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Wie kann ich eine Gemeinschaft von anaeroben Bakterien vermehren, die aus Schlamm in einem Moor entnommen wurden?

Wie kann ich eine Gemeinschaft von anaeroben Bakterien vermehren, die aus Schlamm in einem Moor entnommen wurden?


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Ich forsche an anaeroben Bakterien. Im Herbst habe ich Schlammproben aus einem Moor genommen und habe damit gearbeitet, aber ich habe nicht genug genommen. Jetzt hat der Winter herumgerollt (ich bin in Kanada) und alle Moore sind zugefroren. Ich brauche mehr Material zum Arbeiten - ist es möglich, selbst eine Schlammmischung herzustellen und die Bakterien zu übertragen? Wenn ja, kann mir jemand bei den Mischungsverhältnissen helfen? Ist hier eine Kontamination ein Problem (ich würde annehmen, nicht)? Und wie lange würde die Vermehrung dauern?


VORAUSSETZUNGEN

Die Säule ist in einem hohen klaren Glas- oder Kunststoffbehälter aufgebaut. Große Weithalsflaschen sind wahrscheinlich am besten, aber 2-Liter-Soda-Flaschen sind in großen Mengen leicht zu bekommen und erfüllen ihren Zweck. Praktisch jeder ungefähr zylindrische Behälter ist geeignet, sogar so unterschiedliche Gefäße wie Olivengläser, Weinflaschen und 20-Liter-Ballonen. Die Säule ist in einem hohen klaren Glas- oder Kunststoffbehälter aufgebaut. Große Weithalsflaschen sind wahrscheinlich am besten, aber 2-Liter-Soda-Flaschen sind in großen Mengen leicht zu bekommen und erfüllen ihren Zweck. Praktisch jeder ungefähr zylindrische Behälter ist geeignet, sogar so unterschiedliche Gefäße wie Olivengläser, Weinflaschen und 20-Liter-Ballonflaschen. Die Säule ist in einem hohen klaren Glas- oder Kunststoffbehälter aufgebaut. Große Weithalsflaschen sind wahrscheinlich am besten, aber 2-Liter-Soda-Flaschen sind in großen Mengen leicht zu bekommen und erfüllen ihren Zweck. Praktisch jeder ungefähr zylindrische Behälter ist geeignet, sogar so unterschiedliche Gefäße wie Olivengläser, Weinflaschen und 20-Liter-Ballonflaschen.

Die Säule ist mit Erde oder Schlamm aus praktisch jeder Quelle und Wasser aus derselben oder einer anderen Quelle gepackt. Wenn möglich, sollten die Schüler Schlamm und Wasser aus einem örtlichen See oder Teich selbst sammeln, damit sie ein Gefühl für den natürlichen Lebensraum bekommen, aus dem diese Materialien gewonnen wurden.

J. Lennox, Penn State Altoona

Schlamm oder Erde können zu jeder Jahreszeit gesammelt werden. Mitten im Winter durch das Eis gesammelte Teichschlamm hat schöne Säulen hervorgebracht. Steine ​​und Stöcke sollten durch Sieben oder von Hand entfernt werden. Wasser kann aus derselben Quelle gesammelt werden, aber auch destilliertes Wasser oder Leitungswasser reichen aus.

J. Lennox, Penn State Altoona

Zu diesen natürlichen Komponenten fügt der Schüler zusätzlichen Kohlenstoff und Schwefel hinzu. Dies können entweder langsam oder schnell verwendete Materialien sein, und die Schüler werden ermutigt, ihre eigene Vorstellungskraft bei der Auswahl von Kohlenstoff- und Schwefelquellen zu nutzen.

Über dem Boden befindet sich eine Wasserschicht, die den Teich selbst darstellt, und die Säule ist normalerweise bedeckt (aber nicht versiegelt), um die Verdunstung zu verzögern. Jede handelsübliche Plastikfolie funktioniert gut. Sichern Sie die Plastikfolie mit einem Gummiband. Ein oder zwei Schlitze sollten in der Hülle angebracht werden, um den Gasaustausch zu ermöglichen. Die gesamte Säule wird dann beleuchtet, um das Wachstum von Phototrophen zu fördern. Die Säulen sollten an einem gut belüfteten Ort aufgestellt werden, da sie bis zur Stabilisierung riechen können. Das resultierende Wachstum von Mikroorganismen kann ziemlich spektakulär und farbenfroh sein. Die Lichtquelle kann Gegenstand einer studentischen Diskussion sein. Natürliche oder Wolframlichtquellen funktionieren, obwohl die unterschiedlichen Spektren jeder die Natur der ausgewählten Bakterien beeinflussen.

Die offensichtlichsten Bewohner der Säule sind aerobe und anaerobe Phototrophe, aber auch eine Vielzahl von Heterotrophen wird gefunden. Das routinemäßige Vorhandensein von Methanogenen macht dies zu einer nützlichen Übung zur Erweiterung der mikrobiellen Vielfalt des einführenden Mikrobiologielabors.

Es gibt auch flache Winogradsky-Säulen, die große Oberflächen für die Entwicklung von Biofilmen bieten und sich hervorragend für die fotografische Aufzeichnung eignen. Siehe: http://www.anaerobesystems.com.

Die genaue Vorgehensweise zum Bau der Winogradsky-Säule finden Sie in der Schüleranleitung unter Detaillierte Anleitung für Schüler unter Anhänge.

    Mischen Sie den Schlamm/die Erde mit den gewünschten Kohlenstoff- und Schwefelquellen. SICHERHEITSHINWEIS: Es gibt keine einfache Möglichkeit festzustellen, ob der Schlamm, den die Schüler sammeln, mit Abwasser, landwirtschaftlichen Abfällen, Schwermetallen oder anderen giftigen Materialien belastet ist. Lassen Sie Ihre Schüler beim Mischen der Materialien und beim Packen der Säule Latex- oder Vinylhandschuhe tragen.

Mögliche Kohlenstoffquellen:

Mögliche Schwefelquellen:

Verwenden Sie noch einmal Ihre Vorstellungskraft. Elementarer Schwefel, Calciumsulfat, Magnesiumsulfat, rohe oder hartgekochte Eier und Käse wurden alle mit Erfolg verwendet.

Säulenstruktur und Physiologie:

J. Lennox, Penn State Altoona


Die Wassersäule an der Oberfläche steht in Kontakt mit der Atmosphäre und ist daher aerob, wird jedoch mit der Tiefe zunehmend anaerob. Die Oberflächenschicht der Säule kann einen aeroben Biofilm aus flüssiger Luft (Pellikel) erzeugen, der durch Eintauchen eines Deckglases in die Säule und Anheben eines Teils des Films aus dem Wasser entnommen werden kann.

Im stark anaeroben Boden der Säule führt die Zersetzung und die Aktivität sulfatreduzierender Bakterien zur Bildung von Schwefelwasserstoffgas. Dieser Schwefelwasserstoffgradient nimmt zum oberen Ende der Säule hin ab. Diese beiden gegenläufigen Gradienten (Sauerstoff und Schwefelwasserstoff) schaffen eine kontinuierliche Reihe von Habitaten, die für eine Vielzahl von Mikroorganismen selektiv sind.

J. Lennox, Penn State Altoona

Typischerweise sind die unteren Teile der Säule von photoautotrophen grünen und violetten Schwefelbakterien besiedelt. Die aerobe Oberfläche der Säule wird von sauerstoffhaltigen Cyanobakterien besetzt. Direkt unter der Oberfläche überwiegen phototrophe violette Nicht-Schwefel-Bakterien.

Der Großteil der Bakterien befindet sich in einem dünnen Film zwischen dem Boden-/Schlammsubstrat und der Behälterwand. Bei der Verwendung von Kunststoffbehältern wie Zwei-Liter-Popflaschen können diese Bakterien durch Einstechen einer Nadel durch die Behälterwand oder durch Einfrieren der Säule und Schneiden in die Säule mit einem Universalmesser und einer Schere entnommen werden, um die Oberflächenschicht der Säule freizulegen.

Zylindrische Kunststoffsäulen, wie sie von Carolina Biological zur Verfügung gestellt werden, können eingefroren und der gesamte Inhalt unter Druck extrudiert werden.

J. Lennox, Penn State Altoona

J. Lennox, Penn State Altoona


DER LEBENDE BODEN: BAKTERIEN

Bakterien sind winzige, einzellige Organismen und im Allgemeinen 4/100.000 Zoll breit (1 &mgr;m) und etwas länger. Was Bakterien an Größe fehlt, machen sie in Zahlen aus. Ein Teelöffel produktiver Boden enthält im Allgemeinen zwischen 100 Millionen und 1 Milliarde Bakterien. Das ist so viel Masse wie zwei Kühe pro Morgen.

In jedem Hektar Boden kann eine Tonne mikroskopisch kleiner Bakterien aktiv sein.

Bildnachweis: Michael T. Holmes, Oregon State University, Corvallis. Bitte wenden Sie sich an die Boden- und Wasserschutzgesellschaft unter [email protected] für Hilfe bei urheberrechtlich geschützten (gutgeschriebenen) Bildern.

Bakterien beschmutzen die Oberfläche von Strängen von Pilzhyphen.

Bildnachweis: R. Campbell. In R. Campbell. 1985. Pflanzenmikrobiologie. Edward Arnold London. S. 149. Nachdruck mit Genehmigung von Cambridge University Press. Bitte wenden Sie sich an die Soil and Water Conservation Society unter [email protected], wenn Sie Hilfe bei urheberrechtlich geschützten (gutgeschriebenen) Bildern benötigen.

Bakterien lassen sich in vier funktionelle Gruppen einteilen. Die meisten sind Zersetzer, die einfache Kohlenstoffverbindungen verbrauchen, wie Wurzelexsudate und frische Pflanzenstreu. Durch diesen Prozess wandeln Bakterien Energie in organischer Bodensubstanz in Formen um, die für den Rest der Organismen im Nahrungsnetz des Bodens nützlich sind. Eine Reihe von Zersetzern können Pestizide und Schadstoffe im Boden abbauen. Zersetzer sind besonders wichtig, um Nährstoffe in ihren Zellen zu immobilisieren oder zurückzuhalten und so den Verlust von Nährstoffen wie Stickstoff aus der Wurzelzone zu verhindern.

Eine zweite Gruppe von Bakterien sind die Mutualisten die Partnerschaften mit Pflanzen eingehen. Am bekanntesten sind die stickstofffixierenden Bakterien. Die dritte Bakteriengruppe sind die Krankheitserreger. Bakterielle Krankheitserreger umfassen Xymomonas und Erwinia Arten und Arten von Agrobakterium die bei Pflanzen Gallenbildung verursachen. Eine vierte Gruppe, genannt Lithotrophen oder Chemoautotrophe, bezieht seine Energie aus Stickstoff-, Schwefel-, Eisen- oder Wasserstoffverbindungen statt aus Kohlenstoffverbindungen. Einige dieser Arten sind wichtig für den Stickstoffkreislauf und den Schadstoffabbau.

Was machen Bakterien?

Bakterien aus allen vier Gruppen leisten wichtige Dienste in Bezug auf Wasserdynamik, Nährstoffkreislauf und Krankheitsunterdrückung. Einige Bakterien beeinflussen die Wasserbewegung, indem sie Substanzen produzieren, die helfen, Bodenpartikel zu kleinen Aggregaten zu binden (mit Durchmessern von 1/10.000-1/100 Zoll oder 2-200 &mgr;m). Stabile Zuschlagstoffe verbessern die Wasserinfiltration und das Wasserhaltevermögen des Bodens. In einer vielfältigen Bakteriengemeinschaft werden viele Organismen mit krankheitserregenden Organismen in Wurzeln und auf oberirdischen Pflanzenoberflächen konkurrieren.

Ein paar wichtige Bakterien

Stickstofffixierende Bakterien bilden symbiotische Assoziationen mit den Wurzeln von Hülsenfrüchten wie Klee und Lupine und Bäumen wie Erle und Heuschrecke. Sichtbare Knötchen entstehen dort, wo Bakterien ein wachsendes Wurzelhaar infizieren. Die Pflanze liefert den Bakterien einfache Kohlenstoffverbindungen, und die Bakterien wandeln Stickstoff (N2) aus der Luft in eine Form um, die der Pflanzenwirt verwerten kann. Wenn sich Blätter oder Wurzeln der Wirtspflanze zersetzen, erhöht sich der Bodenstickstoff in der Umgebung.

Nitrifizierende Bakterien Ändern Sie Ammonium (NH4+) in Nitrit (NO2-) und dann in Nitrat (NO3-) &ndash eine bevorzugte Form von Stickstoff für Gräser und die meisten Reihenkulturen. Nitrat wird leichter aus dem Boden ausgewaschen, daher verwenden einige Landwirte Nitrifikationshemmer, um die Aktivität einer Art nitrifizierender Bakterien zu reduzieren. In Waldböden werden nitrifizierende Bakterien unterdrückt, so dass der größte Teil des Stickstoffs als Ammonium verbleibt.

Denitrifizierende Bakterien Nitrat in Stickstoff (N2) oder Lachgas (N2O) umwandeln. Denitrifier sind anaerob, d. h. sie sind dort aktiv, wo Sauerstoff fehlt, beispielsweise in gesättigten Böden oder in Bodenaggregaten.

Aktinomyceten sind eine große Gruppe von Bakterien, die wie Pilze als Hyphen wachsen. Sie sind verantwortlich für den charakteristischen &ldquoerdigen&rdquo Geruch von frisch gewendetem, gesundem Boden. Actinomyceten bauen eine breite Palette von Substraten ab, sind jedoch besonders wichtig beim Abbau widerspenstiger (schwer abbaubarer) Verbindungen wie Chitin und Cellulose und sind bei hohen pH-Werten aktiv. Pilze sind beim Abbau dieser Verbindungen bei niedrigem pH wichtiger. Eine Reihe von Antibiotika werden von Actinomyceten wie Streptomyces produziert.

Knötchen bildeten sich dort, wo Rhizobium-Bakterien Sojabohnenwurzeln infizierten.

Bildnachweis: Stephen Temple, New Mexico State University. Bitte wenden Sie sich an die Soil and Water Conservation Society unter [email protected], wenn Sie Hilfe bei urheberrechtlich geschützten (gutgeschriebenen) Bildern benötigen.

Actinomyceten, wie dieser Streptomyces, verleihen dem Boden seinen "artigen" Geruch.

Credit: Nr. 14 von Objektträgerset für Bodenmikrobiologie und Biochemie. 1976. J. P. Martin et al., Hrsg. SSSA, Madison, WI. Bitte wenden Sie sich an die Soil and Water Conservation Society unter [email protected], wenn Sie Hilfe bei urheberrechtlich geschützten (gutgeschriebenen) Bildern benötigen.

Wo sind Bakterien?

Verschiedene Bakterienarten gedeihen auf unterschiedlichen Nahrungsquellen und in unterschiedlichen Mikroumgebungen. Im Allgemeinen sind Bakterien wettbewerbsfähiger, wenn labile (leicht zu metabolisierende) Substrate vorhanden sind. Dazu gehören frische, junge Pflanzenreste und die in der Nähe lebender Wurzeln vorkommenden Verbindungen. Bakterien konzentrieren sich besonders in der Rhizosphäre, dem schmalen Bereich neben und in der Wurzel. Es gibt Hinweise darauf, dass Pflanzen bestimmte Arten von Wurzelexsudaten produzieren, um das Wachstum schützender Bakterien zu fördern.

Bakterien verändern die Bodenumgebung in dem Maße, dass die Bodenumgebung bestimmte Pflanzengemeinschaften gegenüber anderen bevorzugt. Bevor sich Pflanzen auf frischen Sedimenten ansiedeln können, muss sich zunächst die Bakteriengemeinschaft etablieren, beginnend mit photosynthetischen Bakterien. Diese fixieren atmosphärischen Stickstoff und Kohlenstoff, produzieren organisches Material und immobilisieren genügend Stickstoff und andere Nährstoffe, um Stickstoffkreislaufprozesse im jungen Boden zu initiieren. Dann können frühe sukzessive Pflanzenarten wachsen. Wenn sich die Pflanzengemeinschaft etabliert, gelangen verschiedene Arten von organischem Material in den Boden und verändern die Art der Nahrung, die Bakterien zur Verfügung stehen. Die veränderte Bakteriengemeinschaft wiederum verändert die Bodenstruktur und die Umgebung für Pflanzen. Einige Forscher glauben, dass es möglich sein könnte, die Pflanzenarten an einem Ort zu kontrollieren, indem man die Bodenbakteriengemeinschaft verwaltet.

Insektenbiografie: Bakterien, die das Pflanzenwachstum fördern

Von Ann Kennedy, USDA Agricultural Research Service, Pullman, WA

Bestimmte Stämme des Bodenbakteriums Pseudomonas fluorescens haben eine antimykotische Aktivität, die einige Pflanzenpathogene hemmt. P. fluorescens und andere Pseudomonas- und Xanthomonas-Arten können das Pflanzenwachstum auf verschiedene Weise steigern. Sie können eine Verbindung produzieren, die das Wachstum von Krankheitserregern hemmt oder das Eindringen eines Krankheitserregers in die Pflanze reduziert. Sie können auch Verbindungen (Wachstumsfaktoren) produzieren, die das Pflanzenwachstum direkt steigern.

Diese pflanzenwachstumsfördernden Bakterien kommen natürlicherweise in Böden vor, aber nicht immer in ausreichender Menge, um eine dramatische Wirkung zu haben. Künftig können Landwirte Samen mit Anti-Pilz-Bakterien wie P. fluorescens impfen, um sicherzustellen, dass die Bakterien Krankheitserreger um das Saatgut und die Wurzel der Pflanzen reduzieren.


Pathophysiologie

Staphylococcus aureus ist eine Gram-positive, Katalase-positive, Koagulase-positive Kokken in Clustern. S. aureus kann entzündliche Erkrankungen wie Hautinfektionen, Lungenentzündung, Endokarditis, septische Arthritis, Osteomyelitis und Abszesse verursachen. S. aureus kann auch ein toxisches Schocksyndrom (TSST-1), ein Verbrühungssyndrom (exfoliatives Toxin und eine Lebensmittelvergiftung (Enterotoxin)) verursachen. 

Staphylococcus epidermidis ist eine Gram-positive, Katalase-positive, Koagulase-negative Kokken in Clustern und ist Novobiocin-sensitiv. S. epidermidis infiziert häufig Prothesen und IV-Katheter und produziert Biofilme. Staphylococcus saprophyticus ist Novobiocin-resistent und ist eine normale Flora des Genitaltrakts und Damms. S. saprophyticus macht die zweithäufigste Ursache für unkomplizierte Harnwegsinfektionen (HWI) aus. 

Streptococcus pneumoniae ist eine grampositive, verkapselte, lanzettförmige Diplokokke, die am häufigsten Mittelohrentzündung, Lungenentzündung, Sinusitis und Meningitis verursacht. Streptococcus viridansꂾsteht aus Strep. mutans und Streptokokken die in der normalen Flora des Oropharynx vorkommen, verursachen häufig Zahncarris und subakute bakterielle Endokarditis (Strep. sanguinis).

Streptococcus pyogenes ist eine grampositive Kokken der Gruppe A, die pyogene Infektionen  (Pharyngitis, Cellulitis, Impetigo, Erysipel), toxigene Infektionen (Scharlach, nekrotisierende Fasziitis) und immunologische Infektionen (Glomerulonephritis und rheumatisches Fieber) verursachen können. ASO-Titer erkennt S. pyogenes Infektionen.

Streptococcus agalactiae ist eine grampositive Kokkengruppe B, die die Vagina besiedelt und hauptsächlich bei Babys vorkommt. Schwangere Frauen müssen in der 35਋is 37. Schwangerschaftswoche auf Streptokokken der Gruppe B  (GBS) untersucht werden. 

Enterokokken sind grampositive Kokken der Gruppe D, die hauptsächlich in der Dickdarmflora vorkommen und Gallenwegsinfektionen und Harnwegsinfektionen verursachen können. Vancomycin-resistente ਎nterokokken (VRE) sind eine wichtige Ursache nosokomialer Infektionen. 

Clostridien ist ein grampositives sporenbildendes Stäbchen bestehend aus C. tetani, C. botulinum, C. perfringens, und C. schwierig. C. schwierig ist oft sekundär nach der Anwendung von Antibiotika (Clindamycin/Ampicillin), der Anwendung von PPI und einem kürzlichen Krankenhausaufenthalt. Die Behandlung erfolgt hauptsächlich mit oralem Vancomycin.

Bacillus anthracis ist ein grampositives sporenbildendes Stäbchen, das Anthrax-Toxin produziert, was zu einem Geschwür mit schwarzem Schorf führt. Bacillus cereus ist ein grampositives  stäbchen, das aus Sporen gewonnen werden kann, die untergaren oder aufgewärmten Reis überleben. Zu den Symptomen zählen Übelkeit, Erbrechen und wässriger, nicht blutiger Durchfall. 

Corynebacterium diphtherie ist ein grampositives keulenförmiges Stäbchen, das pseudomembranöse Pharyngitis, Myokarditis und Arrhythmien verursachen kann. Toxoid-Impfstoffe verhindern Diphtherie.

Listeria monocytogenes ist ein grampositives Stäbchen, das durch die Einnahme von kaltem Aufschnitt und nicht pasteurisierten Milchprodukten oder durch vaginale Übertragung während der Geburt erworben wird. Listerien kann neonatale Meningitis, Meningitis bei immungeschwächten Patienten, Gastroenteritis und Septikämie verursachen. Die Behandlung umfasst Ampicillin. 


Diskussion – analytische Ansätze zur Quantifizierung von Biomasse

Das mikrobielle Wachstum während einer Kultivierung sollte überwacht werden. Die Quantifizierung von Biomasse kann durch die Verwendung von Offline-, Atline- und/oder Online-Ansätzen gezielt werden. Die Verwendung der direkten Offline-Zellzählung, einschließlich mikroskopischer Zählung, elektronischer Zählung und FACS, impliziert die Möglichkeit, Mikroben in flüssigen Medien zu zählen, obwohl nur ein repräsentatives Probenvolumen verwendet wird, um die Anzahl der Zellen zu bestimmen. Direkte Zellzähltechniken erleichtern die Bestimmung von Mikroben in flüssigen Medien, ohne dass eine Trübung im Vergleich zur Lichtstreutechnik erforderlich ist. Unter idealen Bedingungen sollten die Eigenschaften des Mediums die Quantifizierung von Mikroben im Medium nicht beeinflussen, obwohl Medienkomponenten die Quantifizierung von Mikroben behindern könnten, z. Fermenter- oder Gülleproben, da sie meist dunkel und hochviskos sind. Um Dunkelheit oder Viskosität zu überwinden, können Proben verdünnt werden, die später bei der Bestimmung der Zellmenge berücksichtigt werden müssen. Wenn eine Verdünnung nicht anwendbar ist, können indirekte Biomasse-Bestimmungstechniken verwendet werden, die auf Substratverbrauch, Produktbildung oder Biomasse-Lebensfähigkeitsuntersuchungen basieren. Darüber hinaus können auch komplexe Medienverbindungen oder polymere Substanzen eine ordnungsgemäße Quantifizierung erschweren (Reischl et al. 2018b). Die mikroskopische Zählung ist kostengünstiger als die elektronische Zählung und FACS, obwohl die Fehleranfälligkeit erhöht ist. Die Bestimmung des Wachstums durch die Methode der wahrscheinlichsten Zahl ist einfach durchzuführen. Obwohl es einige Nachteile gegenüber der direkten Zellzählung hat, sind Kontaminationen nicht nachweisbar, Zellen werden nicht gezählt und nur die Menge lebensfähiger Zellen wird geschätzt. Die Wachstumsbestimmung auf festen Medien könnte über Koloniezählung durchgeführt werden. Die Koloniezählung erlaubt keine Aufklärung über die tatsächliche Zellzahl. Stattdessen wird das Wachstum durch Kolonien angezeigt, die gezählt werden müssen. Anstatt Kolonien zu zählen, kann die Nass- und Trockengewichtsbestimmung erläutert werden. Diese Methode gibt nur einen Einblick in die Gewichtszunahme oder -abnahme und keine genaue Bestimmung der Zellzahl. Zusätzlich sollten OD-Messungen durchgeführt werden. Bei der Durchführung von OD-Messungen muss auch die Absorption des Mediums berücksichtigt werden. Je nach Einsatzzweck und verfügbarem Budget sind unterschiedliche Anwendungen möglich.

Online-Biomassemessungen bieten die Möglichkeit, das mikrobielle Wachstum in Echtzeit zu überwachen. Optische Sensoren detektieren Zellen direkt, daher hängen von optischen Sensoren erzeugte Signale stark von der Zellmorphologie ab, was auch zu fehlerhaften Antworten führen kann. Während optische Fluoreszenzsensoren die von Mikroben emittierte Lebenszeit-Fluoreszenz messen, können hier nur lebensfähige Mikroben nachgewiesen werden (Coppella und Rao 1990 Farabegoli et al. 2003). Die niederfrequente elektrochemische Impedanzspektroskopie (EIS) kann als Online-Prozesswerkzeug verwendet werden, um die Konzentrationen lebensfähiger Zellen während der Kultivierung zu überwachen. Das mikrobielle Wachstum könnte auch quantifiziert werden, indem eine Modellierungsstrategie verwendet wird, um die Zunahme der Biomasse während des Kultivierungsprozesses abzuschätzen. Diese Strategie ist kosteneffizient, da nicht jeder Parameter (z. B. Biomasse, Substrat und Produkt) von einem einzigen Gerät erfasst werden muss. Da der Platz für Messgeräte in Kultivierungsgefäßen begrenzt ist, könnte diese Modellierungsstrategie die Überwachung des Kultivierungsprozesses verbessern. Das ADM1-Modell wurde speziell für die Modellierung von Bioprozessen der anaeroben Vergärung entwickelt. Diese Modellierungsstrategie wird gut angewendet und weitere Fortschritte sind beabsichtigt.


2. Materialien und Methoden

2.1 Probenahmestellen

Einstreuproben wurden aus einer Fichte gewonnen (Picea abies L.) und eine angrenzende Buche und Eiche (Fagus sylvatica L., 80% Quercus petraeae L., 20%) Wald auf Sandstein im Steigerwald in Ostmitteldeutschland. Die Böden beider Standorte waren Kambisole (FAO-Klassifizierung) mit einer sandig-lehmigen Textur und einem moderaten Humustyp. Die Probennahme erfolgte von April bis Oktober 1998. Die obersten Einstreu- und Bodenschichten (L- bzw. A-Horizont) wurden in Plastiktüten gesammelt, gekühlt ins Labor transportiert und innerhalb von 24 h verwertet.

2.2 Analyse von Boden und Einstreu

Die pH-Werte von Einstreu (L-Horizont) und Mineralböden (A-Horizont) aus Fichten- und Buchenwaldstandorten wurden wie zuvor beschrieben [ 15] bestimmt und betrugen im Mittel 5,0 bzw. 5,1 für die Einstreu bzw. 4,7 bzw. 4,3 für den Mineralboden. Die Trockengewichte der Einstreuproben wurden durch Wiegen vor und nach dem Trocknen bei 60°C für 4 Tage erhalten. Für die Analyse des Gesamtkohlenstoffs (CKnirps) und der Gesamtstickstoff (NKnirps) Inhalt der Einstreu, getrocknete Proben wurden in einer Schwingmühle (MM2, Retsch, Deutschland) homogenisiert und CKnirps und NKnirps wurden mit einem Elementanalysator (CHN-O-rapid, Foss Heraeus, Hanau, Deutschland) gemessen. CKnirps, NKnirps, und das C/N-Verhältnis im Nadelbaum-Wurf betrug im Durchschnitt 457,6 (mg g –1 ), 17,4 (mg g –1 ) bzw. 26,5. CKnirps, NKnirps, und das C/N-Verhältnis in der laubabwerfenden Laubstreu betrug 445,2 (mg g –1 ), 16,5 (mg g –1 ) bzw. 27,0. Das waren die Mittel von fünf Replikaten.

2.3 Anoxische Einstreu-Mikrokosmen

Für Mikrokosmosuntersuchungen wurden 10 g Trockengewicht Nadel- oder Laubstreu unter sterilen Bedingungen in 500 ml Infusionsflaschen (Merck ABS, Dietikon, Schweiz) abgefüllt. Um anoxische Bedingungen herzustellen, wurden Flaschen evakuiert und mit N . gespült2 drei Mal. Um die anfänglichen anaeroben mikrobiellen Aktivitäten zu untersuchen, wurden 50 ml (Verhältnis 1:5 w:v) N2-begastes, anoxisches, steriles, entionisiertes Wasser wurde den Einstreu-Mikrokosmen in einer anaeroben Kammer (Megaplex, Grenchen, Schweiz 100% N2 Gasphase). Um die langfristigen anaeroben mikrobiellen Kapazitäten zu untersuchen, wurden 80 ml (Verhältnis 1:8 w:v) N2-begastes, anoxisches, steriles, entionisiertes Wasser wurde zugegeben, um flüssige Proben während der 71-tägigen Inkubationszeit zu gewährleisten. Die Flaschen wurden mit Gummistopfen und Schraubverschlüssen verschlossen. Die anfängliche Gasphase war entweder N2 (100 Vol.-%) oder eine Mischung aus N2, H2 und CO2 (72:20:8 Vol.-%) mit einem anfänglichen Überdruck von 25–30 kPa bei Raumtemperatur. Substrate wurden als steriles Gas oder aus anoxischen, sterilen Stammlösungen zugegeben. Anoxisches, steriles, entionisiertes Wasser wurde den Kontrollen zugesetzt. Mikrokosmen wurden horizontal im Dunkeln bei 15 °C in drei Wiederholungen inkubiert. Die Daten sind als Mittelwerte ± S.D. ausgedrückt.

2.4 Kulturmedien

Anoxisches undefiniertes Medium (UManoxisch) wurde mit einer modifizierten Hungate-Technik [ 30] hergestellt und ist in mg l −1 enthalten: NaHCO3, 7500 KH2Bestellung4, 500 mgCl2·6H2O, 50 NaCl, 400 NH4Cl, 400 CaCl2·2H2O, 10 Hefeextrakt, 1000 Spurenelementlösung [ 31], 5,0 ml B-Vitaminlösung [ 31], 5,0 ml. Die Gasphase war 100 % CO2, und der pH-Wert nach dem Autoklavieren näherte sich 7,0. Anoxisch definiertes Medium (DManoxisch) war UManoxisch ohne Hefeextrakt.

Anoxische tryptische Sojabrühe (TSBanoxisch) (Difco Laboratories, Detroit, MI, USA) und oxische tryptische Sojabrühe (TSBoxisch) enthielt keine Dextrose und wurde 1:10 auf eine Endkonzentration von 2750 mg TSB-Pulver l –1 verdünnt. Die pH-Werte beider Medien wurden vor dem Autoklavieren auf 7,0 eingestellt. Die Gasphasen für TSBanoxisch und TSBoxisch waren 100% N2 und Luft bzw.

Mit Wasser extrahierbares organisches Material (WEOM) enthielt eine anoxische Minerallösung und ein Konzentrat aus wasserextrahierbarem organischem Material in einem Verhältnis von 8:1 (Vol./Vol.). Die in mg l −1 enthaltene Minerallösung: KH2Bestellung4, 2680, K2HPO4, 73 MgCl2·6H2O, 50 NaCl, 400 NH4Cl, 400 CuCl2·2H20, 10. Das Konzentrat wurde wie folgt hergestellt: 180 g Trockengewicht jeder Nadelbaum- und Laubblattstreu wurden in einem Mischer (Waring Commercial Blender, Bender und Holbein, Zürich, Schweiz) homogenisiert. Weitere 20 g jeder Nadelbaum- und Laubblattstreu wurden mit einem Bead Beater (Bead Beater Model 1107990, Biospec Products, USA) unter Verwendung von Glasperlen (0,5 mm Durchmesser) zerkleinert. Beide Homogenisate wurden gemischt, zu 4 l entionisiertem Wasser gegeben und für 16 h bei 5°C auf einen Ende-über-Ende-Schüttler gegeben. Die Suspension wurde zentrifugiert (Beckman J2-HS Centrifuge, Beckman, Fullerton, CA, USA) und der Überstand wurde durch Glasfaserfilter filtriert, in einem Aceton-Trockeneis-Bad eingefroren und gefriergetrocknet (Christ ALPHA 1–4 Gefriertrockner, Braun Biotech International, Deutschland). Die getrockneten gefrorenen Verbindungen wurden in 400 ml entionisiertem Wasser erneut verdünnt und in sterilen Infusionsflaschen unter einer 100 % Ar-Gasphase filtersterilisiert. Der endgültige pH-Wert näherte sich 5,0.

Für die Verdünnungsreihe wurde eine Minerallösung hergestellt, die in mg l −1 : K2HPO4, 225 KH2Bestellung4, 225 (NH4)2SO4, 450 NaCl, 450 MgSO4·7H2O, 45 wurde die Lösung unter 100 % CO . abgegeben2 Gasphase. Nach dem Autoklavieren erreichte der pH-Wert ungefähr 6,8.

2.5 Auszählung der anaeroben Mikroorganismen

Mit den verwendeten Medien wurde die Anzahl der kultivierten Zellen durch die Methode der wahrscheinlichsten Zahl (MPN) bestimmt [ 32], wie zuvor beschrieben [ 22]. Alle Substrate und Inhibitoren wurden aus sterilen Stammlösungen zugegeben. Die Kultivierungstemperatur für alle Auszählungen betrug 15°C. Beimpfte Röhrchen, die H . enthielten2 als Substrat wurden horizontal Röhrchen mit einer oxischen Gasphase auf einem Schüttler inkubiert (ca. 100 Zyklen min –1 ). Röhrchen mit einer oxischen Gasphase wurden durch Messung der optischen Dichte (OD660) Röhrchen mit anoxischer Gasphase wurden durch Messung der optischen Dichte (OD660) und durch Messung des Substratverbrauchs und der Bildung von Produkten wie LMMOAs, Alkoholen oder Gasen. Als Kontrollen wurden nicht beimpfte MPN-Röhrchen verwendet.

Neutrophile heterotrophe Aerobier und Anaerobier wurden mit TSB . geschätztoxisch und TSBanoxisch, bzw. h2- und Vanillat-verwertende Anaerobier wurden in UM . bestimmtanoxisch durch Bewertung des Verbrauchs von zusätzlichem H2 (20 Vol.-%) oder Vanillat (3 mM). Beimpfte Röhrchen mit UManoxisch ohne zusätzliches H2 oder Vanillat wurden als Kontrollen verwendet, um die mikrobiellen Produkte aus der Hefeextrakt-Fermentation zu bestimmen. Ethanol- und Lactat-verwertende Anaerobier wurden in DM . bestimmtanoxisch durch Bewerten des Verbrauchs von zusätzlichem Ethanol (3 mM) oder Laktat (3 mM). Säuretolerante heterotrophe Anaerobier wurden mit WEOM bei pH 5 geschätzt. Zur Unterscheidung zwischen Bakterien und Pilzen entweder Cycloheximid (500 µg ml -1 Medium) oder eine Mischung antibakterieller Wirkstoffe (300 µg Penicillin ml -1 , 200 µg Streptomycin ml -1 , und 200 μg Kanamycin ml –1 ) wurden zu WEOM gegeben, um das Wachstum von Pilzen bzw. Bakterien zu hemmen. Alle Röhrchen wurden 3 Monate inkubiert.

2.6 Analysetechniken

Headspace-Gase wurden mit Hewlett-Packard Co. (Palo Alto, CA, USA) 5980 Serie II Gaschromatographen gemessen [ 26]. Die Konzentrationen wurden für das sich ändernde Flüssigkeits-zu-Gas-Phasen-Volumenverhältnis aufgrund von Flüssigkeitsproben (0,5 ml) korrigiert. Aliphatische Säuren, Alkohole und aromatische Verbindungen wurden mit Hewlett-Packard 1090 Series II Hochleistungsflüssigkeitschromatographen bestimmt [ 26].


Abschluss

Ein zunehmendes Interesse an der mikrobiellen Ökologie in tropischen Mooren ist entstanden, nachdem ihre herausragende Rolle im globalen Kohlenstoffkreislauf und im Klimawandel erkannt wurde. Nach unserem besten Wissen ist dies die erste kulturunabhängige Metabarcoding-Studie, die den Einfluss von Baumarten und -tiefe auf die mikrobielle Vielfalt und Zusammensetzung in einem südostasiatischen TPSF untersucht. Diese Studie veranschaulichte eine bedeutende Rolle, die die Tiefe in der mikrobiellen Gemeinschaftsstruktur spielt, und daher empfehlen wir die Einbeziehung dieses Faktors in die zukünftige mikrobielle ökologische Forschung in Moorökosystemen. Baumarten könnten eine wichtige Rolle bei der Beeinflussung der mikrobiellen Vielfalt und Zusammensetzung spielen, jedoch in geringerem Maße als in tropischen Mooren erwartet. Weitere Umweltmerkmale wie gelöster organischer Stoff und Ammoniumgehalt sollten ebenfalls berücksichtigt werden, da die interaktiven Effekte von Umweltvariablen für die mikrobielle Gemeinschaftsstruktur entlang des Tiefenprofils verantwortlich sind. Darüber hinaus müssen die Datenbanken zu mikrobiellen Spezies verbessert werden, um eine bessere Auflösung zu erzielen. Parallel zu biochemischen Assays sollten auch bakterielle Kultivierungstechniken zur Charakterisierung potenziell neuer Arten entwickelt werden. Bei bekannter mikrobieller Diversität in TPSF, Studien, die sich auf bestimmte mikrobielle Gruppen (z. B. stickstofffixierende Bakterien, Methanogene und Methanotrophe) oder funktionelle Merkmale/Gene (nif, mmo) werden dringend empfohlen, um ihre Beteiligung an der Torfbildung, dem Nährstoffkreislauf, biogeochemischen Prozessen und dem Klimawandel zu verstehen. TPSF sind absolut unerforschte mikrobielle Pools, und ähnliche Forschungen sollten in größerem Maßstab durchgeführt werden, um bessere Einblicke in das derzeitige rudimentäre Wissen über die mikrobielle Ökologie in diesen gefährdeten Ökosystemen zu gewinnen.


Ich habe drei Petrischalen und ein altes 400x-Mikroskop mit leeren Objektträgern. Welche Experimente kann ich, wenn überhaupt, damit in meiner Wohnung machen?

Ich habe einen Mundschutz, von dem ich dachte, dass er ordentlich sein könnte, um zu sehen, wie "schmutzig" er nach dem Tragen und nach dem Reinigen ist. Würde die dritte leere Petrischale als Kontrolle verwendet werden?

Irgendwelche anderen Vorschläge für Dinge vom Typ "rund ums Haus", die ich tun könnte?

Kann ich irgendwo finden, wie die Bakterien aussehen, als Referenz?

Wie würde ich Petrischalenproben auf einen Objektträger legen?

Ich habe dieses Mikroskop bekommen, als ich 8 war. Ich habe es mir gerade aus meinem alten Zimmer bei meinen Eltern geschnappt und die Petrischalen wurden für ein Brettspiel gekauft, um "Krankheitswürfel" zu halten, und das ist, was ich übrig habe. Ich dachte nur, es könnte nett sein, jetzt etwas mit ihnen zu machen.

Gibt es ein Subreddit für das Design von Experimenten? Wenn nicht, könnte das ziemlich ordentlich sein.

Anstatt die Platten mit einer Nährgelatine zu verwenden, können Sie eine Nährbrühe verwenden. Diese Brühe kann nur Gemüse- oder Fleischbrühe sein, wahrscheinlich sogar Goldbarrenwürfel (obwohl diese ein wenig salzig sein können, um das Bakterienwachstum zu fördern).

Ich würde damit beginnen, die Brühe für einen Tag oder so wegzulassen. Sobald es diesen Film erhalten hat, können Sie ein kleines Exemplar davon nehmen, es auf einen Objektträger streichen und es trocknen lassen oder hitzefixieren. Sie können sie dann mit Haushaltsmaterialien (oder leicht erhältlichen) färben.

Die Herstellung von Nährgelatine oder Brühen ist wirklich einfach, wenn Sie die Zutaten haben. Das Wichtigste, was Sie lernen müssen, sind sterile Techniken, dh das Verhindern einer Kontamination des Kulturmediums, bevor Sie es mit Ihrer Probe beimpfen.

Sie können versuchen, sterile Brühe herzustellen, indem Sie sie UND ihren luftdichten Behälter (während des Kochens nicht versiegelt) kochen, obwohl dies wahrscheinlich eher anaerobes Bakterienwachstum als Pilz- oder aerobes Bakterienwachstum fördert. Möglicherweise müssen Sie Ihre Techniken etwas "graduieren", um ein gutes aerobes Wachstum zu erzielen.

Ein früherer Kommentar besagt, dass Sie einen Inkubator benötigen. Das stimmt einfach nicht – viele der Bakterien, denen wir täglich begegnen (stündlich, minütlich, zweitens!) wachsen ohne menschliche Körpertemperaturen gut, obwohl höhere Temperaturen das Wachstum fördern. Spezialisierte Medien sind in einem Labor wirklich nur dann notwendig, wenn Sie versuchen, das Wachstum einer bestimmten Art, Spezies oder eines Bakterienstamms zu fördern. Du scheinst nur Spaß am Mikroskop haben zu wollen. Ich sage, mach es und sammle Wissen auf dem Weg.

Danke für die Antwort! Ich bin froh, über die Brühe- und Sterilisationstechniken Bescheid zu wissen, da ich dachte, ich könnte dies nur einmal tun. Daher ist es schön zu wissen, dass ich mein eigenes Geschirr zubereiten kann und dass ich das Geschirr wiederverwenden kann.

Habe auch nicht an den Farbstoff gedacht, danke für diesen Link. Das wird ziemlich hilfreich sein.

Ich habe gerade alle meine allgemeinen Kurse für ein Biotechnologie-Studium abgeschlossen und freue mich darauf, tatsächlich mit den spezifischeren und relevanteren Kursen zu beginnen. War bei meinen Eltern, um mein altes Zimmer für sie aufzuräumen und dachte, ich könnte ein paar lustige Sachen machen, bevor der Unterricht mit dem Mikroskop beginnt.

Es ist kein Experiment, aber meiner Meinung nach ist das Coolste, was Sie sich ansehen können, Wasser aus einem Teich oder Straßengraben (die Art, die einige Wochen oder länger am Stück nass bleibt).

Das sollten Sie tun. Du wirst alle möglichen coolen Sachen wie Volvox sehen https://en.wikipedia.org/wiki/Volvox

Oder Meerwasser, wenn Sie sich in Küstennähe befinden.

Das ist auch ein ziemlich guter Vorschlag! Ich habe einen Kumpel, der Hausbrauen macht. Vielleicht könnten wir ein paar Vergleiche mit kommerziellen Bieren anstellen. Das mag beängstigend sein, haha, ich bin mir nicht sicher, ob er das sehen möchte.

Holen Sie sich etwas Agar oder eine andere Gelatine, kochen Sie es mit 1,5 oder 2% (2 Gramm pro 100 ml) in Wasser, gießen Sie es in eine Ihrer Petrischalen (die Dicke spielt keine Rolle). Verdünnen Sie nun ein kleines Stück Naturjoghurt in Wasser und geben Sie einen Tropfen in einen Objektträger. Schau es dir an. Kannst du die kleinen Punkte sehen? Gut. Sind es so viele, dass Sie nicht zählen können, was sich in Ihrem Sichtfeld befindet? Dann noch etwas verdünnen.

Geben Sie nun genug von Ihren verdünnten Joghurtbakterien, um die Platte zu bedecken, indem Sie die Flüssigkeit herumkippen. Pipettieren Sie die überschüssige Flüssigkeit oder lassen Sie sie abtropfen, lassen Sie sie 10 Minuten trocknen und Sie haben Ihre Amöben-Isolationsplatten hergestellt. Jetzt können Sie ein Stück Erde oder sogar Hausstaub nehmen und in die Mitte des Tellers legen, dann abdecken und ein oder zwei Tage warten. Der Boden hat Amöben entweder in ihrer aktiven Form (Trophozoiten) oder in ihrer überwinternden Form (Zysten). Sie werden unter Ihrer Umweltprobe (Schlamm usw.) hervorkommen und in die Platte eindringen, während sie die Bakterien fressen und wachsen. Sie werden wahrscheinlich eine Front bilden, in der Sie viele Amöben in einer Reihe sehen können, die sich über die Bakterien hinwegbewegen, und mit der Zeit werden Sie einige Kugeln mit Sternen in der Mitte sehen. Diese sind Akanthamöben Zysten.

Oh, Sie können sie direkt auf der Platte betrachten, wenn Sie ein inverses Mikroskop haben. Ansonsten kannst du den Platten ein paar Tage geben, dann kannst du ein paar Tropfen Wasser auf deine Platte geben (bleib weg von deiner Schmutzprobe oder entferne sie) und reibe damit sanft auf dem Agar, um die Bakterien und Amöben zu verdrängen . Verwenden Sie etwas Leichtes, das die Gelatine nicht zerstört (ich habe einen Streifen ungedehnten Parafilms verwendet). Kippen Sie nun die Platte und nehmen Sie die Flüssigkeit mit einer Pipette oder Pipette auf. Geben Sie ein oder zwei Tropfen auf Ihren Objektträger und lassen Sie ihn 10 Minuten in einer Nasskammer absetzen. Sie können dies tun, indem Sie die Objektträger in eine Plastikbox legen, in die Sie vorher etwas nasses Papier legen: Legen Sie einen sauberen Objektträger auf das nasse Papier, tragen Sie den Tropfen auf die Mitte des Objektträgers auf, schließen Sie die Box und warten Sie 10 Minuten .

Jetzt sind Ihre Amöben auf den Boden gefallen, am Glas befestigt und haben begonnen, sich darüber zu bewegen. Sie können nun den Objektträger auf Ihr Mikroskop legen und beobachten, wie sie sich bewegen und Bakterien fressen.


Nachfolge in Salzwiesen

Woher kommt der Schlamm?

Salzwiesen entwickeln sich an Ablagerungsküsten, Buchten und Flussmündungen, wo die Gezeitenbewegungen sanft und die Erosion gering ist. Tonpartikel tragen eine negative Ladung, daher stoßen sie sich im Süßwasser gegenseitig ab und bleiben in Schwebe. Vermischt sich Süßwasser mit Meerwasser, wie zum Beispiel in einem Ästuar, werden die negativen Ladungen neutralisiert. Unter geschützten Bedingungen beginnen sich Tone miteinander zu verbinden oder auszuflocken. By doing this they become larger and heavier, and eventually fall out of suspension and start to build up (processes known as sedimentation and accretion). These processes are continuous, meaning the height of the mud increases over time and the surface gradually experiences longer periods out of the water.

Stage 1: Migration

Migration must have occurred for anything at all to be present on the site. Plant seeds and spores are carried by the wind. Some of these land on the bare mud, where they can germinate and develop. If their seeds are sufficiently undisturbed, they will germinate and grow successfully. Once mud has built up sufficiently that it has risen above high tide level and is out of the water for 2 or 3 continuous days, any suitable plant seeds which are blown onto the mud may germinate and grow. Small pioneer plants will begin to colonise the surface of the mud.

Stage 2: Colonisation

Microscopic, filamentous cyanobacteria (blue–green algae) colonise the surface of the mud. They held to bind the mud surface together, trapping particles against their fronds. In summer fast growing ephemeral green algae like Enteromorpha spp. (gut weed) or Ulva spp. (sea lettuce) grow attached to small stones (or anything they can stick to) in the mud. These will also help to bind the surface of the mud together and trap particulate material against their fronds. But conditions are still harsh. The vegetation is described as 'open', as there is lots of open space between plants.

Stage 3: Establishment

More seeds and spores germinate and develop. Small halophytic (salt tolerant) pioneer plants such as glasswort (Salicornia spp.) and cord grass (Spartina spp.) can then colonise the surface of the mud.

Pioneer plants at Gann saltmarsh: cord grass Pioneer plants at Gann saltmarsh: glasswort

The presence of these first plants on the developing saltmarsh will affect the physical conditions. Roots help consolidate the mud that has already built up by binding it together and carrying oxygen into it and stems and leaves help trap more sediment. It has been estimated that Spartina can add 8-10 cm of mud a year to a salt marsh. In addition, the plants provide a source of food and places of refuge for animals. Decomposition of the plants over winter adds organic matter, nutrients and minerals to the muddy soil.

Stage 4: Competition

Over time, the mud becomes less stressful for plants, as death and decay of vegetation continues to add organic matter to the soil. The roots of pioneer plants will help consolidate the mud that has already built up by binding it together. As a result, the time that the mud is out of the sea water increases. The vegetation beomes 'closed', forming a continuous carpet over the ground and there is much less bare ground available.

With the physical environment improving over time, conditions become suitable for additional species to be present and plants such as sea purslane (Atriplex portulacoides), sea lavender (Limonium spp.), sea aster (Aster-Tripolium), plantain (Plantago spp.), scurvy grass (Cochlearia officinalis) and thrift (Armeria maritima) will take over from the pioneer species.

The number of species continues to increase as abiotic factors become more favourable. T here are now a lot of species all wanting the same resources (water, light, carbon dioxide, oxygen, nutrients) from the same space at the same time. As there are not enough resources to go round, it produces competition. Competitive exclusion suggests that where different species are in strong competition one will prevail at the expense of the other.

Stage 5: Stabilisation

The species that have survived the competition stage will not be competing strongly with one another anymore as they all occupy different niches. Each species occupies its own niche, and therefore avoids having to compete strongly with other species. Vegetation is dominated by low-growing flowering plants such as scurvy grass (Cochlearia officinalis) and sea lavender (Limonium humile). Few new species appear at this stage.

Stage 6: Climax

Shading by taller vegetation means that woody species outcompete species from earlier seral stages, and so the species diversity is lower. The climax vegetation of saltmarsh succession is deceiduous woodland. No new species are added and the community remains the same over long periods of time (theoretically forever). The vegetation is said to be in equilibrium with the environment a true state of balance has been achieved. The type of climax vegetation present is determined by the climate of the area, wind speeds and direction, animal grazing, pH, temperature and many other factors.



Bemerkungen:

  1. Eddis

    Was für ein notwendiger Satz ... tolle, bemerkenswerte Idee

  2. Gorman

    Meiner Meinung nach ist er falsch. Wir müssen diskutieren.

  3. Creon

    Es ist schwer zu sagen.

  4. Fuller

    Ich gratuliere Ihnen, Ihr Gedanke wird nützlich sein

  5. Gregor

    Ich gratuliere, diese hervorragende Idee ist übrigens notwendig

  6. Keannen

    Ganz ehrlich.



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