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Linker-DNA und genetische Expression

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Ich habe also über Linker-DNA gelesen, und das Lehrbuch beschreibt sie nur in Bezug auf die Struktur. Ich habe mich gefragt, ob Linker-DNA jemals Gene enthalten kann und wenn ja, ob sie immer exprimiert wird oder nicht. Da es nie um einen Histon gewickelt ist, wie wird es reguliert?

Vielen Dank.


Linker-DNA und genetische Expression - Biologie

Damit eine Zelle richtig funktioniert, müssen die notwendigen Proteine ​​zum richtigen Zeitpunkt synthetisiert werden. Alle Zellen kontrollieren oder regulieren die Synthese von Proteinen aus Informationen, die in ihrer DNA kodiert sind. Der Prozess, ein Gen einzuschalten, um RNA und Protein zu produzieren, wird als . bezeichnet Genexpression. Ob in einem einfachen einzelligen Organismus oder einem komplexen vielzelligen Organismus, jede Zelle kontrolliert, wann und wie ihre Gene exprimiert werden. Damit dies geschieht, muss es einen Mechanismus geben, der kontrolliert, wann ein Gen zur Herstellung von RNA und Protein exprimiert wird, wie viel von dem Protein hergestellt wird und wann es an der Zeit ist, die Herstellung dieses Proteins einzustellen, da es nicht mehr benötigt wird.

Die Regulation der Genexpression spart Energie und Platz. Es würde eine beträchtliche Menge Energie für einen Organismus erfordern, jedes Gen zu jeder Zeit zu exprimieren, daher ist es energieeffizienter, die Gene nur dann einzuschalten, wenn sie benötigt werden. Darüber hinaus spart die Expression nur einer Teilmenge von Genen in jeder Zelle Platz, da die DNA von ihrer eng gewundenen Struktur abgewickelt werden muss, um die DNA zu transkribieren und zu translatieren. Zellen müssten riesig sein, wenn jedes Protein zu jeder Zeit in jeder Zelle exprimiert würde.

Die Kontrolle der Genexpression ist äußerst komplex. Fehlfunktionen in diesem Prozess sind schädlich für die Zelle und können zur Entwicklung vieler Krankheiten, einschließlich Krebs, führen.


Inhalt

Transkription Bearbeiten

Die Herstellung einer RNA-Kopie aus einem DNA-Strang wird als Transkription bezeichnet und wird von RNA-Polymerasen durchgeführt, die gemäß dem Komplementaritätsgesetz der Nukleotidbasen jeweils ein Ribonukleotid zu einem wachsenden RNA-Strang hinzufügen. Diese RNA ist komplementär zum 3′ → 5′ DNA-Strang der Matrize, [7] mit der Ausnahme, dass Thymine (T) in der RNA durch Uracile (U) ersetzt sind.

Bei Prokaryoten wird die Transkription von einem einzigen Typ von RNA-Polymerase durchgeführt, der mit Hilfe des Sigma-Faktor-Proteins (σ-Faktor) eine DNA-Sequenz namens Pribnow-Box binden muss, um die Transkription zu starten. Bei Eukaryoten wird die Transkription im Zellkern von drei Arten von RNA-Polymerasen durchgeführt, von denen jede eine spezielle DNA-Sequenz, den sogenannten Promotor, und eine Reihe von DNA-bindenden Proteinen – Transkriptionsfaktoren – benötigt, um den Prozess zu initiieren (siehe unten Transkriptionsregulation). . Die RNA-Polymerase I ist für die Transkription von Genen der ribosomalen RNA (rRNA) verantwortlich. RNA-Polymerase II (Pol II) transkribiert alle proteinkodierenden Gene, aber auch einige nicht-kodierende RNAs (z.B., snRNAs, snoRNAs oder lange nicht-kodierende RNAs). RNA-Polymerase III transkribiert 5S-rRNA, Transfer-RNA (tRNA)-Gene und einige kleine nicht-kodierende RNAs (z.B., 7SK). Die Transkription endet, wenn die Polymerase auf eine Sequenz trifft, die als Terminator bezeichnet wird.

MRNA-Verarbeitung Bearbeiten

Während die Transkription prokaryontischer Protein-kodierender Gene Boten-RNA (mRNA) erzeugt, die für die Translation in Protein bereit ist, hinterlässt die Transkription eukaryontischer Gene ein primäres RNA-Transkript (Prä-RNA), das zunächst einer Reihe von Modifikationen unterzogen werden muss, um zu einem reife RNA. Arten und Schritte, die an den Reifungsprozessen beteiligt sind, variieren zwischen kodierenden und nicht-kodierenden präRNAs d.h. obwohl preRNA-Moleküle sowohl für mRNA als auch für tRNA gespleißt werden, sind die beteiligten Schritte und Mechanismen unterschiedlich. [8] Die Verarbeitung von nicht-kodierender RNA wird im Folgenden beschrieben (Reifung der nicht-kodierenden RNA).

Die Verarbeitung von prämRNA umfasst 5′ kappen, die eine Reihe von enzymatischen Reaktionen ist, die 7-Methylguanosin (m 7 G) an das 5'-Ende der prä-mRNA anfügen und so die RNA vor dem Abbau durch Exonukleasen schützen. Das m 7 G-Cap wird dann durch das Cap-Bindungskomplex-Heterodimer (CBC20/CBC80) gebunden, das den mRNA-Export in das Zytoplasma unterstützt und auch die RNA vor Entkappung schützt.

Eine weitere Modifikation ist 3′ Spaltung und Polyadenylierung. Sie treten auf, wenn die Polyadenylierungs-Signalsequenz (5'-AAUAAA-3') in prä-mRNA vorhanden ist, die normalerweise zwischen Protein-kodierender Sequenz und Terminator liegt. Die prä-mRNA wird zuerst gespalten und dann eine Reihe von

200 Adenine (A) werden hinzugefügt, um einen Poly(A)-Schwanz zu bilden, der die RNA vor Abbau schützt. Der Poly(A)-Schwanz wird von mehreren Poly(A)-bindenden Proteinen (PABPs) gebunden, die für den mRNA-Export und die Translationsneuinitiation notwendig sind. Im umgekehrten Prozess der Deadenylierung werden Poly(A)-Schwänze durch die CCR4-Not 3′-5′-Exonuklease verkürzt, was häufig zum vollständigen Zerfall des Transkripts führt.

Eine sehr wichtige Modifikation der eukaryotischen prä-mRNA ist RNA-Spleißen. Die Mehrheit der eukaryotischen Prä-mRNAs besteht aus alternierenden Segmenten, die Exons und Introns genannt werden. Während des Spleißens katalysiert ein katalytischer RNA-Protein-Komplex, bekannt als Spleißosom, zwei Umesterungsreaktionen, die ein Intron entfernen und in Form einer Lariat-Struktur freisetzen und dann benachbarte Exons zusammenspleißen. In bestimmten Fällen können einige Introns oder Exons entweder entfernt oder in reifen mRNA beibehalten werden. Dieses sogenannte alternative Spleißen erzeugt eine Reihe unterschiedlicher Transkripte, die von einem einzigen Gen stammen. Da diese Transkripte potenziell in verschiedene Proteine ​​übersetzt werden können, erweitert das Spleißen die Komplexität der eukaryotischen Genexpression und die Größe eines Spezies-Proteoms.

Umfangreiche RNA-Prozessierung könnte ein evolutionärer Vorteil sein, der durch den Kern von Eukaryoten ermöglicht wird. Bei Prokaryoten erfolgen Transkription und Translation gemeinsam, während bei Eukaryoten die Kernmembran die beiden Prozesse trennt, sodass die RNA-Prozessierung Zeit findet.

Nicht-kodierende RNA-Reifung Bearbeiten

In den meisten Organismen werden nicht-kodierende Gene (ncRNA) als Vorläufer transkribiert, die einer weiteren Verarbeitung unterzogen werden. Im Fall von ribosomalen RNAs (rRNA) werden sie oft als Prä-rRNA transkribiert, die eine oder mehrere rRNAs enthält. Die prä-rRNA wird an bestimmten Stellen durch etwa 150 verschiedene kleine nukleolusbeschränkte RNA-Spezies, sogenannte snoRNAs, gespalten und modifiziert (2′-O-Methylierung und Pseudouridin-Bildung). SnoRNAs assoziieren mit Proteinen und bilden snoRNPs. Während der snoRNA-Teil Basenpaare mit der Ziel-RNA bildet und so die Modifikation an einer bestimmten Stelle positioniert, führt der Protein-Teil die katalytische Reaktion durch. In Eukaryoten, insbesondere einem snoRNP namens RNase, spaltet MRP die 45S-Prä-rRNA in die 28S-, 5.8S- und 18S-rRNAs. Die rRNA und die RNA-Prozessierungsfaktoren bilden große Aggregate, die als Nukleolus bezeichnet werden. [9]

Im Fall von Transfer-RNA (tRNA) beispielsweise wird die 5′-Sequenz durch RNase P entfernt [10], während das 3′-Ende durch das tRNase Z-Enzym [11] und der nicht-templatierte 3′-CCA-Schwanz entfernt wird wird durch eine Nukleotidyltransferase hinzugefügt. [12] Im Fall von Mikro-RNA (miRNA) werden miRNAs zunächst als primäre Transkripte oder pri-miRNA mit Kappe und Poly-A-Schwanz transkribiert und zu kurzen 70-Nukleotiden-Stamm-Schleifen-Strukturen prozessiert, die als Prä-miRNA in . bekannt sind den Zellkern durch die Enzyme Drosha und Pasha. Nach dem Export wird es dann im Zytoplasma durch Interaktion mit der Endonuklease Dicer zu reifen miRNAs prozessiert, die auch die Bildung des RNA-induzierten Silencing-Komplexes (RISC), bestehend aus dem Argonaute-Protein, initiiert.

Sogar snRNAs und snoRNAs selbst unterliegen einer Reihe von Modifikationen, bevor sie Teil eines funktionellen RNP-Komplexes werden. Dies geschieht entweder im Nukleoplasma oder in den spezialisierten Kompartimenten, den sogenannten Cajal-Körpern. Ihre Basen werden durch eine Gruppe kleiner körperspezifischer Cajal-RNAs (scaRNAs), die strukturell den snoRNAs ähneln, methyliert oder pseudouridiniliert.

RNA-Export Bearbeiten

Bei Eukaryoten muss die meiste reife RNA aus dem Zellkern in das Zytoplasma exportiert werden. Während einige RNAs im Zellkern funktionieren, werden viele RNAs durch die Kernporen und in das Zytosol transportiert. [13] Der Export von RNAs erfordert die Assoziation mit spezifischen Proteinen, die als Exportine bekannt sind. Für den Export eines bestimmten RNA-Typs sind bestimmte Exportin-Moleküle verantwortlich. Der mRNA-Transport erfordert auch die korrekte Assoziation mit dem Exon Junction Complex (EJC), der sicherstellt, dass die mRNA vor dem Export korrekt verarbeitet wird. In einigen Fällen werden RNAs zusätzlich zu einem bestimmten Teil des Zytoplasmas transportiert, wie beispielsweise einer Synapse. Sie werden dann von Motorproteinen geschleppt, die über Linker-Proteine ​​an bestimmte Sequenzen (sogenannte "Postleitzahlen") auf der RNA binden. [14]

Übersetzung Bearbeiten

Für einige RNA (nicht kodierende RNA) ist die reife RNA das endgültige Genprodukt. [15] Bei der Boten-RNA (mRNA) ist die RNA ein Informationsträger, der für die Synthese eines oder mehrerer Proteine ​​kodiert. mRNA, die eine einzelne Proteinsequenz trägt (häufig in Eukaryoten) ist monocistronisch, während mRNA, die mehrere Proteinsequenzen trägt (häufig in Prokaryoten), als polycistronisch bekannt ist.

Jede mRNA besteht aus drei Teilen: einer 5′-untranslatierten Region (5′UTR), einer Protein-kodierenden Region oder offenen Leseraster (ORF) und einer 3′-untranslatierten Region (3′UTR). Die kodierende Region trägt Information für die Proteinsynthese, die durch den genetischen Code kodiert wird, um Tripletts zu bilden. Jedes Triplett von Nukleotiden der kodierenden Region wird als Codon bezeichnet und entspricht einer Bindungsstelle, die zu einem Anticodon-Triplett in der Transfer-RNA komplementär ist. Transfer-RNAs mit gleicher Anticodon-Sequenz tragen immer einen identischen Aminosäuretyp. Aminosäuren werden dann durch das Ribosom entsprechend der Reihenfolge der Tripletts in der kodierenden Region aneinandergekettet. Das Ribosom hilft der Transfer-RNA, sich an die Boten-RNA zu binden und nimmt die Aminosäure aus jeder Transfer-RNA und macht daraus ein strukturloses Protein. [16] [17] Jedes mRNA-Molekül wird im Durchschnitt in viele Proteinmoleküle übersetzt

Bei Prokaryonten erfolgt die Translation im Allgemeinen an der Stelle der Transkription (co-transkriptionell), oft unter Verwendung einer Boten-RNA, die sich noch im Entstehungsprozess befindet. Bei Eukaryoten kann die Translation in einer Vielzahl von Regionen der Zelle erfolgen, je nachdem, wo sich das zu schreibende Protein befinden soll. Hauptorte sind das Zytoplasma für lösliche zytoplasmatische Proteine ​​und die Membran des endoplasmatischen Retikulums für Proteine, die aus der Zelle exportiert oder in eine Zellmembran eingeführt werden sollen. Proteine, die am endoplasmatischen Retikulum exprimiert werden sollen, werden während des Translationsprozesses erkannt. Dies wird durch das Signalerkennungspartikel gesteuert – ein Protein, das an das Ribosom bindet und es zum endoplasmatischen Retikulum lenkt, wenn es ein Signalpeptid auf der wachsenden (werdenden) Aminosäurekette findet. [20]

Falten Bearbeiten

Jedes Protein existiert als ungefaltetes Polypeptid oder Zufallsspirale, wenn es von einer mRNA-Sequenz in eine lineare Aminosäurekette übersetzt wird. Diesem Polypeptid fehlt jede entwickelte dreidimensionale Struktur (die linke Seite der Nachbarfigur). Das Polypeptid faltet sich dann aus einer zufälligen Spule in seine charakteristische und funktionelle dreidimensionale Struktur. [21] Aminosäuren interagieren miteinander, um eine wohldefinierte dreidimensionale Struktur zu erzeugen, das gefaltete Protein (rechte Seite der Abbildung), das als nativer Zustand bekannt ist. Die resultierende dreidimensionale Struktur wird durch die Aminosäuresequenz bestimmt (Anfinsens Dogma). [22]

Die richtige dreidimensionale Struktur ist für die Funktion unerlässlich, obwohl einige Teile funktioneller Proteine ​​ungefaltet bleiben können. [23] Wenn sich die Faltung nicht in die beabsichtigte Form faltet, entstehen normalerweise inaktive Proteine ​​mit unterschiedlichen Eigenschaften, einschließlich toxischer Prionen. Es wird angenommen, dass mehrere neurodegenerative und andere Krankheiten auf die Anhäufung von falsch gefaltet Proteine. [24] Viele Allergien werden durch die Faltung der Proteine ​​verursacht, denn das Immunsystem produziert keine Antikörper gegen bestimmte Proteinstrukturen. [25]

Enzyme, die Chaperone genannt werden, unterstützen das neu gebildete Protein dabei, die dreidimensionale Struktur zu erreichen, die es für seine Funktion benötigt. [26] In ähnlicher Weise helfen RNA-Chaperone RNAs, ihre funktionelle Form zu erreichen. [27] Die Unterstützung der Proteinfaltung ist eine der Hauptaufgaben des endoplasmatischen Retikulums in Eukaryoten.

Translokation Bearbeiten

Sekretorische Proteine ​​von Eukaryonten oder Prokaryonten müssen transloziert werden, um in den sekretorischen Weg einzutreten. Neu synthetisierte Proteine ​​werden durch Signalpeptide zum eukaryotischen Sec61- oder prokaryotischen SecYEG-Translokationskanal geleitet. Die Effizienz der Proteinsekretion in Eukaryoten hängt stark vom verwendeten Signalpeptid ab. [28]

Proteintransport Bearbeiten

Viele Proteine ​​sind für andere Teile der Zelle als das Zytosol bestimmt und eine breite Palette von Signalsequenzen oder (Signalpeptiden) wird verwendet, um Proteine ​​dorthin zu lenken, wo sie sein sollen. Bei Prokaryonten ist dies aufgrund der begrenzten Kompartimentierung der Zelle normalerweise ein einfacher Vorgang. In Eukaryoten gibt es jedoch eine Vielzahl unterschiedlicher Targeting-Prozesse, um sicherzustellen, dass das Protein an der richtigen Organelle ankommt.

Nicht alle Proteine ​​verbleiben in der Zelle und viele werden exportiert, zum Beispiel Verdauungsenzyme, Hormone und extrazelluläre Matrixproteine. Bei Eukaryoten ist der Exportweg gut entwickelt und der Hauptmechanismus für den Export dieser Proteine ​​ist die Translokation in das endoplasmatische Retikulum, gefolgt vom Transport über den Golgi-Apparat. [29] [30]

Die Regulation der Genexpression bezieht sich auf die Kontrolle der Menge und des Zeitpunkts des Auftretens des funktionellen Produkts eines Gens. Die Kontrolle der Expression ist von entscheidender Bedeutung, damit eine Zelle die benötigten Genprodukte produzieren kann, wenn sie diese wiederum benötigt. Dies gibt Zellen die Flexibilität, sich an eine variable Umgebung, externe Signale, Schäden an der Zelle und andere Reize anzupassen. Allgemeiner gesagt gibt die Genregulation der Zelle die Kontrolle über alle Strukturen und Funktionen und ist die Grundlage für die zelluläre Differenzierung, Morphogenese und die Vielseitigkeit und Anpassungsfähigkeit jedes Organismus.

Es werden zahlreiche Begriffe verwendet, um Arten von Genen zu beschreiben, je nachdem, wie sie reguliert werden. Dazu gehören:

  • EIN konstitutives Gen ist ein Gen, das kontinuierlich transkribiert wird, im Gegensatz zu einem fakultativen Gen, das nur bei Bedarf transkribiert wird.
  • EIN Housekeeping-Gen ist ein Gen, das zur Aufrechterhaltung der grundlegenden Zellfunktion benötigt wird und daher typischerweise in allen Zelltypen eines Organismus exprimiert wird. Beispiele sind Aktin, GAPDH und Ubiquitin. Einige Haushaltsgene werden mit einer relativ konstanten Rate transkribiert und diese Gene können als Referenzpunkt in Experimenten verwendet werden, um die Expressionsraten anderer Gene zu messen.
  • EIN fakultatives Gen ist ein Gen, das nur bei Bedarf transkribiert wird, im Gegensatz zu einem konstitutiven Gen.
  • Ein induzierbares Gen ist ein Gen, dessen Expression entweder auf Umweltveränderungen reagiert oder von der Position im Zellzyklus abhängt.

Jeder Schritt der Genexpression kann moduliert werden, vom DNA-RNA-Transkriptionsschritt bis zur posttranslationalen Modifikation eines Proteins. Die Stabilität des endgültigen Genprodukts, sei es RNA oder Protein, trägt ebenfalls zum Expressionsniveau des Gens bei – ein instabiles Produkt führt zu einem niedrigen Expressionsniveau. Im Allgemeinen wird die Genexpression durch Veränderungen [31] in der Anzahl und Art der Interaktionen zwischen Molekülen [32] reguliert, die kollektiv die Transkription von DNA [33] und Translation von RNA beeinflussen. [34]

Einige einfache Beispiele dafür, wo Genexpression wichtig ist, sind:

  • Kontrolle der Insulinexpression, so dass es ein Signal für die Blutzuckerregulation gibt. bei weiblichen Säugetieren, um eine "Überdosis" der enthaltenen Gene zu verhindern. Expressionsniveaus kontrollieren das Fortschreiten durch den eukaryotischen Zellzyklus.

Transkriptionsregulierung Bearbeiten

Die Regulation der Transkription kann in drei Hauptbeeinflussungswege unterteilt werden: genetisch (direkte Interaktion eines Kontrollfaktors mit dem Gen), Modulationsinteraktion eines Kontrollfaktors mit der Transkriptionsmaschinerie und epigenetisch (nicht sequenzielle Veränderungen in der DNA-Struktur, die die Transkription beeinflussen) .

Die direkte Wechselwirkung mit DNA ist die einfachste und direkteste Methode, mit der ein Protein Transkriptionsniveaus ändert. Gene haben oft mehrere Proteinbindungsstellen um die kodierende Region herum mit der spezifischen Funktion, die Transkription zu regulieren. Es gibt viele Klassen regulatorischer DNA-Bindungsstellen, die als Enhancer, Isolatoren und Silencer bekannt sind. Die Mechanismen zur Regulierung der Transkription sind sehr unterschiedlich, von der Blockierung von Schlüsselbindungsstellen auf der DNA für die RNA-Polymerase bis hin zur Wirkung als Aktivator und der Förderung der Transkription durch Unterstützung der RNA-Polymerase-Bindung.

Die Aktivität von Transkriptionsfaktoren wird weiter durch intrazelluläre Signale moduliert, die eine posttranslationale Proteinmodifikation verursachen, einschließlich phosphoryliert, acetyliert oder glykosyliert. Diese Veränderungen beeinflussen die Fähigkeit eines Transkriptionsfaktors, direkt oder indirekt an Promotor-DNA zu binden, RNA-Polymerase zu rekrutieren oder die Verlängerung eines neu synthetisierten RNA-Moleküls zu begünstigen.

Die Kernmembran von Eukaryoten ermöglicht eine weitere Regulierung von Transkriptionsfaktoren durch die Dauer ihrer Anwesenheit im Kern, die durch reversible Veränderungen ihrer Struktur und durch Bindung anderer Proteine ​​reguliert wird. [35] Umweltstimuli oder endokrine Signale [36] können eine Modifikation regulatorischer Proteine ​​[37] bewirken, die Kaskaden von intrazellulären Signalen auslösen, [38] die zu einer Regulation der Genexpression führen.

In jüngerer Zeit hat sich herausgestellt, dass ein signifikanter Einfluss nicht-DNA-sequenzspezifischer Effekte auf die Transkription besteht. Diese Effekte werden als epigenetisch bezeichnet und betreffen die Struktur höherer Ordnung der DNA, nicht sequenzspezifische DNA-bindende Proteine ​​und die chemische Modifikation der DNA. Im Allgemeinen verändern epigenetische Effekte die Zugänglichkeit der DNA zu Proteinen und modulieren so die Transkription.

In Eukaryoten reguliert die Struktur des Chromatins, gesteuert durch den Histon-Code, den Zugang zur DNA mit signifikanten Auswirkungen auf die Expression von Genen in Euchromatin- und Heterochromatin-Bereichen.

Enhancer, Transkriptionsfaktoren, Mediatorkomplex und DNA-Schleifen in der Säugetiertranskription Bearbeiten

Die Genexpression in Säugern wird durch viele cis-regulatorische Elemente reguliert, einschließlich Kernpromotoren und promotornahen Elementen, die sich in der Nähe der Transkriptionsstartstellen von Genen stromaufwärts der DNA (in Richtung der 5'-Region des Sense-Strangs) befinden. Andere wichtige cis-regulatorische Module sind in DNA-Regionen lokalisiert, die von den Transkriptionsstartstellen entfernt sind. Dazu gehören Verstärker, Schalldämpfer, Isolatoren und Halteelemente. [39] Unter dieser Konstellation von Elementen spielen Enhancer und ihre assoziierten Transkriptionsfaktoren eine führende Rolle bei der Regulation der Genexpression. [40]

Enhancer sind Regionen des Genoms, die wichtige Genregulationselemente sind. Enhancer kontrollieren zelltypspezifische Genexpressionsprogramme, meistens durch Schleifen über lange Distanzen, um in physische Nähe zu den Promotoren ihrer Zielgene zu gelangen. [41] Mehrere Enhancer, jeder oft Zehn- oder Hunderttausende von Nukleotiden entfernt von ihren Zielgenen, schleifen zu ihren Zielgen-Promotoren und koordinieren miteinander, um die Expression ihres gemeinsamen Zielgens zu kontrollieren. [41]

Die schematische Darstellung links zeigt einen umschlingenden Enhancer, um in enge physische Nähe zum Promotor eines Zielgens zu gelangen. Die Schleife wird durch ein Dimer eines Konnektorproteins (zB Dimer von CTCF oder YY1) stabilisiert, wobei ein Mitglied des Dimers an seinem Bindungsmotiv am Enhancer verankert ist und das andere Mitglied an seinem Bindungsmotiv am Promotor verankert ist (dargestellt durch das rote Zickzacklinien in der Abbildung). [42] Mehrere zellfunktionsspezifische Transkriptionsfaktoren (es gibt etwa 1.600 Transkriptionsfaktoren in einer menschlichen Zelle [43] ) binden im Allgemeinen an spezifische Motive auf einem Enhancer [44] und eine kleine Kombination dieser Enhancer-gebundenen Transkriptionsfaktoren, wenn sie nahe gebracht werden an einen Promotor durch eine DNA-Schleife, das Transkriptionsniveau des Zielgens steuern. Mediator (ein Komplex, der normalerweise aus etwa 26 Proteinen in einer wechselwirkenden Struktur besteht) kommuniziert regulatorische Signale von Enhancer-DNA-gebundenen Transkriptionsfaktoren direkt an das an den Promotor gebundene RNA-Polymerase II (pol II)-Enzym. [45]

Enhancer werden, wenn sie aktiv sind, im Allgemeinen von beiden DNA-Strängen mit RNA-Polymerasen, die in zwei verschiedene Richtungen wirken, transkribiert, wodurch zwei eRNAs erzeugt werden, wie in der Abbildung dargestellt. [46] Ein inaktiver Enhancer kann von einem inaktiven Transkriptionsfaktor gebunden werden. Die Phosphorylierung des Transkriptionsfaktors kann ihn aktivieren, und dieser aktivierte Transkriptionsfaktor kann dann den Enhancer aktivieren, an den er gebunden ist (siehe kleiner roter Stern, der die Phosphorylierung des an den Enhancer gebundenen Transkriptionsfaktors in der Illustration darstellt). [47] Ein aktivierter Enhancer beginnt mit der Transkription seiner RNA, bevor er die Transkription von Messenger-RNA aus seinem Zielgen aktiviert. [48]

DNA-Methylierung und -Demethylierung in der Transkriptionsregulation Bearbeiten

DNA-Methylierung ist ein weit verbreiteter Mechanismus für den epigenetischen Einfluss auf die Genexpression und wird in Bakterien und Eukaryoten beobachtet und spielt eine Rolle bei der erblichen Transkriptionsstilllegung und Transkriptionsregulation. Am häufigsten tritt Methylierung an einem Cytosin auf (siehe Abbildung). Die Methylierung von Cytosin tritt hauptsächlich in Dinukleotidsequenzen auf, wo einem Cytosin ein Guanin, eine CpG-Stelle, folgt. Die Zahl der CpG-Stellen im menschlichen Genom beträgt etwa 28 Millionen. [49] Je nach Zelltyp weisen etwa 70 % der CpG-Stellen ein methyliertes Cytosin auf. [50]

Die Methylierung von Cytosin in der DNA spielt eine wichtige Rolle bei der Regulierung der Genexpression. Die Methylierung von CpGs in einer Promotorregion eines Gens unterdrückt normalerweise die Gentranskription [51] während die Methylierung von CpGs im Körper eines Gens die Expression erhöht. [52] TET-Enzyme spielen eine zentrale Rolle bei der Demethylierung von methylierten Cytosinen. Die Demethylierung von CpGs in einem Genpromotor durch TET-Enzymaktivität erhöht die Transkription des Gens. [53]

Transkriptionelle Regulation in Lernen und Gedächtnis Bearbeiten

Bei einer Ratte ist die kontextuelle Angstkonditionierung (FCKW) eine schmerzhafte Lernerfahrung. Schon eine einzige CFC-Episode kann zu einer lebenslangen ängstlichen Erinnerung führen. [54] Nach einer CFC-Episode ist die Cytosin-Methylierung in den Promotorregionen von etwa 9,17% aller Gene in der Hippocampus-Neuron-DNA einer Ratte verändert. [55] Im Hippocampus werden zunächst neue Erinnerungen gespeichert. Nach CFC haben etwa 500 Gene die Transkription erhöht (oft aufgrund der Demethylierung von CpG-Stellen in einer Promotorregion) und etwa 1.000 Gene haben die Transkription verringert (oft aufgrund neu gebildeter 5-Methylcytosin an CpG-Stellen in einer Promotorregion). Das Muster induzierter und unterdrückter Gene innerhalb von Neuronen scheint eine molekulare Grundlage für die Bildung der ersten vorübergehenden Erinnerung an dieses Trainingsereignis im Hippocampus des Rattenhirns zu liefern. [55]

Insbesondere das aus dem Gehirn stammende Gen für den neurotrophen Faktor (BDNF) ist als "lernendes Gen" bekannt. [56] Nach CFC kam es zu einer Hochregulierung von BDNF Genexpression, bezogen auf eine verminderte CpG-Methylierung bestimmter interner Promotoren des Gens, und dies war mit dem Lernen korreliert. [56]

Transkriptionsregulation bei Krebs Bearbeiten

Die Mehrzahl der Genpromotoren enthält eine CpG-Insel mit zahlreichen CpG-Stellen. [57] Wenn viele der Promotor-CpG-Stellen eines Gens methyliert sind, wird das Gen stummgeschaltet. [58] Dickdarmkrebs hat typischerweise 3 bis 6 Fahrermutationen und 33 bis 66 Tramper- oder Beifahrermutationen. [59] Transkriptionelles Silencing kann jedoch für das Fortschreiten zu Krebs von größerer Bedeutung sein als Mutationen. Beispielsweise werden bei Darmkrebs etwa 600 bis 800 Gene durch die Methylierung der CpG-Insel transkriptionell zum Schweigen gebracht (siehe Transkriptionsregulation bei Krebs). Transkriptionsrepression bei Krebs kann auch durch andere epigenetische Mechanismen erfolgen, wie beispielsweise durch eine veränderte Expression von microRNAs. [60] Bei Brustkrebs kann eine transkriptionelle Repression von BRCA1 häufiger durch überexprimierte microRNA-182 als durch Hypermethylierung des BRCA1-Promotors auftreten (siehe Niedrige Expression von BRCA1 bei Brust- und Eierstockkrebs).

Posttranskriptionelle Regulierung Bearbeiten

Bei Eukaryoten, bei denen ein Export von RNA erforderlich ist, bevor eine Translation möglich ist, wird angenommen, dass der Kernexport eine zusätzliche Kontrolle über die Genexpression bietet. Der gesamte Transport in und aus dem Kern erfolgt über die Kernpore und der Transport wird durch eine Vielzahl von Importin- und Exportinproteinen gesteuert.

Die Expression eines für ein Protein kodierenden Gens ist nur möglich, wenn die Boten-RNA, die den Code trägt, lange genug überlebt, um translatiert zu werden. In einer typischen Zelle ist ein RNA-Molekül nur dann stabil, wenn es gezielt vor Abbau geschützt wird. Der RNA-Abbau hat eine besondere Bedeutung bei der Regulation der Expression in eukaryontischen Zellen, wo mRNA erhebliche Distanzen zurücklegen muss, bevor sie translatiert wird. In Eukaryoten wird RNA durch bestimmte posttranskriptionelle Modifikationen stabilisiert, insbesondere durch die 5'-Kappe und den polyadenylierten Schwanz.

Der absichtliche Abbau von mRNA wird nicht nur als Abwehrmechanismus gegen fremde RNA (normalerweise von Viren) verwendet, sondern auch als Weg der mRNA Destabilisierung. Wenn ein mRNA-Molekül eine komplementäre Sequenz zu einer kleinen interferierenden RNA aufweist, wird es über den RNA-Interferenzweg zerstört.

Drei untranslatierte Prime-Regionen und microRNAs Bearbeiten

Drei nicht translatierte Prime-Regionen (3′UTRs) von Messenger-RNAs (mRNAs) enthalten oft regulatorische Sequenzen, die posttranskriptionell die Genexpression beeinflussen. Solche 3′-UTRs enthalten häufig sowohl Bindungsstellen für microRNAs (miRNAs) als auch für regulatorische Proteine. Durch Bindung an spezifische Stellen innerhalb der 3'-UTR können miRNAs die Genexpression verschiedener mRNAs verringern, indem sie entweder die Translation hemmen oder direkt den Abbau des Transkripts bewirken. Die 3'-UTR kann auch Silencer-Regionen aufweisen, die Repressorproteine ​​binden, die die Expression einer mRNA hemmen.

Die 3′-UTR enthält oft microRNA-Response-Elemente (MREs). MREs sind Sequenzen, an die miRNAs binden. Dies sind vorherrschende Motive innerhalb von 3'-UTRs. Unter allen regulatorischen Motiven innerhalb der 3'-UTRs (z. B. einschließlich Silencer-Regionen) machen MREs etwa die Hälfte der Motive aus.

Ab 2014 listete die miRBase-Website, [61] ein Archiv von miRNA-Sequenzen und -Anmerkungen, 28.645 Einträge in 233 biologischen Arten auf. Davon befanden sich 1.881 miRNAs in annotierten humanen miRNA-Loci. Für miRNAs wurde vorhergesagt, dass sie durchschnittlich etwa vierhundert Ziel-mRNAs aufweisen (die die Expression von mehreren hundert Genen beeinflussen). [62] Friedman et al. [62] schätzen, dass >45.000 miRNA-Zielstellen in humanen mRNA-3′UTRs über dem Hintergrundniveau konserviert sind, und >60% der humanen Protein-kodierenden Gene standen unter Selektionsdruck, um die Paarung mit miRNAs aufrechtzuerhalten.

Direkte Experimente zeigen, dass eine einzelne miRNA die Stabilität von Hunderten von einzigartigen mRNAs verringern kann. [63] Andere Experimente zeigen, dass eine einzelne miRNA die Produktion von Hunderten von Proteinen unterdrücken kann, dass diese Unterdrückung jedoch oft relativ mild ist (weniger als das 2-fache). [64] [65]

Die Auswirkungen der miRNA-Fehlregulation der Genexpression scheinen bei Krebs wichtig zu sein. [66] Beispielsweise wurden bei Magen-Darm-Krebs neun miRNAs als epigenetisch verändert und wirksam bei der Herunterregulierung von DNA-Reparaturenzymen identifiziert. [67]

Die Auswirkungen der miRNA-Fehlregulation der Genexpression scheinen auch bei neuropsychiatrischen Erkrankungen wie Schizophrenie, bipolarer Störung, schwerer Depression, Parkinson-Krankheit, Alzheimer-Krankheit und Autismus-Spektrum-Störungen wichtig zu sein. [68] [69]

Translationale Regulierung Bearbeiten

Die direkte Regulation der Translation ist weniger verbreitet als die Kontrolle der Transkription oder der mRNA-Stabilität, wird aber gelegentlich verwendet. Die Hemmung der Proteintranslation ist ein Hauptziel für Toxine und Antibiotika, sodass sie eine Zelle töten können, indem sie ihre normale Genexpressionskontrolle außer Kraft setzen. Zu den Hemmstoffen der Proteinsynthese zählen das Antibiotikum Neomycin und das Toxin Ricin.

Posttranslationale Modifikationen Bearbeiten

Posttranslationale Modifikationen (PTMs) sind kovalente Modifikationen an Proteinen. Wie das RNA-Spleißen tragen sie dazu bei, das Proteom deutlich zu diversifizieren. Diese Modifikationen werden normalerweise durch Enzyme katalysiert. Darüber hinaus können Prozesse wie kovalente Additionen an Aminosäureseitenkettenreste oft durch andere Enzyme rückgängig gemacht werden. Einige, wie die proteolytische Spaltung des Proteinrückgrats, sind jedoch irreversibel. [70]

PTMs spielen viele wichtige Rollen in der Zelle. [71] Die Phosphorylierung ist beispielsweise hauptsächlich an der Aktivierung und Deaktivierung von Proteinen sowie an Signalwegen beteiligt. [72] PTMs sind an der Transkriptionsregulation beteiligt: ​​Eine wichtige Funktion der Acetylierung und Methylierung ist die Modifikation des Histonschwanzes, die die Zugänglichkeit der DNA für die Transkription verändert. [70] Sie kommen auch im Immunsystem vor, wo die Glykosylierung eine Schlüsselrolle spielt. [73] Ein PTM-Typ kann einen anderen PTM-Typ initiieren, wie man daran sehen kann, wie die Ubiquitinierung Proteine ​​für den Abbau durch Proteolyse markiert. [70] Die Proteolyse ist nicht nur am Abbau von Proteinen beteiligt, sondern auch für deren Aktivierung und Deaktivierung sowie für die Regulierung biologischer Prozesse wie DNA-Transkription und Zelltod wichtig. [74]

Die Messung der Genexpression ist ein wichtiger Bestandteil vieler Biowissenschaften, da die Fähigkeit, das Ausmaß, in dem ein bestimmtes Gen in einer Zelle, einem Gewebe oder einem Organismus exprimiert wird, zu quantifizieren, viele wertvolle Informationen liefern kann. Die Messung der Genexpression kann beispielsweise:

  • Identifizieren Sie eine Virusinfektion einer Zelle (virale Proteinexpression).
  • Bestimmen Sie die Anfälligkeit einer Person für Krebs (Onkogenexpression).
  • Finden Sie heraus, ob ein Bakterium gegen Penicillin resistent ist (Beta-Lactamase-Expression).

In ähnlicher Weise ist die Analyse des Ortes der Proteinexpression ein leistungsfähiges Werkzeug, und dies kann auf Organismen- oder Zellebene erfolgen. Die Untersuchung der Lokalisation ist besonders wichtig für das Studium der Entwicklung in vielzelligen Organismen und als Indikator für die Proteinfunktion in Einzelzellen. Idealerweise erfolgt die Expressionsmessung durch den Nachweis des endgültigen Genprodukts (bei vielen Genen ist dies das Protein), jedoch ist es oft einfacher, einen der Vorläufer, typischerweise mRNA, nachzuweisen und aus diesen Messungen auf die Genexpressionsniveaus zu schließen.

MRNA-Quantifizierung Bearbeiten

mRNA-Spiegel können quantitativ durch Northern-Blotting gemessen werden, das Größen- und Sequenzinformationen über die mRNA-Moleküle liefert. Eine RNA-Probe wird auf einem Agarosegel aufgetrennt und mit einer radioaktiv markierten RNA-Sonde hybridisiert, die zur Zielsequenz komplementär ist. Die radioaktiv markierte RNA wird dann durch ein Autoradiogramm nachgewiesen. Da die Verwendung radioaktiver Reagenzien das Verfahren zeitaufwendig und potenziell gefährlich macht, wurden alternative Markierungs- und Nachweisverfahren, wie Digoxigenin- und Biotin-Chemie, entwickelt. Als Nachteile des Northern-Blottings werden wahrgenommen, dass große Mengen an RNA erforderlich sind und die Quantifizierung möglicherweise nicht ganz genau ist, da die Bandenstärke in einem Bild eines Gels gemessen wird. Andererseits ermöglicht die zusätzliche mRNA-Größeninformation aus dem Northern-Blot die Unterscheidung von abwechselnd gespleißten Transkripten.

Ein weiterer Ansatz zur Messung der mRNA-Abundanz ist die RT-qPCR. Bei dieser Technik folgt auf die reverse Transkription eine quantitative PCR. Die reverse Transkription erzeugt zunächst eine DNA-Matrize aus der mRNA, diese einzelsträngige Matrize wird cDNA genannt. Die cDNA-Matrize wird dann im quantitativen Schritt amplifiziert, wobei sich die von markierten Hybridisierungssonden oder interkalierenden Farbstoffen emittierte Fluoreszenz mit fortschreitendem DNA-Amplifikationsprozess ändert. Mit einer sorgfältig erstellten Standardkurve kann qPCR eine absolute Messung der Kopienzahl der ursprünglichen mRNA liefern, typischerweise in Einheiten von Kopien pro Nanoliter homogenisiertem Gewebe oder Kopien pro Zelle. qPCR ist sehr empfindlich (der Nachweis eines einzelnen mRNA-Moleküls ist theoretisch möglich), kann aber je nach verwendetem Reportertyp teuer sein fluoreszenzmarkierte Oligonukleotidsonden sind teurer als unspezifische interkalierende Fluoreszenzfarbstoffe.

Für das Expressionsprofiling oder die Hochdurchsatzanalyse vieler Gene innerhalb einer Probe kann im Fall von Arrays mit niedriger Dichte eine quantitative PCR für Hunderte von Genen gleichzeitig durchgeführt werden. Ein zweiter Ansatz ist das Hybridisierungs-Microarray. Ein einzelner Array oder "Chip" kann Sonden enthalten, um Transkriptspiegel für jedes bekannte Gen im Genom eines oder mehrerer Organismen zu bestimmen. Alternativ können "tag-basierte" Technologien wie die serielle Analyse der Genexpression (SAGE) und RNA-Seq verwendet werden, die ein relatives Maß für die zelluläre Konzentration verschiedener mRNAs liefern können. Ein Vorteil von Tag-basierten Verfahren ist die "offene Architektur", die die exakte Messung jedes Transkripts mit bekannter oder unbekannter Sequenz ermöglicht. Next-Generation-Sequencing (NGS) wie RNA-Seq ist ein weiterer Ansatz, der riesige Mengen an Sequenzdaten erzeugt, die einem Referenzgenom zugeordnet werden können. Obwohl NGS vergleichsweise zeitaufwendig, teuer und ressourcenintensiv ist, kann es Einzelnukleotid-Polymorphismen, Spleißvarianten und neue Gene identifizieren und kann auch verwendet werden, um die Expression in Organismen zu profilieren, für die nur wenige oder keine Sequenzinformationen verfügbar sind .

RNA-Profile in Wikipedia Bearbeiten

Profile wie diese finden sich für fast alle in Wikipedia aufgelisteten Proteine. Sie werden von Organisationen wie dem Genomics Institute der Novartis Research Foundation und dem European Bioinformatics Institute erstellt. Weitere Informationen finden Sie in deren Datenbanken (Beispiel für den hier abgebildeten GLUT4-Transporter siehe Zitat). [75] Diese Profile geben den Grad der DNA-Expression (und damit die produzierte RNA) eines bestimmten Proteins in einem bestimmten Gewebe an und sind entsprechend in den Bildern in der Proteinbox auf der rechten Seite jeder Wikipedia-Seite farbcodiert.

Proteinquantifizierung Bearbeiten

Für Proteine ​​codierende Gene kann das Expressionsniveau direkt durch eine Reihe von Verfahren mit einigen klaren Analogien zu den Techniken zur mRNA-Quantifizierung bestimmt werden.

Eine der am häufigsten verwendeten Methoden ist die Durchführung eines Western Blots gegen das interessierende Protein. [76] Dies liefert neben seiner Identität auch Informationen über die Größe des Proteins. Eine Probe (oft zelluläres Lysat) wird auf einem Polyacrylamidgel aufgetrennt, auf eine Membran übertragen und dann mit einem Antikörper gegen das interessierende Protein sondiert. Der Antikörper kann entweder an ein Fluorophor oder an Meerrettichperoxidase zur Abbildung und/oder Quantifizierung konjugiert werden. Die Gel-basierte Natur dieses Assays macht die Quantifizierung weniger genau, hat aber den Vorteil, dass spätere Modifikationen des Proteins, beispielsweise Proteolyse oder Ubiquitinierung, aus Größenänderungen identifiziert werden können.

MRNA-Protein-Korrelation Bearbeiten

Die Quantifizierung von Protein und mRNA erlaubt eine Korrelation der beiden Niveaus. Die Frage, wie gut die Proteinspiegel mit ihren entsprechenden Transkriptspiegeln korrelieren, wird stark diskutiert und hängt von mehreren Faktoren ab. Die Regulation bei jedem Schritt der Genexpression kann die Korrelation beeinflussen, wie für die Regulation der Translation [19] oder der Proteinstabilität gezeigt. [77] Auch posttranslationale Faktoren, wie der Proteintransport in hochpolaren Zellen, [78] können die gemessene mRNA-Protein-Korrelation beeinflussen.

Lokalisierung Bearbeiten

Die Expressionsanalyse ist nicht auf die Quantifizierung beschränkt. Es kann auch eine Lokalisierung bestimmt werden. mRNA kann mit einem geeignet markierten komplementären mRNA-Strang nachgewiesen werden und Protein kann über markierte Antikörper nachgewiesen werden. Die sondierte Probe wird dann durch Mikroskopie beobachtet, um zu identifizieren, wo sich die mRNA oder das Protein befindet.

Durch Ersetzen des Gens durch eine neue Version, die mit einem grün fluoreszierenden Protein (oder einem ähnlichen) Marker fusioniert ist, kann die Expression in lebenden Zellen direkt quantifiziert werden. Dies geschieht durch Abbildung mit einem Fluoreszenzmikroskop. Es ist sehr schwierig, ein GFP-fusioniertes Protein an seinen nativen Ort im Genom zu klonen, ohne die Expressionsniveaus zu beeinflussen, daher kann diese Methode oft nicht verwendet werden, um die endogene Genexpression zu messen. Es wird jedoch häufig verwendet, um die Expression eines künstlich in die Zelle eingeführten Gens zu messen, beispielsweise über einen Expressionsvektor. Es ist wichtig anzumerken, dass durch die Fusion eines Zielproteins mit einem fluoreszierenden Reporter das Verhalten des Proteins, einschließlich seiner zellulären Lokalisation und seines Expressionsniveaus, signifikant verändert werden kann.

Der Enzyme-Linked Immunosorbent Assay arbeitet mit Antikörpern, die auf einer Mikrotiterplatte immobilisiert sind, um interessierende Proteine ​​aus Proben einzufangen, die dem Well hinzugefügt wurden. Unter Verwendung eines an ein Enzym oder Fluorophor konjugierten Nachweisantikörpers kann die Menge des gebundenen Proteins durch fluorometrischen oder kolorimetrischen Nachweis genau gemessen werden. Der Nachweisprozess ist dem eines Western Blots sehr ähnlich, aber durch die Vermeidung der Gelschritte kann eine genauere Quantifizierung erreicht werden.

Ein Expressionssystem ist ein System, das speziell für die Produktion eines Genprodukts der Wahl entwickelt wurde. Dies ist normalerweise ein Protein, kann aber auch RNA sein, wie beispielsweise tRNA oder ein Ribozym. Ein Expressionssystem besteht aus einem Gen, das normalerweise von DNA kodiert wird, und der molekularen Maschinerie, die erforderlich ist, um die DNA in mRNA zu transkribieren und die mRNA unter Verwendung der bereitgestellten Reagenzien in Protein zu übersetzen. Im weitesten Sinne umfasst dies jede lebende Zelle, aber der Begriff wird normalerweise verwendet, um sich auf die Expression als Laborwerkzeug zu beziehen. Ein Expressionssystem ist daher oft in irgendeiner Weise künstlich. Expressionssysteme sind jedoch ein grundsätzlich natürlicher Prozess. Viren sind ein hervorragendes Beispiel für ihre Replikation, indem sie die Wirtszelle als Expressionssystem für die viralen Proteine ​​und das Genom verwenden.

Induzierbarer Ausdruck Bearbeiten

In der Natur Bearbeiten

Zusätzlich zu diesen biologischen Werkzeugen werden bestimmte natürlich beobachtete Konfigurationen der DNA (Gene, Promotoren, Enhancer, Repressoren) und die zugehörige Maschinerie selbst als Expressionssystem bezeichnet. Dieser Begriff wird normalerweise in dem Fall verwendet, in dem ein Gen oder ein Satz von Genen unter wohldefinierten Bedingungen eingeschaltet wird, zum Beispiel das einfache Repressor-Switch-Expressionssystem in Lambda-Phagen und das lac-Operatorsystem in Bakterien. Mehrere natürliche Expressionssysteme werden direkt verwendet oder modifiziert und für künstliche Expressionssysteme wie das Tet-on- und Tet-off-Expressionssystem verwendet.

Gene wurden manchmal als Knoten in einem Netzwerk betrachtet, wobei Inputs Proteine ​​wie Transkriptionsfaktoren sind und Outputs das Niveau der Genexpression sind. Der Knoten selbst führt eine Funktion aus, und der Betrieb dieser Funktionen wurde so interpretiert, dass er eine Art Informationsverarbeitung innerhalb von Zellen durchführt und das Zellverhalten bestimmt.

Gennetzwerke können auch konstruiert werden, ohne ein explizites Kausalmodell zu formulieren. Dies ist häufig der Fall, wenn Netzwerke aus großen Expressionsdatensätzen zusammengesetzt werden. [79] Die Kovariation und Korrelation der Expression wird über eine große Stichprobe von Fällen und Messungen (oft Transkriptom- oder Proteomdaten) berechnet. Die Quelle der Variation kann entweder experimentell oder natürlich (beobachtet) sein. Es gibt mehrere Möglichkeiten, Genexpressionsnetzwerke zu konstruieren, aber ein gängiger Ansatz besteht darin, eine Matrix aller paarweisen Korrelationen der Expression über Bedingungen, Zeitpunkte oder Individuen hinweg zu berechnen und die Matrix (nach Schwellenwertbildung bei einem bestimmten Grenzwert) in . umzuwandeln eine grafische Darstellung, in der Knoten Gene, Transkripte oder Proteine ​​darstellen und Kanten, die diese Knoten verbinden, die Stärke der Assoziation darstellen (siehe [1]). [80]

Die folgenden experimentellen Techniken werden verwendet, um die Genexpression zu messen und sind in grober chronologischer Reihenfolge aufgeführt, beginnend mit den älteren, etablierteren Technologien. Sie werden nach ihrem Multiplexitätsgrad in zwei Gruppen eingeteilt.


Linker-Histon H1 verhindert R-Loop-Akkumulation und Genom-Instabilität in Heterochromatin

Linkerhiston H1 ist ein wichtiger struktureller Bestandteil des Chromatins, der das Nukleosom stabilisiert und das Nukleofilament in Strukturen höherer Ordnung verdichtet. Die Biologie von Histon H1 ist jedoch noch wenig verstanden. Hier zeigen wir, dass Drosophila-Histon H1 (dH1) eine Genominstabilität verhindert, wie durch den erhöhten γH2Av (H2AvS137P)-Gehalt und die hohe Inzidenz von DNA-Brüchen und Schwesterchromatid-Austausch in dH1-depletierten Zellen angezeigt. Erhöhtes γH2Av tritt bevorzugt an heterochromatischen Elementen auf, die bei dH1-Verarmung hochreguliert werden, und ist auf die abnormale Akkumulation von DNA:RNA-Hybriden (R-Loops) zurückzuführen. Die Akkumulation von R-Schleifen ist in der G1-Phase leicht nachweisbar, während γH2Av hauptsächlich während der DNA-Replikation ansteigt. Diese Defekte induzieren eine JNK-vermittelte Apoptose und sind spezifisch für eine dH1-Verarmung, da sie nicht beobachtet werden, wenn die Heterochromatin-Stummschaltung durch eine HP1a-Verarmung gelindert wird. Insgesamt legen unsere Ergebnisse nahe, dass Histon H1 R-Schleifen-induzierte DNA-Schäden in Heterochromatin verhindert und seinen wesentlichen Beitrag zur Aufrechterhaltung der Genomstabilität enthüllt. Während die strukturelle Bedeutung des Linkers Histon H1 bei der Verpackung des eukaryotischen Genoms in Chromatin gut bekannt ist, bleibt seine biologische Funktion bestehen schlecht verstanden. Hier zeigen die Autoren, dass der Drosophila-Linker Histon H1 die Akkumulation von DNA:RNA-Hybriden und die Genominstabilität in Heterochromatin verhindert.

Interessenkonflikt-Erklärung

Die Autoren erklären keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Figuren

dH1-Verarmung induziert DNA-Schäden.…

dH1-Verarmung induziert DNA-Schäden. ein Immunfärbung von dH1-depletierten (siRNA dH1 ) und…

DNA-Schädigung durch dH1…

DNA-Schäden, die durch dH1-Depletion induziert werden, treten bevorzugt bei Heterochromatin auf. ein Der Anteil…

dH1-verarmte Zellen zeigen eine hohe…

dH1-depletierte Zellen zeigen eine hohe Häufigkeit von SCE- und Chromosomensegregationsdefekten. ein…

DNA-Schädigung durch dH1…

DNA-Schäden, die durch dH1-Verarmung induziert werden, gehen mit der Akkumulation von R-Schleifen einher. ein Immunfärbungen mit…

R-Schleifen induziert durch dH1-Verarmung…

Durch dH1-Verarmung induzierte R-Schleifen akkumulieren in Heterochromatin. ein Der Basisanteil…

dH1-Erschöpfung beeinflusst die DNA-Replikation.…

dH1-Verarmung beeinflusst die DNA-Replikation. ein Auf der oben , DNA-Fasern beschriftet…

HP1a-Erschöpfung induziert keine…

HP1a-Depletion induziert keine R-Schleifen-Akkumulation. ein Immunfärbungen mit αγH2Av ( rot…

R-Schleifen induziert durch dH1-Verarmung…

Durch dH1-Verarmung induzierte R-Schleifen aktivieren die JNK-abhängige Apoptose. ein Flügel von dH1-verarmt seine1…

Modell für den Beitrag von…

Modell für den Beitrag von dH1 zur Erhaltung der Genomintegrität. In dem…


DNA-Methyltransferasen (DNMTs)

Zellen haben die Fähigkeit, DNA sowohl zu methylieren als auch zu demethylieren, was wiederum die spezifische Genexpression beeinflusst (Wolfe, 1998, Ashraf und Ip, 1998, Kim et al., 2009). DNA-Methyltransferasen (DNMTs) sind die Familie von Enzymen, die für die DNA-Methylierung verantwortlich sind (Nafee et al., 2008 Kim et al., 2009 Delcuve et al., 2009) (Abbildung 2). Bis heute wurden bei Säugetieren vier DNMTs identifiziert: DNMT1, DNMT2, DNMT3a und DNMT3b (Weber und Schübeler, 2007). DNMT1 hält die DNA-Methylierung während der Replikation aufrecht, indem es das Methylierungsmuster des Eltern-DNA-Strangs auf den neu synthetisierten Strang kopiert (Newell-Price et al., 2000 Kim et al., 2009). DNMT3a und DNMT3b sind verantwortlich für de novo DNA-Methylierung, die auf unmethylierte CpG-Dinukleotide abzielt (Newell-Price et al., 2000 Wang et al., 2005 Suzuki et al., 2006 Hervouet et al., 2009) sowie die Arbeit mit DNMT1, um die Ausbreitung von Methylierungsmustern während der DNA . sicherzustellen Replikation (Weber und Schübeler, 2007). DNMT2 hat angeblich nur eine schwache DNA-Methylierungsfähigkeit in vitro und scheint an der Methylierung von RNA beteiligt zu sein (Goll et al., 2006). In Bezug auf die Demethylierung kann eine relativ langsame „passive“ DNA-Demethylierung auftreten, wenn methylierte CpGs nach der DNA-Replikation nicht vermehrt werden. Allerdings kommt es auch zu einer schnelleren „aktiven“ Demethylierung, obwohl die genauen molekularen Mechanismen noch nicht vollständig aufgeklärt sind (Doerfler, 1981, Razin und Cedar, 1991 Kim et al., 2009). Pflanzen verwenden 5-Methylcytosin-Glykosylasen und den Basenexzisions-Reparaturweg, um überschüssige Cytosin-Methylierung zu entfernen, während bei Säugetieren vorgeschlagen wurde, dass die aktive Demethylierung über mehrere sehr unterschiedliche Mechanismen funktioniert, einschließlich der Deaktivierung der oben genannten DNMTs (Doerfler, 1981, Razin und Cedar, 1991 Kimet al., 2009).

Umwandlung von Cytosin in 5-Methylcytosin durch DNA-Methyltransferase (DNMT). DNMT katalysiert die Übertragung einer Methylgruppe (CH3) von S-Adenosylmethionin (SAM) an die 5-Kohlenstoff-Position von Cytosin.

Wenn Methylierung an der Kontrolle der Genexpression beteiligt ist, sollten Gene mit unterschiedlichem Methylierungsstatus messbare und quantitative Variationen in ihrer Expression aufweisen (Bird, 1984) und darüber hinaus sollte die Genexpression durch Methylierung und Demethylierung spezifischer CpGs innerhalb von messbar verändert werden bestimmte Gene. Dafür gibt es viele Beispiele, von denen einige in Tabelle 1 skizziert sind. In einem Fall haben Fuso et al. (2009) berichteten, dass die 5′-flankierende Region von Presenilin 1 (PSEN1) ein ortsspezifisches Methylierungsmuster aufweist, das sich als Reaktion auf metabolische Stimuli ändert, und dass die Überexpression dieses Gens mit der DNA-Demethylierung korreliert. Sie zeigten, dass ein induzierter B-Vitaminmangel bei Mäusen zu DNA-Demethylierung (und Hyperhomocysteinämie) führte und eine PSEN1-Überexpression verursachte. Darüber hinaus kehrte die Einführung eines Methylierungsmittels, S-Adenosylmethionin (SAM), sowohl die Demethylierung als auch die Überexpression von PSEN1 um. In ähnlicher Weise haben Fang et al. (2003) untersuchten die Wirkung des Polyphenols Epigallocatechin-3-Gallat (EGCG, ein Bestandteil von Tee) auf den DNA-Methylierungsstatus einer Speiseröhrenkrebszelllinie (KYSE 510) und stellten eine dosisabhängige Hemmwirkung von EGCG auf DNMT . fest Aktivität. Die Reduktion der DNMT-Aktivität führte zu CpG-Demethylierung und Reaktivierung mehrerer durch Methylierung stummgeschalteter Gene: p16INK4a, Retinsäurerezeptor β (RARβ), O6-Methylguanin-Methyltransferase (MGMT) und humanes mutL-Homolog 1 (hMLH1). Diese Beispiele zeigen, dass Zellen die Fähigkeit haben, spezifische Gene zu methylieren und zu demethylieren und somit die Expression dieser Gene zu kontrollieren (unter Hinzufügung von Methylgruppen, die mit Gen-Silencing verbunden sind, und Entfernen von Methylgruppen, die mit der Genexpression verbunden sind).


Zentromer

Das Zentromer ist die verengte Region des Chromosoms, die den kürzeren p-Arm vom längeren q-Arm trennt. Vor der Zellteilung bilden sich auf den Zentromeren der Schwesterchromatiden des replizierten Chromosoms Proteinkomplexe, die als Kinetochore bezeichnet werden. Während der Prophase der Mitose oder Prophase II der Meiose heften sich Spindeln an die Kinetochore an jedem Zentromer jedes Chromatids. Während der Metaphase richten die Spindeln die Chromosomen auf einer einzigen Ebene im Zentrum der Zelle aus, und während der Anaphase ziehen sie die Schwesterchromatiden auseinander, um zwei separate Chromosomen zu bilden.


V. MÖGLICHE NEUE ZIELE FÜR DIE THERAPIE

Bei Osteosarkomen und anderen soliden Tumoren mit hohen Metastasenraten wurden therapeutische Ziele, die die Patientenergebnisse am meisten verbessern können, als solche erkannt, die auf die metastatische Progression abzielen und als solche möglicherweise keine wesentliche Aktivität auf messbare Primärtumoren aufweisen. Darüber hinaus erschwert die Tatsache, dass Osteosarkom-Läsionen mit einem reichen Knochenstroma verbunden sind, das gleichzeitig mit einer Tumorreaktion auf die Therapie möglicherweise nicht sofort zurückgeht, die herkömmliche Verwendung der Tumorreaktion, um Mittel zu identifizieren, die bei Osteosarkomen aktiv sein können. Aus diesen beiden Gründen können Medikamente mit potenzieller klinischer Wirksamkeit in klinischen Standardstudien der Phase II, die auf der Schrumpfung des Primärtumors als Schlüsselmetrik für das therapeutische Ansprechen beruhen, vernünftigerweise keine Aktivität zeigen. Vor diesem Hintergrund hat die Gemeinschaft der Entwicklung von Osteosarkom-Medikamenten kürzlich die Arten von präklinischen Daten skizziert, die priorisiert werden sollten, da ein neues Therapeutikum für die Behandlung von Patienten mit Osteosarkom als Mittel zur Verhinderung der Metastasenprogression in Betracht gezogen wird, und erkannte, dass Ansprechdaten bei menschlichen Patienten möglicherweise nicht verfügbar. 206 Um den potenziellen klinischen Nutzen neuer Therapeutika zu bewerten, wird ein wichtiges Modell/Werkzeug von Haustieren bereitgestellt, die ein Osteosarkom entwickeln. Tatsächlich werden derzeit Studien an Hunden mit Osteosarkom durchgeführt, um die Aktivität von Wirkstoffen mit dem größten Versprechen, die Ergebnisse für die Patienten zu verbessern, am besten zu definieren. Eine zusätzliche Ressource, die der präklinischen/klinischen Osteosarkom-Forschungsgemeinschaft zur Verfügung steht, sind die Daten des Pediatric Preclinical Testing Program, einem Programm zur systematischen Evaluierung neuer Wirkstoffe gegen Kinderleukämie und solider Tumormodelle (einschließlich Osteosarkom). Die Daten des pädiatrischen präklinischen Testprogramms sind online öffentlich verfügbar (http://pptp.nchresearch.org/).

Tabelle 1 enthält eine Liste von Therapeutika, von denen vernünftigerweise angenommen werden kann, dass sie die Behandlungsergebnisse für Patienten mit Osteosarkom verbessern. Diese Wirkstoffe wurden aufgrund ihrer Spezifität zur Bekämpfung der bei Osteosarkomen identifizierten und in diesem Artikel vorgestellten genetischen und epigenetischen Veränderungen, zur Bekämpfung anderer wichtiger Osteosarkom-Signalwege oder aufgrund ihres vielversprechenden Potenzials in präklinischen und klinischen Studien für die Aufnahme ausgewählt. Für jeden aufgeführten Wirkstoff ist ein subjektives Maß für die Stärke der Evidenz (basierend auf unserer Einschätzung) enthalten.

TABELLE 1

Kandidaten für Osteosarkom-Therapeutika

AgentZiel(e)Mechanismus von
Handlung
Präklinisch/Klinisch
Begründung
Stärke von
Beweis *
Chemotherapeutika
und kleine Moleküle
Hemmstoffe
Gemcitabin,
aerosolisiert
Chemotherapeutikum
Agent Fas
Pyrimidin
Antimetabolit
reguliert Fas hoch
Ausdruck
gehemmte Metastasierung bei
Osteosarkom-Xenotransplantat
Modelle 207 Wirkung
abgeschafft in
FasL-defiziente Mäuse 157
Mittel-
hoch
RG7388MDM2Kleinmolekül
Hemmstoff von
p53–MDM2
Interaktion
Anzeichen für
Fehlregulation von
p53/Mdm2 in den meisten
Osteosarkom (siehe Text)
gehemmtes Osteosarkom
Tumorwachstum in
Xenograft-Modelle 208
Mittel-
hoch
PF-2341066GetroffenKleines Molekül,
ATP-kompetitiv
Met-Inhibitor
Anzeichen für
Überexpression in
Osteosarkom-Gewebe
Überexpression verbunden mit
Metastasenbiologie
reduzierter Primärtumor
Wachstum und Metastasierung in
Xenograft-Modelle 209
Mittel-
hoch
NSC305787
NSC668394
EsrinProtein–Protein
Interaktionshemmer,
spezifische Kinase
Hemmstoffe
Ausdruck verknüpft
mit einem weniger günstigen
Ergebnis 210 Knockdown
gehemmte Metastasierung in
Xenograft-Modelle 210
niedermolekularer Inhibitor
reduziert invasiv
Phänotyp in vitro 211
Mittel
Vismodegib
(GDC-0449)
Igel (HH)
Weg
Geglätteter Rezeptor
(SMO)-Antagonist
Bekannte Rolle in Stammzellen
Differenzierung während
normaler Knochen
Entwicklung bekannte Rolle
in Metastasen in anderen
Krebs 212 Weg
Hemmung hemmt Tumor
Wachstum von Xenotransplantat
Modell 213 FDA-zugelassen
zur Behandlung anderer
Krebserkrankungen 214
Mittel
Saracatinib
(AZD0530)
SrcSelektive Src-Kinase
Hemmstoff
Reduzierte Zellmotilität in
vitro, keine Reduktion von
Metastasen bei der Maus
Modelle 215 Phase II.5
klinische Studie läuft
(www.clincaltrials.gov
Bezeichner <"type":"clinical-trial","attrs":<"text":"NCT00752206","term_id":"NCT00752206">> NCT00752206)
Mittel-
niedrig
RapamycinmTORKleinmolekül
Hemmstoff
Signalweg aktiv
bei Osteosarkom
Gewebe 216 Expression
korreliert mit Metastasen
und Überleben 216 derzeit
in klinischen Studien an Hunden
(COTC020) verhindert
Metastasen im Xenotransplantat
Modelle 217
Mittel
Immun
Modulatoren und
Antikörper-Konjugate
hu14.18K322AGD2Humanisiertes Anti-GD2
Antikörper
Allgegenwärtig ausgedrückt in
Osteosarkom-Zelllinien
und Gewebe 218 derzeit
wird in Phase I getestet
klinische Studien in
Osteosarkom
(www.clinicaltrials.gov
Bezeichner <"type":"clinical-trial","attrs":<"text":"NCT00743496","term_id":"NCT00743496">> NCT00743496)
Mittel-
niedrig
ADXS31-164Her2/neuImpfungAusdruck in
Osteosarkom-Tumoren ist
verbunden mit arm
Überlebensergebnisse 219.220
gezielte Immuntherapie
reduzierte tumorinitiierende
Zellen 221 derzeit im Hund
klinische Studien (www.petcancerinformation.com)
Mittel
Glembatumumab
Vedotin (CDX-011)
GPNMBAntikörper𠄺uristatin
konjugieren
Variabel ausgedrückt auf
Oberfläche des Osteosarkoms
Xenotransplantate 222 signifikant
Verbesserung in
ereignisfreies Überleben in
Osteosarkom-Xenotransplantat
Modelle 222
Mittel
Epigenetisch
Modulatoren
5-aza-CdR
(Decitabin)
CREG1, p14ARF,
p21, RASSF1
DNMTiZahlreiche Gene
verbunden mit Promoter
Hypermethylierung in
Osteosarkom (siehe Text)
klinische Studien der Phase I
abgeschlossen 222 und
laufend
(www.clinicaltrials.gov
Bezeichner <"type":"clinical-trial","attrs":<"text":"NCT01241162","term_id":"NCT01241162">> NCT01241162)
Mittel-
niedrig
IbandronatRas, DNMT, FasBisphosphonat
reguliert Fas hoch
Inhibierte Ras-Funktion
und herunterreguliert
DNMT, führt zu
erhöhtes Fas
Ausdruck 160 induziert
Apoptose in vitro 160
Niedrig
ZolendronatKleine GTPasBisphosphonat
reguliert VEGF . herunter
Unterdrückte Lunge
Metastasen und verlängerte
Gesamtüberleben bei Mäusen
Modelle 224.225 Phase I
klinische Studie abgeschlossen 226
Mittel-
hoch
TranylcyprominLSD1Bildet Addukt mit
inaktive Region von
LSD1
Ausgedrückt
Osteosarkomgewebe 172
reduziertes Osteosarkom
Wachstum in vitro 172
Niedrig
Pracinotat (SB939)HDACHDACiPhase-I-Studie abgeschlossen 227 Mittel-
niedrig
Erinostat (MS-275)HDAC, FasHDACi Fas
Hochregulierung
Hochreguliert Fas
Ausdruck im Fas-
metastasierendes Osteosarkom
Zellen 228 verursacht
Rückbildung von Metastasen
in Xenograft-Modellen
durch Hochregulierung Fas
Expression in Fas-Zellen 228
Mittel
ValproinsäureHDACHDACiIn-vitro-Wachstum gehemmt
und in xenograph
Metastasenmodelle in
Kombination mit
Doxorubicin 229 Phase I
klinische Studien laufen
(www.clinicaltrials.gov
Kennungen
<"type":"clinical-trial","attrs":<"text":"NCT01106872","term_id":"NCT01106872">> NCT01106872
<"type":"clinical-trial","attrs":<"text":"NCT01010958","term_id":"NCT01010958">> NCT01010958)
Mittel-
hoch

RefSeq-Datensätze werden aus öffentlich verfügbaren Sequenzdaten abgeleitet, wobei unterschiedliche Validierungsstufen, zusätzliche Anmerkungen und manuelle Kuratierungen auf den RefSeq-Datensatz angewendet werden. NCBI-Referenzsequenzen werden durch die unten beschriebenen separaten Prozesse bereitgestellt.

Für einige Organismen werden die annotierten RefSeq-Datensätze von zusammenarbeitenden Gruppen bereitgestellt. Je nach Organismus können Kooperationen auf der Ebene des gesamten Genoms oder kleinere Kooperationen für Genfamilien etabliert werden.

Gesamtgenom-Kollaborationen umfassen Aufzeichnungen für Saccharomyces cerevisiae , Arabidopsis thaliana , Drosophila melanogaster , und Caenorhabditis elegans . Wenn eine solche Zusammenarbeit eingerichtet wird, wird die Überprüfung auf primärer Sequenzebene von der zusammenarbeitenden Gruppe durchgeführt. Die Verarbeitung von annotierten Genomdaten, die von Kooperationen eingereicht werden, erfolgt halbautomatisch. Die Daten werden von einer zusammenarbeitenden Gruppe bereitgestellt und beim NCBI validiert, um offensichtliche Fehler zu erkennen (z einen einheitlicheren Weg. Die NCBI-Verarbeitung kann zusätzliche Informationen wie Nomenklatur oder andere beschreibende Daten integrieren. Eine zusätzliche manuelle Pflege dieser Aufzeichnungen wird nicht von NCBI-Mitarbeitern durchgeführt. NCBI kann die Datensätze aktualisieren, um ein allgemeines Formatproblem zu beheben, aber ansonsten werden diese Datensätze nur aktualisiert, wenn die zusammenarbeitende Gruppe eine Aktualisierung bereitstellt. Sollten Fehler gemeldet werden, leiten die NCBI-Mitarbeiter diese Informationen an die zusammenarbeitende Gruppe weiter.

RefSeq-Datensätze, die von der Zusammenarbeit bereitgestellt werden, enthalten einen Hinweis auf die einreichende Gruppe im Datensatz, entweder als direkte Referenzangabe und/oder im KOMMENTAR-Block. Der RefSeq-Status (z. B. REVIEWED usw.) wird entweder von der zusammenarbeitenden Gruppe angegeben oder basierend auf der bereitgestellten Anmerkung abgeleitet.


Die Proteine, die die DNA so verpacken, dass sie in das Innere von Zellen passt, haben eine weitere Rolle: die Abstimmung der Genexpression

Die DNA im Inneren einer einzelnen menschlichen Zelle ist mehrere Meter lang – sie muss jedoch kondensiert werden, damit sie in einen Raum von einem Zehntel des Durchmessers eines Haares passt. Das ist, als würde man eine Schnur von Philadelphia, Pennsylvania nach Washington, D.C. spannen und dann versuchen, sie in einen Fußball zu stopfen. Stellen Sie sich vor, all diese Informationen für jede der 3 Billionen Zellen des Körpers zu organisieren! Die DNA wird durch Proteine, die Histone genannt werden, kondensiert, die eine Spule bilden, um die sich die DNA wickeln kann. Wie fest die DNA gewunden ist, bestimmt, ob sie für andere Proteine ​​zugänglich genug ist, um an RNA zu binden und in sie zu kopieren, wodurch die Genexpressionsniveaus nach oben oder unten verschoben werden.

Ein spezialisierter Histontyp, H2A.Z, ist allgegenwärtig und bei vielzelligen Organismen essentiell. Es gab jedoch widersprüchliche Berichte darüber, wie es die Genexpression beeinflusst, insbesondere während der Embryonalentwicklung.

Vor einigen Jahren konnte Laurie Boyers Labor am MIT erstmals zeigen, dass H2A.Z die DNA um die Startstellen der meisten Gene wickelt, wo die molekulare Maschine RNA-Polymerase II (RNAPII) bindet, um die DNA in RNA zu kopieren. Boyers Team zeigte, dass das Entfernen von H2A.Z embryonale Zellen daran hinderte, Gene einzuschalten, die für die Bildung von Organen und Geweben wichtig sind. Aber die Wissenschaftler waren sich immer noch nicht sicher, wie H2A.Z seine Auswirkungen ausübte.

Nun, in einem kürzlichen Natur Struktur- und Molekularbiologie Studie hat ein Team aus dem Boyer-Labor unter der Leitung des ehemaligen Postdoc Constantine Mylonas gezeigt, wie H2A.Z die Fähigkeit von RNAPII reguliert, DNA richtig in die Botschaften zu transkribieren, die alle Zelltypen im Körper spezifizieren. Die Forscher fanden heraus, dass H2A.Z in embryonalen Stammzellen als „gelbe Ampel“ dient und RNAPII signalisiert, den Prozess der Transkription von DNA in RNA zu verlangsamen. Obwohl es andere Proteine ​​gibt, die ebenfalls zum Pausieren von RNAPII beitragen, errichtet H2A.Z eine zweite Barriere für die Transkription, die es ermöglicht, die Genexpression als Reaktion auf Entwicklungssignale einzustellen.

„H2A.Z scheint zu regulieren, wie schnell RNAPII beginnt, DNA zu transkribieren, und dies gibt der Zelle Zeit, auf wichtige Hinweise zu reagieren, die letztendlich eine Stammzelle dazu bringen, beispielsweise eine Gehirn- oder Herzzelle zu werden“, sagt Boyer, Professor für Biologie und Bioingenieurwesen. „Diese Verbindung war ein entscheidender fehlender Teil des Puzzles und erklärt, warum H2A.Z für die Entwicklung aller mehrzelligen Organismen unerlässlich ist.“

Wenn RNAPII mit der Transkription eines Gens beginnt, trifft es auf einen Cluster von acht Histonen (ein „Nukleosom“), einschließlich H2A.z, was seine Progression verlangsamt – was eine Anpassung der Genexpression als Reaktion auf Entwicklungssignale ermöglicht.

Laut Boyer war die Rolle von H2A.Z bei der Genexpression schwer zu bestimmen, da bisherige Ansätze nur statische Momentaufnahmen der Interaktion von Proteinen mit DNA Tage nach dem Verlust des Histons lieferten. Boyers Team überwand dieses Manko, indem es ein System einsetzte, das einen gezielten Abbau von H2A.Z innerhalb von Stunden ermöglichte. Sie kombinierten diese Technik mit hochauflösenden genomischen Ansätzen und Live-Cell-Imaging der RNAPII-Dynamik mit superauflösender Mikroskopie. Mithilfe des Labors von Ibrahim Cissé konnten sie die RNAPII-Dynamik in Echtzeit auf Einzelmolekülebene in embryonalen Stammzellen visualisieren. Bei Verlust von H2A.Z fanden sie eine bemerkenswerte Zunahme der RNAPII-Bewegung in den Zellen, was mit ihren genomischen Ergebnissen übereinstimmt, die eine schnellere Freisetzung von RNAPII und eine Zunahme der Transkription in Abwesenheit von H2A.Z zeigen.

Als nächstes wollen die Forscher genau bestimmen, wie H2A.Z auf die Startstellen von Genen ausgerichtet ist und wie es eine Barriere für die RNAPII-Passage bildet.

Boyer sagt, dass die Bestimmung der Art und Weise, wie Histonvarianten wie H2A.Z die Genexpression kontrollieren, von grundlegender Bedeutung ist, um zu verstehen, wie Entwicklungsentscheidungen getroffen werden, und wird den Forschern helfen zu verstehen, warum eine Fehlregulation von H2A.Z mit Krankheiten wie Krebs in Verbindung gebracht wird.

„Neue Beweise deuten darauf hin, dass DNA-‚Verpackungsproteine‘ wie Histone direkt daran beteiligt sind, wie RNAPII DNA lesen und transkribieren kann“, erklärt sie, „und dieser entscheidende Zusammenhang war vorher nicht klar.“

Bildnachweis: mit freundlicher Genehmigung von Laurie Boyer Bild oben: Superauflösende Bildgebung von lebenden Zellen, die die RNAPII-Dynamik auf Einzelmolekülebene in embryonalen Stammzellen zeigt. Die hellen und farbigen Cluster repräsentieren RNAPII-Moleküle.

Zitat:
„Eine Doppelrolle für H2A. Z. 1 bei der Modulation der Dynamik der Initiation und Elongation der RNA-Polymerase II.“
Natur Struktur- und Molekularbiologie, online 10.05.2021, DOI: 10.1038/s41594-021-00589-3
Constantine Mylonas, Choongman Lee, Alexander L. Auld, Ibrahim I. Cisse und Laurie A. Boyer.


17.3.5 Posttranslationale Kontrolle der Genexpression

Die letzte Kontrollebene der Genexpression in Eukaryoten ist posttranslationale Regulation. Bei dieser Art der Kontrolle wird das Protein nach seiner Herstellung so modifiziert, dass seine Aktivität beeinflusst wird. Ein Beispiel für posttranslationale Regulation ist die Enzymhemmung. Wenn ein Enzym nicht mehr benötigt wird, wird es durch einen kompetitiven oder allosterischen Inhibitor gehemmt, der es daran hindert, an sein Substrat zu binden. Die Hemmung ist reversibel, so dass das Enzym später reaktiviert werden kann. Dies ist effizienter, als das Enzym abzubauen, wenn es nicht benötigt wird, und dann wieder mehr herzustellen, wenn es wieder benötigt wird.

Die Aktivität und/oder Stabilität von Proteinen kann auch durch Hinzufügen von funktionellen Gruppen wie Methyl-, Phosphat- oder Acetylgruppen reguliert werden. Manchmal können diese Modifikationen regulieren, wo sich ein Protein in der Zelle befindet – zum Beispiel im Zellkern, im Zytoplasma oder an der Plasmamembran.

Die Zugabe von an Ubiquitin Gruppe zu einem Protein markiert dieses Protein zum Abbau. Ubiquitin wirkt wie ein Flag, das anzeigt, dass die Lebensdauer des Proteins abgeschlossen ist. Markierte Proteine ​​werden nach a . verschoben Proteasom, eine Organelle, die Proteine ​​abbaut (Abbildung 17.13). Eine Möglichkeit, die Genexpression zu kontrollieren, besteht daher darin, die Langlebigkeit des Proteins zu ändern.

Abbildung 17.13 Proteine ​​mit Ubiquitin-Tags sind für den Abbau im Proteasom markiert.


Schau das Video: Madhura De: Tinkering with the linkers: a single-molecule FRET study of the linker-DNA and.. (Juni 2022).


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