Information

Identifiziere dieses Insekt

Identifiziere dieses Insekt


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Bitte helfen Sie mit, dieses Insekt zu identifizieren - Gattung, Art und alles Interessante daran. Außerdem - bitte skizzieren Sie Ihre allgemeine Methodik zur Identifizierung solcher Insekten

Beachten Sie, dass dies aufgrund von Kommentaren in diesem anderen Thread separat gepostet wird.


Okay, um die Auftragsebene zu identifizieren, können Sie den Schlüssel hier verwenden (obwohl er eigentlich nicht so benutzerfreundlich ist, wie ich es erwarten würde; ich könnte vorschlagen, dass sie ihn überarbeiten). Das wesentliche Merkmal ist, dass die Vorderflügel gleichmäßig gehärtet sind. Also ab Frage 1:

  • "Insekt hat Flügel" - ja; gehe zu 2.
  • "Zwei Flügelpaare" - ja (Flügelhüllen/Elytra sind das erste Paar); gehe zu 7.
  • "Vorderflügel hart oder ledrig" - ja; gehe zu 8.
  • "Durchgehend einheitliche Vorderflügel" - ja; gehe zu 9.
  • "Vorderflügel (Elytra) hart und venenlos, treffen sich in Mittellinie" - ja; gehe zu 10.
  • "Abdomen ohne Pinzette: Flügeldecken bedecken normalerweise den ganzen Bauch = Coleoptera [Käfer]".

Also wissen wir, es ist ein Käfer.

Hier gibt es einen Schlüssel zu Käferfamilien. Beginnend mit Frage 1:

  • Antennen sind "keulenförmig oder verdickt", gehen Sie also zu 5.
  • "Elytra bedeckt den gesamten Bauch" ja, gehe zu 7.
  • "Kopf nicht nach vorne in einen Schnabel gestreckt" - weiter mit 9.
  • "die letzten paar Segmente [der Antennen] deutlich breiter als der Rest" - nein, also weiter mit 24.
  • die Flügeldecken (Flügelhüllen sind nicht "weich (leicht gebogen, gefaltet oder sogar aufgerollt)", also gehen Sie zu 28.
  • Dies ist eine knifflige Frage, aber im Grunde können Sie (nur) sehen, dass alle Tarsi (Füße) die gleiche Anzahl von Segmenten haben, also gehen wir zu 29.
  • 29: "Käfer meist langgestreckt und parallelkantig; Fühler sehr lang oft länger als Kopf und Körper; die meisten Fühlersegmente sehr langgestreckt (mindestens doppelt so lang wie breit)" - klingt wie unser Käfer, also ein Bockkäfer. (Einige der anderen Kriterien - Augenhöhlen usw. - gelten nur für einige Arten, aber dieser Schlüssel ist ein britischer Schlüssel).

Also haben wir ein Bockkäfer (Coleoptera: Cerambycidae). Theoretisch sollten Sie keinen geografischen Standort benötigen, um dies auf die Artebene zu bringen, da es sich um eine eingeführte Art usw. handeln könnte; In der Praxis sind die meisten Schlüssel spezifisch für bestimmte geografische Regionen, sodass Sie möglicherweise den Sammelort angeben müssen, um ihn auf die Artebene zu bringen. Sie könnten damit beginnen, "Longhorn Beetle Identification Key" zu googeln und es auszuprobieren.


Termiten-ID: So erkennen Sie Termiten in Ihrem Zuhause

Jedes Jahr verursachen Termiten in den Vereinigten Staaten Sachschäden in Höhe von mehr als 5 Milliarden US-Dollar. Termiten sind als „stille Zerstörer“ bekannt, da sie jahrelang unentdeckt durch Holz, Fußböden und sogar Tapeten kauen können – Schäden, die von den meisten Hausratversicherungen nicht abgedeckt werden.

Wenn sich der Frühling nähert und sich der Boden im ganzen Land erwärmt, werden Termitenpopulationen auf der Suche nach neuen Strukturen für die Invasion auftauchen. Von Süden nach Norden suchen Termitenforscher, die als Schwärmer bezeichnet werden, nach gastfreundlichen Häusern, wobei Gebäude, die durch schweres Winterwetter beschädigt wurden, besonders gefährdet sind. Sobald Schwärmer festgestellt haben, dass Ihr Zuhause gut geeignet ist, ist es wahrscheinlich, dass der Rest der Termitenkolonie folgt, was zu einem ausgewachsenen Termitenbefall führt.

Indem Hausbesitzer sich mit den in ihrer Gegend am häufigsten vorkommenden Termitenarten und ihren Gewohnheiten vertraut machen, sind Hausbesitzer besser gerüstet, um die Warnzeichen eines Befalls zu erkennen und einen Schädlingsexperten hinzuzuziehen, um bei der Identifizierung der Termiten zu helfen, bevor das Problem behoben ist Hand. Hier ist eine praktische Anleitung, die Ihnen hilft, Termiten in Ihrem Zuhause zu erkennen und ihre Art richtig zu identifizieren.


Ein Feldleitfaden zur Identifizierung von Insektenschädlingen, Krankheiten und anderen Störungen bei Blaubeeren.

Dieser Feldführer ist ein Hilfsmittel zur Identifizierung wichtiger Schadinsekten, Krankheiten, abiotischer Störungen und nützlicher Insekten, die in Blaubeeranpflanzungen in British Columbia (BC) vorkommen. Ebenfalls enthalten ist ein Abschnitt über wichtige Schadinsekten und Krankheiten, die in BC nicht vorkommen, um Züchter und Kundschafter zu ermutigen, nach diesen potenziellen Problemen Ausschau zu halten.

Dieser Leitfaden sollte in Kombination mit dem vom Landwirtschaftsministerium von BC veröffentlichten „Berry Production Guide“ und anderen Managementressourcen verwendet werden. Wenn Sie das Problem identifiziert haben, finden Sie im „Berry Production Guide“ detaillierte Informationen zu Lebenszyklen, Überwachung und Management.

Allgemeine Richtlinien für das Scouting in Heidelbeerfeldern.
Das Heidelbeer-Scouting beginnt für Mumienbeeren zum Austrieb (Februar-März), dann wöchentlich von der rosa Spitze bis zum Ende der Ernte (April – September).
Unabhängig davon, wie oft das Feld überwacht wird, sollten Sie systematisch vorgehen und sich auf die wichtigsten Schadinsekten und -krankheiten konzentrieren, die je nach Erntestadium und -sorte, saisonalen Schwankungen und Feldgeschichte variieren. Eine sorgfältige Überwachung ist wichtig, damit Probleme frühzeitig erkannt und Maßnahmen ergriffen werden können, bevor ernsthafte Schäden auftreten.
Untersuchen Sie bei der Probenahme zufällige Büsche an mehreren Stellen im gesamten Feld, um ein klares Bild der Verbreitung von Insektenschädlingen zu erhalten. Führen Sie während der Erkundung Aufzeichnungen, damit Trends in der Schädlingspopulation und der Schwere der Krankheit bestimmt werden können. Dies wird helfen, Managemententscheidungen zu treffen und die Wirksamkeit von Behandlungen zu bewerten.
Die grundlegende Probenahme umfasst die Untersuchung von Astspitzen, Blüten- oder Beerenbüscheln auf Schadinsekten wie Blattläuse oder Blattroller sowie auf Anzeichen von Krankheiten. Untersuchen Sie Stängel und Pflanzenbasis auf Krebskrankheiten oder Insektenschädlinge wie Schuppen.

Scouting-Ausrüstung.
Beim Erkunden von Feldern ist es hilfreich, einige grundlegende Werkzeuge mitzuführen.

  • Notizblock
  • Bleistift
  • Markierungsband
  • Taschen im Ziploc-Stil
  • Permanenter Filzstift
  • Vergrößerungslinse
  • Smartphone mit Kamera
  • Field Guide-App

Eine Zwischenablage mit Papier oder ein Notizblock kann verwendet werden, um Notizen zu machen. Ein Bleistift ist ideal, weil er auch bei Regen funktioniert. Markierungsband sollte verwendet werden, um verdächtige Pflanzen zu markieren, insbesondere wenn Proben für Virustests gesendet werden.
Plastiktüten im Ziploc-Stil sind ideal zum Sammeln von Blattproben für Virustests oder zum Sammeln von Insekten- oder Krankheitsgewebeproben, die an ein diagnostisches Labor gesendet werden.
Mit einem permanenten Filzstift können Markierungsbänder und Musterbeutel beschriftet werden.
Eine Lupe ist unerlässlich, besonders zu Beginn der Saison, wenn Insekten wie Blattläuse klein und in den Zweigspitzen versteckt sind.
Eine Digitalkamera kann nützlich sein, um eine fotografische Aufzeichnung zu führen, um einem Außendienstmitarbeiter bei der Identifizierung des Problems zu helfen.


Überwachung und Verwaltung

Sowohl männliche als auch weibliche Fliegen können in Fallen gefangen werden, die mit fermentierten oder fermentierenden Substanzen beködert sind. Fallen zur Überwachung von SWD können leicht aus Plastikbechern oder anderen Behältern hergestellt werden. Videos zum Aufbau von Fallen wurden von der NC State University und der Oregon State University produziert. Das Testen von Fallendesign und Ködermischungen ist im Gange, aber kostengünstige hausgemachte Fallen werden am häufigsten verwendet. Anfangs wurden Überwachungsfallen mit Apfelessig geködert, aber Hefe- und Zuckerköder sowie andere Köder und Köder fangen nachweislich Fliegen früher als Essig. Hefe- und Zuckerköder werden hergestellt, indem 2 EL Hefe und 4 EL Zucker und 32 Unzen Wasser zu einer Aufschlämmung kombiniert werden. Gelbe Sticky Cards erhöhen nicht unbedingt das Fangen von Fallen und können die SWD-Identifikation erschweren. Fallen sollten mindestens wöchentlich überprüft werden.

SWD-Falle beködert mit Hefe und Zuckeraufschlämmung. Foto: Hannah Burrack[/caption]

Für kommerzielle Züchter werden Behandlungen zur Vorbeugung eines SWD-Befalls empfohlen, da es bei vermarkteten Früchten keine Toleranz für SWD gibt. Das Southern Region Small Fruit Consortium erstellt jährlich aktualisierte IPM-Leitfäden, die regional angemessene Empfehlungen enthalten. Wenden Sie sich an das örtliche Erweiterungspersonal, um aktuelle Empfehlungen für Ihre Region zu erhalten.


Verletzung von Pflanzen

Verletzung von Sojabohnen durch Stinkwanzenfütterung (zunehmende Stinkwanzenfütterung von links nach rechts Bildnachweis: A. Michel).

Verletzung von Sojabohnen durch Stinkwanzenfütterung (zunehmende Stinkwanzenfütterung von links nach rechts Bildnachweis: A. Michel).

Maisverletzung durch Stinkwanzenfütterung (Foto: P. Thomison).

Maisverletzung durch Stinkwanzenfütterung (Foto: P. Thomison).

Sojabohne

Der Einfluss von Stinkwanzen auf Sojabohnen ist gut untersucht und wurde von Todd und Herzog (1980), Panizzi und Slansky (1985) und McPherson und McPherson (2000) überprüft. Stinkwanzen können sich von allen oberirdischen Teilen der Sojabohne ernähren, bevorzugen jedoch Hülsen und sich entwickelnde Samen (Todd und Herzog 1980, Lee et al. 2013). Fünfte Stadien und Erwachsene verursachen schwerere Schäden als frühe Stadien (Simmons und Yeargan 1988, McPherson und McPherson 2000). Arten können in der Fütterungsdauer und der Verletzungstiefe des Saatguts variieren, was zu unterschiedlichen Schäden führen kann ( Corrêa-Ferreira und De Azevedo 2002, Depieri und Panizzi 2011). Die anfängliche Besiedlung von Sojabohnen im Mittleren Westen der USA erfolgt typischerweise während der Blüte ( Koch und Pahs 2014, Koch und Rich 2015, Hunt, persönliche Beobachtung), wie in anderen Regionen ( Pilkay et al. 2015). Die Populationen von Stinkwanzen in Sojabohnen nehmen dann während der Entwicklungsstadien von Schoten und Samen zu und erreichen ihren Höhepunkt ( McPherson und McPherson 2000, Koch und Pahs 2014, Koch und Rich 2015, Hunt, persönliche Beobachtung, Michel, persönliche Beobachtung). Die Häufigkeit von Stinkwanzen wird durch das Pflanzdatum und die Reifegruppe der Sojabohnen beeinflusst ( Gore et al. 2006, Owens et al. 2013, Temple et al. 2013). Darüber hinaus können Stinkwanzenpopulationen durch andere Taktiken zur Schädlingsbekämpfung beeinträchtigt werden. Rich und Koch (2016) fanden beispielsweise heraus, dass H. halys auf blattlausresistenter Sojabohne bevorzugt und besser überlebt als auf blattlausempfindlicher Sojabohne.

Die Verletzung von Sojabohnen durch Stinkwanzen kann den Ertrag, die Samenqualität und die Keimungsrate beeinträchtigen (Todd und Herzog 1980, Panizzi und Slansky 1985, McPherson und McPherson 2000, Mesquita et al. 2006). Obwohl einige Studien Ertragsverluste aufgrund von Stinkwanzenverletzungen berichten (Boethel et al. 2000 McPherson und McPherson 2000 Vyavhare et al. 2015a, b), zeigen andere keinen Ertragsunterschied durch Stinkwanzenfütterung (Corrêa-Ferreira und De Azevedo 2002 , Owens 2012, Owens et al. 2013). Die Variation der Ergebnisse kann durch mehrere Faktoren erklärt werden. Die Schwere des durch Stinkwanzen verursachten Schadens kann vom Entwicklungsstadium der Sojabohnen, der Schädlingsdichte und der Dauer des Befalls abhängen ( Young et al. 2008, Owens 2012, Owens et al. 2013). Unter diesen ist das Entwicklungsstadium der Sojabohne der Hauptfaktor (Smith et al. 2009, Nielsen et al. 2011). Im Allgemeinen kann die Fütterung während der frühen Schoten- und Samenentwicklung zu Schotenverlust und Samenabbruch führen (flache Schoten). Einstichstellen (Todd und Herzog 1980, Panizzi und Slansky 1985, McPherson und McPherson 2000, Mesquita et. al. 2006, Owens 2012, Koch und Rich 2015, Vyavhare et al. 2015a Abb. 6). Zum Beispiel in einem Käfigversuch, Befall von Sojabohnen mit E. servus und E. variolarius zu unterschiedlichen Zeitpunkten führte mit zunehmendem reproduktiven Wachstumsstadium der Pflanze zu einer geringeren Verletzung (McPherson und McPherson 2000). Es wurde gezeigt, dass Soja die Stinkwanzenfütterung durch die Erhöhung des Gewichts nicht betroffener Samen kompensiert (Todd und Turnipseed 1974, Russin et al. 1987, Boethel et al. 2000, McPherson und McPherson 2000, Koch und Rich 2015).

Neben den Auswirkungen auf den Ertrag kann die Fütterung von Stinkwanzen auch die Qualität und Reife von Sojabohnen beeinträchtigen. Wenn von Stinkwanzen gefüttertes Saatgut ausgesät wird, kann eine Verringerung der Keimung, des Auflaufens und des Überlebens von Sämlingen beobachtet werden (Jensen und Newsom 1972). Die Keimung von Samen wird stärker von der Lokalisation der Fraßpunktionen (z. B. Einstichen in der Nähe der Wurzelwurzel-Hypokotyl-Achse) als von der Gesamtzahl der Fraßpunktionen beeinflusst ( McPherson und McPherson 2000). Lokal bilden Stinkwanzenfressstiche kleine braune oder schwarze Flecken in der Schote (Kogan und Herzog 1980). Die Fütterung von Stinkwanzen kann den Proteingehalt von Sojabohnensamen erhöhen und den Ölgehalt verringern und die Fettsäurezusammensetzung von Sojabohnenöl verändern (Todd und Herzog 1980, Panizzi und Slansky 1985, McPherson und McPherson 2000). Solche Auswirkungen auf die Qualität wurden jedoch nicht festgestellt für H. halys Fütterung mit Sojabohnen in Minnesota (Koch und Rich 2015). Darüber hinaus kann die Fütterung von Stinkwanzen, insbesondere während des Schotensets und der Schotenfüllung, zu einer verzögerten Pflanzenreife führen (dh „Stay-Green“-Syndrom Todd und Herzog 1980, Panizzi und Slansky 1985, McPherson und McPherson 2000, Musser et. al 2011, Vyavhare et al. 2015b), die die Ernte der Ernte beeinträchtigen können ( Musser et al. 2011). Im Mittleren Westen der Vereinigten Staaten wurde eine verzögerte Reife bei Sojabohnen aus Ohio mit gemischtem Befall mit Stinkwanzen (Michel, persönliche Beobachtung) und in einer Käfigstudie mit H. halys in Minnesota (Koch und Rich 2015). Obwohl einige Studien versuchen, die Mechanismen der verzögerten Reife von Sojabohnen zu erklären (Boethel et al. 2000, Egli und Bruening 2006), bleiben Fragen zum spezifischen Mechanismus (Vyavhare et al. 2015b). Schließlich können durch die Fütterung von Stinkwanzen Krankheitserreger auf Soja übertragen werden. Zum Beispiel übertragen Stinkwanzen Nematospora coryli Peglion, das die Hefefleckenkrankheit verursacht (Daugherty 1967, Ragsdale et al. 1979). Stinkwanzen können auch Bakterien mit potenzieller Pflanzenpathogenität auf Soja übertragen ( Ragsdale et al. 1979, Husseneder et al. 2016).

Stinkwanzen können sich vom Auflaufen der Pflanzen bis zur Reife von Mais besiedeln und davon ernähren. Die Sämlinge und frühen Fortpflanzungsstadien von Mais scheinen am anfälligsten für die Fütterung von Stinkwanzen zu sein. Im Mittleren Westen der Vereinigten Staaten wurde aus Indiana und Illinois (Edwards et al. 1985), Minnesota (B. Potter, persönliche Mitteilung) und Nebraska (Hunt, persönliche Beobachtung) über Verletzungen von Mais im frühen Wachstumsstadium berichtet. Felder mit erhöhtem Verletzungsrisiko durch Stinkwanzen in frühen Wachstumsstadien von Mais sind solche mit Direktsaat oder reduzierter Bodenbearbeitung, Zwischenfrucht vor der Aussaat oder Mais nach Weizen (Edwards et al. 1985, Townsend und Sedlacek 1986, Sedlacek and Townsend 1988a).

Stinkwanzen ernähren sich von frühvegetativem Mais, indem sie ihre Mundwerkzeuge in die Basis von Pflanzen einführen, während ihr Körper auf der Bodenoberfläche oder auf den Pflanzen mit nach unten gerichteten Köpfen ruht (Townsend und Sedlacek 1986). Die Fütterung an der Pflanzenbasis verursacht mechanische und chemische Schäden am Wachstumspunkt der Pflanze (Sedlacek und Townsend 1988a). Eine Verletzung der frühen vegetativen Wachstumsstadien von Mais durch Stinkwanzen kann zu einer Ertragsminderung führen (Annan und Bergman 1988). Blätter, Welken, Verkümmern, Bestockung und Pflanzensterben (Annan und Bergman 1988, Sedlacek und Townsend 1988a). Fütterung durch E. servus und E. variolarius an Maiskeimlingen kann eine sofortige Beendigung oder Verzögerung des Pflanzenwachstums und eine verringerte ober- und unterirdische Biomasse zur Folge haben (Townsend und Sedlacek 1986, Sedlacek und Townsend 1988a). Die wichtigsten Auswirkungen von E. servus und E. variolarius Fütterung sind Bestockung und Pflanzensterblichkeit (Apriyanto et al. 1989a, b). Die Bestockung von Maispflanzen wird durch Stinkwanzen verursacht, die sich von unteren Pflanzenteilen ernähren (Townsend und Sedlacek 1986). Die Art des geschädigten Gewebes und die Menge des geschädigten Gewebes sind wahrscheinlich die wichtigsten Faktoren, die zu Verletzungen beitragen, wie z. B. Bestockung (Apriyanto et al. 1989a). Pflanzen, die als Reaktion auf Stinkwanzenfütterung bestockt werden, sind kürzer, haben eine verzögerte Seidenbildung und verringerte Erträge im Vergleich zu Pflanzen, die Stinkwanzen ausgesetzt waren, die nicht bestockten, und nicht belichteten Pflanzen (Apriyanto et al. 1989b).

Die Anfälligkeit der frühen Wachstumsstadien von Mais für die Fütterung von Stinkwanzen variiert mit dem Pflanzenwachstumsstadium und dem Lebensstadium von Stinkwanzen. Im Allgemeinen sind frühe Maiswachstumsstadien (z. B. Sämlinge) am anfälligsten und große Nymphen und erwachsene Stinkwanzen sind am schädlichsten (Sedlacek und Townsend 1988a).

In Minnesota, E. variolarius und E. servus euschistoides waren die am häufigsten vorkommenden Stinkwanzenarten, die während der reproduktiven Pflanzenwachstumsstadien auf Mais gefunden wurden (Koch und Pahs 2015). Während der reproduktiven Wachstumsstadien von Mais ernähren sich Stinkwanzen von sich entwickelnden Ähren und Körnern und können je nach Zeitpunkt des Befalls Ährenanzahl, Ährengröße sowie Korngröße und -qualität beeinflussen ( Negrón und Riley 1987, Ni et al. 2010, Rice ua 2014 Abb. 7). Maispflanzen scheinen während der frühen Entwicklung der Maiskolben, einschließlich der späten vegetativen Wachstumsstadien des Mais, am anfälligsten für die Fütterung von Stinkwanzen zu sein. Es wurden Beobachtungen von Ohrabtreibungen gemacht für H. halys Fütterung auf späten vegetativen Stadien von Mais ( Rice et al. 2014). Mais war anfälliger für E. servus Fütterung im Stadium VT (Quasten) als im Stadium R1 (Seiden) oder R2 (Blasen) ( Ni et al. 2010). In der VT-Phase drei oder mehr E. servus Eine Fütterung über 9 d führte zu erheblichen Kernschädigungen und einer Verringerung des Ähren- und Kerngewichts (Ni et al. 2010). Wenn die Entwicklung der Maiskolben fortschreitet, beeinflusst die Fütterung durch Stinkwanzen die Getreidequalität mit größerer Wahrscheinlichkeit. Halyomorpha halys werden sich von sich entwickelnden Körnern ernähren, indem sie Maisschalen durchbohren und zu einer Schrumpfung und Verfärbung der Körner führen ( Rice et al. 2014, Cissel et al. 2015). Euschistus servus Die Fütterung in späteren reproduktiven Wachstumsstadien hatte größere Auswirkungen auf die Kornqualität (Kernverfärbung) als auf den Ertrag ( Ni et al. 2010).

Ein zusätzliches Problem im Zusammenhang mit Stinkwanzen in der Maisproduktion war die Möglichkeit, dass Rinder gefüttert wurden H. halys-kontaminierte Maissilage kann Milch produzieren, die durch Geruchsstoffe aus H. halys (Baldwin et al. 2014). Jedoch, H. halys Die Verunreinigung der Silage hatte keinen Einfluss auf die Futteraufnahme durch Rinder oder die Milchproduktion, und Geruchsstoffe (d. h. E-2-Decenal und Tridecan) aus H. halys wurden weder in der Milch nachgewiesen, als den Rindern kontaminierte Silage verabreicht wurde, noch nachdem Geruchsstoffe direkt in den Pansen der Rinder infundiert wurden ( Baldwin et al. 2014). Der Prozess der Silierung und Verstoffwechselung der Rinder scheint das Risiko einer Milchverunreinigung durch Stinkwanzenkontamination in Maissilage zu mindern ( Baldwin et al. 2014).


Molekularbiologie von Insekten-Natriumkanälen und Pyrethroid-Resistenz

Spannungsgesteuerte Natriumkanäle sind essentiell für die Initiierung und Ausbreitung des Aktionspotentials in Neuronen und anderen erregbaren Zellen. Aufgrund ihrer kritischen Rolle bei der elektrischen Signalübertragung sind Natriumkanäle Ziele einer Vielzahl natürlich vorkommender und synthetischer Neurotoxine, einschließlich mehrerer Klassen von Insektiziden. Dieser Review soll ein Update zur Molekularbiologie von Insekten-Natriumkanälen und dem molekularen Mechanismus der Pyrethroidresistenz liefern. Obwohl Natriumkanäle von Säugetieren und Insekten grundlegende topologische und funktionelle Eigenschaften aufweisen, tragen die meisten Insektenarten nur ein Natriumkanal-Gen im Vergleich zu mehreren Natriumkanal-Genen, die in jeder Säugetierart vorkommen. Jüngste Studien zeigten, dass zwei posttranskriptionelle Mechanismen, alternatives Spleißen und RNA-Editierung, an der Generierung der funktionellen Diversität von Natriumkanälen in Insekten beteiligt sind. Mehr als 50 Natriumkanalmutationen wurden als verantwortlich oder assoziiert mit Knockdown-Resistenz (kdr) gegen Pyrethroide in verschiedenen Arthropoden-Schädlingen und Krankheitsvektoren identifiziert. Die Aufklärung des molekularen Mechanismus von kdr führte zur Identifizierung von dualen Rezeptorstellen von Pyrethroiden auf Natriumkanälen von Insekten. Viele der kdr-Mutationen scheinen innerhalb oder in der Nähe der beiden Rezeptorstellen lokalisiert zu sein. Das wachsende Wissen über Natriumkanäle von Insekten und deren Wechselwirkungen mit Insektiziden bietet eine Grundlage für das Verständnis der Neurophysiologie von Natriumkanälen in vivo und die Entwicklung neuer und sichererer Insektizide zur wirksamen Bekämpfung von Arthropoden-Schädlingen und menschlichen Krankheitsüberträgern.

Schlüsselwörter: Alternatives Spleißen Knockdown-Resistenz Pyrethroide Rezeptorstellen Pyrethroide RNA-Editing Natriumkanal.

Copyright © 2014 Elsevier Ltd. Alle Rechte vorbehalten.

Figuren

Spannungsgesteuerte Natriumkanäle und die…

Spannungsgesteuerte Natriumkanäle und das Aktionspotential. (A) Aufnahme eines Aktionspotentials.…

Spannungsgesteuerte Natriumkanäle und die…

Spannungsgesteuerte Natriumkanäle und das Aktionspotential. (A) Aufnahme eines Aktionspotentials.…

Struktur des spannungsgesteuerten Natriums…

Struktur des spannungsgesteuerten Natriumkanals. (A) Die Topologie des Natriumkanals…

Struktur des spannungsgesteuerten Natriums…

Struktur des spannungsgesteuerten Natriumkanals. (A) Die Topologie des Natriumkanals…

Funktionelle Charakterisierung von Insektennatrium…

Funktionelle Charakterisierung von Insekten-Natriumkanälen, ausgedrückt in Xenopus Eizellen mit der Spannungsklemme…

Funktionelle Charakterisierung von Insektennatrium…

Funktionelle Charakterisierung von Insekten-Natriumkanälen, ausgedrückt in Xenopus Eizellen mit der Spannungsklemme…

Alternatives Spleißen von DmNa v…

Alternatives Spleißen von DmNa v Transkripte. Optionale Exons sind in blauen Blöcken dargestellt…

Mutationen in Natriumkanälen im Zusammenhang mit…

Mutationen in Natriumkanälen im Zusammenhang mit Pyrethroidresistenz bei Arthropodenarten. (A) Mutationen…

Mutationen in Natriumkanälen im Zusammenhang mit…

Mutationen in Natriumkanälen im Zusammenhang mit Pyrethroidresistenz bei Arthropodenarten. (A) Mutationen…

Modellierung der Pyrethroid-Rezeptorstellen…

Modellierung der Pyrethroid-Rezeptorstellen im AaNa v 1-1 Kanal. (A und…

Pyrethroide Rückstände in Standort 1…

Pyrethroid-sensorische Rückstände in Site 1 oder Site 2 eines Insekten-Natriumkanals.…

Ein K v 1.2-basiertes Modell des offenen AaNa v 1–1 Kanal mit…


Entomologie

Wussten Sie, dass Insekten die vielfältigste Tiergruppe der Erde sind? Insekten bieten einzigartige Möglichkeiten zum Studium biologischer Systeme und sind Modellversuchstiere. Viele Insekten sind entweder Schädlinge oder Nützlinge, die eine große Bedeutung für die Wirtschaft, die Umwelt oder die öffentliche Gesundheit haben. Im Studiengang Entomologie lernen die Studierenden umweltschonende Methoden zur Bekämpfung von heimischen und landwirtschaftlichen Schädlingen kennen. Sie werden Möglichkeiten untersuchen, die Produktivität von wirtschaftlich nützlichen Insekten wie Honigbienen zu steigern, und lernen, wie die Gesundheit von Insektenpopulationen auf der ganzen Welt überwacht werden kann.

Hauptanforderungen

Nach einer Reihe von naturwissenschaftlichen und mathematischen Grundkursen belegen Sie Grundlagenkurse in Insektenbiologie, einschließlich praktischer Arbeit in Sammlung und Identifizierung. Sie können Ihr Hauptfach Ihren Interessen anpassen, indem Sie Kurse in Bereichen wie Arthropoden-Schädlingsbekämpfung, Imkerei (Bienenbiologie und Produktivität), Wirtschaftsentomologie oder Insektenökologie wählen. Wahlfächer wie Forensische Entomologie (Verwendung arthropodenbiologischer Beweise im Zivil- und Strafrecht) und Praktika in Regierungs- und Wirtschaftsorganisationen runden das Studium ab.


Identifizierung und funktionelle Analyse eines neuartigen Chorionproteins, das für die Eireifung in der braunen Zikade essentiell ist

Korrespondenz: Chuan-Xi Zhang, Staatliches Schlüssellabor für Reisbiologie und Schlüssellabor des Landwirtschaftsministeriums für landwirtschaftliche Entomologie, Institut für Insektenwissenschaften, Zhejiang-Universität, Hangzhou 310058, China. Tel./Fax: + 86 571 88982991 E-Mail: [email protected] Suche nach weiteren Beiträgen dieses Autors

Staatliches Schlüssellabor für Reisbiologie und Ministerium für Landwirtschaft Schlüssellabor für landwirtschaftliche Entomologie, Institut für Insektenwissenschaften, Zhejiang-Universität, Hangzhou, China

Staatliches Schlüssellabor für Reisbiologie und Ministerium für Landwirtschaft Schlüssellabor für landwirtschaftliche Entomologie, Institut für Insektenwissenschaften, Zhejiang-Universität, Hangzhou, China

Staatliches Schlüssellabor für Reisbiologie und Ministerium für Landwirtschaft Schlüssellabor für landwirtschaftliche Entomologie, Institut für Insektenwissenschaften, Zhejiang-Universität, Hangzhou, China

Staatliches Schlüssellabor für Reisbiologie und Ministerium für Landwirtschaft Schlüssellabor für landwirtschaftliche Entomologie, Institut für Insektenwissenschaften, Zhejiang-Universität, Hangzhou, China

Staatliches Schlüssellabor für Reisbiologie und Ministerium für Landwirtschaft Schlüssellabor für landwirtschaftliche Entomologie, Institut für Insektenwissenschaften, Zhejiang-Universität, Hangzhou, China

Staatliches Schlüssellabor für Reisbiologie und Ministerium für Landwirtschaft Schlüssellabor für landwirtschaftliche Entomologie, Institut für Insektenwissenschaften, Zhejiang-Universität, Hangzhou, China

Korrespondenz: Chuan-Xi Zhang, Staatliches Schlüssellabor für Reisbiologie und Schlüssellabor des Landwirtschaftsministeriums für landwirtschaftliche Entomologie, Institut für Insektenwissenschaften, Zhejiang-Universität, Hangzhou 310058, China. Tel./Fax: + 86 571 88982991 E-Mail: [email protected] Suche nach weiteren Beiträgen dieses Autors

Abstrakt

In Insekteneiern hat das Chorion die wesentliche Funktion, den Embryo während der Entwicklung vor äußeren Einflüssen zu schützen und gleichzeitig den Gasaustausch zur Atmung zu ermöglichen. In dieser Studie fanden wir ein neues Gen, Nilaparvata lugens Chorionprotein (NlChP), das an der Chorionbildung der Braunen Zikade beteiligt ist, Nilaparvata lugens. NlChP wurde in den Follikelzellen von weiblichen erwachsenen braunen Zikaden stark exprimiert. Niederschlagung von NlChP führte zu einer Fehlbildung der Eizelle und der Unfähigkeit, eine Eiablage durchzuführen, und die Elektronenmikroskopie zeigte, dass die missgebildeten Eizellen im Vergleich zur Kontrollgruppe dünne und raue Endochorionschichten aufwiesen. Flüssigchromatographie mit Tandem-Massenspektrometrie-Analyse der Eierschalenkomponenten ergab vier einzigartige Peptide, die auf NlChP abgestimmt waren. Unsere Ergebnisse zeigen, dass NlChP ein neuartiges Chorionprotein ist, das für die Eireifung in N. lugens, ein Hemipteren-Insekt mit telotrophen meroistischen Ovarien. NlChP könnte ein potenzielles Ziel bei der RNA-Interferenz-basierten Schädlingsbekämpfung sein.

Zusätzliche unterstützende Informationen finden Sie in der Online-Version dieses Artikels auf der Website des Herausgebers:

Abbildung S1. Nukleotid und abgeleitete Aminosäuresequenz des Nilaparvata lugens Chorionprotein kodierende Region. Unterstrichenes, vorhergesagtes Signalpeptid fett, die APSCGC-Wiederholungen #, potenzielle O-Glykosylierungsstellen rot, die Position der Primer für die quantitative Real-Time-PCR der reversen Transkription gelb, die Position der Primer für die doppelsträngige RNA-Synthese.

Abbildung S2. (A) Die BLAST-Ergebnisse für Nilaparvata lugens Chorion-Protein (NlChP) gegen Proteinsequenzen aus der Transkriptom-Datenbank von Rhodnius prolixus Follikelgewebe der Eierstöcke. Die ähnlichste Sequenz hatte eine Abfrageabdeckung von 7% und eine Identität von 7/20 (35%). (B) Die BLAST-Ergebnisse für NlChP gegen Chorionproteine ​​in Motten und Fliegen. NlChP zeigte eine gewisse Ähnlichkeit mit a Rhagoletis-Zephyrie vorhergesagtes Chorionprotein S36 (XP_017485722.1) mit einer Identität von 17/38 (45%) und a Papilio Machaon Chorion-Klasse-A-Protein (KPJ10899.1) mit einer Identität von 35/133 (26%).

Abbildung S3. Das Transkriptionsniveau von Nilaparvata lugens Chorionprotein (NlChP) 72 h nach doppelsträngiger RNA für Forkhead Box Transkriptionsfaktor L2 Injektion. Der Ausdruck von NlChP um das 12-fache herunterreguliert. N. lugens 18S rRNA und ribosomales Protein S11 wurden als interne Kontrollgene verwendet. Mittelwert ± SEM aus drei unabhängigen Experimenten.

Tabelle S1. In dieser Arbeit verwendete Primer.

Tabelle S2. Rohdaten für Flüssigchromatographie mit Tandem-Massenspektrometrie.

Bitte beachten Sie: Der Herausgeber ist nicht verantwortlich für den Inhalt oder die Funktionalität der von den Autoren bereitgestellten unterstützenden Informationen. Alle Anfragen (außer fehlenden Inhalten) sollten an den entsprechenden Autor des Artikels gerichtet werden.


Identifiziere dieses Insekt - Biologie

Gemeinsamen Namen: Assassinen-Bug
Wissenschaftlicher Name (Familie): Reduviidae

(Informationen für diese Artenseiten wurden teilweise von Nathan Hand für Biologie 220W in Penn State New Kensington im Frühjahr 2013 gesammelt.)

Assassinenwanzen sind Mitglieder der umfangreichen taxonomischen Familie Reduviidae (Klasse Insecta, Ordnung Hemiptera). Dies ist eine sehr große Familie von Hemipteren, die mehr als siebentausend einzelne Arten umfasst. Killerwanzen kommen auf der ganzen Welt vor, und in Nordamerika gibt es einhundertneunundfünfzig Arten.

Erwachsene Killerwanzen haben eine Größe von vier Millimetern bis zu 40 Millimetern (etwa ein Achtel Zoll bis eineinhalb Zoll). Die meisten Arten sind Raubtiere anderer Insekten und Spinnentiere (insbesondere Spinnen), aber einige Arten ernähren sich von Blut, das einer Vielzahl von Wirbeltierwirten entnommen wird. Einige räuberische Arten von Killerwanzen sind hochspezialisiert und nehmen nur eine Art Insekten- oder Spinnentierbeute. Andere Arten sind in ihren Beutepräferenzen und -auswahlen viel allgemeiner.

Bildnachweis: B. Stock, Wikimedia Commons

Menschliche Interaktionen
"Küsswanzen" (Triatoma sp.) sind eine Blut ernährende Gruppe von Attentätern, die Menschen jagen. Diese Attentäter sind in der Lage, den Trypanosom-Protistenparasiten, der die Chaga-Krankheit verursacht, zu tragen und zu übertragen. Diese „Kusswanzen“ ernähren sich nachts von Menschen, insbesondere um die Augen und den Mund herum und legen trypanosomenreichen Kot in der Nähe der Bisswunde ab. Das Kratzen an der Wunde kann dann den Kot mit dem Blut des Opfers vermischen und die Person mit dem krankheitserregenden Trypanosom infizieren. Es wird geschätzt, dass sieben bis acht Millionen Menschen in Mexiko, Mittel- und Südamerika an der Chaga-Krankheit leiden und dass sie jedes Jahr fast dreizehntausend Todesfälle verursacht.

Beute fangen
Assassinenwanzen haben längliche Köpfe mit schmalen halsähnlichen Stielen, die an ihrem Brustkorb befestigt sind. Sie haben lange Beine, große dreieckige Köpfe und lange, röhrenförmige Mundwerkzeuge (das „Rostrum“), die sich unter Kopf und Hals wickeln. Sie sind normalerweise hell mit roten, orangen, braunen und schwarzen Feldern und Mustern gefärbt. Insbesondere ihre Vorderbeine können stark gestreckt sein, um Beute zu greifen. Ihre Beine können auch winzige Haare und sogar klebrige Sekrete haben, die ihnen helfen, ihre gefangene Beute festzuhalten. Die röhrenförmigen Mundwerkzeuge sind das wesentliche Merkmal der Hemipteren („echte Käfer“). Bei den Attentätern ist diese schnabelartige Struktur aus Unter- und Oberkiefer hart und scharf und wird verwendet, um immer wieder in den Körper ihrer Beute zu stechen (daher der gebräuchliche Name "Attentäter"). Die Speichelsekrete, die durch das Podium ausgestoßen werden, enthalten nicht nur Verdauungsenzyme (die es dem Attentäter ermöglichen, seine Beute von außen zu verdauen und dann die vorverdauten, nährstoffreichen Säfte aufzusaugen), sondern auch antibakterielle Chemikalien und insektizide Gifte, die dazu dienen, oder töten ihre Beute.

Killerwanzen gelten als wichtige biologische Bekämpfungsmittel, insbesondere in organischen (d. h. nicht mit Pestiziden bewirtschafteten) Agrarökosystemen. Sie jagen Blattläuse, Raupen und sogar Insekten so groß wie Kakerlaken. Sie können Beute durch chemische Düfte und Pheromone oder durch bestimmte Verhaltensweisen (wie das Vibrieren des Spinngewebes, um die Spinne aus ihrem Refugium zu ziehen) anlocken. „Ambush“-Attentäter sitzen auf Blumen und warten darauf, dass jedes sich nähernde Insekt nahe genug herankommt, um gegriffen, erstochen und gefressen zu werden. Diese Raubwanzen aus dem Hinterhalt können sogar einen Teil des Blütennektars als zusätzliche Nahrungsquelle konsumieren, benötigen jedoch Insektenbeute für ihr Wachstum und ihre Entwicklung.

Paarung und Fortpflanzung
Die Paarung findet im Frühsommer statt, wobei sich die Männchen den Weibchen über ritualisierte Verhaltensweisen nähern, die Springen, Antennenberührungen und zögerliche Annäherungen an die Paarung umfassen. Die Männchen bewachen die Weibchen nach der Kopulation, um die Integrität ihrer übertragenen Spermien zu schützen. Die Weibchen legen dann ihre befruchteten Eier in Büscheln an Stängeln und Blättern einer Vielzahl von Pflanzen ab. Aus den Eiern schlüpfen winzige Versionen des erwachsenen Attentäterkäfers, da Attentäter wie alle Hemipteren eine einfache Metamorphose aufweisen. Die unreifen Lebensstadien (die Nymphen) sind kleinere, nicht geflügelte Versionen der Erwachsenen. Die Nymphen durchlaufen vier bis sieben Häutungen (je nach Art), bevor sie schließlich das Erwachsenenalter erreichen. Adults, as inferred above, have wings and, in temperate climate zones like Western Pennsylvania, are the life stages that will overwinter. Adults can live two years in captivity, but it is not known how long they live in the wild.

Nymphal life stages also are predaceous, but they are also quite vulnerable to being taken as food by a variety of invertebrate and vertebrate predators. Many species of birds, rodents, spiders, praying mantises, and even larger assassin bugs readily consume assassin bug nymphs. These nymphs often cover themselves with debris from their environment (dirt, leaves, pieces of dead insects, etc.) in attempts to camouflage themselves to both hide from predators and more easily approach potential prey.

/> Diese Site ist unter einer Creative Commons-Lizenz lizenziert. Nutzungsbedingungen anzeigen.


Where is SLF Found?

SLF is currently found in 34 counties in Pennsylvania, all of which are under a state-imposed quarantine. The quarantine is in place to stop the movement of SLF to new areas within or out of the current quarantine zone and to slow its spread within the quarantine. The quarantine affects vehicles and other conveyances, plant, wood, stone products and outdoor household items. Counties within the quarantine zone: Allegheny, Beaver, Berks, Blair, Bucks, Cambria, Cameron, Carbon, Chester, Columbia, Cumberland, Dauphin, Delaware, Franklin, Huntingdon, Juniata, Lackawanna, Lancaster, Lebanon, Lehigh, Luzerne, Mifflin, Monroe, Montgomery, Montour, Northampton, Northumberland, Perry, Philadelphia, Pike, Schuylkill, York, Wayne, and Westmoreland. In addition to Pennsylvania, SLF is also found in New Jersey, New York, Ohio, Connecticut, Maryland, Delaware, Virginia, and West Virginia. Do your part to slow the spread by complying with the SLF quarantine relations.



Bemerkungen:

  1. Morr

    Darin ist etwas. Vielen Dank für die Hilfe in dieser Frage, desto einfacher, desto besser ...

  2. Akisho

    Ich entschuldige mich, aber meiner Meinung nach haben Sie nicht Recht. Ich bin versichert. Schreiben Sie mir in PM, wir werden reden.

  3. Brennen

    Vielen Dank für Ihre Hilfe bei diesem Problem.

  4. Tyeis

    Eine Person erweitert den Pfad, und nicht der Pfad erweitert eine Person ...

  5. Shakashakar

    Tut mir leid, dass ich dich unterbringe, aber ich schlage vor, eine andere Art und Weise zu gehen.

  6. Crowley

    Ich finde das Thema sehr interessant. Ich biete Ihnen an, es hier oder in PM zu besprechen.

  7. Pityocamptes

    Toller Spruch



Eine Nachricht schreiben