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Wie könnten frühere Versionen des Bauverhaltens von Köcherfliegen ausgesehen haben?

Wie könnten frühere Versionen des Bauverhaltens von Köcherfliegen ausgesehen haben?


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Die Köcherfliege hat eine erstaunliche Fähigkeit, sich selbst Rüstungen zu bauen, indem sie einen selbst hergestellten Unterwasserkleber verwendet, um Kieselsteine ​​​​zusammenzuhalten: https://www.youtube.com/watch?v=Z3BHrzDHoYo.

Wie konnten sich dieses Verhalten und die Fähigkeit, den Klebstoff herzustellen, entwickelt haben? Der Überlebensvorteil der aktuellen Fähigkeit der Köcherfliege ist klar, aber wie waren die inkrementellen Stufen vorteilhaft? Wie hätte es seine Fähigkeit zum Rüstungsbau ohne einen ausreichend starken Kleber entwickeln können? Und wie hätte es einen stärkeren Klebstoff entwickeln können, ohne die Fähigkeit zum Rüstungsbau, die ihn nützlich machen würde?

Ich vermute, dass, bevor es wie jetzt eine vollständige Hülle baute, es einfach damit begann, ein oder zwei Kieselsteine ​​​​an sich zu halten. Dann wurde vielleicht die Körperflüssigkeit, die jetzt als Klebstoff verwendet wird, allmählich klebriger und half dem Organismus, die Steine ​​zu halten oder zusammenzuhalten. Es scheint jedoch, dass eine bescheidene Zunahme der Klebrigkeit, die aufgrund von Mutationen auftreten könnte, nicht ausgereicht hätte, um die Felsen zusammenzuhalten.


Deine Intuition scheint ziemlich richtig zu sein. Mouro et al. 2016 zeigen einige Ergebnisse, die für Ihre Frage relevant sind…

  1. Köcherfliegen gibt es schon sehr lange. Ein Großteil der Fossilien ihrer Existenz stammt von konservierten Schutzhüllen und nicht von den Insekten selbst.
  2. Frühe Fälle scheinen aus einer größeren Materialvielfalt zu bestehen, während selektive Fälle aus sehr spezifischen Materialien in jüngerer Zeit und heute im Fossilienbestand beobachtet werden. Dies deutet darauf hin, dass sie zunächst nur zufällige Kieselsteine ​​​​und organische Materialien sammelten und später verfeinerte Konstruktionstechniken entwickelten.

Was die Evolution ihrer Seide angeht, denke ich, dass es wichtig ist zu erkennen, dass diese Insekten eng mit Lepidoptera, den Motten und Schmetterlingen, verwandt sind. Viele Lepidoptera-Arten, wie Köcherfliegen, spinnen als Teil ihres Entwicklungszyklus Seidenkokons, so dass daraus geschlossen werden kann, dass die Seide und viele ihrer Eigenschaften jedem Konstruktionsverhalten mit anderen Materialien vorausgehen.


Mouro, L.D., Zatoń, M., Fernandes, A.C., & Waichel, B.L. (2016). Larvale Fälle von Köcherfliegen (Insecta: Trichoptera) Affinität in frühen permischen Meeresumgebungen von Gondwana. Wissenschaftliche Berichte, 6, 19215.


Über das hinaus, was im Fossilienbestand und in der Genomanalyse gezeigt wird, kann der evolutionäre Vorteil eines phänotypischen Merkmals nur vermutet und seine Plausibilität beurteilt werden.

Hier ist jedoch eine Vermutung, die plausibel erscheint: Die klebrige Seide könnte zuerst dazu gedient haben, die Köcherfliegenlarven an stationäre Felsen in einer Flussströmung zu binden. Das Halteseil hätte natürlich und zufällig kleine Gesteinskörner, Stöcke und dergleichen aufgenommen. Wenn die Leine brach, blieben die Körner am verbleibenden Seidenstrang haften und hätten, wenn sie von der Larve "eingezogen" wurden, möglicherweise als provisorische Rüstung gedient, als die Larve in der Strömung stromabwärts taumelte. Dies würde eine neue adaptive Möglichkeit eröffnen, Anpassungen in Richtung einer Verbesserung des Schalenbauverhaltens und physiologischer Optimierungen, die die Schalenkonstruktion unterstützen, kanalisieren.


Die Köcherfliege und ihr erstaunliches Unterwasserband

Patina Mendez ist eine Köcherfliege-Expertin, daher ist es nicht verwunderlich, dass KQED Sciences Deep Look, als sie einer Köcherfliege aus nächster Nähe begegnen wollte, Mendez um Hilfe baten.

Als Dozent am Department of Environmental Science, Policy and Management und Süßwasserökologe erzählte ihnen Mendez fröhlich alles über das Verhalten und die Vielfalt der Köcherfliegen, die vor allem Anglern bekannt sind, die die mottenähnlichen Erwachsenen mit ihren kunstvoll gebundenen Fliegen nachahmen – in Bäche im Mt. Tamalpais State Park. Sie vereinbarte mit dem California Department of Fish and Wildlife und den Parkbehörden, Köcherfliegenlarven – insbesondere die von ihr untersuchte Spezies Neophylax rickeri – zu sammeln und sie für Nahaufnahmen in KQEDs Studio in San Francisco zu bringen.

"Ich war wirklich froh, dass Deep Look eingefangen hat, wie wählerisch die Köcherfliegen beim Bauen waren", sagte Mendez. „Das habe ich in einigen Vorträgen beschrieben, und alle sind immer wieder erstaunt, wie viele wählerische Verhaltensweisen so etwas Kleines haben kann. Wenn man bedenkt, wie eigenwillig der Mensch beim Bau seines eigenen Hauses ist, hilft es, sich mit Insekten zu identifizieren ein bisschen mehr."

KQED und NPR haben das Video am 9. August online gestellt, das zeigt, wie Köcherfliegenlarven ein wasserdichtes Klebeband absondern, mit dem sie ein tragbares Haus aus Sandkörnern bauen, um sie vor Wildbächen zu schützen, die sie leicht flussabwärts fegen könnten. Sobald sie ausgewachsen sind, verpuppen sie sich und entwickeln Flügel, die zu einer kurzlebigen, aber reichlichen Nahrungsquelle für Forellen und andere Fische werden.

"Sie stellen sich wie kleine Schlafsäcke auf", sagte Mendez dem KQED-Produzenten Elliott Kennerson.


Bilder von 4 Eintagsfliegen-Exemplaren in der Art Rhithrogena morrisoni:

Rhithrogena morrisoni (Western March Brown) Eintagsfliege Nymphe 4 Bilder anzeigen Größe - (ohne Schwänze) - 12 mm
Status zum Zeitpunkt des Fotos - beibehalten, aber innerhalb von Tagen nach der Aufnahme fotografiert.

W.C.-Tag, Wasserinsekten von Kalifornien unterscheidet morrisoni Nymphen durch submediane blasse Punkte auf Tergiten (

Tergit: Der obere (dorsale) Teil eines einzelnen Segments auf dem Abdomen eines Insekts, wenn es aus einer einzelnen Chitinplatte (Sklerit) besteht, oder einem einzelnen Sklerit, wenn das Segment mehr als eine hat. ) 8 & 9, die offensichtlich zu sein scheinen. Dies ist eine der "Superluken" an diesem Fluss, die von März bis April produktiv sein kann.


Ich beginne mit einem Fliegenmuster, folge ein wenig von dem, was ich über Tricos zu wissen glaube (Entomologen, bitte bei Bedarf Korrekturen anbieten) und schließe mit ein paar Fragen.

Ich liebe es, für Tricos verschiedene Muster zu entwerfen, teils um mich zu unterhalten, teils um den Fischen ab und zu etwas Neues zu zeigen. Jasons Fotos und die Meinungen einiger wählerischer Fische haben mich dazu veranlasst, kürzlich allen meinen Tricos einen extra großen Brustkorb zu binden. Meine alte Bereitschaft ist ein rückwärts gebundener Fallschirm, mit einem High-Vis-Pfosten über der Biegung des Hakens und Grizzly-Hecheln, ohne Schwänze. Es ist Al's Trico nachempfunden, das auf der Little Lehigh Flyshop-Website zu finden war, bis Rod den Laden schloss. Eine Internetrecherche kann jetzt Bilder liefern. Es ist sehr gut sichtbar und die Fische akzeptieren es im Allgemeinen. Meine neueste Fliege ist ein Take-Off von einem von Gonzos (Lloyd Gonzales) Mustern in seinem Buch Fly-fishing Pressured Water und zeigt auch den Einfluss von Al's Trico. Gonzo fesselt einen umgedrehten Trico an einem Wide Gap Hook mit Kunststoff für den Flügel. Ich binde diese Fliege auch, und sie fängt sicherlich Fische, aber ich habe kürzlich eine Version mit Grizzly-Hechel gebunden, die einen übergroßen Thorax und Palmering-Hechel über dem Thorax macht, um einen vollen Flügel zu schaffen. Ich habe dann die Hechel von der Oberseite der Fliege abgeschnitten (die zur Unterseite wird, da dies eine umgedrehte Fliege ist), damit die Fliege flach, kopfüber auf meinem Bindetisch sitzt. Ein Tropfen Locktite Brush-on Sekundenkleber auf den blanken, kürzlich abgeschnittenen Thorax nach dem Verdunkeln des Hechelstamms mit schwarzem Marker und die Fliege war fertig. (Übrigens habe ich hier Schwänze angebracht, um es auszugleichen [PS Spätere Korrektur: Dieses Muster braucht keine Schwänze. Ich habe jetzt viele Fische mit einer schwanzlosen Version gefangen] .) Beim ersten Mal habe ich mehrere Fische gefangen versuchte es an einem stark befischten Bach.

Ich glaube, dass für einige, wenn nicht die meisten Tricos-Arten, Männchen nachts schlüpfen, Weibchen morgens, und dass die Spinner fallen, wenn die Lufttemperatur die oberen 60er erreicht. Dies bedeutet im Allgemeinen, dass die Spinner im Laufe der Saison immer später auf das Wasser treffen. Im Frühsommer manchmal bis 7:00 Uhr (oder früher), im Herbst bis 10:00 Uhr (oder später).

Es war in den letzten Tagen im Nordosten ungewöhnlich kühl, und ich wäre heute Morgen ausgegangen, wenn ich meine Tochter nicht zu einer Mitternachtsvorstellung des Ordens des Phönix mitgenommen hätte (ich konnte einfach nicht aufstehen), aber ich frage mich wenn der Spinnerfall an kühlen Hochsommermorgen wie dem heutigen später als normal eintritt. Ich hoffe, es Montag herauszufinden, bin aber gespannt, ob jemand Erfahrungen mitteilen kann. Hat auch jemand ein effektives Trico-Muster zu teilen? Ich suche immer nach Ideen.

Was sind die Unterschiede zwischen Baetis, Caenis und Tricorythodes kann fliegen. Ich bekomme unterschiedliche Antworten von verschiedenen FF-Freunden.

Vorwort: Jede Luke, bei der Sie knietief in Forellen steigen und Käfer schlürfen, ist großartig, unabhängig davon, ob Sie Schwierigkeiten haben, eine enge Linie zu bekommen. Aber auf meinem Heimatgewässer, dem Tulpehocken Creek (Tully), den viele von euch aus PA schon mal gefischt haben, bringt Trico Hatch Probleme.
1) Stressige/ungesunde Bedingungen für die Forelle. d.h. niedriges Wasser und hohe Temperaturen
2) Viel mehr Angeldruck von der "Schönwetter"-Community

Ich bin ein relativer Neuling im Vergleich zu einigen von Ihnen, die über jahrzehntelange Erfahrung verfügen und hier nur nach allgemeinen Meinungen suchen.

Wir hatten einen großartigen Tag bei Rebers mit einem Trike-Spinner der Größe 22, aber ich bemerke, dass die Tully-Temperatur steigt. Welchen Einfluss können wir auf den Stream haben? Ist das Fischen am Morgen und das Ablegen der Forellen am Nachmittag in Ordnung? oder soll man den Tully ganz in Ruhe lassen??


Eintagsfliege Gattung Drunella (Blauflügel-Oliven)

Diese Gattung enthält die meisten der wichtigen Blauflügel-Oliven-Ephemerelliden, die einige sehr wichtige Bruten im ganzen Land bilden.

Im Osten gibt es die Morgenluken von Drunella cornuta (Large Blue-Winged Olive) folgte im Laufe der Saison von den kleineren Drunella cornutella und Drunella lata Arten, die beide allgemein als kleine Blauflügeloliven bezeichnet werden. Diese Schlüpfe beginnen normalerweise im späten Frühjahr und können an vielen Bächen im Osten und Mittleren Westen bis weit in den Hochsommer hinein andauern.

Im Westen ist die Drunella Gattung ist noch ausgeprägter. Abgesehen davon, dass es reichlich Blauflügel-Olivenschlüpfen gibt, die von den üblichen Arten vertreten sind Drunella coloradensis (Kleiner westlicher Grüner Drache), Drunella spinifera (Western Schieferflügel Olive Dun) und Drunella flavilinea (Western Blue-winged Olive oder "Flav") hat die Region auch die Drunella Gruppe berühmter Western Green Drakes, bestehend aus den neugierigen Nymphenarten mit flachem Gesicht Drunella doddsii und die drei Unterarten ( Unterart: Entomologen unterteilen eine Art manchmal weiter in verschiedene Gruppen, die Unterarten genannt werden, die am Ende ihres wissenschaftlichen Namens zwei Kleinbuchstaben anstelle von einem haben. Letzteres ist der Name der Unterart. Zum Beispiel, Maccaffertium mexicanum mexikanum und Maccaffertium mexicanum integrum sind zwei verschiedene Unterarten von Maccaffertium mexicanum. ) von Drunella grandis. Die Färbung ist regional sehr unterschiedlich und reicht von dunkelbraun bis hellgrün. Am häufigsten werden sie im Olivenbereich sein. Auch die Flügel können von dunklem Schiefer bis mittelbraun reichen, oft mit gelbem oder olivfarbenem Pigment in der Grundfläche ( Basal: nahe der Basiswurzel oder Anfang ) Rippenregion (untere Vorderkante) der Vorderflügel.

Im Laufe der Jahre gab es viele Änderungen in der taxonomischen Nomenklatur, die die Ephemerellidae beeinflussten, wobei nur wenige davon mehr betroffen waren als die Arten dieser Gattung. Angler, die daran interessiert sind, die Punkte mit entomologischen Informationen aus der Fischereiliteratur der Vergangenheit zu verbinden, müssen dies beachten.

Wie der Rest der Ephemerellidae sind sie klassische Oberflächenaufsteiger mit langen, ruhigen Schwimmern bei optimalem Wetter und nehmen oft an "Übungsläufen" teil, bei denen die Nymphen während längerer Zeit vor dem Schlüpfen Forellen ausgesetzt werden. Aber mehr als andere scheint diese Gattung sogar bei langsameren Strömungen eine größere Neigung zu haben, irgendwo in den oberen 12 Zoll Wasser unter der Oberfläche aufzutauchen. Sie kommen oft verdreckt an der Oberfläche an und reiten lange auf ihren Strömungen, bevor ihre Flügel flugbereit sind.

Einige Arten dieser Gattung neigen dazu, ihre Farbe dramatisch zu ändern, sobald sie in der Luft sind später gesammelt.


Bilder von 59 Eintagsfliegen-Exemplaren der Gattung Maccaffertium:

Männlich Maccaffertium vicarium (März Brown) Eintagsfliege Dun 10 Bilder ansehen Diese Eintagsfliege habe ich auf der gleichen Reise gesammelt wie ein Weibchen der gleichen Art. Nach diesen Fotos hat es sich zu einem Spinner gemausert. Dies ist die Form von Maccaffertium vicarium die Angler den "Grauen Fuchs" nennen.

Weiblich Maccaffertium ithaca (Light Cahill) Eintagsfliege Dun 10 Bilder ansehen Dieses Weibchen sieht einem Männchen sehr ähnlich, das ich ein paar Tage später ein paar hundert Meilen entfernt gesammelt habe Maccaffertium mediopunctatum.

Mehrere Stressoren, mehrere Merkmale und mehrere Reaktionen

Oben haben wir Aspekte von HIREC nacheinander untersucht. In der Realität stehen Organismen jedoch in der Regel vor der wesentlich komplexeren Herausforderung, gleichzeitig mit mehreren Stressoren im Zusammenhang mit mehreren Aspekten von HIREC umzugehen. Artenrückgänge werden oft durch die kombinierten negativen Auswirkungen dieser multiplen Stressoren verursacht. Der Rückgang der Amphibien wurde beispielsweise mit dem Verlust von Lebensräumen, einer Flut neuer Feinde (Krankheiten, Raubtiere und Parasiten), Schadstoffen und dem Klimawandel in Verbindung gebracht (Blaustein und Kiesecker 2002, Blaustein und Bancroft 2007). Auch wenn Kaulquappen adaptive Reaktionen auf einen neuen Stressor zeigen, können sie aufgrund schlechter Leistung im Vergleich zu einem anderen zurückgehen (z. B. Rogell et al. 2009). Schlimmer noch, die verschiedenen neuen anthropogenen Stressoren können negative synergistische Effekte untereinander und mit natürlichen Stressoren haben. Während beispielsweise viele Kaulquappen Anpassungen an wirbellose Raubtiere haben und physiologisch mit geringen Konzentrationen von Pestiziden zurechtkommen, zeigen sie, wenn sie beiden ausgesetzt sind, ein besonders schlechtes Überleben ( Relyea und Mills 2001 Rohr et al. 2006 ). In ähnlicher Weise kann eine adaptive Reaktion auf einen Stressor Organismen einem anderen Stressor aussetzen, der dann zu Rückgängen führt. Als Reaktion auf exotische Ziegen, die eine Verschlechterung des Lebensraums verursachen, ist eine Lerchenart dazu übergegangen, sich in menschlichen Lebensräumen zu ernähren, wo sie einer erhöhten Krankheitsbelastung ausgesetzt sind ( Carrete et al. 2009 ). Das heißt, Tiere sind in vielen Fällen mit widersprüchlichen Anforderungen durch mehrere Stressoren konfrontiert.

Um zu erklären, warum manche Organismen besser mit multiplen Stressoren umgehen als andere, brauchen wir daher ein besseres Verständnis der multiplen Merkmale und Reaktionen auf die verschiedenen Stressoren und wie diese multiplen Reaktionen interagieren. Ghalamboret al. (2007) nannte dies die Mosaiknatur von Plastizität und Evolution. Zum Beispiel erfordert eine adaptive Reaktion auf den Klimawandel bei Lachsen eine Plastizität beim Zeitpunkt der Migration, des Laichens, der Wachstumsraten der juvenilen Eier, der thermischen Toleranz und der Krankheitsresistenz, mit der Möglichkeit eines widersprüchlichen Selektionsdrucks in verschiedenen Stadien der Lebensgeschichte (Crozier et al. 2008). Angesichts der Tatsache, dass die Evolution eine adaptive, integrierte, multi-merkmalsbasierte Reaktion auf mehrere natürliche Stressoren geformt haben könnte, wann erwarten wir dann, dass Organismen ihren entwickelten integrierten Phänotyp kooptieren können, um mit einer neuartigen Mischung aus alten und neuartigen Stressoren gut zurechtzukommen? Während sich Tiere möglicherweise so entwickelt haben, dass sie eine Mischung von Reaktionen verwenden, um widersprüchliche Anforderungen in ihren natürlichen Lebensräumen auszugleichen ( Sih et al. 1998 Relyea 2001 ), besteht ihre neue Herausforderung darin, Hinweise aus mehrere Stressoren, um eine integrierte Reaktion mit mehreren Merkmalen zu erzeugen, die diese vielfachen, oft widersprüchlichen Anforderungen ausgleicht. Bisher gab es nur wenige Arbeiten zu dieser komplexeren Antwort auf HIREC.


Inhalt

Mückenfische sind klein und mattgrau gefärbt, haben einen großen Hinterleib und haben abgerundete Rücken- und Schwanzflossen und ein nach oben gerichtetes Maul. [3] Sexueller Dimorphismus wird beobachtet, dass reife Weibchen eine maximale Gesamtlänge von 7 cm (2,8 Zoll) erreichen, während Männchen nur 4 cm (1,6 Zoll) erreichen. Sexualdimorphismus wird auch in den physiologischen Strukturen des Körpers beobachtet. Die Afterflossen erwachsener Weibchen ähneln den Rückenflossen, während die Afterflossen erwachsener Männchen spitz sind. Diese spitze Flosse, die als Gonopodium bezeichnet wird, wird verwendet, um Milch im Inneren des Weibchens abzugeben. Erwachsene weibliche Moskitofische können an einem trächtigen Fleck auf der Rückseite ihres Hinterleibs identifiziert werden. Andere Arten, die als ähnlich angesehen werden G. affinis enthalten Poecilia latipinna, Poecilia reticulata, und Xiphophorus maculatus Sie werden häufig fälschlicherweise als Moskitofische identifiziert. [3] [12]

Der Moskitofisch ist ein Mitglied der Familie Poeciliidae der Ordnung Cyprinodontiformes. Der Gattungsname Gambusien leitet sich vom kubanischen spanischen Begriff ab gambusino, was "nutzlos" bedeutet. [13] Der gebräuchliche Name Moskitofisch leitet sich von ihrer Verwendung zur biologischen Bekämpfung von Moskitos ab, die selbst auf frühen Beobachtungen beruhte, dass sie unter bestimmten Umständen die Häufigkeit von Moskitos reduzieren können. Die Klassifizierung des westlichen Moskitofisches war aufgrund seiner Ähnlichkeit mit dem östlichen Moskitofisch schwierig, und laut ITIS (Integrated Taxonomic Information System) G. holbrooki (östlicher Moskitofisch) kann ein ungültiger taxonomischer Name sein und könnte als Unterart von . betrachtet werden G. affinis. [3] [14]

Mückenfische sind Diät-Generalisten, aber sie gelten als "larvivor", weil sie die Larven von Mücken und anderen Wasserinsekten verzehren. [15] Ihre Nahrung besteht aus Zooplankton, kleinen Insekten und Insektenlarven sowie Detritusmaterial. Mückenfische ernähren sich in allen Lebensstadien von Mückenlarven, wenn Mückenlarven in der Umwelt vorhanden sind. Erwachsene Weibchen können an einem Tag bis zu Hunderte von Mückenlarven verzehren. [3] Es wurde beobachtet, dass die maximale Verzehrsrate eines Moskitofisches an einem Tag zwischen 42% und 167% seines eigenen Körpergewichts liegt. [16] Sie können jedoch sterben, wenn sie nur mit Mückenlarven gefüttert werden, und Überlebende dieser Diät zeigen ein schlechtes Wachstum und eine schlechte Reifung. [17] Als Generalisten haben Moskitofische auch bei den Jungen ihrer eigenen Art kannibalisches Verhalten gezeigt. [18]

Das heimische Verbreitungsgebiet des Moskitofisches reicht von den südlichen Teilen von Illinois und Indiana über den Mississippi und seine Nebengewässer bis hin zur Golfküste im Nordosten Mexikos. [19] Sie kommen am häufigsten in seichten Gewässern vor, die vor größeren Fischen geschützt sind. [9] Mückenfische können relativ unwirtliche Umgebungen überleben und sind widerstandsfähig gegen niedrige Sauerstoffkonzentrationen, hohe Salzkonzentrationen (bis zum Doppelten von Meerwasser) und Temperaturen von bis zu 42 ° C (108 ° F) für kurze Zeit. [12] Aufgrund ihrer bemerkenswerten Anpassungsfähigkeit an raue Bedingungen und ihrer weltweiten Einführung in viele Lebensräume zur Mückenbekämpfung wurden sie als die am weitesten verbreiteten Süßwasserfische der Welt beschrieben. [20] Einige ihrer natürlichen Feinde sind Barsch, Wels und Blaukiemen. [21]

Mückenfische wurden in vielen Gebieten mit großen Mückenpopulationen absichtlich eingeführt, um die Mückenpopulation durch den Verzehr der Mückenlarven zu verringern. [3] Rückblickend könnten jedoch viele Einführungen als unklug angesehen werden, in den meisten Fällen boten einheimische Fische die Kontrolle der Mückenpopulationen, und die Einführung von Mückenfischen war schädlich für das einheimische Wasserleben. [20] Die Einführung von Mückenfischen außerhalb ihres natürlichen Verbreitungsgebiets kann auch für Ökosysteme schädlich sein. [22] [23] Mückenfische können andere kleine Fische fressen oder verletzen oder ihnen anderweitig durch Konkurrenz schaden. [16] Die ökologischen Auswirkungen von Moskitofischen werden teilweise durch ihr Geschlechterverhältnis bestimmt, das über ihr eingeführtes Verbreitungsgebiet dramatisch variieren kann. [24] Mückenfische in Australien gelten als schädliche Schädlinge, da sie eine Bedrohung für einheimische Fisch- und Froschpopulationen darstellen, und es gibt nur wenige Hinweise darauf, dass sie Mückenpopulationen oder von Mücken übertragene Krankheiten kontrolliert haben.

Von den 1920er bis in die 1950er Jahre wurden Moskitofische jedoch von einigen als ein wichtiger Faktor bei der Ausrottung der Malaria in Südamerika, Südrussland und der Ukraine angesehen. Ein etwas berühmtes Beispiel für Moskitofische, die Malaria ausrotten, ist an der Küste des Schwarzen Meeres in der Nähe von Sotschi in Russland. [20] [25] [26] In Sotschi erinnert ein Denkmal des Fisches an den Moskitofisch für die Ausrottung der Malaria. [27] [28] Mückenfische werden mancherorts noch zur biologischen Bekämpfung von Mücken eingesetzt. Im Jahr 2008 wurden in einigen Teilen Kaliforniens und in Clark County, Nevada, Moskitofische in Aquarien gezüchtet, damit die Menschen stehende Wasserbecken mit den Moskitofischen besetzen konnten, um die Zahl der West-Nil-Virusfälle zu reduzieren. [29]

Die Fortpflanzung des Moskitofisches beginnt damit, dass das Männchen die Strahlen des Gonopodiums (modifizierte Afterflosse) in einer leichten Röhre anordnet. Der männliche Moskitofisch verwendet diese röhrenförmige Flosse, um beim Prozess der inneren Befruchtung Milch in die Genitalöffnung des Weibchens abzusondern. [3] [9] [2] Die Genitalöffnung des Weibchens befindet sich direkt hinter der Afterflosse und ist eine Öffnung für die Milz, um die Eizellen innerhalb des Eierstocks zu befruchten. [9] Mückenfische gehören zur Infraklasse Teleostei und wie alle Knochenfische fehlt eine Gebärmutter, so dass die Produktion von Eizellen und die Trächtigkeit im Eierstock eines weiblichen Mückenfisches stattfindet. [30] [31] Im Inneren des Weibchens können Spermien von mehreren Männchen gespeichert werden, um später Eizellen zu befruchten. [3] Basierend auf Laborexperimenten werden weibliche Moskitofische vitellogen, wenn die Frühlingstemperaturen 14 ° C (57 ° F) erreichen, und dann reifen die Eizellen, wenn die durchschnittliche Temperatur etwa 18 ° C (64 ° F) erreicht. Spät im Sommer, wenn die Photoperiode weniger als 12,5 Stunden beträgt, entwickelt sich die nächste Eizelle. [30] In einer Fortpflanzungssaison kann ein Weibchen mit gelagerter Milch zwei bis sechs Bruten von Embryonen befruchten, wobei die Brutgröße im Laufe der Saison abnimmt. [11] Die Reproduktionsraten hängen stark von der Temperatur und dem Rationsniveau ab. Wenn die Temperatur von 20 auf 30 °C steigt, sinkt das mittlere Alter bei der ersten Reproduktion von 191 auf 56 Tage und die Brutgröße und die Masse der Nachkommen nehmen signifikant zu. Schätzungen des Zwischenbrutintervalls bei 25 und 30 °C betragen 23 bzw. 19 Tage. [32]

Mückenfische haben eine Tragzeit von 16 bis 28 Tagen. [10] Sie sind lezittrophisch, was bedeutet, dass die Embryonen während der Schwangerschaft durch einen Dottersack mit Nährstoffen versorgt werden. [33] Wenn die Tragzeit kürzer ist, hat jedes Neugeborene bei der Geburt noch einen Dottersack, der durch einen Schlitz an der ventralen Seite der Körperwand verbunden ist. [10] Die Brutgröße der Weibchen hängt von der Größe des jeweiligen Weibchens ab. Größere Weibchen sind zu einer größeren Brutmenge fähiger als kleinere Weibchen. Viele Weibchen haben eine Brutmenge von bis zu oder mehr als 60 Jungen. [11] [3] Mückenfische sind lebendgebärend, was bedeutet, dass das Weibchen nach der Trächtigkeit einer Brut lebend geboren wird. [2] [30] In den meisten Fällen hat die neugeborene Brut ein gleiches männliches zu weibliches Geschlechtsverhältnis. [11]

Nach der Geburt sind neugeborene Moskitofische etwa 8 bis 9 mm lang. Als Jungtiere wachsen sie mit einer Geschwindigkeit von etwa 0,2 mm (0,0079 Zoll) pro Tag, aber das Wachstum ist stark temperaturabhängig. Die Wachstumsraten von jungen Mückenfischen erreichen ihren Höhepunkt, wenn die Wassertemperatur je nach Ressourcenverfügbarkeit im Bereich von 24 bis 30 ° C (75 bis 86 ° F) liegt. [34] Wenn die Temperaturen über diesen Bereich steigen oder darunter fallen, nehmen die Wachstumsraten ab. Konstante Temperaturen bei oder über 35 ° C (95 ° F) sind normalerweise tödlich, während das Wachstum stoppt, wenn die Temperaturen bei oder unter 10 ° C (50 ° F) liegen. [11] Bei männlichen Moskitofischen wird die Geschlechtsreife in etwa 43 bis 62 Tagen erreicht, aber das Reifealter hängt auch von Temperatur und Ressourcen ab. [35] Weibliche Moskitofische erreichen die Geschlechtsreife in etwa 21 bis 28 Tagen, wenn sie früh in der Fortpflanzungszeit geboren werden. Die Lebensdauer eines Moskitofisches beträgt durchschnittlich weniger als ein Jahr und das Maximum beträgt etwa 1,5 Jahre. Als Haustiere gehaltene Moskitofische können jedoch viel länger leben, wobei die Besitzer eine Lebensdauer von über drei Jahren angeben. Die Lebensdauer der männlichen Moskitofische ist erheblich kürzer als die der Weibchen. [11]


Warum tauchen Regenwürmer nach Regen auf?

Regenwürmer, die nach einem starken Frühlingsregen auf Gehwegen oder Straßen liegen, sind alltäglich geworden, aber warum tun sie das? und könnten sie ein Reiserisiko darstellen?

Forscher vermuten mehrere Gründe, warum schwere Regenstürme Krabbeltiere aus ihren Bodenhäusern locken.

Jahrelang schienen Wissenschaftler zu glauben, dass Regenwürmer nach einem guten Regen nur deshalb an die Erdoberfläche kamen, um das Ertrinken in ihren wassergefüllten Höhlen zu verhindern.

"Dies ist nicht wahr, da Regenwürmer durch ihre Haut atmen und dazu tatsächlich Feuchtigkeit im Boden benötigen", sagte Dr. Chris Lowe, Dozent für Abfall- und Umweltmanagement an der University of Central Lancashire in Preston, Großbritannien.

Regenwürmer können nicht wie ein Mensch ertrinken und können sogar mehrere Tage vollständig unter Wasser überleben.

Bodenexperten gehen jetzt davon aus, dass Regenwürmer während Regenstürmen zu Migrationszwecken auftauchen.

"Dadurch haben sie die Möglichkeit, sich über größere Entfernungen über die Bodenoberfläche zu bewegen, als sie es durch den Boden tun könnten", sagte Dr. Lowe. "Sie können dies aufgrund ihres Feuchtigkeitsbedarfs nicht tun, wenn es trocken ist."

Bestimmte Arten von Regenwürmern tauchen auf, um sich zu paaren, aber nur wenige der 4.400 existierenden Arten, was es unwahrscheinlich macht, dass die Paarung ein Hauptgrund für das weit verbreitete Auftauchen ist.

Eine andere Erklärung sind Regentropfenvibrationen auf der Bodenoberfläche, die ähnlich wie Raubtiervibrationen klingen, wie die von Maulwürfen. Regenwürmer kommen oft an die Oberfläche, um Maulwürfen zu entkommen.

„Regen kann auf dem Boden Schwingungen wie Maulwurfschwingungen auslösen“, sagt Professor Josef Gorres vom Department of Plant and Soil Science der University of Vermont. "Ähnlich wie sich Regenwürmer nach oben und aus dem Weg bewegen, wenn Raubtiervibrationen gefühlt werden, könnten sie sich bei Regenvibrationen auf ähnliche Weise bewegen."

In ähnlicher Weise erzeugen Menschen Vibrationen, wenn sie nach Köderregenwürmern "fummeln".

Um Würmer aus ihren Höhlen zu locken, führen die Fischer ein Stück Stahl oder eine Handsäge über die Spitze eines Pfahls, wodurch ein reibendes Geräusch entsteht, wenn der Pfahl vibriert.

Regenwürmer werden dann zur Freude der Fischer an die Oberfläche gebracht.

Ein Reiserisiko?
Obwohl es keine Berichte über Reiseunterbrechungen oder Verletzungen aufgrund von Regenwürmern gibt, die glatte Straßenbedingungen verursachen, haben einige Forscher die Möglichkeit nicht ausgeschlossen.

"Ich habe noch nie von Regenwürmern gehört, die auf Gehwegen rutschige Zustände verursachen, aber ich kann mir vorstellen, dass dies passieren könnte, da sie einen Schleim durch ihre Haut ausscheiden, der rutschige Zustände verursachen kann", sagte Dr. Lowe.

Kann Dürre Würmer beeinflussen?
Es ist wichtig, dass Würmer in einer feuchten Umgebung leben, aber bei Trockenheit ist das Leben für einen Wurm sicherlich schwieriger.

„Regenwürmer graben sich tiefer in den Boden ein, wo er feuchter ist, wenn die Bedingungen trocken sind“, sagte Mary Ann Bruns, außerordentliche Professorin für Agronomie/Bodenmikrobiologie am Department of Crop and Soil Sciences in Penn State. "Sie werden alles tun, um extreme Temperaturschwankungen zu vermeiden."

Regenwurmschwärmen
Neue Forschungen, die in der Zeitschrift Ethology veröffentlicht wurden, zeigten, dass Regenwürmer Herden bilden, die zusammenschwärmen, um "Gruppenentscheidungen" zu treffen, wie von der BBC berichtet.

Regenwürmer verwenden Berührungen, um zu kommunizieren und zu interagieren, so Wissenschaftler, die Experimente mit Regenwurmschwärmen außerhalb des Bodens durchgeführt haben.

Die Forschung bestätigte, dass soziale Signale bei Regenwürmern das Verhalten beeinflussen.

Warum Regenwürmer zu Herden gekommen sind, wird noch untersucht, aber es ist möglich, dass Würmer schwärmen, um sich zu schützen. Der Schutz vor Witterungseinflüssen ist nicht ausgeschlossen.


Inhalt

Die kleine braune Fledermaus wurde 1831 vom amerikanischen Naturforscher John Eatton Le Conte als neue Art beschrieben. Es war ursprünglich in der Gattung Vespertilio, mit einem Binomial von Vespertilio lucifugus. [5] "Lucifugus"ist aus dem Lateinischen"Lux" bedeutet "Licht" und "fugere„bedeutet „Fliehen.“ [6] Der Holotyp wurde möglicherweise in Georgia in der Nähe der Le Conte Plantation in der Nähe von Riceboro gesammelt, [2] aber dies wurde bestritten, weil die ursprünglichen Aufzeichnungen keine Details darüber enthielten, wo das Exemplar gesammelt wurde. [7]

Innerhalb ihrer Familie, der Vespertilionidae (Vesperfledermäuse), gehört die Kleine Braune Fledermaus zur Unterfamilie Myotinae, die nur die Mausohren der Gattung . enthält Myotis. [8] Basierend auf einer Studie aus dem Jahr 2007, bei der mitochondriale und nukleäre DNA verwendet wurde, ist es Teil einer Nearktis-Klade von Mausohren. Sein Schwestertaxon ist die Arizona myotis, M. occultus. [4]

Ab 2005 werden fünf Unterarten der kleinen braunen Fledermaus anerkannt: M. l. lucifugus, M. l. alascensis, M. l. carissima, M. l. Pernox, und M. l. Relikt. [9] Früher wurden die Arizona-Myotis und die südöstliche Myotis (M. austroriparius) galten auch als Unterarten (M. l. Okkultus und M. l. austroriparius), [2], aber beide werden jetzt als vollwertige Arten anerkannt. [10] [9] [11] In einer Studie von Morales und Carstens aus dem Jahr 2018 kamen sie zu dem Schluss, dass die fünf Unterarten unabhängige, paraphyletische Abstammungslinien sind, was bedeutet, dass ihre Gruppierung andere Abstammungslinien mit demselben gemeinsamen Vorfahren ausschließt und daher jeweils einen bestimmten Status rechtfertigt . [12]

Ergebnisse einer Studie deuteten darauf hin, dass die kleine braune Fledermaus mit Yuma myotis hybridisieren kann. M. yumanensis. [13] Die beiden Arten kommen in weiten Teilen des Westens der Vereinigten Staaten sowie im südlichen British Columbia im gleichen Gebiet vor. Die beiden Arten sind im größten Teil des Verbreitungsgebiets morphologisch unterschiedlich, aber in einigen Regionen wurden Individuen dokumentiert, die zwischen den beiden vorkommen. Eine Studie von Herd und Fenton aus dem Jahr 1983 fand jedoch keine morphologischen, genetischen oder ökologischen Beweise, die die Annahme stützen, dass die beiden Arten hybridisieren. [14]

Äußere Eigenschaften Bearbeiten

Die kleine braune Fledermaus ist eine kleine Art mit Individuen mit einem Gewicht von 5,5 bis 12,5 g (0,19 bis 0,44 oz) und einer Gesamtkörperlänge von 8,0 bis 9,5 cm (3,1 bis 3,7 Zoll). Individuen haben das niedrigste Gewicht im Frühjahr, wenn sie aus dem Winterschlaf kommen. Es hat eine Unterarmlänge von 36 bis 40 mm (1,4 bis 1,6 Zoll) und eine Flügelspannweite von 22,2 bis 26,9 cm (8,7 bis 10,6 Zoll). [15] Es handelt sich um eine sexuell dimorphe Art, bei der die Weibchen im Durchschnitt größer sind als die Männchen. [2] Eine Vielzahl von Fellfarben ist möglich, wobei das Fell von hellbraun oder rötlich bis dunkelbraun reicht. Sein Bauchfell ist heller als sein Rückenfell. [15] Sein Fell ist glänzend, am Bauch jedoch weniger. [2] Eine Vielzahl von Pigmentierungsstörungen wurde bei dieser Spezies dokumentiert, darunter Albinismus (völliger Pigmentmangel), Leuzismus (partieller Pigmentmangel) und Melanismus (Überpigmentierung). [16]

Kopf und Zähne Bearbeiten

Es ist ein diphyodontisches Säugetier, was bedeutet, dass es während seines Lebens zwei Gebisssätze hat – Milchzähne und erwachsene Zähne. Die Zahnformel der Milchzähne ist 2.1.2.0 3.1.2.0 für insgesamt 22 Zähne, die der Erwachsenenzähne 2.1.3.3 3.1.3.3 für insgesamt 38 Zähne. Neugeborene ("Welpen") werden mit 20 Milchzähnen geboren, die 22 werden, wenn die letzten oberen Prämolaren erscheinen. Welpen verlieren Milchzähne, sobald sie eine Körperlänge von 55–60 mm (2,2–2,4 Zoll) erreicht haben. [17]

Es hat eine relativ kurze Schnauze und eine sanft abfallende Stirn. Es fehlt ein Sagittalkamm, der verwendet werden kann, um ihn von der Arizona myotis zu unterscheiden. [2] Seine Schädellänge beträgt 14–16 mm (0,55–0,63 Zoll). [18] Das Gehirngehäuse erscheint fast kreisförmig, wenn auch etwas abgeflacht, wenn es von hinten betrachtet wird. Seine Ohren sind 11,0–15,5 mm (0,43–0,61 Zoll) lang, während die Tragi oder Knorpellappen, die vor den Ohröffnungen ragen, 7,0–9,0 mm (0,28–0,35 Zoll) lang sind. The tragi are blunt at the tips and considered of medium length for a mouse-eared bat. [2]

Senses Edit

The little brown bat is dichromatic and its eyesight is likely sensitive to ultraviolet and red light, based on a genetic analysis that discovered that the genes SWS1 and M/LWS were present and functional. Its ability to see ultraviolet light may be useful in capturing insects, as 80% of nocturnal moths' wings reflect UV light. It is unclear if or how seeing red light is advantageous for this species. [19] It is adapted to see best in low-light conditions. It lacks eyeshine. [2]

The little brown bat lacks a vomeronasal organ. [2] Relative to frugivorous bat species such as the Jamaican fruit bat, it has small eyes and a reduced olfactory epithelium. [20] Instead, it has a more sophisticated system of echolocation, suggesting that reliance on echolocation decreases the need for orientation via sight or smell. [20]

Physiologie Bearbeiten

In fall through spring, the little brown bat enters torpor, a state of decreased physiological activity, daily. Torpor saves energy for the bat when ambient temperatures are below 39 °C (102 °F) throughout the year and 32 °C (90 °F) in the winter instead of expending energy to maintain a constant body temperature, it allows its body to cool and physiological activity to slow. While in torpor, its heart rate drops from up to 210 beats per minute to as few as 8 beats per minute. The exception to this rule is females at the end of pregnancy, which no longer have the ability to thermoregulate, and therefore must roost in warm places. During daily roosting, it can cope with high levels of water loss of up to 25%. [2]

In the winter time, it enters a prolonged state of torpor known as hibernation. To conserve energy, it limits how frequently it arouses from torpor, with individuals existing in uninterrupted torpor for up to 90 days. Arousal is the most energetically costly phase of torpor, which is why individuals do so infrequently. Despite the energy-saving mechanism of hibernation, individuals lose a quarter of their pre-hibernation body mass during the winter. [2]

Similar species Edit

The little brown bat can be confused with the Indiana bat (M. sodalis) in appearance. The two can be differentiated by the little brown bat's lack of a keeled calcar—the cartilaginous spur on its uropatagium (the flight membrane between its hind legs). While it does have a calcar, that of the little brown bat is not nearly as pronounced. Additionally, the little brown bat can be distinguished by the presence of hairs on its toes and feet that extend beyond the length of the digits. [2] The northern long-eared bat (M. septentrionalis), another similar species, can be distinguished by its much longer ears, and tragi that are long and sharply pointed. [fünfzehn]

Reproduction and life cycle Edit

The little brown bat has a promiscuous mating structure, meaning that individual bats of both sexes mate with multiple partners. [21] It is a seasonal breeder, with mating taking place in the fall before the annual hibernation. [15] As a seasonal breeder, males do not produce sperm year-round instead, spermatogenesis occurs May through August each year. [2] Throughout the spring and summer, males and females roost separately. In the fall, however, individuals of both sexes will congregate in the same roost in a behavior known as "swarming." [22] Like several other bat species, males of this species exhibit homosexual behaviors, with male bats mating indiscriminately with torpid, roosting bats, regardless of sex. [23]

Although copulation occurs in the fall, fertilization does not occur until the spring due to sperm storage. [15] Gestation proceeds for 50–60 days following fertilization. The litter size is one individual. [2] At birth, pups weigh approximately 2.2 g (0.078 oz) and have a forearm length less than 17.2 mm (0.68 in). [24] While they have a small absolute mass, they are enormous relative to their mothers, weighing up to 30% of her postpartum body weight at birth. [25] Pups' eyes and ears are closed at first, but open within a few hours of birth. They exhibit rapid growth at around three weeks old, the young start flying, begin the weaning process, and are of a similar size to adults in forearm length but not weight. The young are totally weaned by 26 days old. [25] Females may become sexually mature in the first year of life. [2] Males become sexually mature in their second year. [26]

It is a very long-lived species relative to its body size. In the wild, individuals have been documented living up to 34 years. [27] The average lifespan, however, is around 6.5 years. Males and females have high annual survival rates (probability of surviving another year), though survival rates vary by sex and region. One colony documented in Ontario had a male survival rate of 81.6% and a female survival rate of 70.8% a colony in southern Indiana had survival rates of 77.1% and 85.7% for males and females, respectively. [28]

Social behavior Edit

The little brown bat is a colonial species, with hibernating colonies consisting of up to 183,500 individuals, though the average colony size is little more than 9,000. Historically, individuals within these colonies were highly aggregated and densely clustered together, though the disease white-nose syndrome is making solitary hibernation more common. [29]

During the spring and summer, maternity colonies of almost all female individuals form. [2] These colonies usually consist of several hundred bats. [30] Outside of these maternity colonies, adult males and non-reproductive females will roost by themselves or in small aggregations. Maternity colonies begin to break apart in late summer. [2]

Diet and foraging Edit

The little brown bat is nocturnal, resting during the day and foraging at night. Individuals typically emerge from their roosts at dusk, foraging for 1.5–3 hours before stopping to roost. A second foraging bout usually occurs later in the night, ending at dawn. [31]

Based on documenting one individual flying in a wind tunnel, it flies at approximately 5.5 km/h (3.4 mph) this increased to 8.9 km/h (5.5 mph) when flying over the surface of water. [32] Home range size is variable in one study of 22 females in Canada, pregnant females had an average home range of 30.1 hectares (74 acres) and lactating females had an average of 17.6 hectares (43 acres). [33]

It produces calls that are high intensity frequency modulated (FM) and that last from less than one millisecond (ms) to about 5 ms and have a sweep rate of 80–40 kHz, with most of their energy at 45 kHz. [34] Individuals emit approximately 20 calls per second when in flight. [2] [34]

It consumes a variety of arthropod species, including insects and spiders. Prey species include beetles, flies, mayflies, true bugs, ants, moths, lacewings, stoneflies, and caddisflies. [35] It also consumes mosquitoes, with one study documenting that, across twelve colonies in Wisconsin, 71.9% of all little brown bat guano (feces) samples contained mosquito DNA. [36]

During late pregnancy, when energetic demands are high, females consume around 5.5 g (0.19 oz) of insects nightly, or 1.3 g (0.046 oz) of insects per hour of foraging. With an average body mass of 9.0 g (0.32 oz), that means that pregnant females consume 61% of their body weight nightly. Energetic demands during lactation are even higher, though, with females consuming 6.7 g (0.24 oz) of insects nightly, or 1.7 g (0.060 oz) of insects per hour of foraging. Because lactating females have an average mass of 7.9 g (0.28 oz), this means that they consume nearly 85% of their body weight nightly. As the pup grows, lactation requires more and more energy at the predicted lactation peak of 18 days old, a female would have to consume 9.9 g (0.35 oz) of insects per night, or 125% of her own weight. [25]

An often-mentioned statement is that "bats can eat 1000 mosquitoes per hour." [36] [37] [38] While the little brown bat does consume mosquitoes and has high energetic needs, the study that is the basis for this claim was an experiment in which individuals were put into rooms full of either mosquitoes or fruit flies. [36] [37] For a duration up to 31 minutes, they captured an average of 1.5–5.7 mosquitoes per minute. The individual most efficient at catching fruit flies caught an average of 14.8 per minute for 15 minutes. [39] Extrapolating these numbers results in conclusions that it can eat approximately 340 mosquitoes per hour, or 890 fruit flies. However, there is no assurance that individuals forage with such high efficiencies for long periods of time, or that prey is dense enough in natural settings to allow capture rates observed in enclosed areas. [37]

Predation and disease Edit

The little brown bat likely has few predators. Known predators include owls such as the eastern screech owl, northern saw-whet owl, and the great horned owl. [40] Raccoons are also opportunistic predators of the little brown bat, picking individuals off the cave walls of their hibernacula (caves used for hibernation) or eating individuals that have fallen to the cave floor. [41]

The presence of helminth parasites in the gastrointestinal tract of the little brown bat is most common in the spring and fall and least common in the summer. Digenetic trematodes are the most common of these parasites, with the more common of these species including Ototrema schildti und Plagiorchis vespertilionis. [42] The little brown bat is also affected by ectoparasites (external parasites), including bat fleas such as Myodopsylla insignis, chiggers like Leptotrombidium myotis, and the bat mites Spinturnix americanus. [43] When parasitizing a female bat, bat mites synchronize their reproductive cycle with that of their host, with their own reproduction tied to the host's pregnancy hormones. Lactating females have a higher intensity of parasitization by mites, which may promote vertical transmission—the transfer of mites to the bat's offspring. [44]

The little brown bat is affected by the rabies virus—specifically, the strain associated with this species is known as MlV1. However, it is susceptible to other strains of the virus, including those of the big brown bat and the silver-haired bat, which is most lethal to humans. The rabies virus can be present in an individual's saliva, meaning that it can be spread through bites, 12–18 days before the individual begins showing symptoms. Individuals do not always develop rabies after exposure, though. In one study, no little brown bats developed rabies after subcutaneous exposure to the MlV1 strain. [45] Some individuals in the wild have antibodies for the rabies virus. [46]

The little brown bat is also susceptible to the disease white-nose syndrome, which is caused by the fungus Pseudogymnoascus destructans. [47] The disease affects individuals when they are hibernating, which is when their body temperatures are within the ideal growth range of P. destructans, 1–15 °C (34–59 °F). [48] Pseudogymnoascus destructans is the first known pathogen that kills a mammal host during its torpor. [49] Mortality from white-nose syndrome begins to manifest 120 days after hibernation begins, and mortality peaks 180 days after bats enter hibernacula. [50] The growth of P. destructans on bats erodes the skin of their wing and tail membranes, muzzles, and ears. White-nose syndrome causes affected bats to burn through their energy reserves twice as fast as uninfected individuals. In addition to visible fungus growth on the nose, ears, and wings, white-nose syndrome results in higher carbon dioxide levels in the blood, causing acidosis, and hyperkalemia (elevated blood potassium). Arousal from torpor becomes more frequent, and water loss increases due increased respiration rate in an attempt to remove excess carbon dioxide from the blood. [51] The premature loss of fat reserves during hibernation results in starvation. [49]

Survivors of white-nose syndrome have longer bouts of torpor and lower bodies temperatures during torpor than individuals that die. [49] Some individuals are more likely to survive based on their genetics, which predisposes them to remain in torpor longer and have larger fat reserves. [52] Little brown bats are most affected by white-nose syndrome when they exhibit social, grouping behavior when hibernating, as P. destructans is transmitted by direct contact. In hibernacula where bats exhibit more solitary behavior, colonies are more prone to avoid infections of white-nose syndrome. In some colonies where grouping behavior was common before exposure to white-nose syndrome, bats now hibernate in a more solitary fashion. Before white-nose syndrome, only 1.16% of little brown bats hibernated singly after white-nose syndrome, the percentage grew to 44.5%. [29]

The little brown bat lives throughout much of North America. [2] In the north, its range extends as far west as Alaska and across much of Canada to Labrador. In the south, its range extends to Southern California and across the northern parts of Arizona and New Mexico. [1] Historically, the largest known aggregations of this species occurred in the karstic regions of the Eastern United States. [47]

Roosting habitat Edit

The little brown bat roosts in sheltered places during the day. These roosts can include human structures or natural structures such as tree hollows, wood piles, rocky outcrops, or, occasionally, caves. [53] [2] Species of trees used for roosting include quaking aspen, balsam poplar, oak, and maple. [54] [55] [15] It prefers roosts that are warm and dark. [2] For maternity colonies, females prefer roosts that are 23.3–34.4 °C (73.9–93.9 °F). [fünfzehn]

Hibernation habitat Edit

The little brown bat hibernates in caves or old mines. Females migrate up to hundreds of kilometers from their summer ranges to reach these hibernacula. It prefers hibernacula in which the relative humidity is greater than 90% and ambient temperatures are above the freezing point. [2] Preferred hibernacula also maintain a constant temperature throughout the winter. [fünfzehn]

Foraging habitat Edit

The little brown bat forages along the edges of vegetated habitat. [54] It also forages along the edges of bodies of water or streams. [2] In one study in the Canadian province of Alberta, its foraging activity was significantly higher in old-growth forest than would be expected based on its relative availability. [54]

As of 2018, the little brown bat is evaluated as an endangered species by the IUCN, a dramatic change from 2008 when it was designated as the lowest conservation priority, least concern. [1] Until recently, the species was regarded as one of the most common bats in North America. [56] However, a serious threat to the species has emerged in the form of a fungus-caused disease known as white-nose syndrome. [57] It was one of the first bat species documented with the disease, which now affects at least seven hibernating bat species in the United States and Canada. [47] From 2006 to 2011, over one million little brown bats died from the disease in the Northeastern United States, with winter hibernacula populations declining up to 99%. [57] As of 2017, hibernacula counts for little brown bats in the Northeast had declined by an average of 90%. [58]

White-nose syndrome first appeared in New York in 2006 it has steadily diffused from eastern New York, though, until recently, remaining east of the Rocky Mountains. In March 2016, white-nose syndrome was detected on a little brown bat in King County, Washington, representing a 1,300 mi (2,100 km) jump from the previous westernmost extent of the disease in any bat species. [59]

In 2010, Frick et al. predicted a 99% chance of local extinction of little brown bats by the year 2026. They also predicted that the pre-white-nose syndrome population of 6.5 million individuals could be reduced to as few as 65,000 (1%) via the disease outbreak. [60] Despite heavy declines, the species has avoided extinction in the Northeast through the persistence of small, localized populations. While the mortality rate of the disease is very high, some individuals that are exposed do survive. [58]

In 2010, Kunz and Reichard published a report arguing that the precipitous decline of the little brown bat justified its emergency listing as a federally endangered species under the U.S. Endangered Species Act. [61] However, it is not federally listed as threatened or endangered as of 2018, though several U.S. states list it as endangered (Connecticut, [62] Maine, [63] Massachusetts, [64] New Hampshire, [65] Pennsylvania, [66] Vermont, [67] Virginia [68] ), threatened (Tennessee, [69] Wisconsin [15] ), or of Special Concern (Michigan, [70] Ohio [71] ).

The little brown bat was listed as an endangered species by the Committee on the Status of Endangered Wildlife in Canada in February 2012 after an emergency assessment. The emergency designation as endangered was confirmed in November 2013. [72]

Little brown bats commonly occupy human structures. Females will situate maternity colonies within buildings. [73] This small body size of this species can make it challenging to prevent individuals from entering a structure, as they can take advantage of gaps or holes as small as 3.8 cm (1.5 in) × 0.64 cm (0.25 in). Once inside a building, a colony of little brown bats can disturb human inhabitants with their vocalizations and production of guano and urine. Large accumulations of guano can provide a growth medium for fungi, including the species that causes histoplasmosis. Concerns about humans becoming affected by bat ectoparasites such as ticks, fleas, or bat bugs are generally unfounded, as parasites that feed on bats are often specific to bats and die without them. [74]

Because they are often found in proximity to humans, the little brown bat and the not-closely related big brown bat are the two bat species most frequently submitted for rabies testing in the United States. [45] Little brown bats infrequently test positive for the rabies virus of the 586 individuals submitted for testing across the United States in 2015, the most recent data available as of 2018, 16 (2.7%) tested positive for the virus. [75]

Little brown bats are a species that will use bat houses for their roosts. [76] Landowners will purchase or construct bat houses and install them, hoping to attract bats for various reasons. Some install bat houses in an attempt to negate the effects of removing a colony from a human structure ("rehoming" them into a more acceptable space). While this can be effective for other species, there is not evidence to suggest that this is effective for little brown bats, [73] though it has been shown that little brown bats will choose to occupy artificial bat boxes installed at the sites of destroyed buildings that once housed colonies. [77] Others are attempting to help bats out of concern for them due to the effects of white-nose syndrome. [78] Bat houses are also installed in an attempt to control the bats' insect prey such as mosquitoes or taxa that harm crops. [79]

Little brown bats are vulnerable near moving vehicles on roads, either foraging or crossing. Bats can easily be pulled into the slipstreams of faster moving vehicles. When little brown bats cross roads, they approach the road using canopy tree cover and avoid crossing where there is no cover. When the cover is lower, bats cross roads lower. [80]



Bemerkungen:

  1. Gur

    Angesichts der aktuellen Krise wird Ihr Beitrag für viele Menschen nützlich sein, nicht jeden Tag werden Sie einen solchen Ansatz erfüllen.

  2. Billie

    Absolut mit Ihnen stimmt es zu. Es scheint mir, es ist eine sehr gute Idee. Ganz mit Ihnen werde ich zustimmen.



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