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Wie sehen die variablen Anteile von Antikörpergenen in Zellen aus, die keine Antikörper produzieren?

Wie sehen die variablen Anteile von Antikörpergenen in Zellen aus, die keine Antikörper produzieren?


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Es gibt mehrere Familien von Antikörpern, die in Säugetieren gefunden werden. Sie können zwei oder mehr Antikörperdomänen aufweisen, die schwere und leichte Ketten enthalten. Die variablen Regionen der Gene für leichte und schwere Ketten im Chromosom werden in Antikörper produzierenden Zellen gespleißt, so dass jede Zelle einen anderen Antikörper mit einer einzigartigen Sequenz von Aminosäuren in den variablen Regionen produziert.

Hier ist ein Zeichentrickfilm:

Die variablen Regionen sind hier überproportional groß, aber es gibt eine Vorstellung…

Was ich nur schwer finden kann, ist, wie die DNA-Regionen dieser Gene in Zellen aussehen, die keine Antikörper produzieren. Sind sie die gleichen wie in der Keimbahn? Unterziehen sie sich einer Rekombination, werden aber nicht exprimiert?

Jede Hilfe wäre dankbar.


Vielleicht möchten Sie fragen, wie die VDJ-Rekombination in nicht lymphoiden Zellen reguliert wird…

Auch in unreifen Lymphzellen wird die VDJ-Rekombination reguliert. Und auch Ig-Gene werden in T-Zellen supprimiert und TCR-Gene werden in B-Zellen supprimiert… Auch die Rekombination von Ig wird in T-Zellen supprimiert und umgekehrt.

Die Herunterregulierung von RAG-1,2 (Rekombinationsaktivierungsgen) erledigt die Aufgabe teilweise, aber nicht vollständig.

Frühere Berichte sagen, dass die Transkription im Locus essentiell ist und die epigenetische Regulation der Transkription wiederum die Rekombination reguliert. Aber was es genau bedeutet, ist, dass die Zugänglichkeit zu den RSS (Rekombinationssignalsequenzen) in einem unterdrückten Chromatin eingeschränkt ist und neuere Berichte sagen, dass Nukleosomen entsprechend über der RSS positioniert sind, um die Rekombination zu kontrollieren.

Schauen Sie sich diese an:

http://www.cell.com/abstract/S0092-8674%2802%2900675-X

http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0952791506000057

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC204470/


13.1D: Erzeugung von Antikörper-Diversität

  • Beigetragen von Gary Kaiser
  • Professor (Mikrobiologie) am Community College of Baltimore Country (Cantonsville)
  1. Definieren Sie die Gentranslokation und beziehen Sie sie auf jeden B-Lymphozyten, der in der Lage ist, einen Antikörper mit einem einzigartig geformten Fab zu produzieren.
  2. Definieren Sie Folgendes:
    1. kombinatorische Vielfalt
    2. verbindungsvielfalt
    3. Affinitätsreifung

    In diesem Abschnitt werden wir uns mit der Erzeugung von Antikörperdiversität durch Gentranslokation befassen. Wie bereits erwähnt, hat das Immunsystem des Körpers keine Ahnung, auf welche Antigene es möglicherweise stößt. Daher hat es ein System entwickelt, das die Fähigkeit besitzt, auf jedes erdenkliche Antigen zu reagieren. Das Immunsystem kann dies tun, weil sowohl B-Lymphozyten als auch T-Lymphozyten ein einzigartiges System des Genspleißens entwickelt haben, das als Gentranslokation bezeichnet wird, eine Art Gen-Shuffling-Prozess, bei dem verschiedene unterschiedliche Gene entlang eines Chromosoms aus einer Stelle herausgeschnitten und verbunden werden mit anderen Genen entlang des Chromosoms.

    Um diesen Gentranslokationsprozess zu demonstrieren, werden wir untersuchen, wie jeder B-Lymphozyten genetisch so programmiert wird, dass er einen Antikörper produziert, der als B-Zell-Rezeptor (BCR) mit einem einzigartig geformten Fab fungiert. Wie oben erwähnt, besteht der Fab-Teil eines Antikörpers aus 2 Proteinketten: einer schweren und einer leichten (siehe Abbildung (PageIndex<1>)).

    Der variable schwere Kettenteil des Fab wird durch eine Kombination von 3 Genen kodiert, die VH (variable Heavy), DH (Diversity Heavy) und JH (Joining Heavy) genannt werden. Der variable leichte Kettenteil des Fab besteht entweder aus einer Kappa-Kette oder einer Lambda-Kette, die durch eine Kombination von 2 Genen, VL (variable light) und JL (joining light), codiert wird. In der DNA jedes B-Lymphozyten gibt es mehrere Formen von jedem dieser variablen Determinantengene. Obwohl die genaue Anzahl jedes Gens nicht bekannt ist und von Person zu Person variiert, gibt es ungefähr 38-46 VH-Gene 23 DH-Gene 6 JH-Gene 34-38 Kappa-VL-Gene 5 Kappa-JL-Gene 29-33 Lambda-VL-Gene und 4-5 Lambda-JL-Gene.

    Während eine Person Allele für die verschiedenen V(D)J-Gene von jedem Elternteil erbt, exprimiert ein einzelner B-Lymphozyten nur einen geerbten Allelsatz von einem Elternteil. Dies erhöht eine größere Vielfalt von Antikörpern in diesem Individuum.

    Durch zufällige Gentranslokation kann sich jede beliebige Kombination der multiplen Formen jedes Gens zusammenfügen (siehe Abbildung (PageIndex<2>)), was zu Tausenden von möglichen Genkombinationen führt. Dies wird als kombinatorische Diversität bezeichnet.

    Die Gentranslokation der V(D)J-Gene wird initiiert, wenn ein Enzym namens V(D)J-Rekombinase Rekombinationssignalsequenzen erkennt, die sich am 3'-Ende von V-Genen, am 5'-Ende von J-Genen und beiden Enden von D-Genen befinden . Als Ergebnis bildet das Chromosom eine Schleife, die es verschiedenen Genen aus verschiedenen Regionen entlang des Chromosoms ermöglicht, sich auszurichten (siehe Abbildung (PageIndex<3>)). In der schweren Kette richten sich jedes J-schwere Gen und jedes D-schwere Gen aus und binden sich zusammen, wenn die Gene von einer Stelle abgeschnitten und an einer anderen eingefügt werden. Anschließend wird eines der V-lastigen Gene an dieses DJ-Segment angehängt. In der leichten Kette ermöglicht das chromosomale Looping jedem V-light-Gen, sich an jedes J-light-Gen anzuheften.

    Während der Gentranslokation verursachen spezialisierte Enzyme in den B-Lymphozyten Spleißungenauigkeiten, wobei zusätzliche Nukleotide an den verschiedenen Genverbindungen hinzugefügt oder deletiert werden. Diese Änderung in der Nukleotidbasensequenz erzeugt eine noch größere Vielfalt in der Fab-Form. Dies wird als junktionale Vielfalt bezeichnet.

    Darüber hinaus durchlaufen B-Lymphozyten, wenn sie sich vermehren, eine Affinitätsreifung, ein Prozess, der die Form der Fab-Epitop-Bindungsstelle "fein abstimmt". Dies liegt daran, dass die Immunglobulin-V-Gene von B-Lymphozyten eine 1000- bis 10.000-mal höhere Mutationsrate aufweisen als andere menschliche Gene im Körper. Diese somatische Hypermutation bietet eine großartige Möglichkeit zur Selektion von Varianten B-Lymphozyten mit noch besser passenden Antigen-Bindungsstellen, die genauer zum Epitop passen. Je länger und fester das Antigen an den B-Zell-Rezeptor bindet, desto größer ist die Chance, dass B-Lymphozyten überleben und sich replizieren. Mit anderen Worten, die "Anpassung" des Antikörpers kann mit der Zeit verbessert werden. Die Affinitätsreifung findet in den Keimzentren der Lymphknoten statt.

    Höchstwahrscheinlich produzieren Menschen mindestens 10 11 unterschiedlich geformte BCRs. Denken Sie daran, dass die dreidimensionale Form eines Proteins letztendlich durch die Sequenz seiner Aminosäuren bestimmt wird und die Sequenz der Aminosäuren durch die Reihenfolge der stickstoffhaltigen Basen in den für dieses Protein kodierenden Genen bestimmt wird. Zwischen kombinatorischer Diversität, junktionaler Diversität und Affinitätsreifung gibt es wahrscheinlich Milliarden möglicher Genkombinationen und Neuanordnungen, die für die Fab-Teile eines Antikörpers kodieren können. Die Chancen stehen also gut, dass jeder B-Lymphozyten eine einzigartige Reihe von Gentranslokationen durchführt und in der Lage ist, einen Antikörper mit einer einzigartig geformten Epitop-Bindungsstelle zu produzieren.

    Da die Gentranslokation ein zufälliger Prozess ist, bilden einige unreife B-Lymphozyten schließlich B-Zell-Rezeptoren, die zu den körpereigenen Antigenen passen. Unreife B-Lymphozyten mit selbstreaktiven B-Zell-Rezeptoren können stimuliert werden, eine neue Genumlagerung zu durchlaufen, um einen neuen Rezeptor zu bilden, der nicht mehr selbstreaktiv ist. Die Erkennung des Selbstantigens kann Gene reaktivieren, die es dem B-Lymphozyten ermöglichen, neue Leichtketten-V-J-Rekombinationen durchzuführen und es dieser Zelle ermöglichen, einen neuen B-Zell-Rezeptor zu exprimieren. Dieser Vorgang wird als Rezeptorbearbeitung bezeichnet.

    Alternativ können auch selbstreaktive B-Lymphozyten einer negativen Selektion unterzogen werden. Da das Knochenmark, wo die B-Lymphozyten produziert und reifen, normalerweise frei von Fremdsubstanzen ist, müssen alle B-Lymphozyten, die dort Substanzen binden, "sich" erkennen und werden durch Apoptose, einen programmierten Zellselbstmord, eliminiert. Apoptose führt zur Aktivierung von Proteasen innerhalb der Zielzelle, die dann die Strukturproteine ​​und DNA der Zelle abbauen.


    Inhalt

    Menschliche Antikörpermoleküle (einschließlich B-Zell-Rezeptoren) bestehen aus schweren und leichten Ketten, von denen jede beides enthält Konstante (C) und Variable (V) Regionen, genetisch kodiert an drei Loci:

    • Der Immunglobulin-Schwer-Locus ([email protected]) auf Chromosom 14, der die Gensegmente für die Immunglobulin-Schwerkette enthält.
    • Der Immunglobulin-Kappa (κ)-Locus ([email protected]) auf Chromosom 2, der die Gensegmente für einen Teil der Immunglobulin-Leichtkette enthält.
    • Der Immunglobulin-Lambda (λ)-Locus ([email protected]) auf Chromosom 22, der die Gensegmente für den Rest der Immunglobulin-Leichtkette enthält.

    Jedes Gen der schweren Kette oder leichten Kette enthält mehrere Kopien von drei verschiedenen Arten von Gensegmenten für die variablen Regionen der Antikörperproteine. Zum Beispiel enthält die Region der schweren Kette des menschlichen Immunglobulins 2 konstante (Cμ und Cδ) Gensegmente und 44 variable (V) Gensegmente, plus 27 Diversity (D) Gensegmente und 6 verbindende (J) Gensegmente. [2] Die Gene der leichten Kette besitzen entweder ein einzelnes (Cκ) oder vier (Cλ) konstante Gensegmente mit zahlreichen V- und J-Gensegmenten, aber keine D-Gensegmente. [3] Die DNA-Umlagerung bewirkt, dass eine Kopie jeder Art von Gensegment in einen bestimmten Lymphozyten wandert, wodurch ein enormes Antikörperrepertoire erzeugt wird. Es sind ungefähr 3 × 10 11 Kombinationen möglich, obwohl einige aufgrund von Eigenreaktivität entfernt werden.

    Die meisten T-Zell-Rezeptoren bestehen aus einer variablen Alpha-Kette und einer Beta-Kette. Die T-Zell-Rezeptor-Gene ähneln Immunglobulin-Genen insofern, als auch sie mehrere V-, D- und J-Gensegmente in ihren Beta-Ketten (und V- und J-Gensegmente in ihren Alpha-Ketten) enthalten, die während der Entwicklung der Lymphozyten zu diese Zelle mit einem einzigartigen Antigenrezeptor auszustatten. Der T-Zell-Rezeptor ist in diesem Sinne das topologische Äquivalent zu einem Antigen-bindenden Fragment des Antikörpers, die beide zur Immunglobulin-Superfamilie gehören.

    Eine Autoimmunreaktion wird verhindert, indem Zellen eliminiert werden, die selbst reagieren. Dies geschieht im Thymus, indem die Zelle gegen eine Reihe von Selbstantigenen getestet wird, die durch die Funktion des Autoimmunregulators (AIRE) exprimiert werden. Der Locus der leichten Immunglobulin-Lambda-Kette enthält proteinkodierende Gene, die bei seiner Umlagerung verloren gehen können. Dies beruht auf einem physiologischen Mechanismus und ist für Leukämien oder Lymphome nicht pathogenetisch. Eine Zelle bleibt bestehen, wenn sie ein erfolgreiches Produkt erzeugt, das nicht selbst reagiert, ansonsten wird sie durch Apoptose beschnitten.

    Schwere Kette Bearbeiten

    In der sich entwickelnden B-Zelle findet das erste Rekombinationsereignis zwischen einem D- und einem J-Gensegment des Schwerketten-Locus statt. Jegliche DNA zwischen diesen beiden Gensegmenten wird deletiert. Auf diese DJ-Rekombination folgt die Verbindung eines V-Gensegments aus einer Region stromaufwärts des neu gebildeten DJ-Komplexes, wodurch ein umgeordnetes VDJ-Gensegment gebildet wird. Alle anderen Gensegmente zwischen V- und D-Segmenten werden nun aus dem Genom der Zelle entfernt. Es wird ein primäres Transkript (ungespleißte RNA) erzeugt, das die VDJ-Region der schweren Kette und sowohl die Konstanten mu und Delta Ketten (Cμ und Cδ). (d.h. das Primärtranskript enthält die Segmente: V-D-J-Cμ-Cδ). Die primäre RNA wird prozessiert, um nach dem C . einen polyadenylierten (Poly-A) Schwanz hinzuzufügenμ Kette und die Sequenz zwischen dem VDJ-Segment und diesem konstanten Gensegment zu entfernen. Die Translation dieser mRNA führt zur Produktion des IgM-Schwerkettenproteins.

    Lichterkette Bearbeiten

    Die Kappa-(κ)- und Lambda-(λ)-Ketten der Loci der leichten Immunglobulin-Kette ordnen sich auf sehr ähnliche Weise um, außer dass den leichten Ketten ein D-Segment fehlt. Mit anderen Worten, der erste Schritt der Rekombination für die leichten Ketten beinhaltet das Verbinden der V- und J-Ketten, um einen VJ-Komplex zu ergeben, bevor das Gen für die konstante Kette während der primären Transkription hinzugefügt wird. Die Translation der gespleißten mRNA für entweder die Kappa- oder Lambda-Ketten führt zur Bildung des Igκ- oder Igλ-Leichtkettenproteins.

    Der Zusammenbau der schweren Ig μ-Kette und einer der leichten Ketten führt zur Bildung einer membrangebundenen Form des Immunglobulins IgM, das auf der Oberfläche der unreifen B-Zelle exprimiert wird.

    Während der Thymozytenentwicklung durchlaufen die T-Zellrezeptor(TCR)-Ketten im Wesentlichen die gleiche Sequenz von geordneten Rekombinationsereignissen wie die für Immunglobuline beschriebene. Die D-zu-J-Rekombination erfolgt zuerst in der β-Kette des TCR. Dieser Vorgang kann entweder das Zusammenfügen der Dβ1 Gensegment zu einem von sechs Jβ1 Segmente oder das Zusammenfügen der Dβ2 Gensegment zu einem von sechs Jβ2 Segmente. [3] DJ-Rekombination folgt (wie oben) mit Vβ-nach-DβJβ Neuordnungen. Alle Genabschnitte zwischen den Vβ-Dβ-Jβ Gensegmente in dem neu gebildeten Komplex werden deletiert und das primäre Transkript wird synthetisiert, das das Gen der konstanten Domäne (Vβ-Dβ-Jβ-Cβ). Die mRNA-Transkription spleißt jede dazwischenliegende Sequenz heraus und ermöglicht die Translation des Proteins voller Länge für die TCR-β-Kette.

    Die Umlagerung der alpha (α)-Kette des TCR folgt der β-Kettenumlagerung und ähnelt der für Ig-Leichtketten beschriebenen V-zu-J-Umlagerung (siehe oben). Der Zusammenbau der β- und α-Ketten führt zur Bildung des αβ-TCR, der auf den meisten T-Zellen exprimiert wird.

    Schlüsselenzyme und Komponenten Bearbeiten

    Der Prozess der V(D)J-Rekombination wird durch die VDJ-Rekombinase vermittelt, die eine vielfältige Sammlung von Enzymen ist. Die beteiligten Schlüsselenzyme sind die rekombinationsaktivierenden Gene 1 und 2 (RAG), die terminale Desoxynukleotidyl-Transferase (TdT) und die Artemis-Nuklease, ein Mitglied des ubiquitären nichthomologen Endverbindungsweges (NHEJ) für die DNA-Reparatur. [4] Es ist bekannt, dass mehrere andere Enzyme an dem Prozess beteiligt sind, darunter DNA-abhängige Proteinkinase (DNA-PK), Röntgen-Reparatur-Kreuz-komplementierendes Protein 4 (XRCC4), DNA-Ligase IV, nicht-homologe End-Joining Faktor 1 (NHEJ1 auch bekannt als Cernunnos oder XRCC4-ähnlicher Faktor [XLF]), das kürzlich entdeckte Paralog von XRCC4 und XLF (PAXX) und DNA-Polymerasen λ und μ. [5] Einige beteiligte Enzyme sind spezifisch für Lymphozyten (z.B., RAG, TdT), während andere in anderen Zelltypen und sogar ubiquitär vorkommen (z.B., NHEJ-Komponenten).

    Um die Spezifität der Rekombination aufrechtzuerhalten, erkennt und bindet die V(D)J-Rekombinase an Rekombinationssignalsequenzen (RSSs), die die variablen (V), Diversity (D) und verbindenden (J) Gensegmente flankieren. RSSs bestehen aus drei Elementen: einem Heptamer von sieben konservierten Nukleotiden, einer Spacer-Region von 12 oder 23 Basenpaaren Länge und einem Nonamer von neun konservierten Nukleotiden. Während die Mehrheit der RSSs in der Sequenz variiert, sind die Konsensus-Heptamer- und -Nonamer-Sequenzen CACAGTG bzw. ACAAAAACC, und obwohl die Sequenz der Spacer-Region schlecht konserviert ist, ist die Länge hoch konserviert. [6] [7] Die Länge der Spacer-Region entspricht ungefähr einer (12 Basenpaare) oder zwei Windungen (23 Basenpaare) der DNA-Helix. Nach der sogenannten 12/23-Regel grenzen zu rekombinierende Gensegmente in der Regel RSSs unterschiedlicher Spacerlängen an (d.h., einer hat ein "12RSS" und einer hat ein "23RSS"). [8] Dies ist ein wichtiges Merkmal bei der Regulation der V(D)J-Rekombination. [9]

    Prozess bearbeiten

    Die V(D)J-Rekombination beginnt, wenn die V(D)J-Rekombinase (durch die Aktivität von RAG1) eine RSS bindet, die ein kodierendes Gensegment (V, D oder J) flankiert, und einen Einzelstrangbruch in der DNA zwischen den ersten erzeugt Basis des RSS (kurz vor dem Heptamer) und des Codierungssegments. Dies ist im Wesentlichen energetisch neutral (keine ATP-Hydrolyse erforderlich) und führt zur Bildung einer freien 3'-Hydroxylgruppe und einer 5'-Phosphatgruppe am selben Strang. Die reaktive Hydroxylgruppe wird von der Rekombinase so positioniert, dass sie die Phosphodiesterbindung des gegenüberliegenden Strangs angreift und zwei DNA-Enden bildet: eine Haarnadel (Stammschleife) am kodierenden Segment und ein stumpfes Ende am Signalsegment. [10] Das aktuelle Modell ist, dass DNA-Nicking und Haarnadelbildung auf beiden Strängen gleichzeitig (oder nahezu) in einem Komplex, der als a . bekannt ist, auftritt Rekombinationszentrum. [11] [12] [13] [14]

    Die stumpfen Signalenden werden bündig zusammenligiert, um ein zirkuläres DNA-Stück zu bilden, das alle dazwischenliegenden Sequenzen zwischen den kodierenden Segmenten enthält, die als Signalverbindung bekannt sind (obwohl dies von Natur aus zirkulär ist, darf dies nicht mit einem Plasmid verwechselt werden). Während ursprünglich angenommen wurde, dass sie während aufeinanderfolgender Zellteilungen verloren gehen, gibt es Hinweise darauf, dass Signalgelenke wieder in das Genom eindringen und zu Pathologien führen können, indem sie Onkogene aktivieren oder die Funktion(en) des Tumorsuppressorgens unterbrechen [Ref].

    Die kodierenden Enden werden vor ihrer Ligation durch mehrere Ereignisse weiterverarbeitet, die letztendlich zu einer junktionalen Diversität führen. [15] Die Verarbeitung beginnt, wenn DNA-PK an jedes gebrochene DNA-Ende bindet und mehrere andere Proteine ​​rekrutiert, darunter Artemis, XRCC4, DNA-Ligase IV, Cernunnos und mehrere DNA-Polymerasen. [16] DNA-PK bildet einen Komplex, der zu seiner Autophosphorylierung führt, was zur Aktivierung von Artemis führt. Die Coding-End-Haarnadeln werden durch die Aktivität von Artemis geöffnet. [17] Wenn sie in der Mitte geöffnet werden, führt dies zu einem stumpfen DNA-Ende, jedoch ist die Öffnung in vielen Fällen "außerhalb der Mitte" und führt dazu, dass zusätzliche Basen auf einem Strang verbleiben (ein Überhang). Diese sind als palindromische (P) Nukleotide bekannt aufgrund der palindromischen Natur der Sequenz, die erzeugt wird, wenn DNA-Reparaturenzyme den Überhang auflösen. [18] Der Prozess der Haarnadelöffnung durch Artemis ist ein entscheidender Schritt der V(D)J-Rekombination und ist im Mausmodell mit schwerer kombinierter Immunschwäche (scid) defekt.

    Als nächstes richten XRCC4, Cernunnos und DNA-PK die DNA-Enden aus und rekrutieren die terminale Desoxynukleotidyl-Transferase (TdT), eine matrizenunabhängige DNA-Polymerase, die nicht-templatierte (N) Nukleotide an das kodierende Ende anfügt. Die Zugabe erfolgt größtenteils zufällig, aber TdT zeigt eine Präferenz für G/C-Nukleotide. [19] Wie bei allen bekannten DNA-Polymerasen fügt die TdT Nukleotide in einer Richtung von 5' nach 3' an einen Strang an. [20]

    Schließlich können Exonukleasen Basen von den kodierenden Enden entfernen (einschließlich jeglicher P- oder N-Nukleotide, die sich möglicherweise gebildet haben). DNA-Polymerasen und µ inserieren dann nach Bedarf zusätzliche Nukleotide, um die beiden Enden für die Verbindung kompatibel zu machen. Dies ist ein stochastischer Prozess, daher kann jede Kombination aus der Zugabe von P- und N-Nukleotiden und der exonukleolytischen Entfernung auftreten (oder gar keine). Schließlich werden die prozessierten kodierenden Enden durch DNA-Ligase IV zusammenligiert. [21]


    Wie COVID-19-Impfstoffe funktionieren

    COVID-19-Impfstoffe helfen unserem Körper, eine Immunität gegen das Virus zu entwickeln, das COVID-19 verursacht, ohne dass wir die Krankheit bekommen müssen.

    Verschiedene Arten von Impfstoffen wirken auf unterschiedliche Weise, um Schutz zu bieten. Aber bei allen Arten von Impfstoffen bleibt dem Körper ein Vorrat an „Speicher&rdquo T-Lymphozyten sowie B-Lymphozyten übrig, die sich daran erinnern, wie man dieses Virus in Zukunft bekämpfen kann.

    Es dauert in der Regel einige Wochen nach der Impfung, bis der Körper T-Lymphozyten und B-Lymphozyten produziert. Daher ist es möglich, dass sich eine Person kurz vor oder kurz nach der Impfung mit dem Virus, das COVID-19 verursacht, infiziert und dann krank wird, weil der Impfstoff nicht genügend Zeit hatte, um Schutz zu bieten.

    Manchmal kann der Prozess des Aufbaus einer Immunität nach der Impfung Symptome wie Fieber verursachen. Diese Symptome sind normal und sind Anzeichen dafür, dass der Körper eine Immunität aufbaut.


    Gene erklären Rassenunterschiede als Reaktion auf ein Herzmedikament (5/29)

    1. DNA-Umlagerung tritt während der Entwicklung auf -- daher hat jede Zelle einen einzigartigen Satz von Genen für das Antigen-bindende Protein.

    2. Die DNA-Umlagerung erfolgt vor der Exposition gegenüber Ag.

    3. Ein Protein mit einer einzigartigen Bindungsstelle pro Zelle. (Entweder ein Antikörper/BCR oder ein TCR. Beachten Sie, dass in diesem Fall nur eines von zwei Gen-Allelen exprimiert wird).

    4. Protein (BCR oder TCR) hat einen variablen Anteil (spezifisch für Antigen) und einen konstanten Anteil (unabhängig von Ag).

    5. Mechanismus der klonalen Selektion

    A. Ag-bindendes Protein fungiert als Falle/Rezeptor für A g. Die Antigenbindung an Oberflächen-Ab (BCR) oder TCR dient dazu, Zellen mit geeigneter Spezifität auszuwählen. (Zellen, die den "richtigen" Ab oder TCR bilden.)

    B. Die klonale Expansion (oder Suppression) erfolgt als Reaktion auf die Ag-Bindung

    (1). Zerstörung. Wenn Ag als "selbst" wahrgenommen wird → Zelle (T oder B) zerstört oder unterdrückt (→ Toleranz). Siehe Sadava-Abb. 18.7 (nur 8. Aufl.)

    (2). Aktivierung. Wenn Ag als fremde → Zelle wahrgenommen wird → klonale Expansion, weitere Differenzierung in Effektor- oder Gedächtniszellen. (Siehe unten für Details.)

    (3). Ob das Antigen als "eigenes" oder "fremdes" wahrgenommen wird, hängt von der Expositionszeit gegenüber dem Antigen (embryonales vs. erwachsenes Mittel) und zusätzlichen Faktoren ab. (Dies stellt sich als sehr kompliziert heraus, daher ignorieren wir die "zusätzlichen Faktoren".)

    B. Merkmale, die für T-Zellen einzigartig sind (Siehe oben auf Handout 25A für B vs T und TC gegen Th )

    1. Protein, das von T-Zellen hergestellt wird, ist T-Zell-Rezeptor, nicht Ab . (Siehe Sadava Abb. 18.12 (18.13)). Jede T-Zelle bildet aufgrund von DNA-Neuanordnungen von TCR-Genen einen einzigartigen TCR (auch T-Zell-Antigenrezeptor genannt).

    2. Der T-Zell-Rezeptor verbleibt immer auf der Zelloberfläche nie abgesondert

    3. Antigen muss sich auf der eukaryontischen Zelloberfläche befinden:

    A. Antikörper bindet an freies Antigen in Lösung (oder auf einen Teil eines ganzen Bakteriums). TCR wird nicht.

    B. TCR bindet nur an Ag auf der Oberfläche einer anderen (euk.) Zelle. .

    C. TC gegen Th

    (1). TC

    (ein). Zielzelle: TC bindet an eine gewöhnliche (euk.) Zelle mit abnormalen Epitopen auf der Oberfläche, zum Beispiel an eine infizierte Zelle.

    (B). Ergebnis der Bindung an die Zielzelle: TC zerstört das Ziel.

    (C). Oberflächenmarkierung: TC ist CD8 + -- hat ein Protein namens CD8 auf der Oberfläche

    (ein). Zielzellen: Th bindet an Immunzellen mit abnormalen Epitopen auf der Oberfläche, die normalerweise als Antigen-präsentierende Zelle (APC) bezeichnet werden.

    (B). Ergebnis der Bindung an die Zielzelle: Bindung aktiviert das Th Zelle &/oder APC. (Fördert die Immunantwort – Details variieren je nach APC-Typ.)

    (C). Oberflächenmarkierung: Th ist CD4 + -- hat ein Protein namens CD4 auf der Oberfläche


    II. Aktivierung von B- und T-Zellen – was löst die klonale Expansion aus? Siehe Sadava-Abb. 18.15 (18.17) für das Gesamtbild.

    A. Was ist erforderlich? Um eine B- oder T-Zelle zu aktivieren, muss die Zelle ein juxtakrines Signal erhalten und ein parakrines Signal. Siehe Sadava-Abb. 18.14 (18.16)

    1. Parakrin = ein Zytokin = sekretiertes Protein, das die Entwicklung des Immunsystems und einige verwandte Funktionen beeinflusst.

    A. Terminologie: Zytokine, die von Leukozyten hergestellt werden, werden oft als Interleukine bezeichnet, abgekürzt IL-1, IL-2 usw.

    B. Aktionsbeispiel: Aktivierung von B und TC Zellen benötigen Parakrine von Th Zellen. Lesen Sie die Texte, wenn Sie sich für Namen und Funktionen verschiedener Zytokine interessieren. (In der Klasse werden keine Details zu Parakrinen behandelt, einige Details sind hier und nur im Problembuch zur Information enthalten.)

    2. Juxtakrin -- Beinhaltet Kontakt zwischen Oberflächenproteinen auf zwei Zellen -- einer T-Zelle und ihrem Partner (infizierte Zielzelle oder APC). Siehe Handout 25A und Sadava Abb. 18.14 (18.16). Mindestens zwei juxtakrine Wechselwirkungen sind erforderlich:

    A. T-Zelle muss haben: TCR & CD4 oder CD8: CD4 (wenn es ein T . isth) oder CD8 (wenn es ein T . istC)

    B. Partner muss Epitop an MHC . haben (MHC = Zelloberflächenprotein Details unten).

    (1). TCR bindet an Epitop

    (2). CD4 oder CD8 bindet an MHC

    C. Auch andere Proteine ​​sind beteiligt wir ignorieren sie. Konsultieren Sie bei Interesse erweiterte Texte.

    1. Klonerweiterung: Eine aktivierte B- oder T-Zelle teilt sich und spezialisiert sich und bildet einen erweiterten Klon, der sowohl Gedächtniszellen als auch Effektorzellen enthält. Siehe Sadava-Feigen. 18,6 & 18,15 (18,7 & 18,17).

    2. Was machen die Effektorzellen?

    A. Effektor-B-Zellen Antikörper absondern

    B. Effektor TC Zellen Ziele töten

    C. Effektor Th Zellen liefern juxtakrine und parakrine Signale, die die Funktion anderer Immunzellen fördern.

    C. Mehr zu MHC -- Wie Helfer-Ts und zytotoxische Ts ihre jeweiligen Ziele unterscheiden. (Für Bilder von MHC-Molekülen siehe Bild von Alberts zwei Arten von MHC)

    1. Was ist das? MHC = sehr variables Oberflächenprotein. (MHC ist ein Akronym für major hIstokompatibilität CKomplex.)

    A. Typen: Es gibt 2 Haupttypen und viele Versionen jedes Typs.

    B. Gene: Jedes Individuum hat mehrere unterschiedliche Gene für jeden der beiden Haupttypen von MHC. Jedes dieser Gene hat 20-40 oder noch mehr Varianten (Allele).

    C. Variation von Person zu Person: Da es mehrere Gene pro Person und viele verschiedene Allele jedes Gens in der Bevölkerung gibt, gibt es große Unterschiede bei den tatsächlichen MHC-Proteinen (und der DNA) von Person zu Person.

    D. Keine Variation von Zelle zu Zelle: Diese Gene ordnen sich im Gegensatz zu Genen für Antikörper und TCRs während der Entwicklung nicht neu an. Alle Zellen in Person haben die gleiche MHC-DNA. Es gibt also Unterschiede von Person zu Person, aber alle Zellen einer einzelnen Person haben die gleichen MHC-Gene und produzieren die gleichen MHC-Proteine ​​(mehrere Typen pro Zelle).

    2. Zwei Grundtypen von MHC

    A. MHC I. Alle kernhaltigen Zellen haben MHC I auf ihrer Oberfläche.

    B. MHC II. Zellen des Immunsystems (Phagozyten und B-Zellen) haben MHC II auf ihrer Oberfläche. (Nicht alle T-Zellen haben zu jeder Zeit MHC II, und wir gehen davon aus, dass T-Zellen kein MHC II haben.)

    3. Wie ist MHC an der Aktivierung von T- und B-Zellen beteiligt? Siehe Sadava-Abb. 18.15 (18.17).

    A. Was macht MHC? MHC und kleine Antigenstücke (Epitope oder antigene Determinanten) bilden einen Komplex. Der Komplex befindet sich auf der Zelloberfläche, so dass Epitope auf der Zelloberfläche "angezeigt" werden und an den MHC-Molekülen haften.

    B. Wie bindet T-Zelle an euk. Zelle?

    (1). Euk-Zellen müssen MHC + Antigen (Epitop) auf ihrer Oberfläche haben

    (2). TCR bindet an einen variablen Teil des MHC-Ag-Komplexes = bindet an das Epitop selbst

    (3). CD4 oder CD8 bindet an einen Teil des entsprechenden MHC (II bzw. I).

    C. Zwei Arten von Ts binden an verschiedene MHCs (mit Ag) -- so unterscheiden T-Zellen Immunzellen (die Ag eingefangen haben) und infizierte (normale) Zellen.

    (1). Zytotoxische Ts (CD8 + ) binden an Zielzellen mit Ag + MHC I auf der Oberfläche.

    (ein). TC werden als "MHC I eingeschränkt" bezeichnet - beachten Sie, dass das Ziel MHC I haben muss und Ag.

    (B). Zielzellen für zytotoxische Ts sind normalerweise gewöhnliche Zellen, die abnormale Proteine ​​herstellen – zum Beispiel infizierte Zellen.

    (C). Bindung an die (abnormale) Zielzelle → Aktivierung von TC und Abtöten der Zielzelle.

    (2). Helfer-Ts (CD4 + ) binden an Zielzellen mit Ag + MHC II auf der Oberfläche.

    (ein). Th werden als "MHC II-eingeschränkt" bezeichnet -- beachten Sie, dass das Ziel MHC II haben muss und Ag.

    (B). Zielzellen für Helfer-Ts sind normalerweise Zellen des Immunsystems, insbesondere B-Zellen und phagozytische Zellen, die fremde Antigene internalisiert haben. Diese werden als "antigenpräsentierende Zellen" oder APCs bezeichnet.

    (C). Bindung an Zielzelle (APC) → Aktivierung von Th und Aktivierung der Zielzelle (wenn es eine B-Zelle ist).

    D. Aktivierung von B-Zellen – erfordert normalerweise ein Th, kann aber ein oder zwei Schritte sein (Siehe Sadava Abb. 18.15 (18.17))

    (1). Ein Schritt: B und Th aneinander binden und aktivieren. B fungiert als APC, um T . zu aktivierenh Th aktiviert wiederum B.

    (2). Zwei Schritte:

    (ein). Phagozytäre APC (keine B-Zelle) bindet und aktiviert ein Th (Siehe Sadava Abb. 18.13 (18.15)).

    (B). Aktiviertes Th löst sich von APC bindet an und aktiviert eine B-Zelle.

    4. Wie kommt Epitop auf MHC? Wie werden Antigene auf der Zelloberfläche „präsentiert“ oder „dargestellt“?

    A. Wie die Teile an MHC . befestigt werden -- hängt vom Zelltyp ab und woher das Protein kommt.

    (1). Infizierte Zellen – Proteine ​​hergestellt Innerhalb die Zelle werden in Proteosomen verdaut Proteinfragmente (Epitope) gelangen über einen speziellen Transporter in das ER und binden an MHC I.

    (2). Zellen des Immunsystems – Proteine ​​hergestellt außen die Zelle wird verschlungen (von phagozytischen Zellen) oder endozytosiert (nach Bindung an Antikörper auf der Oberfläche von B-Zellen). Proteinfragmente binden MHC II in Endosomen.

    B. Wie MHC + Epitop die Zelloberfläche erreicht -- MHCs sind Transmembranproteine ​​in subzellulären Membranen (des Endomembransystems). MHCs binden Epitope und Komplexe erreichen die Zelloberfläche durch Exocytose.

    C. Viele Epitope werden pro Zelle angezeigt -- jede APC (antigen präsentierende Zelle) 'präsentiert' viele verschiedene Stücke von jedem Antigen, das sie verschlungen, endozytosiert oder hergestellt hat.

    Versuchen Sie Probleme 13-5 und 13-9. Um die bisherigen Informationen zu überprüfen, versuchen Sie 13-6 , 13-11 (überspringen C) und 13-12.

    III. Wie werden T-Zellen aktiviert? Übersichtstabelle. Siehe auch Sadava, Abb. 18.14 (18.16).

    Anmerkungen:
    (1). Die Aktivierung von Lymphozyten erfordert auch geeignete Zytokine. Th Zellen benötigen IL-1 aus dem T . der APCC Zellen brauchen IL-2 von Th und B-Zellen benötigen verschiedene IL-Klassen von Ab, die von B-Zellen hergestellt werden, abhängig von der Art der IL, die sie erhalten.

    (2) In einem Th -- B-Zellen-Kombination, jeder kann den anderen aktivieren. Alternativ kann zuerst ein Helfer T und dann eine B-Zelle aktiviert werden.


    NS. Ab-Struktur -- Siehe Handout 25B, Bild eines Immunglobulins (von Alberts) oder Sadava-Abb. 18.9 (18.10). Was ist die molekulare Struktur von Antikörpermolekülen?

    A. V vs. C – Typen von Immunglobulin (Ig).

    1. Es gibt 5 Hauptklassen von Antikörpern -- IgM, IgD, IgG, IgE und IgA. Siehe Tabelle auf Handout 25B & Sadava Tabelle 18.3.

    2. V & C: Jeder Ab oder Ig besteht aus einem V-Abschnitt ("variabler" Bereich oder Vee) und einem C-Abschnitt ("konstanter" Bereich oder Cee).

    3. Variable Region

    A. V ist spezifisch für Ag (oder Epitop). Bestimmt, welches Ag gebunden wird = Grabber.

    B. V ist aufgrund von Sequenzunterschieden variabel, nicht nur aufgrund von Unterschieden in der Faltung um Ag.

    C. Jeder Ab oder Immunglobulin (Ig) hat (mindestens) 2 Grabber.

    D. Alle Greifer in einem Ab sind gleich.

    e. Alle Antikörper, die von einer Ab-produzierenden Zelle hergestellt werden, haben das gleiche V. Alle Antikörper, die von Nachkommen dieser Zelle hergestellt werden, haben sehr ähnliche Vs. (Geringe Unterschiede sind auf somatische Mutationen zurückzuführen, siehe weiterführende Texte, wenn Sie interessiert sind. Wir werden die somatische Mutation für den Rest dieser Diskussion ignorieren und annehmen, dass alle Antikörper, die von den Nachkommen einer Zelle hergestellt werden, dieselbe variable Region haben.)

    A. C bestimmt biologische Wirkungen – Lokalisierung von Ab und was als Folge der Bindung von Ag passieren wird. (Ob Komplement aktiviert wird, ob Ak hauptsächlich im Blut oder in Sekreten gefunden wird usw.)

    B. 5 Haupttypen von C-Regionen, daher 5 Hauptklassen von Antikörpern. (Für Eigenschaften der Diff.-Klassen siehe Handout 25B oder Sadava-Tabelle 18.3 )

    C. Dieselben Vs können mit verschiedenen Cs kombiniert werden. (genannt "Klassenwechsel")

    (1). Alle Antikörper von einer Ab-produzierende Zellen haben nicht unbedingt das gleiche C.

    (2).Die Antikörper von Nachkommeneiner einzelnen Zelle kann verschiedene Cs haben. Dieselbe variable Region kann mit verschiedenen konstanten Regionen einhergehen, wenn der B-Zell-Klon expandiert. Wie ist das möglich? Brauchen Sie einen genaueren Blick auf die Ig-Struktur

    B. H gegen L. Siehe Handout 25B oder Sadava Abb. 18.9 (18.10)

    1. Jedes Ig hat 2 Arten von Ketten , L ("leicht") und H ("schwer"). Leicht und schwer beziehen sich auf relative Unterschiede in Mol. Gew.

    2. Grundgerät ist 2 von jedem für insgesamt 4 Ketten. (Anzahl der Basiseinheiten mit vier Ketten pro Ig siehe Tabelle.)

    3. Variable Region (Greifer) aus Teilen von jedem.

    4. Jede Kette hat eine konstante Region

    A. 2 Sorten für L (Kappa oder Lambda)

    B. 5 Grundarten für H (mu, delta, gamma, epsilon oder alpha)

    C. hC (konstanter Teil von H) bestimmt Klasse (IgM, IgD, IgG, IgE, IgA)

    D. Klasse (bestimmt durch HC) bestimmt den Standort & weitere Funktionsaspekte (siehe "besondere Eigenschaften" in Tabelle)

    D. Der Klassenwechsel betrifft nur die H-Ketten, nicht die L-Ketten.

    5. Myelome und Hybridome: Die Ig-Struktur wurde durch Untersuchung von Proteinen ermittelt, die von Myelomzellen (Krebs, die von Ab-produzierenden Zellen abgeleitet sind) oder Hybridomen (Hybriden von Ab-produzierenden normalen Zellen und Krebszellen) hergestellt wurden. Der einzige Weg, um eine große Anzahl von Zellen zu erhalten, die alle das gleiche Ab/Ig produzieren. Zur Bedeutung von Hybridomen und monoklonalen Antikörpern siehe Texte. (Sadawa 18.11 (18.12))

    C. Klassen von Ak und Klassenwechsel während der Entwicklung der Immunantwort

    1. Reihenfolge der Ereignisse (siehe Handout 25A, unten) während der Immunantwort, wenn die B-Zelle reift

    A. Machen Sie zuerst M, dann M + D – alles auf der Oberfläche.

    B. Treffen mit Ag → Primärantwort: M absondern.

    C. Treffen Sie Ag ein zweites Mal → Die sekundäre Reaktion sondert normalerweise G ab, kann aber E oder A sein.

    D. Alle diese Igs kombinieren mit demselben Ag

    2. Auswirkungen von Struktur und Switching

    A. Kann verschiedene variable Regionen erstellen – Zillionen davon, eine für jeden Unterschied. Epitop. So ist zum Beispiel das IgG in einer Person eine Mischung – alle IgG-Moleküle haben die gleichen konstanten Regionen, aber unterschiedliche variable Regionen.

    B. Kann während verschiedener Stadien der Immunantwort Ab mit derselben variablen Region aber unterschiedlicher konstanter Region (für H) bilden. Kann Klasse und/oder Secreted vs. Surface wechseln. Wie ist das möglich?

    3. Was wir bereits wissen: Wie der Wechsel von membrangebunden zu sezerniert funktioniert. Variabler Teil bleibt gleich HC ändert sich von hydrophob zu hydrophil durch alt. splicing/poly A addition.

    4. What we don't know so far: How do you make so many dif. variable regions AND What changes when you switch classes (from IgM to IgG? M to M + D)? Must be rearrangement of DNA or alternate splicing of RNA. Different solutions at different steps.

    Try Problems 13-1 to 13-3.

    V. Structure of the DNA coding for Antibodies -- Basis of Generation of Diversity (G.O.D) and Class Switching

    A. Basic idea: genes for H and L are mosaic -- Each "Gene" has several parts. See texts or handout 25B or Sadava 18.16 (18.18.)

    B. How "gene" is divided -- region coding for each chain (H or L) has parts coding for each type of constant region and several parts coding for the variable region .

    C. How DNA is used to make different antibodies (With different V's) -- DNA is rearranged -- See Handout 25C.

    1. Pre Ag

    A. Rearrange V/D/J region of DNA to make one coding region for variable part of H chain per naive/virgin B.

    B. A similar process of DNA rearrangement occurs in DNA coding for variable part of L chain.

    C. Net: Only one H chain allele and one L chain allele are rearranged and used. Therefore each cell makes only one type of variable region.

    2. Post Ag -- Somatic Mutation → minor changes in region of DNA coding for V regions of H & L chains. (No change in DNA coding for C regions ). In the secondary response, there is a second round of clonal selection for B cell variants making 'better Ab' -- Ab that binds Ag better (higher affinity Ab). This is why Ab made in secondary response is better at binding Ag than primary Ab.

    3. Erinnerung: Switching at DNA level is unique to immune system.

    Note: We are going to ignore the effects of somatic mutation, but it is included here for reference.

    D. Summary of G.O.D (generator of diversity) -- how get so many V's?

    1. H & L mix and match -- any H chain can go with any L chain

    2. Mosaic V genes -- V parts (V, D, J) of DNA coding for each chain mix and match

    3. Joins are inexact -- bases can be added when you rearrange the DNA -- when join V to D etc.

    4. Somatic mutation -- post Ag

    E. TCR genes are similar, except no somatic mutation. Genes are mosaic, and are rearranged. The proteins that are made have more than one chain each TCR has constant and variable regions. See TCR picture from Alberts.

    F. Class Switching -- How DNA is used to make different versions of the same antibody (with different C regions) See Handout 25C.

    1. Definition of Class switching -- cell makes antibody with gleich variable region and unterschiedlich constant region.

    2. Mechanism -- Switching occurs at DNA and RNA levels.

    3. Pre Ag -- M vs D

    Alternate splicing allows cell to produce M and D antibodies with same V/D/J (but different constant region of H chain). For details see Sadava fig. 18.17 (18.19).

    3. Post Ag -- Alt splice of RNA and/or further rearrangement of DNA → new mRNA → new version of antibody with same variable region. Can have either of the following:

    A. Rearrangement (usually deletion) of DNA → gene for H chain with original variable region and a new "constant" region. Make new class of antibody. (See Sadava fig. 18.18 (18.20))

    B. Alternative splicing → mRNA for secreted version of cell surface antibody -- Same H chain except it's missing part that anchors the protein in the plasma membrane. Go from making "BCR" to making secreted antibody.

    Try recitation problem 14-3 & problem 13-13.

    VI. Evolutionary Aspects (FYI)

    A. Clonal vs. Natural Selection . Note how clonal selection and natural selection compare. In both cases, need to have many variants (diff. antibodies or dif. organisms) to be able to respond to unpredictable environmental challenges. How is this done? In both cases, make many variants and conditions select (promote propagation of) cells making the few suitable Ab (or carrying out a rare, useful function) the rest are wasted. Random generation of variants seems wasteful, but is the biological solution to preparing for change without conscious planning ahead.

    B. The Major Proteins of the Immune System are Related

    1. The immune system uses 3 types of proteins that have a common evolutionary origin. These are antibodies, TCR and MHC. For additional pictures see Sadava fig. 18.9 (18.10) for antibodies & Sadava fig. 18.12 (18.13) for TCR. Here are links to parallel pictures (from Alberts) of the two types of MHC, a TCR, and an immunoglobulin (showing the domains).

    2. All 3 types of proteins have a "constant" part and a "variable part."

    A. Constant part determines where protein is (cell surface? What kind of cell? etc.) and its general function.

    B. All 3 proteins bind epitopes -- Variable part determines what antigen/epitope will bind to the protein.

    3. All 3 proteins include one or more copies of the immunoglobulin domain -- a section of the protein that is similar in structure and function. this is a common theme -- the same domains are found over and over in different proteins. (Examples are SH2 domains DNA binding domains, etc.)

    4. Variable part of antibodies and TCR's are generated by rearranging the DNA the variable part of MHC's is encoded in the germ line -- the DNA inherited in the zygote is the DNA used to code for the MHC's. The DNA from MHC is NOT rearranged. However the genes for MHC's are polymorphic (have many different common alleles).


    VII. Summary of Major Players in the Immune System:

    Cells B cells, TC Zellen, Th cells, phagocytic cells, APC's
    Secreted Proteins Antibodies (Ab or immunoglobulins 5 classes), Perforin*, Cytokines*
    Cell Surface Proteins MHC, BCR, TCR, CD4, CD8

    The chart above summarizes the major players in immunology. You should be able to describe what each item is, its significance, and how it is related to all the others. "Secreted proteins" refers to those made by B and T cells. Proteins involved in the immune response (such as complement*) that are not made by lymphocytes are not listed. See ans. to problem 13-6, table above, and the table in lecture 24 (IV-C).

    *Terms with a star have not been discussed in detail, but you should be aware of their general roles.


    What is a secondary antibody?

    A secondary antibody is an antibody designed to target a primary antibody. Secondary antibodies are often used in combination with primary antibodies to detect target proteins in various immunoassays, like western blots, ELISA, and immunofluorescence. Many secondary antibodies are conjugated to other molecules, like Alexa Fluor dyes or horseradish peroxidase (HRP), which enable detection of the secondary antibody.

    It is possible to use conjugated primary antibodies, but secondary antibodies provide many advantages. Using a secondary antibody makes it easy to choose a different conjugate no matter the primary antibody. For example, the same primary can be used with a secondary antibody conjugated to HRP in a western blot and with a different secondary antibody conjugated to Alexa Fluor 488 dye in immunofluorescence.

    Also, secondary antibodies enhance detection by localizing more conjugate at the antigen than is possible with a labeled primary antibody. By using secondary antibodies, one avoids needing to chemically label (conjugate) primary antibodies, which are more specialized and costly to obtain. Conjugation (which is amino acid-specific) can interfere with the primary antibody’s recognition of the antigen.


    What are Antigens?

    Ein Antigen is a foreign or &ldquonon-self&rdquo macromolecule (typically a protein) that reacts with cells of the immune system. However, not all antigens will provoke a response . For example, each of us produce a large number of self-antigens. Each of us has a unique set of self-antigens that do not trigger an immune response within ourselves. The absence of this immune response very important and highly regulated, it prevents scenarios where the immune cells begin to attack host cells. In the presence of foreign atnigens, proteins called Antikörper attach to the antigens on the plasma membrane of the cell containing the antigen.

    Antigens and ABO Blood Types

    Like other cells, our red blood cells may or may not have self-antigens present on their cell membrane. The ABO blood typing is a naming scheme that states the presence or absence of just two antigens: antigen A and antigen B. The antigens that are present on the surface of our red blood cells determine our blood type. If we looking at the table below, we&rsquoll see that:

        • &rarr Blood type A has A-antigens
        • &rarr Blood type B has B-antigens
        • &rarr Blood type AB has both A-antigens and B antigens
        • &rarr Blood type O has neither antigen.


        Wirkmechanismus

        Antibodies and antibiotics also differ in their mechanism of action: the way they kill pathogens and fight off infection. Antibodies produced in B cells bind to specific factors, called antigens, found on the pathogen. Once an antibody binds an antigen, the antibody triggers an activation of the immune system. The antibody signals for immune system cells to engulf and digest the infectious invader, helping to neutralize the infection.

        Antibiotics, on the other hand, typically work by inhibiting essential cellular functions the infectious bacteria requires to live and divide. Penicillin, the first discovered antibiotic, works by preventing synthesis of the cell wall, an essential step in bacterial cell division, according to Elmhurst College 2. Without proper cell wall formation, water can rush into the bacteria and cause the cell to burst, thereby treating the infection.


        Immune training underway

        To see if the usual plasmablast wave was followed by a germinal center response, the team extracted cells from participants’ armpit lymph nodes at multiple timepoints and used flow cytometry to quantify the proportion of germinal center–resident B cells there, which carry specific cell markers. Fluorescently labeled probes were used to isolate cells that target SARS-CoV-2’s spike protein, which is produced by the mRNA vaccine.

        Sure enough, the researchers observed spike-binding germinal center B cells in all participants three weeks after the first jab. The proportion of these cells increased after the second shot and stayed at high levels in most participants for at least seven weeks—a good sign that memory B cells and plasma cells are being generated. The longer germinal center reactions go on, the more rigorous training antibody-producing cells are getting. “You get higher affinity B cells, but you get also more B cells differentiating into the memory B cells and [a] long-lived plasma cell pool,” he says. “This is what the vaccine is meant to do.”

        The fact that the mRNA vaccine elicits a strong germinal center response “is not a huge surprise,” Ellebedy says a good plasmablast response is usually a good indication that the germinal center reactions will follow. What was surprising is that the response appeared to be stronger than they’d previously observed in the influenza study, when only three of eight participants’ lymph nodes harbored hemagglutinin-binding germinal center B cells. And in those three, “the magnitude of the response was modest,” Ellebedy recalls.

        With the mRNA vaccine, “in every node we looked at, we found very nice, beautiful germinal center responses specific to the spike,” Ellebedy says. He suspects that the difference may have to do with the fact that the seasonal influenza vaccine they investigated doesn’t contain efficacy-boosting compounds known as adjuvants. Instead, the vaccine essentially only consists of a piece of protein, selected for inducing a strong immune response, and relies heavily on the fact that many people already have pre-existing immunity to influenza in order to produce protection. The SARS-CoV-2 mRNA vaccine, in contrast, contains adjuvants, and mRNA itself can elicit immune reactions and is potentially translated into larger quantities of protein than those contained in the flu vaccine, Ellebedy hypothesizes.

        The results are in line with recently published mouse data that suggest a stronger germinal center response after a single shot of a SARS-CoV-2 mRNA vaccine than to a recombinant protein vaccine with an adjuvant. Although the germinal center responses to non-mRNA vaccines haven’t yet been tested in people, Ellebedy’s data underscore the potency of mRNA vaccines, he says.


        Decoding the Immune System

        A remarkable range of insights and new drugs might result from new T cell technologies, including medicines to fight cancer and immune diseases.

        T cells spend their lives talking the language of disease, and we should listen to what they have to say.

        Almost every cell in the body chews up a small fraction of its proteins and presents them as antigens on its surface to enable immune system monitoring. T cells surveil these antigens and represent the critical first arm of the adaptive immune system. This component of the overall immune system kills diseased cells, coordinates antibody production by B cells, and provides the essential memory of past disease. For every antigen that a T cell probes with its highly variable T cell receptor (TCR), the cell must integrate the resulting signaling with a variety of its past and current experiences. These include the core functional training the T cell received in the thymus, memories of previous antigen exposure, all previous and concurrent immune interactions, and the microenvironment and functional state of the target cell it is probing. In choosing among many potential paths, each T cell, and the T cell compartment as a whole, must find a balance between killing cancer and aberrantly attacking healthy tissue, thereby causing autoimmune disease. T cells must walk that fine line every day, and in doing so they collectively demonstrate a fundamental and severely underappreciated ability to continuously monitor every cell in our body.

        The enormous potential and limitations of current T cell therapeutics are best exemplified by two of today’s most vaunted avenues of therapeutic research: checkpoint inhibitors that disinhibit T cells to enable antigen-specific tumor killing, and CAR T cell therapies that redirect a patient’s own T cells to known antigen targets on cancer cells. Both therapeutics leverage T cell potency to kill cancer cells, but they do it with almost no knowledge of the native antigen specificity of the cells, often resulting in toxicity—particularly with checkpoint inhibitors, when the activated T cells turn against healthy tissue to cause autoimmunity.

        What we can learn from B cell development

        The current state of T cell antigen discovery can be understood by considering its sibling B cells. With B cells, revolutions in antibody screening and protein engineering have allowed antibodies and their derivatives to transform medicine and dominate the biologics market. As with T cell therapeutics today, the first B cell therapeutics were poorly defined mixtures of B cell–produced antibodies targeted to specific antigens. The result was antiserum therapeutics that were initially used as antibacterials (and predated antibiotics by over 40 years) and are still used to great effect today as antivenoms. The turning point came in the 1970s with technologies that allowed high-throughput antibody interrogation. Hybridoma technology and, later, surface display technologies provided high-throughput screening methods to identify individual B cell antibody clones that bind a specific target antigen. This ability to produce, screen, and optimize antibodies resulted in five of the top six biologics on the market today, whose mechanisms include the core targeting moieties of both the checkpoint inhibitors and CAR T therapeutics.

        T cells should be our teachers

        T cells should follow a similar path to antigen discovery and therapeutic value, but there are critical differences in T cell biology that will increase both the difficulty of antigen discovery and the potential value of the antigens and therapeutic modalities that result. T cells function through direct cell-cell interactions in which they use their highly diverse T cell receptors (TCRs) to inspect antigens loaded on a target cell’s surface. Upon interaction with their target antigen, activated T cells often stay at the target site, rapidly expand, and kill the target cell. This makes T cells a potent weapon against infections and diseases such as cancer. But it also makes them ideal immune teachers, because their presence can be used not only to isolate the TCRs that bind to diseased cells but also to identify antigens that protect against infectious disease, cancer, and autoimmune disease. Perhaps most important, these antigens are derived from proteins in all cellular compartments, including the cytoplasm and organelles, providing a much larger range of disease-specific targets than are possible for B cell antibodies, which target only surface and secreted molecules.

        What we need is a method to decipher the functional state of T cells, the TCRs they carry, and the immunogenic antigens that they see.

        3D rendered illustration of white blood cells attacking a cancer cell. Photo via AdobeStock

        T cells see color, not black and white

        Many of the antigens that T cells see in these diseases are not the ones that immunologists typically look for. Antigens generated by pathogens and cancer mutations have never been produced by the body or encountered by the body’s T cell repertoire, so they are typically described as foreign, or non-self. Cells that display these non-self antigens are recognized by T cells and killed. Then again, a core tenet of T cell biology is that all T cells that react to self are killed or converted to regulatory T cells self-reactive cells that escape this clearance and central and peripheral tolerance cause autoimmunity. And yet time and again self-reactive T cells are found in tumors. Early examples were identified from testes and other immune-privileged sites where cells and their presented antigens are shielded from T cell surveillance. Proteins from immune-privileged sites that are aberrantly expressed in cancer cells can be immunogenic, and these cancer testes antigens, such as NY-ESO-1 and MAGE-A1, are the foundation of many of today’s targeted T cell therapy trials.

        Yet this vision of immune-privileged proteins as sources of cancer antigens may vastly underestimate the ability of T cells to recognize disease. The entire human genome can theoretically produce immunogenic antigens if the antigens are transcribed, translated, and presented on the surface of the cell for T cell recognition. Around 1.5 percent of the genome codes for conventional proteins that may be subject to T cell deletion and tolerance. But some fraction of those genes, such as many endogenous retrovirus genes, are transcriptionally repressed, and they are never expressed in normal tissue or thymus, leading to immune recognition when they are activated in disease. No doubt a large fraction of the remaining 98.5 percent of the genome is non-coding and does not produce protein. But a significant portion does in fact encode short or frameshift proteins that can be highly immunogenic when aberrantly expressed in cancer.

        Recent examples of these germline cancer antigens are almost certainly the first of many potential therapeutic targets that could be far more broadly useful and cost effective than current personalized neoantigen mutations that are rarely shared between patients.

        Clearance of cancer and infection may be the least interesting thing T cells do

        Even this broadened view of T cell surveillance dramatically underestimates their role in the body. The body selects a significant subset of T cells, known as regulatory T cells (Tregs), to specifically recognize self and actively protect cells and tissues expressing these antigens from immune attack. Thus, Tregs sit at the interface of self and non-self to convert the conventionally stark black-and-white image of self and non-self into a spectrum of grays. They are most often studied in the context of barrier homeostasis in the intestine and lung, but their emerging role in adipose and cardiovascular tissue strongly suggests that they play essential homeostatic roles in all tissue. Importantly, the antigens that these cells see in tissue are almost entirely unknown.

        The size of the puzzle

        Why don’t we already know what T cells see? T cells can produce at least 10^13 different TCRs. They can recognize a theoretical diversity of over 10^11 antigens loaded on surface receptors known as major histocompatibility complex (MHC) proteins. These proteins are the most polymorphic in the human population, with thousands of variants. The problem becomes one of massive potential diversity on both sides. When targeted to any one person, the practical diversities of the TCRs and antigens are restricted to the person’s defined set of MHCs and the roughly 10-100 million T cell clones that exist in any person at any one time—but the numbers remain nonetheless daunting. Tetramer technology, developed in seminal work over 20 year ago, enabled visualization and isolation of T cells that recognize a single antigen. But inherent limitations in fluorescence and isotope-based isolation have severely restricted the number of antigens that can be effectively screened. Cell-based screening methods enable high-throughput antigen discovery, but they are limited to the interrogation of relatively small numbers of T cell clones. On the other hand, recent advances in single-cell-sequencing technology now allow high-throughput characterization of T cells and the TCRs they encode. Single-cell sequencing has already begun to revolutionize all areas of immunology, but it will be essential to couple high-throughput antigen detection with single-cell sequencing to break the T cell field wide open.

        T cell therapeutics

        A remarkable range of insights and drugs might result from the new T cell technologies. Every nucleated cell in our body presents MHC-bound antigens on its surface, and those antigens provide a distinct signature of the cell’s identity and functional state. Novel cancer-specific antigens will dramatically improve autologous T cell therapy, in which a patient’s own T cells are specifically activated and expanded to increase anti-cancer activity. Furthermore, the TCRs that bind these antigens will provide an entirely new reservoir for recombinant TCRs that can be used to redirect patient cells to cancer, much like CAR T technology today.

        Beyond their immediate utility in cancer treatment, TCRs and their antigen targets will almost certainly be useful in fighting all immune diseases, particularly autoimmunity and transplantation, in which T cell activity must also be redirected to ameliorate disease. Therapeutic modalities that provide antigen-specific immune tolerance are in early development, and they are in desperate need of better antigen targets. But most broadly and perhaps most impactfully, these antigens and TCRs can target any cell in the body, either healthy or diseased, delivering therapeutic cargo wherever it is needed.

        Finally, high-throughput interrogation of antigen–T cell interactions would provide an enormous data set that could be used to predict the antigen specificity of potentially every TCR. This would dramatically improve the accuracy and safety of TCR therapeutics. It would also provide an easy and ubiquitous method to diagnose disease at potentially a very early stage. Periodic blood draws and T cell sequencing would provide the functional state and TCR sequence of circulating T cells. For example, activated T cells with specificity to pancreatic cancer antigens could catch early-stage pancreatic cancer that is treatable but largely asymptomatic. A drop in vaccine-induced memory T cells to measles antigens could be followed by a simple booster vaccine. T cells with reactivity to specific cardiomyocyte antigens could predict underlying heart disease or subclinical atherosclerosis. All of these benefits may be achieved with a blood draw, standard sequencing, and an AI platform trained on a massive antigen-TCR interaction map.

        If we ask the right questions with the right technology, the answers will come quickly. And if we listen to T cells carefully, they will show us where to look and what we will find. At Flagship Pioneering, we have built a foundational platform within Repertoire Immune Medicines to decode T cell–antigen interactions at unprecedented scale, and we have begun to apply it across cancer, infection, and autoimmune disease. Our ears are attuned.


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