass die Region links von Exon 1 KEIN Intron ist – sie ist nicht Teil des Gens. Es ist Teil eines Spacers zwischen diesem Gen und dem vorherigen.


2. Spleißdetails -- Siehe unten auf Handout 9A.

(1). Das Spleißen jedes Introns erfolgt in 3 Schritten (siehe Handout 9A, Schritte 7-9). Bei jedem Schritt werden die Teile des Transkripts durch das Spleißosom an Ort und Stelle gehalten. Die Schritte werden für das Spleißen jedes Introns wiederholt – viele RNAs haben viele Introns. Details sind unten.

(2). Die Spleißstelle am 5'-Ende eines Introns wird als 5'- oder Donorstelle bezeichnet, die Spleißstelle am 3'-Ende eines Introns wird als 3'- oder Akzeptorstelle bezeichnet.

B. Schritte des Spleißens. Siehe Handout 9A unten. Siehe auch Becker Abb. 21-24 oder Sadava 14.11 (14.10). Alle Schritte werden durch das Spleißosom katalysiert. Die Schritte auf dem Handout sind wie folgt:

(7) RNA-Transkript bildet eine Schleife zur Entfernung des Introns.

(8). Schnitt am 5' Ende des Introns

(ein). 5'-Spleißstelle (Donorstelle) wird gespalten

(B). Das lose Ende des Introns (5'-Ende des Introns) heftet sich an den Verzweigungspunkt in der Mitte des Introns und bildet eine lariatförmige Struktur.

(ein). Die 5'-Donorstelle heftet sich an die 3'-Akzeptorstelle, verbindet die beiden Exons und setzt das Intron in Form von Lariat frei.

(B). Das Lariat wird abgebaut und die Nukleotide werden recycelt.

(C). Die RNA mit den Exons (ohne Introns) wird in das Zytoplasma transportiert und translatiert.

C. Hinweis: Prokaryoten haben keine Introns und es fehlt ihnen die notwendige Maschinerie, um sie zu entfernen.

3. Stimmen Exons und translatierte Regionen überein? Siehe Diagramm unten auf 9A. Rückblick aus dem letzten Semester:

A. Exons = Abschnitte von Genen, die in der mRNA vertreten sind.

Exons umfassen untranslatierte 5'- und 3'-Regionen sowie die translatierten Regionen.

Exons und Aminosäure-kodierende Regionen stimmen nicht überein, da es zusätzliche untranslatierte Abschnitte in der mRNA gibt.

Exons und mRNA-Regionen fallen zusammen.

B. Exons sind nicht = Protein-kodierende Sequenzen , wie manche Texte andeuten. (Das Diagramm in Sadava 14.5 (14.4) ist falsch.) Exons umfassen Protein-kodierende Sequenzen, aber auch Sequenzen (UTRs), die in der mRNA vertreten sind, aber nicht für Aminosäuren kodieren.

(1). Führungskräfte. Am 5'-Ende der mRNA befindet sich eine 5'-untranslatierte Region (UTR) oder ein Leader, bevor die Translation beginnt (vor dem ersten AUG). Die für diese Region kodierende DNA wird transkribiert und die RNA wird nicht ausgespleißt, aber diese Region der mRNA wird nicht translatiert. Die 5'-UTR wird in einem oder mehreren Exons kodiert.

(2). Anhänger. Am 3'-Ende der mRNA befindet sich eine 3'-UTR oder ein Trailer nach dem Stop-Codon. Die für diese Region kodierende DNA wird transkribiert und die RNA wird nicht ausgespleißt, aber diese Region der mRNA wird nicht translatiert. Die 3'UTR wird in einem oder mehreren Exons kodiert.


NS. Regulierung beim Spleißen – Ergebnisse alternativer Verarbeitung

A. Es gibt zwei Möglichkeiten, eine Sammlung ähnlicher Proteine ​​zu erhalten

1. Genfamilien -- aufgrund der Duplikation und Divergenz von Genen existieren mehrere, ähnliche Gene. Beispiel: Die Globin-Gene bilden eine Familie. Verschiedene Familienmitglieder kodieren für Myoglobin, Beta-Ketten, Alpha-Ketten, Delta-Ketten usw. Andere Genfamilien umfassen die GLUT-, SGLT- und IF-Familien.

2. Alternatives Spleißen oder Bearbeiten (siehe C unten) -- nur ein Gen, aber das Primärtranskript auf mehr als eine Weise gespleißt.

B. Ein Beispiel für eine alternative Verarbeitung -- Produktion von Antikörpern (Immungloblin) in B-Zellen. Siehe Handout 9B und Becker Abb. 23-31 -- wie man entweder löslichen oder membrangebundenen Antikörper aus der alternativen Verarbeitung desselben Transkripts erhält. (Siehe Sadava 14.21 (14.20) für ein weiteres Beispiel.)

1. Antikörper können membrangebunden oder sezerniert sein. Das Schicksal des Antikörpers hängt davon ab, ob das Peptid eine hydrophobe Sequenz nahe einem Ende hat oder nicht. Hydrophobe Sequenz kann das Protein in der Membran verankern – wird zu einer Transmembran(TM)-Sequenz.

A. Wenn Ab eine potentielle TM-Folge hat : Der hydrophobe Abschnitt rastet bei der Proteinherstellung in die Membran des ER ein. Vesikel knospen vom ER und Protein wandert als Teil des Vesikels durch die Zelle. Protein verbleibt in der Vesikelmembran. Wenn das Vesikel mit der Plasmamembran verschmilzt, bleibt Ab in der Membran.

B. Wenn Ab kein TM . hat : Ab tritt in das Lumen des ER ein, wenn Protein hergestellt wird. Vesikel knospen aus dem ER und Protein landet im Lumen des Vesikels. Wenn das Vesikel mit der Plasmamembran verschmilzt, wird Ab sezerniert.

2. Das Gen hat zwei alternative polyA-Additionsstellen. Welches verwendet wird, bestimmt die endgültige Position des Proteins.

A. Option 1: Wenn eine (am Ende von Exon 4/Start von Intron 4) verwendet wird, enthält das Protein keine hydrophobe potentielle TM-Sequenz und das Protein wird sezerniert.

B. Option 2: Wenn ein anderes (am Ende von Exon 6) verwendet wird, enthält das Protein eine hydrophobe Sequenz, die von den Exons 5 und 6 kodiert wird, und das Protein verbleibt in der Plasmamembran.

3. mRNA kann auf zwei alternative Arten gespleißt und/oder poly A hinzugefügt werden. Die Position des Proteins (Antikörpers) hängt davon ab, ob zuerst das Spleißen von Intron 4 oder Poly A erfolgt. Betrachten Sie es als Wettbewerb. Entweder

A. Poly A hinzufügende Enzyme gelangen dort vor dem Spleißosom. In diesem Fall wird Poly A an die Stelle nahe dem Ende von Exon 4 hinzugefügt und der Rest von Intron 4 (und der Rest des Gens) wird nie transkribiert, oder

B. Das Spleißosom kommt zuerst dort an . In diesem Fall wird Intron 4 transkribiert und herausgespleißt, bevor Poly A hinzugefügt werden kann. (In diesem Fall wird stattdessen Poly A am Ende von Exon 6 hinzugefügt.)

4. Warum werden 2 Formen von Antikörpern benötigt?

A. Membrangebundene Form des Antikörpers: Dient als Rezeptor für Antigen = Falle, um zu erkennen, wenn Antigen vorhanden ist. Die Bindung von Antigen (Ligand) an Antikörper (Rezeptor) dient als Auslöser, um die Antikörpersekretion zu starten.

B. Ausgeschiedene (lösliche) Form: Wirkt als Effektor – führt eine wichtige Funktion des Immunsystems aus – bindet an lösliches Antigen in Körperflüssigkeiten und löst die Zerstörung des Antigens auf vielfältige Weise aus.

C. Das allgemeine Prinzip -- Sie können viele verschiedene mRNAs aus einem einzelnen Gen durch die unten aufgeführten Prozesse erhalten. Daher übersteigt die Zahl der möglichen Proteine ​​(das Proteom) die Zahl der möglichen Gene (das Genom) bei weitem.

1. Transkription an verschiedenen Stellen starten

2. Beenden der Transkription (Hinzufügen von Poly A) an verschiedenen Stellen

3. Ausspleißen verschiedener Abschnitte (Exons sowie Introns) des primären Transkripts – alternatives Spleißen.

Um die Regulierung und alternatives Spleißen zu überprüfen, versuchen Sie Probleme 4-13 und 4-14.

V. Regelung bei der Übersetzung.

A. Wie kontrolliert man die Übersetzungsrate? Allgemein gesagt:

1. Kann die Halbwertszeit von mRNA regulieren (Kontrollrate des Abbaus).

A. In Prokaryoten haben die meisten mRNAs eine kurze halbe Lebensdauer, in Eukaryoten ist dies nicht unbedingt so.

B. Verschiedene eukaryotische mRNAs haben sehr unterschiedliche Halbwertszeiten.

C. Hinweis: Proteasomen bauen nur Proteine ​​ab, NICHT RNAs.

2. Kann die Initiationsrate der Translation regulieren (steuern Sie, wie effektiv die Übersetzung beginnt).

B. Einige berühmte Beispiele für die Regulierung der Übersetzung. (Die Prinzipien sind wichtig, wir werden nicht ins Detail gehen.)

  • Regulatorisches Protein wirkt wie ein (prokaryontischer) Repressor, bindet jedoch an die regulatorische Sequenz in mRNA, nicht an DNA.
  • Regulatorisches Protein ist allosterisch, und die Konzentration des niedermolekularen Effektors (Fe) inaktiviert das regulatorische Protein.
  • Das regulatorische Protein bindet in Abwesenheit von Fe an mRNA, nicht wenn Fe hoch ist.
  • Die aktive Form des Repressorproteins bindet an mehr als eine mRNA. Bindet an mRNA für Protein A am 5'-Ende (Blockierung der Initiation) und an mRNA für Protein B am 3'-Ende (Blockierung des Abbaus).
  • Dies ist ein weiteres Beispiel für die Koordinatensteuerung. Es gibt hier einen trans-wirkenden Faktor (Repressor), aber beide mRNAs haben die gleiche cis-wirkende Sequenz.
  • Siehe Becker, Feigen. 23-33 & 23-34, wenn Sie neugierig auf die Details sind.

Eine Frage zum Nachdenken: Was ist Protein A und was Protein B? Welches ist Ferritin und welches ist der Transferrin-Rezeptor? Ferritin ist ein intrazelluläres Protein, das überschüssiges Eisen speichert. Sie können Ihre Antwort in Becker oder anhand dieses Diagramms überprüfen.

  • In Abwesenheit von Häm tritt eine Hemmung auf und die Translation wird blockiert. Kein Globin produziert.
  • Häm blockiert die Hemmung. Daher schreitet in Gegenwart von Häm die Translation fort. Häm löst die Blockade bei der Translation und Globin wird hergestellt.

2. Verwendung einer regulatorischen RNA -- RNA-Interferenz (RNAi)

A. Trans wirkende Faktoren können RNA sein. Nicht alle regulatorischen Faktoren sind Proteine ​​– einige sind kurze RNAs. (Diese werden normalerweise von doppelsträngiger RNA abgeleitet – siehe Becker Abb. 23-35 & 23-36.)

B. Wie beeinflusst eine kurze RNA die Translation?

(1). Hemmung (Normalfall): Kleine RNA bindet an mRNA → Bildung von doppelsträngiger RNA. Dies löst den Abbau und/oder die Hemmung der Translation der mRNA aus.

(2). Stimulation: In jüngster Zeit wurden einige Fälle entdeckt, in denen kleine RNA an mRNA bindet und die Translation „hochreguliert“. Mechanismus bisher unbekannt.

C. Verwendung bei der Regulierung: Zellen produzieren auf natürliche Weise Mikro-RNAs, die an mRNAs binden und die Translation wie oben beschrieben regulieren. Die Verwendung kurzer regulatorischer RNAs zum Blockieren der Translation scheint während der Regulation der Entwicklung wichtig zu sein. (Siehe Becker 23-36.)

D. Verwendung im Labor als Werkzeug: Genannt RNAi = RNA-Interferenz. Die Verwendung von künstlich hinzugefügter kurzer doppelsträngiger (ds) RNA, um die Transkription/Translation zu blockieren und Gene auszuschalten, ist sehr verbreitet. (Siehe Becker 23-35.) Enzyme der Zelle wandeln hinzugefügte ds-RNA in kurze einzelsträngige RNA um, die die Translation und/oder Transkription wie in b. Gleiche Wirkung wie das Hinzufügen von Antisense-RNA (funktioniert jedoch besser).

VI. Posttranslationale Regulierung. Vergessen Sie nicht: Auch nach der Translation erfolgt die Regulation – nachdem Proteine ​​hergestellt wurden, kann ihre Aktivität moduliert werden. Viele Beispiele für posttranslationale Modifikation sind bereits aufgetaucht, und weitere werden später diskutiert. Hier eine Zusammenfassung (meist Rezension):

A. Kovalente Modifikation. Proteine ​​können entweder reversibel (z. B. durch Phosphorylierung und Dephosphorylierung) oder dauerhaft (z. B. durch Entfernung von N-terminalen Met., Zugabe von Zuckern – Glykosylierung usw.) kovalent modifiziert werden.

B. Nichtkovalente Modifikation. Proteine ​​können durch reversible nichtkovalente Bindung anderer Faktoren aktiviert oder gehemmt werden – kleinmolekulare allosterische Effektoren, andere Proteine ​​wie Calmodulin (ein wichtiges Ca ++ -bindendes Protein, das später erörtert wird) usw.

C. Abbau. Proteine ​​können selektiv zerstört werden.

1. Halbwertszeiten variieren. Nicht alle Proteine ​​haben die gleiche Halbwertszeit.

2. Proteasom: Der Hauptfaktor bei der Regulierung des Proteinumsatzes ist die Kontrolle der Zugabe von Ubiquitin, die zur Zerstörung durch das Proteasom führt. Siehe Becker 23-38 oder Sadava 14.24 (14.22) oder die Nobelpreise für 2004.

3. Bedeutung: Wichtiges Beispiel für eine Familie von Proteinen, die alle eine kurze Halbwertszeit haben = Cycline kontrollieren das Fortschreiten durch den Zellzyklus. Unterschiedliche Cycline steuern Übergänge von G1 zu S, G2 zu M usw. Cycline werden nach Bedarf hergestellt und unmittelbar nach Gebrauch abgebaut. (Hinweis: Sowohl mRNAs für Cycline als auch Cycline selbst werden nach der Verwendung abgebaut. Mehr dazu, wenn wir die Details des Zellzyklus behandeln.)

D. Standort. Proteine ​​können durch einen Ortswechsel aktiviert oder gehemmt werden.Transporter wie GLUT4 funktionieren beispielsweise nur, wenn sie in der Plasmamembran positioniert sind, wenn sie in Vesikel eingeschlossen sind, sind sie inaktiv. Der Glukosetransport in die Zelle kann reguliert werden, indem das GLUT4 in die und aus der Membran bewegt wird.

Um die posttranskriptionelle und/oder posttranslationale Regulierung zu überprüfen, versuchen Sie Aufgabe 4-15. Sie sollten jetzt alle Probleme in 4 lösen können.

Nächstes Mal: ​​Einführung in die Entwicklung: Wie bekommt man einen vielzelligen Organismus mit 220 verschiedenen Zelltypen?


Primärtranskript

Primärtranskript
Anfängliches RNA-Produkt, das Introns und Exons enthält, hergestellt durch Transkription von DNA. Viele Primärtranskripts müssen einer RNA-Prozessierung unterzogen werden, um die physiologisch aktive RNA-Spezies zu bilden.
Vollständiges Glossar.

Primärtranskript das ist ein Vorläufer der reifen mRNA.
Verwandt
Primärtranskript reife mRNA.

Primärtranskript RNAs werden nach der Transkription häufig durch Enzyme modifiziert. Beispielsweise werden ein Poly(A)-Schwanz und eine 5'-Kappe an eukaryontische Prä-mRNA angefügt und Introns werden durch das Spleißosom entfernt.

s durchlaufen RNA-Prozessierung (zerschneidet in kleinere Stücke)
um molekular aktive RNA-Stücke zu bilden.

wird dann von der Zelle verarbeitet, um die Introns zu entfernen, die unerwünschte 3'-Sequenz abzuspalten und das 3'-Ende zu polyadenylieren.

s für t-RNA werden auch von den Bakterienzellen verarbeitet. Aus Sicht der Synthese ist ein gut verstandenes t-RNA-Molekül das E.coli-t-RNA-tyr1-Molekül, ein Molekül, das eine bekannte Sequenz von 85 Nukleotiden enthält.

zur Steuerung der Proteinsynthese verwendet werden kann, muss es zu einem reifen Transkript verarbeitet werden, das als Messenger-RNA (mRNA) bezeichnet wird. Dies gilt insbesondere für eukaryontische Zellen. Zu den Verarbeitungsereignissen gehören der Schutz beider Enden des Transkripts und die Entfernung dazwischenliegender nichtproteincodierender Regionen.

Neu synthetisierte mRNA-Moleküle sind bekannt als

s oder Prä-mRNA. Sie müssen eine posttranskriptionelle Modifikation im Zellkern durchlaufen, bevor sie in das Zytoplasma exportiert wird.

Beim Spleißen greift das neu freigesetzte 3'-OH von Exon 1 die Phosphorylgruppe am 5'-äußersten Nukleotid von Exon 2 an. Die resultierende Phosphodiesterbindung ist die Grenze zwischen dem Intron und dem zweiten Exon.

In Prokaryoten wird mRNA durch Spleißen einer großen

aus einer DNA-Sequenz. Die mRNAs von Prokaryoten sind normalerweise sehr kurzlebig (von Sekunden bis zu mehr als einer Stunde) und die Proteinsynthese beginnt bereits, während die mRNA noch synthetisiert wird.

von eukaryotischer mRNA, wie sie von der DNA-Matrize kommt. Prä-mRNA ist Teil einer Gruppe von RNAs, die als heterogene nukleäre RNA (hnRNA) bezeichnet wird. hnRNA bezieht sich auf alle einzelsträngige RNA, die sich im Zellkern der Zelle befindet, in der die Transkription stattfindet (DNA- .

müssen gespleißt, polyadenyliert und in das Zytoplasma transportiert werden. Auch diese Mechanismen sind mögliche Regelungspunkte. Im Zytoplasma kann mRNA schnell abgebaut oder zurückgehalten werden, eine weitere potentielle Kontrollstelle.

XXXXEEEEIIIEEEEEEEEEEIIIIEEEEEEEEEEXXXX DNA mit Exons und Introns &darrtranskription&darr EEEEIIIEEEEEEEEEEIIIIEEEEEEEEEE mRNA (

) mit Exons und Introns &darr Spleißen &darr CLLLEEEEEEEEEEEEEEEEEEEEEEEETTTTAAAA mRNA (gespleißt) mit Exons, 5' Kappe, Leader, Trailer und Poly-A Schwanz &darr .

Während der RNA-Verarbeitung werden beide Enden des

werden in der Regel geändert.
Bestimmte innere Teile des Moleküls werden ausgeschnitten und die restlichen Teile zusammengespleißt.

Intron. Eine nicht kodierende DNA-Sequenz in einem Gen, die transkribiert, dann aber aus dem herausgeschnitten wird

bei der Bildung eines reifen mRNA-Moleküls.
Isogen. Genetisch identisch.
IVF. In-vitro-Fertilisation.

- Eine chemische Modifikation, die an das 5'-Ende eines eukaryotischen mRNA-Moleküls während der posttranskriptionellen Verarbeitung der

Exon-Skipping (Kassetten-Exons) ist die am weitesten verbreitete Form des alternativen Spleißens. In diesem Modus wird das Exon aus dem gespleißt

zusammen mit seinen flankierenden Introns.

Intron: Ein nicht-kodierender DNA-Abschnitt innerhalb eines Gens, der nicht in ein Peptid übersetzt wird. Zwischensequenzen zwischen Exons. Introns sind in der

(prä-mRNA), aber durch Spleißen während der nuklearen RNA-Prozessierung/-Bearbeitung entfernt.


Es wird angenommen, dass die Stilllegung genomischer Regionen in Eukaryoten das Ergebnis einer transkriptionellen Repression ist. Jüngste Ergebnisse zeigen, dass der Abbau von nuklearer RNA eine wichtige Rolle beim Verwerfen von RNA-Molekülen ohne offensichtliche Rolle spielt, die durch die kryptische RNA-Polymerase-II-Transkription während des gesamten Saccharomyces cerevisiae Genom. Diese kryptischen Transkripte sind an ihrem 3'-Ende durch einen Poly(A)-Polymerase-Komplex polyadenyliert, der sich von dem unterscheidet, der von der mRNA-Fabrik verwendet wird, der dazu dient, diese abweichenden Transkripte für den nuklearen Abbau zu markieren.

Wir verwenden Cookies, um unseren Service bereitzustellen und zu verbessern und Inhalte und Anzeigen anzupassen. Indem du fortfährst, stimmst du den Verwendung von Cookies .


Schau das Video: Transkription u0026 Translation Genetik Abi Special (Kann 2022).